Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Poprawa siły, mocy, wydolności tlenowej mięśni i tolerancji glukozy poprzez krótkoterminowy progresywny trening siłowy wśród osób starszych

12.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55518

⸱

5 lipca 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Åstrand Laboratory of Work Physiology, The Swedish School of Sport and Health Sciences, GIH, 2Department of Neuroscience, Karolinska Institutet, 3Department of Physiology and Pharmacology, Karolinska Institutet

W tym artykule

Podsumowanie

Wpływ krótkotrwałego treningu oporowego na osoby starsze został zbadany poprzez jednoczesne użycie kilku metod. W porównaniu z grupą kontrolną zaobserwowano wiele ulepszeń, w tym w zakresie wydolności tlenowej mięśni, tolerancji glukozy, siły, mocy i jakości mięśni (tj. białka zaangażowanego w sygnalizację komórkową i skład włókien mięśniowych).

Streszczenie

Ten protokół opisuje jednoczesne stosowanie szerokiego zakresu metod do badania wydolności tlenowej mięśni, tolerancji glukozy, siły i mocy u osób starszych wykonujących krótkoterminowy trening oporowy (RET). Nadzorowany progresywny trening oporowy przez 1 godzinę trzy razy w tygodniu przez 8 tygodni wykonywali uczestnicy RET (71±1 lat, zakres 65-80). W porównaniu z grupą kontrolną bez treningu, RET wykazał poprawę w zakresie miar stosowanych do wskazywania siły, mocy, tolerancji glukozy i kilku parametrów wydolności tlenowej mięśni. Trening siłowy odbywał się na siłowni z użyciem wyłącznie solidnego sprzętu fitness. Dynamometr izokinetyczny do pomiaru siły prostownika kolana pozwolił na pomiar siły koncentrycznej, mimośrodowej i statycznej, która wzrosła dla grupy RET (8-12% po porównaniu z testem wstępnym). Moc (tempo rozwoju siły, RFD) przy początkowych 0-30 ms również wykazała wzrost dla grupy RET (52%). Test tolerancji glukozy z częstymi pomiarami stężenia glukozy we krwi wykazał poprawę tylko dla grupy RET pod względem wartości stężenia glukozy we krwi po 2 godzinach (14%) oraz obszaru pod krzywą (21%). Poprawił się również profil lipidowy krwi (8%). Z próbek biopsji mięśni przygotowanych przy użyciu histochemii ilość błonnika typu IIa wzrosła, a tendencja do spadku IIx w grupie RET odzwierciedlała zmianę na bardziej oksydacyjny profil pod względem składu włókien. Western blot (w celu określenia zawartości białka związanego z sygnalizacją syntezy białek mięśniowych) wykazał wzrost o 69% zarówno w Akt, jak i mTOR w grupie RET; wykazało to również wzrost białek mitochondrialnych dla kompleksu OXPHOS II i syntazy cytrynianu (oba ~30%) oraz dla kompleksu IV (90%), tylko w grupie RET. Pokazujemy, że ten rodzaj progresywnego treningu oporowego oferuje różne ulepszenia (np. siłę, moc, wydolność tlenową, tolerancję glukozy i profil lipidowy osocza).

Wprowadzenie

Starzenie się wiąże się z utratą masy mięśniowej (sarkopenią), siły oraz mocy. Zmniejszona siła, a prawdopodobnie jeszcze ważniejsza kwestia – moc, prowadzą do unieruchomienia, zwiększonego ryzyka urazów oraz obniżenia jakości życia. Trening oporowy jest dobrze znaną strategią przeciwdziałania sarkopenii i pogarszaniu się funkcji mięśni. Orientacyjną ocenę siły mięśni można uzyskać na podstawie obciążenia lub liczby wykonanych powtórzeń. W niniejszym badaniu uzyskano jednak bardziej szczegółowe i dokładne informacje na temat funkcji mięśni, wykorzystując dynamometr izokinetyczny do pomiaru momentu obrotowego podczas skurczu izometrycznego, koncentrycznego i ekscentrycznego, a także kinetyki rozwoju siły.

Wydolność tlenowa, zarówno na poziomie całego organizmu (VO2max), jak i w mięśniach szkieletowych, jest obniżona u osób starszych. Spadek częstości akcji serca wraz z wiekiem wyjaśnia w dużej mierze zmniejszenie VO2max1, jednak przyczynia się do tego również obniżona zdolność utleniająca mięśni, związana głównie z mniejszą aktywnością fizyczną2. Zaburzenia funkcji mitochondrialnych mogą być również zaangażowane w rozwój sarkopenii i insulinooporności3. Wydolność tlenową mięśni oceniano w biopsjach mięśniowych poprzez analizy biochemiczne zawartości enzymów mitochondrialnych i kompleksów białkowych zlokalizowanych zarówno w macierzy (t.j. syntaza cytrynianowa), jak i w wewnętrznej błonie mitochondrialnej. Ponadto zastosowano techniki histochemiczne w celu pomiaru wpływu treningu oporowego na morfologię mięśni (t.j. skład typów włókien, powierzchnię przekroju poprzecznego włókien oraz gęstość naczyń włosowatych). Alternatywną metodą oceny wydolności tlenowej mięśni byłoby zastosowanie spektroskopii rezonansu magnetycznego do pomiaru szybkości resyntezy fosfokreatyny po wyczerpaniu wywołanym wysiłkiem4. Metoda ta pozwala na oszacowanie wydolności tlenowej mięśni in vivo, ale nie pozwala na odróżnienie dysfunkcji mitochondrialnych od zaburzeń krążenia. Ponadto wysokie koszty sprzętu ograniczają zastosowanie tej techniki w większości laboratoriów. Wydolność tlenowa (VO2max i gęstość mitochondriów) może zostać poprawiona poprzez ćwiczenia wytrzymałościowe zarówno u osób młodych, jak i starszych5,6. Jednak wpływ treningu oporowego na te parametry był słabiej badany, szczególnie u osób starszych, a wyniki są sprzeczne7,8,9,10.

Cukrzyca typu 2 jest powszechną chorobą w populacji osób starszych. Brak aktywności fizycznej oraz otyłość to główne czynniki związane ze stylem życia, które wyjaśniają zwiększoną zapadalność na cukrzycę typu 2. Osobom z zaburzoną tolerancją glukozy często zaleca się aerobowe ćwiczenia o niskiej intensywności. Pozostaje jednak niejasne, w jaki sposób trening siłowy u osób starszych wpływa na tolerancję glukozy/wrażliwość na insulinę11,12. Najdokładniejszą metodą pomiaru wrażliwości na insulinę jest technika clamp glukozowy, w której poziom glukozy we krwi utrzymuje się na stałym poziomie poprzez infuzję glukozy w warunkach podwyższonego poziomu insuliny13. Wadą tej techniki jest to, że jest ona czasochłonna, inwazyjna (wymaga kaniulacji tętnicy) i wymaga specjalistycznego zaplecza laboratoryjnego. W niniejszym badaniu zastosowano doustny test tolerancji glukozy, który jest powszechnie stosowany w jednostkach opieki zdrowotnej. Metoda ta jest odpowiednia w przypadku badania wielu osób w ograniczonym czasie.

