Ocena procedury wykonywania cystometrii w stanie czuwania w modelu mysim

Summary

To badanie opisuje procedury chirurgiczne i techniki eksperymentalne do wykonywania cystometrii na jawie u swobodnie poruszającej się myszy. Ponadto dostarcza dowodów eksperymentalnych wspierających jego optymalizację i standaryzację.

Abstract

Cystometria wypełnienia Awake jest używana od dawna do oceny funkcji pęcherza moczowego u swobodnie poruszających się myszy, jednak konkretne stosowane metody różnią się w zależności od laboratorium. Celem pracy było opisanie procedury mikrochirurgicznej zastosowanej do wszczepienia rurki dopęcherzowej oraz eksperymentalnej techniki rejestrowania ciśnienia w pęcherzu moczowym u przytomnej, swobodnie poruszającej się myszy. Ponadto przedstawiono dane eksperymentalne, aby pokazać, w jaki sposób operacja, a także rodzaj i rozmiar rurki, wpływają na funkcję dolnych dróg moczowych i czułość zapisu. Wpływ średnicy rury na zapis ciśnienia oceniano zarówno w rurach polietylenowych, jak i poliuretanowych o różnych średnicach wewnętrznych. Następnie, najlepiej działająca rurka z obu materiałów została chirurgicznie wszczepiona do kopuły pęcherza moczowego samców myszy C57BL/6. Dwunastogodzinną, nocną częstotliwość oddawania moczu odnotowano u zdrowych, nienaruszonych zwierząt oraz zwierząt 2, 3, 5 i 7 dni po operacji. Podczas zbiorów pęcherze oceniano pod kątem oznak obrzęku za pomocą obserwacji ogólnej, a następnie przetwarzano je do analizy patologicznej. Największy zakres obrzęku pęcherza zaobserwowano w 2. i 3. dniu, co korelowało z danymi dotyczącymi behawioralnego oddawania moczu wykazującymi znaczne upośledzenie funkcji pęcherza. Do 5 dnia histologia pęcherza moczowego i częstotliwość oddawania moczu unormowały się. Opierając się na literaturze i dowodach dostarczonych przez nasze badania, proponujemy następujące kroki w celu zarejestrowania in vivo ciśnienia dopęcherzowego i objętości mikcji u wybudzonej myszy: 1) Wykonaj operację przy użyciu mikroskopu operacyjnego i narzędzi mikrochirurgicznych, 2) Użyj rurki z polietylenu-10, aby zminimalizować artefakty ruchowe, oraz 3) Wykonaj cystometrię w 5. dniu po operacji, gdy obrzęk pęcherza ustępuje.

Introduction

Cystometria wypełniająca (FC) to metoda diagnostyczna, która polega na umieszczeniu cewnika w pęcherzu moczowym w celu zarejestrowania ciśnienia podczas powolnego napełniania pęcherza. Po raz pierwszy wprowadzony w 1927 roku jako kliniczna metoda diagnostyczna do oceny funkcji dolnych dróg moczowych, pozostaje szeroko stosowany. ¹ W zastosowaniach badawczych, FC może być używany do testowania funkcji pęcherza moczowego w zdrowych i chorych modelach zwierzęcych oraz do badania efektów działania środków farmakologicznych. Modele gryzoni są powszechnie używane do badania funkcji dolnych dróg moczowych. ² W tej grupie ssaków, FC został po raz pierwszy opracowany do stosowania u szczurów. ³ Tutaj metodologia wszczepienia rurki do pęcherza moczowego i wykonania FC została dobrze opisana i stosowana przez wielu badaczy z akceptowalnym poziomem odtwarzalności. ⁴ Dostępność szczepów transgenicznych i knock out sprawia, że myszy są cennym gatunkiem dla wielu obszarów badawczych, w tym w dziedzinie dysfunkcji dolnych dróg moczowych. Metodologia stosowana do wykonywania cystometrii myszy różni się znacznie w zależności od laboratorium, co utrudnia porównywanie wyników. ⁵

W porównaniu do modeli ex vivo, FC zachowuje anatomię dolnych dróg moczowych, umożliwiając ocenę skoordynowanej funkcji między pęcherzem a jego ujściem podczas faz przechowywania i mikcji cyklu mikcji. Wcześniejsze badania pokazują, że liczne, powszechnie stosowane środki znieczulające hamują skurcze mikcji. Środki utrzymujące skurcz mięśni gładkich pęcherza moczowego (uretan, α-chloraloza, ketamina i ksylazyna), umożliwiające zwierzęciu oddawanie moczu, nadal znacznie zmniejszają funkcjonalną pojemność pęcherza moczowego i hamują neuroprzekaźnictwo. ^6,7,8,9 Chociaż technicznie trudniejszy, FC wykonywany u obudzonych zwierząt poruszających się zachowuje funkcjonalną integralność odruchu mikcji.

