Artykuł metodologiczny

Protokół śledzenia wideo w celu przesiewania środków chemicznych odstraszających pszczoły miodne

6.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55603

⸱

12 czerwca 2017

 , 
1Entomology, Virginia Tech, 2Entomology, University of Nebraska-Lincoln

W tym artykule

Podsumowanie

Utrata kolonii pszczół miodnych stanowi wyzwanie dla służb zajmujących się zapylaniem upraw. Obecne praktyki ochrony owadów zapylających uzasadniają alternatywne podejście do minimalizacji kontaktu pszczół miodnych ze szkodliwymi pestycydami przy użyciu odstraszających środków chemicznych. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowe metody protokołu śledzenia wizualnego w celu odstraszania pszczół.

Streszczenie

Europejska pszczoła miodna, Apis mellifera L., jest ważnym ekonomicznie i rolniczo zapylaczem, który generuje miliardy dolarów rocznie. Liczba kolonii pszczół miodnych spada w Stanach Zjednoczonych i wielu krajach europejskich od 1947 roku. Na ten spadek składa się wiele czynników, w tym niezamierzone narażenie pszczół miodnych na pestycydy. Rozwój nowych metod i przepisów jest uzasadniony w celu zmniejszenia narażenia na pestycydy na te zapylacze. Jednym ze sposobów jest stosowanie odstraszających środków chemicznych, które odstraszają pszczoły miodne od upraw niedawno poddanych działaniu pestycydów. W tym miejscu opisujemy protokół pozwalający dostrzec odstraszanie pszczół miodnych narażonych na działanie wybranych środków odstraszających. Zbieraczki pszczół miodnych są zbierane i głodzone przez noc w inkubatorze na 15 godzin przed badaniem. Pojedyncze pszczoły miodne umieszcza się na szalkach Petriego, które mają kostkę cukru i agarozy (zabieg kontrolny) lub kostkę cukrowo-agarozowo-złożoną (obróbka odstraszająca) umieszczoną w środku naczynia. Szalka Petriego służy jako arena, która jest umieszczona pod kamerą w lightboxie do rejestrowania aktywności lokomotorycznej pszczół miodnych za pomocą oprogramowania do śledzenia wideo. W sumie analizowano 8 zabiegów kontrolnych i 8 odstraszających przez okres 10 minut, przy czym każdy zabieg został zduplikowany z nowymi pszczołami miodnymi. Tutaj pokazujemy, że pszczoły miodne są odstraszane od kostek cukru i agarozy za pomocą obróbki złożonej, podczas gdy pszczoły miodne są przyciągane do kostek cukrowo-agarozowych bez dodatku związku.

Wprowadzenie

Europejska pszczoła miodna, Apis melliferaL., jest ważnym z ekonomicznego i rolniczego punktu widzenia owadem, który świadczy usługi zapylania o wartości ponad 200 miliardów dolarów na całym świecie1. W Stanach Zjednoczonych i Europie liczba kolonii pszczół miodnych spada. Stany Zjednoczone straciły ok. W latach 1947-2008 60% zarządzanych kolonii pszczół miodnych, podczas gdy Europa straciła ok. 27% w latach 1961-20072,3. Istnieje wiele czynników, które mogą być odpowiedzialne za zwiększoną liczbę strat w koloniach, w tym między innymi inwazje pasożytów, infekcje patogenami, praktyki pszczelarskie i stosowanie pestycydów2-4.

Pszczoły miodne mogą być narażone na działanie pestycydów dwoma głównymi drogami. Narażenie na pestycydy poza ulem może wystąpić, gdy żerujące osobniki wchodzą w kontakt z uprawami, które zostały spryskane chemikaliami w celu ochrony przed szkodnikami. Narażenie na pestycydy w ulu może wystąpić, gdy pszczelarze używają chemikaliów do zwalczania szkodników i patogenów w ulu, takich jak roztocza, bakterie i mikrosporydia4. Pozostałości pestycydów zostały zidentyfikowane w próbkach wosku, pyłku i pszczół miodnych z 24 pasiek w Stanach Zjednoczonych i Kanadzie5,6. Skutki kontaktu pestycydów z pszczołami miodnymi obejmują ostrą toksyczność, a także skutki subletalne, takie jak paraliż, dezorientacja oraz zmiany w zachowaniu i zdrowiu1,7. Ponieważ nowoczesne rolnictwo wymaga stosowania pestycydów w celu utrzymania wysokich plonów, te chemikalia będą nadal polegać w przyszłości2. Aby lepiej chronić pszczoły miodne przed narażeniem na pestycydy, istnieje potrzeba opracowania nowych protokołów i przepisów5. Jednym z możliwych podejść do ochrony jest stosowanie repelentów w celu zmniejszenia narażenia pszczół miodnych na pestycydy podczas poszukiwania pożywienia.