Procedurę testową i harmonogram badania można podsumować w następujący sposób. Testy należy przeprowadzić w ciągu trzech oddzielnych dni przed i po ośmiotygodniowym okresie, stosując ten sam układ i przybliżony harmonogram czasowy (≥24 h odstępu między każdym dniem, Rycina 1). W pierwszym dniu badań należy zmierzyć: dane antropometryczne, takie jak wzrost, masę ciała, beztłuszczową masę ciała (FFM) oraz obwód uda w górnej części (tj. 15 cm powyżej szczytu rzepki w rozluźnionej pozycji na plecach); wydolność w podmaksymalnym jeździe na rowerze oraz siłę mięśni kolana, zgodnie z opisem w krokach 4 i 5. Drugiego dnia badań należy pobrać biopsję mięśnia uda. Szczegółowy opis znajduje się w kroku 6.1. Ostatniego dnia badań należy przeprowadzić doustny test tolerancji glukozy (OGTT). Szczegółowy opis znajduje się w kroku 7.1. Należy poprosić wszystkich uczestników o unikanie intensywnej aktywności fizycznej przez 24 h oraz o pozostanie na czczo w noc poprzedzającą każdy dzień badań. Jednakże, przed dniem testu OGTT należy poprosić ich o unikanie forsownej aktywności fizycznej przez 48 h. Należy zalecić im przestrzeganie normalnej codziennej aktywności fizycznej oraz nawyków żywieniowych. Należy odnotować, że przed i po interwencji deklarowane przez uczestników obu grup spożycie i rodzaj pokarmów nie uległy zmianie.

Badanie równowagi statycznej; wykres osi czasu; testy przed i po interwencji; struktura eksperymentu RET/CON.
Rycina 1: Protokół eksperymentalny. Schemat blokowy. Odstępy czasowe między trzema testami przed i po interwencji były podobne dla każdego badanego i wynosiły co najmniej 24 h. Dalsze szczegóły podano w tekście. Rycina została zmodyfikowana na podstawie pracy Frank et al. Scand. J. Med. Sci. Sports. 2016: 26, 764-73.28 Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Celem niniejszego badania było zbadanie wpływu krótkotrwałego treningu oporowego u osób starszych na oksydacyjną wydolność mięśni oraz tolerancję glukozy. Drugim celem była analiza wpływu na siłę, moc oraz jakościową poprawę parametrów mięśniowych (t.j. białek zaangażowanych w sygnalizację komórkową i skład typów włókien mięśniowych).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Regionalna Komisja Etyki w Sztokholmie, Szwecja, zatwierdziła projekt dochodzenia.

1. Materiał

  1. Rekrutuj stosunkowo zdrowe kobiety i mężczyzn w wieku 65-80 lat, którzy mają wartości BMI między 20 a 30 kg·m-2. Podziel ich losowo na dwie grupy. Upewnij się, że osoby w obu grupach mają stosunkowo niski poziom aktywności fizycznej (tj. umiarkowaną codzienną aktywność fizyczną i brak regularnego treningu fizycznego).
  2. Wyklucz osoby stosujące beta-blokery oraz osoby z chorobą wieńcową i poważnymi problemami neurologicznymi lub stawami.
  3. Poproś uczestników o pisemną zgodę po poinformowaniu ich o możliwym dyskomforcie i ryzyku podczas testów i sesji treningowych.
  4. Zrównoważ grupy treningu oporowego (RET) i grupy kontrolne bez treningu (CON) pod względem wieku, płci i BMI. Poproś jedną grupę, aby wykonywała RET pod okiem trenera przez 1 godzinę trzy razy w tygodniu przez osiem tygodni; druga grupa będzie pełnić funkcję kontrolną (CON).

2. Testowanie i szkolenie

Uwaga: Osiem ćwiczeń to standardowe ćwiczenia treningu siłowego: wyciskanie nóg w pozycji siedzącej, chrupanie brzucha w pozycji siedzącej, wyciskanie klatki piersiowej w pozycji leżącej, wyciskanie pleców w pozycji siedzącej, wyciskanie ramion w pozycji siedzącej, wiosłowanie w pozycji siedzącej, prostowanie nóg w pozycji siedzącej (wyprostowanie kolan) i uginanie nóg w pozycji leżącej (zgięcie kolana); zobacz Rysunek 8 w sekcji Reprezentatywne wyniki.

  1. Podczas pierwszej sesji treningowej oceń maksymalną siłę przy jednym maksymalnym powtórzeniu (1 RM) dla każdego ćwiczenia treningowego.
    UWAGA: Model 1 RM jest powszechnie stosowany i jest definiowany jako obciążenie, przy którym obiekt może podnieść lub popchnąć opór tylko raz, ale nie dwa razy.
    1. Przed startem poproś uczestnika o wykonanie krótkiej rozgrzewki (z kilkoma wstępnymi próbami przy bardzo niskich obciążeniach ciężarowych) testowanego ćwiczenia. Następnie zwiększ obciążenie aż do momentu, gdy znajdzie się tuż poniżej prawdopodobnej wartości 1 RM (najczęściej maksymalnie 3-4 zwiększone obciążenia). Zarejestruj maksymalne obciążenie, które tester może wykonać tylko raz (= 1 RM).
    2. Zmierz 1 RM w ośmiu standardowych ćwiczeniach treningu siłowego (patrz Rysunek 8 w sekcji Reprezentatywne wyniki). Poproś badanych, aby odpoczywali przez co najmniej 2-3 minuty między każdym testowanym ćwiczeniem.
      UWAGA: Sprzęt do treningu siłowego był używany do wszystkich ćwiczeń treningowych, w tym do testów każdego ćwiczenia treningowego.
  2. Poproś całą grupę RET o wykonanie 1 godziny nadzorowanego treningu siłowego trzy razy w tygodniu przez osiem tygodni. Poproś uczestników, aby po rozgrzewce wykonali osiem wyżej wymienionych standardowych ćwiczeń treningowych. Powinni powtórzyć ćwiczenie 12 razy w każdej serii i wykonać trzy serie każdego ćwiczenia. Pozwól odpocząć przez 1 minutę między każdą serią i 2-3 minuty między każdym ćwiczeniem.
    1. Poproś badanych, aby wykonywali każde ćwiczenie tak szybko, jak to możliwe podczas fazy koncentrycznej (tj. fazy skracania mięśni) i powoli podczas fazy ekscentrycznej (tj. fazy wydłużania mięśni).
      UWAGA: Badani mogą wykonywać ćwiczenia w dowolnej kolejności. Poproś ich jednak, aby zaczęli i zakończyli ćwiczeniem nóg, a także spróbowali wykonać osiem ćwiczeń w przedstawionej kolejności. Używaj sprzętu do treningu siłowego do wszystkich ośmiu ćwiczeń.
    2. Podczas każdej sesji treningowej poproś uczestników o wykonanie trzech serii na poziomie 75-80% 1 RM dla każdego ćwiczenia. Zwiększ obciążenie o około 5% w sesji, po której uczestnik może wykonać 12 powtórzeń we wszystkich trzech zestawach ćwiczenia.