Na funkcjonowanie dolnych dróg moczowych wpływa wiele czynników, w tym pooperacyjny obrzęk ściany pęcherza, stres spowodowany bólem i dyskomfortem oraz wpływy środowiska. Stosowanie techniki chirurgicznej, która minimalizuje uszkodzenia tkanek podczas implantacji rurki, oraz metody rejestracji, które zmniejszają ruch rurki, jednocześnie umożliwiając zwierzęciu swobodne poruszanie się, są niezbędne do uzyskania dokładnych i powtarzalnych zapisów.

Jeśli zostanie przeprowadzone odpowiednio, FC in vivo u swobodnie poruszających się zwierząt może dostarczyć danych, które wiarygodnie odzwierciedlają fizjologiczną funkcję pęcherza. ¹⁰ FC w swobodnie poruszających się zwierzętach może dostarczyć danych o następujących parametrach; Ciśnienie podstawowe lub podstawowe: Minimalne ciśnienie między dwoma mikcjacjami. Ciśnienie mikkcji: Średnie ciśnienie między dwoma mikcjami. Ciśnienie progowe: Ciśnienie śródpęcherzowe bezpośrednio przed mikcją. Maksymalne ciśnienie: Maksymalne ciśnienie w pęcherzu podczas cyklu mikcji. Spontaniczna aktywność (lub średnie ciśnienie oscylacyjne intermikcji): Ciśnienie intermikturcji minus ciśnienie podstawowe. Skurcze bez mikcji: Wzrost ciśnienia śródpęcherzowego podczas fazy napełniania, niezwiązany z uwalnianiem płynu. Podatność pęcherza: Pojemność pęcherza podzielona przez ciśnienie progowe minus ciśnienie podstawowe. Częstotliwość oddawania moczu: Liczba mikcji w jednostce czasu. Intermikturcja: Okres między dwoma maksymalnymi ciśnieniami mikcji. Pojemność pęcherza: Objętość wlewu podzielona przez liczbę mikcji. Szczegółowy opis tych parametrów i ujednolicona terminologia zostały wcześniej opublikowane. ¹¹

FC może być wykonywane metodą ciągłego lub jednocyklowego wlewu dopęcherzowego. Cystometria ciągła pozwala na rejestrację wielu cykli mikcji i wybór reprezentatywnych danych na podstawie odtwarzalności. Jego dokładność w pomiarze pojemności pęcherza moczowego jest ograniczona ze względu na nieznaną objętość resztkową. Ponadto trudno jest zebrać małe objętości mikcji (które w zależności od szczepu i płci wahają się od 30 do 184 μl) u swobodnie poruszających się myszy. Stosowanie tej metody do rejestrowania objętości mikcji jest mniej dokładne w porównaniu z preparatem znieczulonym, ale jest lepsze, ponieważ pozwala uniknąć tłumiącego wpływu środków znieczulających na czynność pęcherza. Do oceny pojemności pęcherza moczowego należy zastosować cystometrię jednocyklową. W tej metodzie pęcherz jest opróżniany przez aspirację przed infuzją, a pojemność jest obliczana jako funkcja szybkości infuzji pomnożonej przez czas do maksymalnego ciśnienia.

Chociaż technika wykonywania cystometrii u małych gryzoni została opublikowana, opisała ona operację wykonywaną na szczurach i zalecała, aby cystometria myszy była wykonywana w znieczuleniu uretanowym. ¹⁰ Celem tej komunikacji jest opisanie zarówno technik mikrochirurgicznych używanych do wszczepienia rurki dopęcherzowej do kopuły pęcherza moczowego, jak i eksperymentalnego zestawu używanego do rejestrowania funkcji dolnych dróg moczowych, in vivo, podczas ciągłego napełniania pęcherza moczowego i oddawania moczu u swobodnie poruszającej się myszy. Ponadto przeprowadzono eksperymenty mające na celu ustalenie, w jaki sposób długość, średnica i materiał rurek, a także metodologia wykonywania FC in vivo, wpływają na nagranie. Ten protokół eksperymentalny podsumowuje wcześniej opublikowane techniki i proponuje szereg modyfikacji w oparciu o wyniki eksperymentalne.