3. Submaksymalny test rowerowy

Uwaga: Wykonaj test submaksymalnej jazdy na rowerze w dniu testu 1 (zobacz Wprowadzenie i Rysunek 1).

  1. Wykonaj test ergometru cyklicznego, w tym dwa poziomy submaksymalne, każdy dla 4 min14,15. Ustaw pierwszą szybkość pracy na niską (30 W), a drugą na 60-120 W, bez przerw między obciążeniami na ergometrze rowerowym.
    UWAGA: Pierwsze obciążenie jest takie samo dla wszystkich badanych, ale drugi i ostatni submaksymalny poziom powinien wynosić około 65-85% maksymalnego tętna dla każdego pacjenta. Oba obciążenia powinny być takie same przed i po okresie interwencyjnym 8 tygodni treningu.
    1. Oprzyj drugi najwyższy poziom obciążenia na testach zapoznawczych przeprowadzonych przed próbami, pytając, jak aktywna fizycznie jest dana osoba i prosząc badanego o początkową jazdę na rowerze przez krótki czas; prowadzący test wyrobi sobie opinię na podstawie tętna badanego, jakie końcowe obciążenie submaksymalne jest odpowiednie.
    2. Rejestruj średnie stałe tętno (HR) za pomocą czujnika tętna za pomocą pasa piersiowego w ostatniej minucie przy niskim i wysokim tempie pracy, biorąc średnią obserwowanego tętna o 3:15, 3:30, 3:45 i 4:00 min przy każdym tempie pracy.
    3. Użyć urządzenia ergospirometrycznego, aby ustalić skład gazu (O2 iCO2) w powietrzu wydychanym i wdychanym. Rejestrowanie współczynnika wymiany oddechowej (RER; tj. CO2 / O2 ) i określić ilościowo średnie wartości błędu rezydualnego w ostatniej minucie (z czterech pomiarów co 15 s) przy obu obciążeniach o natężeniu pracy.

4. Siła prostownika kolana: statyczny, mimośrodowy i koncentryczny szczytowy moment obrotowy oraz szybkość rozwoju siły

Uwaga: Wykonaj pomiary siły kolan w dniu testu 1 (zobacz Wprowadzenie i Rysunek 1).

  1. Przed nagraniami poproś osobę badaną o wykonanie rozgrzewki poprzez jazdę na rowerze przez 8-10 minut na ergometrze rowerowym na poziomie submaksymalnym (tj. około 65-85% tętna maksymalnego).
  2. Poproś badanego, aby usiadł na ławce dynamometru izokinetycznego. Przymocuj tułów fotografowanej osoby za pomocą pasków na ramionach i biodrach. Bezpiecznie przymocuj trzonek badanego do trzonka dynamometru za pomocą dwóch pasków: jednego poniżej kolana, a drugiego tuż nad kostką. Wyrównaj oś stawu kolanowego ze środkiem obrotu wałka dynamometru.
  3. Kiedy tester jest zabezpieczony, oceń maksymalną dobrowolną siłę kolana jako szczytowy moment obrotowy, gdy badany siedzi na dynamometrze izokinetycznym. Początkowo pozwól testerowi wykonać kilka prób w celu zapoznania się ze sprzętem do ćwiczeń na siłę kolana (dynamometr izokinetyczny).
  4. Poproś osobę o wykonanie czterech maksymalnych dobrowolnych ekscentrycznych i koncentrycznych wyprostów kolana (naprzemiennie), prawą nogą ze stałą prędkością kątową 30 stopni/s. Ustaw zakres ruchu między 90° a 15° (prosta noga = 0°).
    1. W zadaniu mimośrodowym poproś badanego, aby oparł się trzonkowi dynamometru z maksymalnym wysiłkiem przez cały ruch od kąta kolana 15° do 90°. W zadaniu koncentrycznym poproś badanego, aby naciskał dolną część nogi w trzonie dynamometru w wyprostowaniu kolana, tak mocno, jak to możliwe w całym zakresie ruchu.
  5. Pozwól sobie na 4-minutowy odpoczynek po nagraniach dynamicznych. Następnie należy czterokrotnie ocenić statyczny maksymalny moment dobrowolnego skurczu (MVC) pod kątem kolana 65°. W każdej próbie statycznej poproś badanych, siedzących na tej samej dynamometrze, aby kopnęli tak szybko i mocno, jak tylko mogą, w wałek dynamometru, który teraz jest nieruchomy (pod kątem 65°) i nie można go przesunąć.
  6. W przypadku sygnałów momentu obrotowego (siły) należy przekonwertować analogowe sygnały momentu obrotowego na cyfrowe za pomocą przetwornika analogowo-cyfrowego podłączonego do dynamometru izokinetycznego.
    UWAGA: Konwerter automatycznie zamienia sygnały analogowe z dynamometru na sygnały cyfrowe, które następnie są automatycznie eksportowane do komputera, na którym zbierane są dane.
    1. Ustaw częstotliwość próbkowania na 5 kHz w oprogramowaniu do analizy komputera. Zapisz sygnały cyfrowe na komputerze w celu późniejszej analizy wartości wytrzymałości za pomocą oprogramowania do analizy.
  7. W kolejnej analizie należy użyć najwyższej wartości uzyskanej z czterech prób dla każdego badanego w pomiarach ekscentrycznych, koncentrycznych i statycznych. W oprogramowaniu kliknij najwyższą wartość z czterech prób i zapisz wartość siły wyświetlaną na ekranie komputera.
    1. Zarejestruj najwyższy szczytowy moment obrotowy w nagraniach mimośrodowych i koncentrycznych dla każdego obiektu oraz najwyższą wartość wytrzymałości spośród czterech prób statycznych.
      UWAGA: Badanie na dynamometrze izokinetycznym siły prostownika kolana w pozycji siedzącej jest wiarygodne i trafne16,17.
  8. Zmierz szybkość rozwoju siły (momentu obrotowego) (RFD) w okresie 0-30 ms i 0-200 ms w najwyższej wartości znalezionej wśród prób statycznych. Ustaw wartość zero na poziomie 7,5 Nm dla początku skurczu dla siły prostownika kolana (czas: 0 ms)18,19. Przesuń kursor (w programie do analizy siły mięśni) na wartość "7,5 Nm" na skali y, aby uzyskać pozycję na 0 ms.
    1. W przypadku oceny przed testem ustaw kursor na wartość 30 ms (po czasie 0 ms). Zapisz wartość pokazującą wzrost w Nm po 30 ms (tj. wzrost Nm z 7,5 Nm = 0 ms). Wykonaj tę samą procedurę dla wartości po teście.
    2. Obliczyć procentowy wzrost wartości Nm (licznika) po teście w porównaniu z wartością Nm (mianownikiem) sprzed testu w okresie 0-30 ms. W ten sposób przedstaw procentowy wzrost RFD od testu wstępnego do testu końcowego. Wykonaj te same analizy dla przedziału czasu 0-200 ms.

5. Biopsja mięśni

Uwaga: Wykonaj biopsję mięśni w dniu testu 2 (zobacz Wprowadzenie i Rysunek 1).

  1. Wykonaj biopsję mięśnia ze środkowej części mięśnia obszernego bocznego uda za pomocą conchotome20.
    1. Przed biopsją wstrzyknąć 1-2 ml znieczulenia miejscowego podskórnie i do powięzi. Po kilku minutach wykonaj nacięcie małym skalpelem przez skórę i powięź, około 1/3 odległości od rzepki do przedniego górnego odcinka kręgosłupa. Wyciągnij około 100-150 mg tkanki mięśniowej za pomocą konchotomu.
  2. Próbki do histochemii zamrozić w izopentanie schłodzone do temperatury zamarzania w ciekłym azocie i przechowywać w temperaturze -80 °C. Przechowywać próbkę 30-50 mg tkanki mięśniowej.
  3. Szybko zamrozić próbki do analizy białek w ciekłym azocie i przechowywać je w temperaturze -80 °C. Przechowywać próbkę 30-50 mg tkanki mięśniowej.

6. OGTT

Uwaga: Wykonaj OGTT (doustny test tolerancji glukozy) w dniu testu 3 (zobacz Wprowadzenie i Rysunek 1). Czas między ćwiczeniem a OGTT musi przekraczać 48 godzin i powinien być podobny między testami wstępnymi i końcowymi. 2-godzinny doustny OGTT służy do zbadania, czy częste próbki krwi w tym czasie wykazują normalny lub podwyższony poziom, wskazujący na cukrzycę lub stany przedcukrzycowe.

  1. Wykonaj test OGTT rano u osób, które pościły przez noc i nie wykonywały żadnych forsownych ćwiczeń w dniu testu lub dzień wcześniej.
  2. Pobrać próbki krwi (4 ml) od uczestników leżących na wznak przez kaniulę żylną w żyle łokciowej 15 minut przed i tuż przed przyjęciem glukozy, a następnie 15, 30, 60, 90 i 120 minut po spożyciu glukozy (75 g glukozy w roztworze o stężeniu 250 g / l).
  3. Odwirować próbki krwi w temperaturze 1 500 x g i temperaturze 4 °C przez 10 minut i przechowywać osocze w temperaturze -20 °C do późniejszej analizy. Użyj próbek do wykonania standardowych testów poziomu glukozy (krok 7).
  4. W przypadku glukozy, insuliny i peptydu c oblicz pole pod krzywą (AUC), określając całkę czasową glukozy powyżej podstawowych poziomów glukozy. Skorzystaj z wyników OGTT, aby obliczyć wrażliwość całego organizmu na insulinę za pomocą metody Matsudy21, zgodnie z równaniem: 10 000*√[(Glukozapodstawowa*Insulinapodstawowa)*(Średnia glukozy*Średnia insuliny].

7. Analiza próbki krwi

  1. Określ ilościowo stężenie glukozy w osoczu żylnym za pomocą automatycznego analizatora. Ustaw zaburzony poziom tolerancji glukozy na wartości stężenia glukozy we krwi >7,8 mmol/L po 2-godzinnym OGTT22.
  2. Użyj ELISA kits22, aby przeprowadzić analizę osocza insuliny i peptydu c. Użyj czytnika płytek. Umieść płytki ELISA zarówno dla insuliny, jak i peptydu c w czytniku płytek (każda z osobną okazją).
    UWAGA: Czytnik płytek mierzy ilość insuliny i ilość peptydu c, mierząc próbki na płytce przy określonych absorbancjach. Lipidy krwi TG, HDL, apolipoproteina A1 i apolipoproteina B były analizowane standardowymi metodami w Szpitalu Uniwersyteckim Karolinska w Sztokholmie w Szwecji.