Protocol

Zwierzęta były trzymane w Ośrodku Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Vermont zgodnie z wytycznymi instytucji. Wszystkie doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych.

1. Implantacja rurki dopęcherzowej

1. Przygotowanie przewodów i narzędzi do zabiegu chirurgicznego
   1. Wytnij 7-centymetrowy kawałek rurki PE10, aby wykonać cewnik do implantacji.
   2. Utwórz rozbłysk na jednym końcu rurki PE10, powoli przesuwając koniec w kierunku otwartego płomienia.
      UWAGA: Szybko wyjmij rurkę, gdy tylko pojawi się flara.
   3. Nałóż trzy krople uniwersalnego gorącego kleju, używając ustawienia niskiej temperatury na pistolecie do klejenia, w odległości 4.5, 5 i 5.5 cm od kielichowego końca na zewnątrz tubki PE10. Pomogą one zabezpieczyć rurkę z tyłu zwierzęcia. (Rysunek 1)
   4. Wysterylizuj rurkę, mocząc ją w 70% etanolu, a następnie przepłucz ją sterylnym 0,9% NaCl przed użyciem. Pozostaw rurkę napełnioną, aby uniknąć wprowadzania pęcherzyków powietrza do systemu.
   5. Utwórz zatyczkę o rozmiarze 30, aby uszczelnić koniec cewnika PE10, oddzielając igłę o rozmiarze 30 od piasty, ręcznie manipulując bliższym końcem na boki. Nałóż kroplę gorącego kleju na koniec. Upewnij się, że uszczelka jest wodoszczelna. (Rysunek 2)
   6. Użyj następujących narzędzi mikrochirurgicznych: Dwie pary zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7, dwie pary zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #5, igła 21 G, ultracienki prosty hemostat, mikronożyczki, małe nożyczki preparacyjne i uchwyt na mikroigły.
   7. Wysterylizuj wszystkie narzędzia przed rozpoczęciem zabiegu.
2. Przygotowanie zwierzęcia
   1. Po znieczuleniu zwierzęcia najpierw ogol dolną połowę brzucha, a następnie obróć zwierzę na brzuchu i ogol się, a następnie oczyść obszar w górnej części pleców 70% alkoholem, a następnie betadyną. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Następnie użyj prostych, nożyczek i pary zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7, aby wykonać nacięcie skóry o długości 1,5 cm między łopatkami i umieść zwierzę na wznak na poduszce grzewczej (37 °C) pokrytej sterylnymi zasłonami.
   2. Na koniec oczyść brzuch alkoholem i betadyną.
3. Zabieg chirurgiczny
   UWAGA: Wszystkie zabiegi chirurgiczne należy wykonywać pod mikroskopem operacyjnym o powiększeniu w zakresie od 3,15X do 20X. Po ułożeniu zwierzęcia na sterylnych serwetach należy założyć sterylne rękawiczki. Kontynuuj stosowanie sterylnych procedur przez cały czas trwania operacji.
   1. Umieścić zwierzę w pudełku indukcyjnym i znieczulić za pomocą 2% wziewnego izofluranu z nośnikiem tlenu (1 l/min). Utrzymuj znieczulenie przez cały czas trwania zabiegu, umieszczając głowę zwierzęcia w stożku nosowym i stosując 2% wziewny izofluran z nośnikiem tlenu (1 l/min). Rozpocznij operację po otrzymaniu negatywnej odpowiedzi z testu szczypania palców u stóp.
   2. Użyj prostych, nożyczek i pary zakrzywionych mikrokleszczy Dumont #7, aby wykonać 1.5 cm niższe, pośrodkowe nacięcie brzucha przez skórę. Następnie wykonaj pasujące nacięcie przez powięź wzdłuż kresy białej i mięśnia, aby odsłonić kopułę i górną połowę pęcherza moczowego. Unikaj zranienia pęcherza, stosując trakcję w górę do każdej warstwy tkanki za pomocą pary zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7. Utrzymuj wnętrzności brzucha przed wysuszeniem, dodając krople ciepłej soli fizjologicznej.
   3. Obróć zwierzę na bok, aby uzyskać dostęp do nacięcia na karku. Przepchnij wąski hemostat podskórnie przez nacięcie. Kanał podskórny powinien zaczynać się z tyłu i kontynuować wzdłuż boku.