8. Analiza próbek mięśniowych

  1. Immunoblotting (Immunoblotting)
    1. Najpierw liofilizuj próbkę mięśni w liofilizatorze pod ciśnieniem poniżej 10-1 mbar przez 12 godzin. Wypreparuj ją tak, aby była wolna od krwi i tkanki łącznej za pomocą igły i kleszczy pod mikroskopem świetlnym. Przechowywać w temperaturze -80 °C.
      UWAGA: Odpowiednia ilość mięśni wynosi od 1 do 5 mg suchej masy, ale protokół można dostosować do mniej niż 1 mg, aż do pojedynczych włókien. Ze względu na małą ilość tkanki mięśniowej obecnej w jednej biopsji, wartości od tego uczestnika RET nie zostały wykorzystane do immunoblottingu.
    2. Homogenizować próbki mięśni za pomocą mini ubijaka do kulek w lodowatym buforze (80 μl/mg) złożonym z 2 mM kwasu 4-(2-hydroksyetylo)-1-piperazynoetanosulfonowego (HEPES), 1 mM kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA), 5 mM glikolu etylenowego-bis(β-aminoetylowego eter)-N,N,N',N'-tetraoctowego kwasu (EGTA), 10 mM MgCl2, 50 mM ß-glicerofosforanu, 1% TritonX-100, 1 mM Na3VO4, 2 mM ditiotreitol, 20 μg/ml leupeptyny, 50 μg/ml aprotyniny, 1% koktajl inhibitorów fosfatazy i 40 μg/μL PMSF (fluorek fenylometylosulfonylu).
      1. Umieść miarkę 0,5 mm kulek tlenku cyrkonu w każdej tubce z mięśniem. Dodać bufor i homogenizować przez 2 x 1 min w krokach prędkości 7-8 (tutaj maksimum wynosi 10) i 4 °C.
    3. Odwirować homogenat przez 10 minut przy 10 000 x g. Przenieść pozostały supernatant do nowych probówek i wyrzucić osad zawierający białka strukturalne.
    4. Spektrofotometrycznie określić stężenie białka w supernatancie za pomocą dostępnego na rynku zestawu za pomocą czytnika płytek przy 660 nm23.
      1. Następnie rozcieńczyć próbki 2x buforem do próbek Laemmli i buforem homogenizującym (1:1) do końcowego stężenia białka 1,5 μg/μl. Podgrzewać je do 95 °C przez 5 minut w celu denaturacji białek. Rozcieńczone próbki należy przechowywać w temperaturze -20 °C przed analizą.
    5. W przypadku elektroforezy w żelu natywnym poliakrylamidowym (PAGE) należy załadować 30 μg białka z każdej próbki do 18-dołkowych prefabrykowanych żeli gradientowych (4-20% akrylamidu) i przeprowadzić elektroforezę przy napięciu 300 V przez 30 minut na lodzie.
    6. Zrównoważyć żel w buforze transferowym (25 mM zasady Tris, 192 mM glicyny i 10% metanolu) przez 30 minut w temperaturze 4 °C. Przenieść białka do membran z polifluorku winylidenu o wielkości porów 0,2 μm przy stałym prądzie 300 mA przez 3 godziny w temperaturze 4 °C.
    7. Aby potwierdzić równe obciążenie i przeniesienie, zabarwić błony całkowitym barwnikiem białkowym24. Dla każdego białka docelowego załaduj wszystkie próbki od każdego pacjenta do tego samego żelu i uruchom wszystkie żele w tym samym czasie.
    8. Zablokować membranę na 1 godzinę w temperaturze pokojowej w soli fizjologicznej buforowanej Tris (20 mM Tris-zasada, 192 mM NaCl; TBS; pH 7,6) zawierające 5% mleka beztłuszczowego.
    9. Inkubować błony przez noc z pierwszorzędowymi przeciwciałami (patrz Lista materiałów) rozcieńczonymi w TBS zawierającym 2,5% beztłuszczowego mleka i uzupełnionymi 0,1% Tween-20 (TBS-TM).
    10. Po inkubacji przeciwciał pierwszorzędowych przemyć błony (2 x 1 min plus 3 x 5 min) TBS-TM i inkubować z przeciwciałami drugorzędowymi (patrz wykaz materiałów) sprzężonymi z peroksydazą chrzanową przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Umyj je ponownie TBS-TM (2 x 1 min i 3 x 10 min) i ponownie poddaj je czterem dodatkowym 5-minutowym praniom z TBS.
    11. Nałóż 6-12 ml podłoża chemiluminescencyjnego na membranę na 5 minut. Umieść membranę między dwoma przezroczystymi arkuszami tworzywa sztucznego. Umieść membrany przed kamerą CCD blokującą światło zewnętrzne. Wykonaj ekspozycje seryjne przy użyciu filtra chemiluminescencyjnego aparatu.
      1. Użyj oprogramowania, aby uzyskać 10 ekspozycji przez 2 minuty lub do momentu nasycenia sygnałów. Użyj standardowej konfiguracji, zarówno dla ustawień filtra optycznego w celu uzyskania chemiluminescencji, jak i dla ustawień obiektywu.
    12. Użyj najwyższej ekspozycji, która nie prowadzi do nasycenia i zaznacz kontury pasma. Określ ilościowo pasma jako intensywność x mm2 za pomocą tego samego oprogramowania. Odejmij szum tła od intensywności pasma. Przedstaw wyniki w odniesieniu do całkowitego barwienia białka i wyraź je jako procentową zmianę w porównaniu z wartością wyjściową.
  2. Histochemia
    UWAGA: Poniższa technika histochemiczna opiera się na metodach opisanych we wcześniejszej publikacji25.
    1. Do badań histochemicznych należy ciąć seryjne przekroje poprzeczne (10 μm) w temperaturze -20 °C za pomocą kriostatu. Zamontuj przekroje na szkiełkach podstawowych przechowywanych w szklanej kuwecie i wysusz plastry biopsji na powietrzu w temperaturze pokojowej.
    2. Przygotuj roztwory buforowe dla każdego poziomu pH do wstępnej inkubacji przy pH 4,3, 4,6 i 10,3 dla barwienia ATPazy26. Aby uwidocznić naczynia włosowate, należy wybarwić przekroje za pomocą metody amylazy-PAS27.
    3. Skalibruj pH-metr, wlewając roztwory kalibracyjne do oznaczonych zlewek kalibracyjnych. Naciśnij odpowiedni przycisk, aby wybrać pH z menu głównego.
      1. Przepłucz sondę wodą dejonizowaną i umieść ją w pierwszej zlewce kalibracyjnej. Upewnij się, że w membranie nie ma pęcherzyków powietrza. Zmierz pierwszy roztwór kalibracyjny, a następnie przedstaw następny roztwór kalibracyjny (na wyświetlaczu pojawi się pytanie o następny roztwór).
      2. Przepłucz sondę wodą dejonizowaną, a następnie umieść ją w drugiej zlewce kalibracyjnej. Upewnij się, że w membranie nie ma pęcherzyków powietrza. Odmierz drugi roztwór kalibracyjny i przejdź do następnego roztworu kalibracyjnego.
      3. Przepłucz sondę wodą dejonizowaną i umieść ją w trzeciej zlewce kalibracyjnej. Upewnij się, że w membranie nie ma pęcherzyków powietrza. Zmierzyć trzeci roztwór kalibracyjny.
        UWAGA: Gdy kalibracja jest dobra, na wyświetlaczu na chwilę pojawi się "3rd Buffer OK", a następnie powróci do menu głównego.
    4. Użyj w następujący sposób do barwienia ATPazy.
      1. Aby przygotować roztwór o pH 10,3, użyj dwóch różnych roztworów: (A) 4,506 g glicyny, 4,8 g CaCl2, 3,51 g NaCl i 600 ml dH2O i (B) 2,176 g NaOH i 540 ml dH2O. Roztwory należy przechowywać w chłodni lub lodówce. Zużyj je w ciągu jednego miesiąca.
      2. Aby przygotować roztwory o pH 4,3 i 4,6, należy przeprowadzić "wstępną inkubację kwasu". Przygotować kwas do wstępnej inkubacji przy użyciu: 6,47 g octanu Na, 3,7 g KCl i 500 ml dH2O. Następnie przygotować 1% roztwór CaCl2, rozpuszczając 2,5 g w 250 ml dH2O. Przygotować 2% roztwór CoCl2 rozpuszczając go 5 g w 250 ml dH2O.
      3. Przechowuj i używaj tych rozwiązań, jak wspomniano powyżej. Na koniec przygotować 0,2% siarczek amonu, mieszając 800 μl 20% (NH4)2S z 40 ml dH2O. Ten ostatni przygotować na świeżo.
    5. Przygotuj roztwory o określonych wartościach pH w następujący sposób. Po kalibracji pH-metru wyjmij kuwety oraz chlorki wapnia i kobaltu z lodówki i pozwól im ogrzać się do temperatury pokojowej przed barwieniem.
      1. W przypadku pH 10,3 dodaj około 25 ml roztworu A do małej (około 70 ml) szklanej zlewki. Zmierz pH. Kontynuuj dodawanie roztworu B, aż do osiągnięcia wymaganego pH 10,37. Jeśli barwienie jest zbyt ciemne, zwiększ pH. Jeśli jest zbyt jasny, zmniejsz pH.
      2. Aby uzyskać pH 4,6, dodaj około 25 ml "preinkubacji kwasowej" do małej szklanej zlewki. Zmierz pH. Obniżyć pH za pomocą 5 M kwasu octowego. Jeśli obraz plamy jest zbyt ciemny, spróbuj rozjaśnić go zwiększonym pH. Jeśli jest zbyt jasny, przyciemnij o obniżonym pH. Jeśli barwienie nie pomoże, wypróbuj inne pH: 4,8 zamiast 4,6.
      3. Dla pH 4,3 zrób to samo, co dla 4,6, ale dodaj więcej kwasu octowego. Zmniejsz pH, jeśli plama jest zbyt jasna, i zwiększ pH, jeśli jest zbyt ciemna, aby można było określić włókna.
      4. Przygotuj roztwór ATP w następujący sposób. Zważ 0,017 g ATP na kuwetę (10 ml), czyli 0,051 g na 3 kuwety lub 0,068 g na 4 kuwety. Pobrać 30 ml (na 3 kuwety, 10 ml/kuwetę) roztworu o pH 10,3 (użyć szklanej skali cylindrycznej) i umieścić go w szklanej zlewce z odważonym ATP.
        1. Dokładnie wymieszaj i zmierz pH. Obniż pH za pomocą stężonego HCl, aż pH osiągnie dokładnie 9,40.
      5. W przypadku inkubacji przy różnych wartościach pH wykonaj następujące czynności. Umieścić roztwór 10.3 w jednej kuwecie i inkubować w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C przez 9 minut. Umieścić roztwór 4.3 w innej kuwecie i inkubować w temperaturze pokojowej przez 5 minut. Umieścić roztwór 4.6 w ostatniej kuwecie i inkubować w temperaturze pokojowej przez 1 min.
      6. Postępując zgodnie z preferowaną procedurą inkubacji pH, nanieść zawartość każdej kuwety w następujący sposób. Przemyć 15 razydH2O. Dodać roztwór ATP (0,170 g ATP/100 mlH2O) do próbki biopsyjnej. Inkubować w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C przez 30 minut. Przemyć 15 razy za pomocą dH2O.
      7. Dodać roztwór CaCl2 (1 g CaCl2/100 mlH2O) do próbki biopsji w kuwetach. Inkubować w temperaturze pokojowej przez 3 minuty. Przemyć 15 razydH2O. Dodać roztwór CoCl2 (2 g CoCl2/100 mlH2O) do próbki biopsji w kuwetach. Inkubować w temperaturze pokojowej przez 3 minuty. Przemyć 15 razy za pomocą dH2O.
      8. Umieścić go w roztworze (NH4)2S na 30 s i szybko umyć 15 razy pod wyciągiem. Przyklej plastry biopsji do szkiełka szkiełkowego. Aby uniknąć pęcherzyków, ściśnij biopsje, ale nie za mocno.
    6. Wybierz jeden obszar przekroju bez artefaktów lub podłużnych cięć włókna. Analizuj pod mikroskopem świetlnym za pomocą oprogramowania.
    7. Oceń pole przekroju poprzecznego (CSA), naczynia włosowate i klasyfikację typu włókna (tj. typ I, IIA lub IIX) za pomocą komputerowej analizy obrazu ze średniej co najmniej 150-200 włókien na biopsję. Z obrazu mikroskopowego włókien mięśniowych w przekrojach poprzecznych wynika, że trzy typy włókien mięśniowych (tj. typ I, IIA i IIX) mają różne odcienie od białego przez szary do czarnego, w zależności od barwienia pH (tj. 4,34, 4,65 i 10,37).
    8. Zacznij od zaznaczenia niektórych włókien typu I. Następnie program automatycznie zarejestruje pozostałe włókna typu I. Sprawdź, czy wszystkie włókna typu I są prawidłowo oznaczone. Aby oznaczyć określone włókno, kliknij przycisk "Wektor". Użyj kursora, aby zmierzyć obszar dla każdego indywidualnie wybranego włókna mięśniowego.
    9. Po analizie włókien typu I kontynuuj tę samą procedurę dla typu IIA i typu IIX. Średni ± SEM dla każdego rodzaju włókna mięśniowego (tj. typu I, IIA i IIX) należy obliczyć na podstawie ilości błonnika i CSA dla grup RET i CON.
      Uwaga: Pole przekroju poprzecznego (CSA), naczynia włosowate i klasyfikacja typu włókien (tj. typ I, IIA i IIx) oceniano na podstawie średniej 163 ± 9 włókien na biopsję.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Materiały