   4. Gdy końcówka instrumentu dotrze do dna klatki piersiowej, obróć końcówkę w kierunku linii środkowej i wnętrza brzucha (podczas przekłuwania mięśni ściany brzucha pojawi się lekki trzask). Kontynuuj posuwanie hemostatu, aż końcówka zostanie odsłonięta w nacięciu brzucha pod warstwą mięśniową. (Rysunek 3)
   5. Chwyć "nierozszerzony" koniec rurki hemostatem i powoli narzędzie, wyciągając koniec rurki przez nacięcie z tyłu szyi. Wyreguluj rozszerzony koniec rurki tak, aby leżał bezpośrednio nad kopułą pęcherza.
   6. Zrób luźny krawat z nici monofilamentowej 6-0 (niewchłanialny) i umieść go na kopule pęcherza. Ta opaska będzie później używana do zabezpieczenia rurki w pęcherzu.
   7. Umieść małą rolkę niestrzępiącej się tkanki w jamie brzusznej i za pęcherzem, aby go ustabilizować i unieść.
   8. Przygotuj się do wprowadzenia rozszerzonego końca cewnika PE10 do pęcherza moczowego.
      1. W ręce niedominującej przytrzymaj kopułę pęcherza moczowego za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7 i utrzymuj ten chwyt, aż cewnik zostanie umieszczony w pęcherzu.
      2. Użyj igły o rozmiarze 21, aby wykonać cystotomię w wierzchołku kopuły. Delikatnie zbadaj cystotomię za pomocą zamkniętej pary zakrzywionych mikrokleszczy #5, aby upewnić się, że cewnik może łatwo przejść przez otwór.
      3. Trzymając kopułę pęcherza moczowego w ręce niedominującej, umieść rozszerzony koniec cewnika PE10 w pęcherzu moczowym (dociśnij kielisz do szyjki pęcherza, aby nie wysunął się podczas zabezpieczania).
      4. Zawiąż szew monofilamentowy 6-0 wokół kopuły pęcherza moczowego i rurki z opaską umieszczoną z przodu rurki. Pamiętaj, aby zawiązać szew jak najwyżej na pęcherzu, aby uniknąć sztucznego zmniejszania pojemności pęcherza. (Rysunek 4)
      5. Alternatywnie zabezpiecz cewnik za pomocą szwu sznurkowego w torebce w następujący sposób. Wykonaj luźny szew sznurka torebki na kopule pęcherza za pomocą żyłki 6-0. Wykonaj kroki 1.3.8.1 - 1.3.8.3, aby wykonać cystotomię i wprowadzić cewnik. Zabezpiecz rurkę, zawiązując szew sznurkowy torebki. (Rysunek 5)
   9. Sprawdź drożność i szczelność rurki w pęcherzu, podłączając strzykawkę insulinową o pojemności 0,5 ml z igłą o rozmiarze 30 do dystalnego końca rurki. Powoli napełnij pęcherz 0,1 - 0,2 ml 0,9% NaCl, aż pojawi się kropla w ujściu cewki moczowej, a następnie opróżnij pęcherz przez aspirację. Ważne jest, aby pęcherz mógł być zarówno napełniany, jak i opróżniany.
   10. Jeśli w kopule nie ma żadnych nieszczelności, napnij pęcherz parą zakrzywionych mikrokleszczyków i delikatnie pociągnij za rurkę, aż flara będzie opierać się o wnętrze kopuły pęcherza.
   11. Przed zamknięciem wyjmij małą rolkę chusteczki i upewnij się, że pęcherz jest w normalnej pozycji.
   12. Zamknij ścianę brzucha w dwóch warstwach (mięśniowej i skórnej) za pomocą szwu biegnącego 6-0. Zaleca się przybliżenie mięśnia prostego brzucha poprzez zszycie tylko krawędzi przedniej powięzi brzusznej (przednia ściana pochewki mięśnia prostego).
   13. Aby zabezpieczyć rurkę z tyłu zwierzęcia, delikatnie obróć zwierzę na brzuch. Włóż podskórną część metalowej kotwicy do nacięcia międzyłopatkowego. (Rysunek 12) Użyj szwu 6-0, aby zabezpieczyć rurkę i kotwicę, otaczając je pionowym szwem materaca.
   14. Upewnij się, że pęcherzyk kleju pozostaje nad i pod skórą, aby zapobiec wysunięciu się tubki. Przeciąć rurkę około 2 cm nad skórą.
   15. Delikatnie włóż zatyczkę o rozmiarze 30 (krok 1.1.5) do końca rurki, aby zapobiec wyciekaniu moczu.
4. Wstrzyknij podskórnie 0,5 ml 0,9% NaCl w celu nawodnienia. Analgezję pooperacyjną należy podać bezpośrednio po zabiegu i utrzymać przez 48 godzin.
   1. Umieść zwierzę z powrotem w klatce znajdującej się pod lampą na podczerwień. Utrzymuj stałą obserwację, dopóki zwierzę nie będzie swobodnie poruszać się po klatce.
5. Monitoruj zwierzę codziennie i pozwól mu dojść do siebie przez 5 dni przed nagraniem.