W badaniu wzięło udział 21 względnie zdrowych kobiet i mężczyzn w wieku 65–80 lat z wartościami BMI między 20 a 30 kg·m-2, którzy zostali randomizowani do dwóch grup. Osoby w obu grupach charakteryzowały się stosunkowo niskim poziomem aktywności fizycznej (t.j. umiarkowany poziom codziennej aktywności fizycznej i brak regularnych treningów). Jedna grupa (n=12, 6 kobiet i 6 mężczyzn) wykonywała RET pod ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym badaniu zastosowano szereg technik w celu zbadania wpływu krótkoterminowego progresywnego treningu oporowego na funkcję/morfologię mięśni osób starszych, wydolność tlenową i tolerancję glukozy. Głównym odkryciem było to, że w porównaniu z grupą kontrolną nastąpiła wiele ulepszeń w zakresie wydolności tlenowej mięśni, tolerancji glukozy, siły, mocy i jakości mięśni (tj. białka zaangażowanego w sygnalizację komórkową i skład włókien mięśniowych). Wzrost zaobserwowano na przykład dla: statycznej, mimośrodowej...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Autorzy są wdzięczni Andrée Nienkerk, Dennisowi Peyronowi i Sebastianowi Skjöldowi za nadzór nad sesjami treningowymi i kilkoma testami; uczestnikom biorącym w nich udział; Timowi Crosfieldowi za korektę języka; oraz wsparciu ekonomicznemu ze strony Szwedzkiej Szkoły Sportu i Nauk o Zdrowiu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Western blot
Pierce 660 nm Zestaw do oznaczania białekThermo Scientific, Rockford, IL, USA22662
SuperSignal West Femto Maksymalne podłoże czułości Thermo Scientific34096
Koktajl inhibitorów proteazy Halt (100x)Thermo Scientific78429
Restore PLUS Bufor do usuwania Western BlotThermo Scientific46430
Pierce Reversible Protein Stain Kit do membran PVDFThermo Scientific24585
10 st - 4– 20% Criterion TGX Gel, 18 dołków, 30 i mikro; LBio-Rad Laboratories, Richmond, CA, USA567-1094
Membrana PVDF Immun-Blot Bio-Rad162-0177
Precision Plus Protein Dual Color Standardy Bio-Rad161-0374
2x Bufor do próbek LaemmliBio-Rad161-0737
10x Tris/GlycineBio-Rad161-0771
2-merkaptoetanolBio-Rad161-0710
Tween 20Bio-RadP1379-250ML
Analiza pasmowa z ilością Jedna wersja 4.6.3.oprogramowanieBio-Rad
1% koktajl inhibitora fosfatazySigma-Aldrich, Saint Louis, Missouri, USA
strong>przeciwciała
mTOR (1:1,000)Sygnalizacja komórkowa, Danvers, Massachusetts, USA2983
Akt (1:1,000)Sygnalizacja komórkowa, Danvers9272
Wtórne przeciwciała związane z HRP przeciwko królikom i myszom (1:10,000)Sygnalizacja komórkowa,
(CS) (1:1,000)Gene tex, San Antonio, Kalifornia, USA
OXPHOS (1:1,000)Abcam, Cambridge, Wielka Brytania<
strong>Equipment - Analiza próbek mięśni
Bullet Blender 1.5 do homogenizacjiNext Advance, Nowy Jork, USA
Czytnik płytekTecan infinite F200 pro, Mä nnedorf, Szwajcaria
Histochemistry
Mayer hematoxylinHistoLab, Vä stra Frö lunda, Szwecja 1820
Olej czerwony oSigma-Aldrich, Saint Louis, Missouri, USA00625-25y
NaClSigma-Aldrich793566-2,5 kg
Chlorek kobaltuSigma-Aldrich60818-50G
AmylazaSigma-AldrichA6255-25MG
ATPSigma-AldrichA2383-5G
GlicynaVWR-chemicals / VWR-international, Spå nga, Szwecja101196X
Chlorek wapniaVWR-chemicals / VWR-international22328.262
IzopentanVWR-chemicals / VWR-international24872.298
Etanol 96%VWR-chemicals / VWR-international20905.296
NaOHMERCK, Sztokholm, Szwecja1.06498.1000
Na octanMERCK1.06268.1000
KClMERCK1.04936.1000
Siarczek amonuMERCKU1507042828
Kwas octowy 100%MERCK1.00063.2511
Schiffs´ OdczynnikMERCK1.09033.0500
Kwas okresowyMERCK1.00524.0025
ChloroformMERCK1.02445.1000
pH-metr LANGEHACH LANGE GMBH, Düsseldorf, Niemcy
Mikroskop świetlnyOlympus BH-2, Olympus, Tokio, Japonia
Kriostat  Leica CM1950Leica Microsystems, Wetzlar, Niemcy
Oprogramowanie Leica Leica Qwin V3Leica Microsystems
Gel Doc 2000 - Bio-Rad, konfiguracja kameryBio-Rad Laboratories AB, Solna, Szwecja 
Program komputerowy Quantift One - 4.6 (wersja 4.6.3; Bio Rad)Bio-Rad Laboratories AB, Solna, Szwecja 
Doustny test tolerancji glukozy, OGTT
Glukos APL 75 gAPL, Sztokholm, Szwecja323,188
Automatyczny analizator Biosen 5140EKF Diagnostics, Barleben, Niemcy
Insulina i peptyd C w zestawie osocza ELISAMercodia AB, Uppsala Szwecja10-1132-01, 10-1134-01
Tabliczka czytnikTecan infinite F200 pro, Mä nnedorf, Szwajcaria
Dalsze wyposażenie
Miary masy beztłuszczowejFFM-Tanita T5896, Tanita, Tokio, Japonia
Sprzęt do treningu siłowego do wszystkich ćwiczeń treningowychCybex International Inc., Medway, Massachusetts, USA 
Ergometr rowerowy Monark Ergometer 893E, Monark Exercises, Varberg, Szwecja 
Monitor pracy serca RS800, PolarPolar Electro OY, Kampele, Finlandia
Oxycin-Pro - automatyczne urządzenie ergospirometryczneErich Jaeger GmbH, Hoechberg, Niemcy
Dynamometr izokinetyczny, Isomed 2000, siła mięśni kolanaD& R Ferstl GmbH, Henau, Niemcy
System akwizycji danych CED 1401 i oprogramowanie SignalCambridge Electronic Design, Cambridge, Wielka Brytania
Oprogramowanie do analizy siły mięśni, Spike 2, wersja 7Signal Hound, LA Center, WA, USA
Oprogramowanie Statistica do analiz statystycznychStatistica, Stat soft. inc, Tulsa, Oklahoma, USA
Sprzęt do biopsji mięśni
Weil Blakesley conchotomeWisex, Mö lndal, Szwecja
Znieczulenie miejscowe Karbokaina, 20 ml, 20 mg/ml; Astra Zeneca, Sö dertä lje, Szwecja169,367
Maszynkado golenia z piór chirurgicznych CO, LTD, Osaka, Japonia 
< syntaza cytrynianu Danvers 11048030