2. Zapis cystometrii na jawie

1. Przygotowanie programu nagrywania, przetwornika ciśnienia i pompy infuzyjnej.
   1. Przed znieczuleniem zwierzęcia należy podłączyć pompę infuzyjną, przetwornik ciśnienia i krętlik 22 G za pomocą rurki PE50. (Rysunek 6)
   2. Otwórz program do nagrywania (patrz tabela materiałów dla example) na komputerze, aby skalibrować ciśnienie w systemie i przygotować się do nagrywania. Upewnij się, że używasz tych samych ustawień podczas kalibracji i nagrywania.
      1. Napełnij strzykawkę o pojemności 20 ml 10-15 ml 0,9% NaCl o temperaturze pokojowej i wlej do pompy infuzyjnej. Zaprogramuj pompę tak, aby zaparzała z szybkością 0,6 ml/h.
      2. Zamocuj przetwornik ciśnienia na tej samej wysokości, co pęcherz zwierzęcia lub dno klatki rejestrującej.
      3. Przymocuj krętlik o rozmiarze 22 do końca przetwornika ciśnienia (PE50 - rurka - przetwornik ciśnienia do krętlika)
         UWAGA: Krętlik służy do zapobiegania skręcaniu się lub załamywaniu rurki podczas ruchu zwierzęcia.
      4. Przesunąć pompę strzykawkową, aby przepłukać 0,9% NaCl przez system. Upewnij się, że usunąłeś wszystkie pęcherzyki powietrza przed kalibracją.
      5. Gdy program nagrywający jest uruchomiony, użyj linijki, aby skalibrować ciśnienie (cm/H₂O). Powoli przesuń koniec linki PE50 od 0 do 30 cm. W razie potrzeby dostosuj zero.
         UWAGA: Oznaczenie 0 cm powinno znajdować się na tej samej wysokości co podłoga klatki rejestrującej i przetwornika ciśnienia.
   3. Zawieś krętlik o rozmiarze 22 nad środkiem klatki nagrywania. Upewnij się, że dno klatki umożliwia opadanie moczu na urządzenie zbierające wagę umieszczoną poniżej klatki. Dostosuj wysokość linki, aby mysz mogła swobodnie poruszać się po klatce bez napinania lub rozciągania rurki. (Rysunek 7)
   4. Po zakończeniu sprawdź, czy system i zewnętrzne rurki PE50 są wypełnione 0.9% NaCl, a wszystkie pęcherzyki powietrza zostały usunięte.
2. Przygotowanie zwierzęcia do rejestracji
   1. Znieczulić zwierzę 2% wziewnym izofluranem i umieścić go na brzuchu. Wyjmij wtyczkę o rozmiarze 30 i wsuń rurkę PE10 (cewnik pęcherza moczowego) do końca linki PE50. Użyj gorącego kleju, aby utworzyć wodoszczelne uszczelnienie.
   2. Wyłącz znieczulenie i umieść zwierzę w klatce rejestrującej z równoległą podłogą drucianą, która pozwoli na opadanie moczu bezpośrednio na urządzenie zbiorcze umieszczone na wadze analitycznej. (Rysunek 7)
   3. Rozpocznij nagrywanie, gdy zwierzę znajdzie się w klatce, ale nie zaczynaj zaparzać. Monitoruj zwierzę, aż w pełni wyzdrowieje po znieczuleniu. Gdy ciśnienie w pęcherzu się ustabilizuje, rozpocznij podawanie 0,9% NaCl w ilości 0,6 ml/h,
      UWAGA: Zanotuj w programie do nagrywania, gdy zostaną wprowadzone jakiekolwiek zmiany. Ważne jest, aby mieć zapis czasu rozpoczęcia, zakończenia infuzji lub wystąpienia nieprawidłowości.
   4. Sprawdź system pod kątem wycieków i upewnij się, że zwierzę ma łatwy dostęp do jedzenia i wody.
   5. Kontynuuj nagrywanie w cichym pomieszczeniu, aż do uzyskania trzech powtarzalnych cykli mikcji.
      UWAGA: Zwierzę powinno być całkowicie niezakłócone przez cały czas nagrywania. Najlepiej skorzystać ze zdalnego monitoringu wizyjnego w celu obserwacji zachowania.