Bibliografia

  1. Carrick-Ranson, G., et al. The effect of age-related differences in body size and composition on cardiovascular determinants of VO2max. J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 68 (5), 608-616 (2013).
  2. Peterson, C. M., Johannsen, D. L., Ravussin, E. Skeletal muscle mitochondria and aging: a review. J. Aging. 2012, 194821(2012).
  3. Russell, A. P., Foletta, V. C., Snow, R. J., Wadley, G. D. Skeletal muscle mitochondria: a major player in exercise, health and disease. Biochim. Biophys. Acta. 1840 (4), 1276-1284 (2014).
  4. Conley, K. E., Jubrias, S. A., Esselman, P. C. Oxidative capacity and ageing in human muscle. J. Physiol. 526 (Pt 1), 203-210 (2000).
  5. Holloszy, J. O. Adaptation of skeletal muscle to endurance exercise. Med. Sci. Sports. 7 (3), 155-164 (1975).
  6. Menshikova, E. V., Ritov, V. B., Fairfull, L., Ferrell, R. E., Kelley, D. E., Goodpaster, B. H. Effects of exercise on mitochondrial content and function in aging human skeletal muscle. J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 61 (6), 534-540 (2006).
  7. Balakrishnan, V. S., et al. Resistance training increases muscle mitochondrial biogenesis in patients with chronic kidney disease. Clin. J. Am. Soc. Nephrol. 5 (6), 996-1002 (2010).
  8. Ferrara, C. M., Goldberg, A. P., Ortmeyer, H. K., Ryan, A. S. Effects of aerobic and resistive exercise training on glucose disposal and skeletal muscle metabolism in older men. J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 61 (5), 480-487 (2006).
  9. Frontera, W. R., Meredith, C. N., O'Reilly, K. P., Evans, W. J. Strength training and determinants of VO2max in older men. J. Appl. Physiol. (1985). 68 (1), 329-333 (1990).
  10. Toth, M. J., Miller, M. S., Ward, K. A., Ades, P. A. Skeletal muscle mitochondrial density, gene expression, and enzyme activities in human heart failure: minimal effects of the disease and resistance training. J. Appl. Physiol. (1985). 112 (11), 1864-1874 (2012).
  11. Zachwieja, J. J., Toffolo, G., Cobelli, C., Bier, D. M., Yarasheski, K. E. Resistance exercise and growth hormone administration in older men: effects on insulin sensitivity and secretion during a stable-label intravenous glucose tolerance test. Metabolism. 45 (2), 254-260 (1996).
  12. Davidson, L. E., et al. Effects of exercise modality on insulin resistance and functional limitation in older adults: a randomized controlled trial. Arch. Intern. Med. 169 (2), 122-131 (2009).
  13. DeFronzo, R. A., Tobin, J. D., Andres, R. Glucose clamp technique: a method for quantifying insulin secretion and resistance. Am. J. Physiol. 237 (3), E214-E223 (1979).
  14. Åstrand, P. O., Ryhming, I. A nomogram for calculation of aerobic capacity (physical fitness) from pulse rate during sub-maximal work. J. Appl. Physiol. 7 (2), 218-221 (1954).
  15. Björkman, F., Ekblom-Bak, E., Ekblom, Ö, Ekblom, B. Validity of the revised Ekblom Bak cycle ergometer test in adults. Eur. J. Appl. Physiol. 116 (9), 1627-1638 (2016).
  16. Seger, J. H., Westing, S. H., Hanson, M., Karlson, E., Ekblom, B. A new dynamometer measuring eccentric and eccentric muscle strength in accelerated, decelerated and isokinetic movements: validity and reproducibility. Eur. J. Appl. Physiol. 57 (5), 526-530 (1988).
  17. Westing, S. H., Seger, J. Y., Karlson, E., Ekblom, B. Eccentric and concentric torque-velocity characteristics of the quadriceps femoris in man. Eur. J. Appl. Physiol. 58 (1-2), 100-104 (1988).
  18. Aagaard, P., Simonsen, E. B., Andersen, J. L., Magnusson, P., Dyhre-Poulsen, P. Increased rate of force development and neural drive of human skeletal muscle following resistance training. J. Appl. Physiol. 93 (4), 1318-1326 (2002).
  19. Andersen, L. L., Aagaard, P. Influence of maximal muscle strength and intrinsic muscle contractile properties on contractile rate of force development. Eur. J. Appl. Physiol. 96 (1), 46-52 (2006).
  20. Henriksson, K. G. "Semi-open" muscle biopsy technique. A simple outpatient procedure. Acta Neurol. Scand. 59 (6), 317-323 (1979).
  21. Matsuda, M., DeFronzo, R. A. Insulin sensitivity indices obtained from oral glucose tolerance testing: comparison with the euglycemic insulin clamp. Diabetes Care. 22 (9), 1462-1470 (1999).
  22. American Diabetes, Association. Diagnosis and classification of diabetes mellitus. Diabetes Care. 28, Suppl 1. S37-S42 (2005).
  23. Moberg, M., Apró, W., Ekblom, B., van Hall, G., Holmberg, H. C., Blomstrand, E. Activation of mTORC1 by leucine is potentiated by branched-chain amino acids and even more so by essential amino acids following resistance exercise. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 310 (11), C874-C884 (2016).
  24. Antharavally, B. S., Carter, B., Bell, P. A., Krishna Mallia,, A, A high-affinity reversible protein stain for Western blots. Anal. Biochem. 329 (2), 276-280 (2004).
  25. Brooke, M. H., Kaiser KK, Muscle fiber types: how many and what kind? Arch. Neurol. 23 (4), 369-379 (1970).
  26. Brooke, M. H., Kaiser, K. K. Three "myosin adenosine triphosphatase" systems: the nature of their pH lability and sulfhydryl dependence. J. Histochem. Cytochem. 18 (9), 670-672 (1970).
  27. Andersen, P. Capillary density in skeletal muscle of man. Acta Physiol. Scand. 95 (2), 203-205 (1975).
  28. Frank, P., Andersson, E., Pontén, M., Ekblom, B., Ekblom, M., Sahlin, K. Strength training improves muscle aerobic capacity and glucose tolerance in elderly. Scand. J. Med. Sci. Sports. 26 (7), 764-773 (2016).
  29. Blomstrand, E., Celsing, F., Fridén, J., Ekblom, B. How to calculate human muscle fibre areas in biopsy samples--methodological considerations. Acta Physiol. Scand. 122 (4), 545-551 (1984).
  30. Cuthbertson, D., et al. Anabolic signaling deficits underlie amino acid resistance of wasting, aging muscle. FASEB J. 19 (3), 422-424 (2005).
  31. Vincent, K. R., Braith, R. W., Feldman, R. A., Kallas, H. E., Lowenthal, D. T. Improved cardiorespiratory endurance following 6 months of resistance exercise in elderly men and women. Arch. Intern. Med. 162 (6), 673-678 (2002).
  32. Cadore, E. L., et al. Effects of strength, endurance, and concurrent training on aerobic power and dynamic neuromuscular economy in elderly men. J. Strength Cond. Res. 25 (3), 758-766 (2011).
  33. Jubrias, S. A., Esselman, P. C., Price, L. B., Cress, M. E., Conley, K. E. Large energetic adaptations of elderly muscle to resistance and endurance training. J. Appl. Physiol. (1985). 90 (5), 1663-1670 (1985).
  34. Benton, C. R., Wright, D. C., Bonen, A. PGC-1alpha-mediated regulation of gene expression and metabolism: implications for nutrition and exercise prescriptions. Appl. Physiol. Nutr. Metab. 33 (5), 843-862 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Progresywny trening oporowytest tolerancji glukozydynamometr izokinetycznyanaliza biopsji mi nianaliza Western blotszybko narastania si ysk ad typ w w kienekspresja bia ek mitochondrialnychsygnalizacja Akt mTOR
Poprawa siły, mocy, wydolności tlenowej mięśni i tolerancji glukozy poprzez krótkoterminowy progresywny trening siłowy wśród osób starszych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.