Results

Nie było znaczącej różnicy między materiałami i średnicami przewodów w konsystencji wzrostu i spadku ciśnienia w systemie podczas niedrożności rury. Obrzęk ściany pęcherza moczowego po implantacji rurki dopęcherzowej był istotny zarówno dla materiałów polietylenowych (PE), jak i poliuretanowych (PU). W 2 dniu rozwinął się silny obrzęk podśluzówkowy. Zajmował on połowę przekroju pęcherza moczowego, co prowadziło do niedrożności światła. W 5 dniu obrzęk ustąpił całkowicie, pozostawiając obs...

Discussion

Optymalny materiał i rozmiar rurki wewnątrzpęcherzowej

Aby określić wpływ średnicy rurki na zapisy ciśnienia, przetestowaliśmy różne rurki mikroprzepływowe; PE50 (średnica wewnętrzna 0,58 mm), poliuretan PU027 (średnica wewnętrzna 0,4 mm), PE25 (średnica wewnętrzna 0,46 mm) i PE10 (średnica wewnętrzna 0,28 mm). Dla każdej probówki rejestrowano ciśnienie przy pompie infuzyjnej pracującej z prędkością 1 ml/h, przy jednoczesnym szybkim przesuwaniu rurki w pionie od 0 do 30 cm. Początkowe eksperyment...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Rurka z polietylenu (PE) 10	Instech	BTPE-10	Pasuje do złączy/wtyczek 30G
Rurka z polietylenu (PE) 50	Instech	BTPE-50	Pasuje do złączy/wtyczek 22G
Jednokanałowy krętlik ze stali nierdzewnej 22 G	Instech	375/22
Sprężyna naciągowa ze stali wysokowęglowej (9/64" OD)	Grainger	1NAH1	Chroni rurki PE50 - Przycięte na długość
Złącze 22 G	Instech	SP22/12
Yutaoz Profesjonalny pistolet do klejenia klejem topliwym	Yutaoz		Użyj ustawienia niskiej temperatury (100 & deg; C) - Sprawdzi się każdy pistolet do klejenia na gorąco z regulowanym zakresem temperatur
Surebonder DT-2010 uniwersalny klej w sztyfcie	Surebonder		Każdy uniwersalny klej na gorąco będzie działał
Mikrokleszcze zakrzywione Dumont #5	World Precision Instruments	500232
Mikrokleszcze zakrzywione Dumont #7	World Precision Instruments	14188
Mini nożyczki preparacyjne - proste	World Precision Instruments	503240
Mikro kleszczyki do komarów (12,5 cm)	World Precision Instruments	500451
Nożyczki preparacyjne - proste	World Precision Instruments	14393
Castroviejo Uchwyt na igły	World Precision Instruments	503258
Izofluran, USP	Phoenix		2%, przepływ 1 l/min
Buprenorfina			0,05 mg/kg
0,9% Irygacja chlorkiem sodu, USP	Baxter
6-0 Ethilon żyłka, niewchłanialny szew	Ethicon		Krawat do pęcherza
moczowego 6-0 Vicryl fioletowy pleciony, wchłanialny szew	Ethicon		Szew mięśniowy, biegowy
6-0 Żyłka Prolene niebieska, szew niewchłanialny	Ethicon		Szew skórny, materac pionowy, zakopany przerwany
Pompa zaparzająca/wycofująca KD Legato 210	KD Scientific		1,5 mL/h
Jednorazowy przetwornik ciśnienia	Digitimer	NL108T2
Wzmacniacz ciśnienia	Digitimer	NL108A
Power1401-3 interfejs akwizycji danych	Digitimer
Spike2	Oprogramowanie do rejestracji ciśnienia	na komputerze Cambridge Electronic Design Limited
Chirurgiczny mikroskop operacyjny Leica MZ6 (3,2 - 20x)	Powiększenie Leica Microsystems