Środki odstraszające owady (IR) były zazwyczaj używane jako środki ochrony przed ugryzieniami przed wektorami chorób stawonogów8. Najczęściej używanym i odnoszącym sukcesy IR, opracowanym ponad 60 lat temu, jest DEET8,9. Jest uważany za złoty standard w testach odstraszających owady i jest używany przez Światową Organizację Zdrowia i Agencję Ochrony Środowiska jako pozytywna kontrola dla nowych badań przesiewowych repelentów10. Ponadto stwierdzono, że DEET rozprasza pszczoły miodne przed zagrożeniem dla ich kolonii11. Obecne atrybuty związane z osobistymi IR obejmują: (1) trwały efekt przeciwko szerokiej liczbie stawonogów; (2) nie działa drażniąco na użytkownika po nałożeniu na skórę lub ubranie; (3) bezwonny lub przyjemny zapach; (4) brak wpływu na ubranie; (5) brak tłustego wyglądu po nałożeniu na skórę i wytrzymywanie potu, mycia i wycierania przez użytkownika; (6) brak wpływu na powszechnie stosowane tworzywa sztuczne; oraz (7) stabilny chemicznie i przystępny cenowo do powszechnego użytku12. Repelent stosowany dla pszczół miodnych wymagałby tylko kilku z tych cech, takich jak trwałe efekty, brak podrażnienia dla aplikatorów, bezwonny lub przyjemny zapach, stabilny chemicznie i niedrogi do powszechnego stosowania oraz nietoksyczny dla pszczół miodnych. Jednak przed dogłębnym zbadaniem tych atrybutów potrzebna jest metoda badania przesiewowego związków pod kątem odstraszania/odstraszania w sposób wysokoprzepustowy. W tym miejscu opisujemy protokół testu laboratoryjnego w celu zbadania związków w celu odstraszenia pszczół miodnych, co jest ważnym krokiem w określaniu odstraszania. Poniższy protokół jest zmodyfikowany w stosunku do poprzedniego badania opisującego metodę śledzenia wizualnego w celu oceny subletalnego wpływu pestycydów na pszczoły miodne13. Protokół ten różni się jednak tym, że ma na celu pomiar działania potencjalnych repelentów, które mogą odstraszać pszczoły miodne od upraw poddanych działaniu pestycydów. Nie ma zalecanych protokołów badań laboratoryjnych chemicznych środków odstraszających pszczoły miodne, a zatem protokół ten zapewnia proste podejście do badań przesiewowych takich związków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie kostek cukrowo-agarozowych

  1. Odważyć 8 g cukru i umieścić w kolbie Erlenmeyera o pojemności 50 mL.
  2. Napełnić kolbę Erlenmeyera 20 mL wody dejonizowanej. Rozpuścić cukier, delikatnie obracając kolbą.
  3. Odważyć 170 mg agarozy i dodać do roztworu cukru.
  4. Podgrzać roztwór cukru z agarozą w kuchence mikrofalowej na wysokiej mocy przez 25 s. Rozpuścić agarozę w roztworze cukru.
  5. Pozostawić kolbę i roztwór cukru z agarozą do ostygnięcia.
    UWAGA: Kolba powinna być chłodna w dotyku, ale nie należy dopuścić do zestalenia się roztworu.
    1. Aby przygotować kostkę z cukru i agarozy do grupy kontrolnej, przelać częściowo schłodzony roztwór cukru z agarozą do formy z łódki wagowej.
      UWAGA: Forma z łódki wagowej ma wymiary 1,5 x 1,5 x 0,3 cm3.
    2. Aby przygotować kostkę z cukru, agarozy i związku do grupy z repelentem, dodać pożądaną ilość związku do częściowo schłodzonego roztworu (np. 1% DEET w roztworze cukru z agarozą (v/v)). Obrócić kolbą, aby wymieszać związek, a następnie przelać roztwór do formy z łódki wagowej.
      UWAGA: Na tym etapie przygotowuje się osiem form kontrolnych i osiem form testowych. Formy kontrolne nie zawierają repelentu.
  6. Schłodzić kostki z cukru i agarozy w formach w lodówce przez 5-10 min. Wyjąć zestalone kostki z form z łódek wagowych i umieścić je w plastikowym pojemniku z wilgotnym ręcznikiem papierowym.
  7. Umieścić pojemniki w lodówce w celu przechowywania. Kostki z cukru i agarozy należy wykorzystać w ciągu 7 dni od przygotowania.

2. Programowanie oprogramowania do śledzenia wideo i konfiguracja eksperymentalna

  1. W sekcji Experiment Settings w pasku Experiment Explorer (w oprogramowaniu do śledzenia, patrz Tabela Materiałów), znajdującej się po lewej stronie ekranu, upewnij się, że wybrano właściwą kamerę, a nagranie wideo jest wycentrowane na arenach w szalkach Petriego.
    1. Jeśli nagranie wideo wymaga wycentrowania, przejdź do ustawień kamery, a następnie w sekcji sterowania AOI wybierz opcje center X i center Y.
  2. W sekcji Experiment Settings zmień liczbę aren na 16. W sekcji Tracked Features wybierz Center-point detection.
  3. Wybierz Arena Settings, aby skonfigurować arenę wymaganą do testu.
    1. Ustaw 16 szalek Petriego w układzie 4 x 4 na blacie świetlnym, umieszczonym pod kamerą (Rycina 1).
      UWAGA: Szalki te służą do utworzenia areny rejestracyjnej i są puste.

Układ spektroskopowy z szalkami Petriego do analizy fluorescencji w kontrolowanym środowisku świetlnym.
Rysunek 1: Rozmieszczenie szalek Petriego na stole świetlnym. Szalki Petriego są rozmieszczone w bloku 4 x 4 na górnej powierzchni stołu świetlnego. Taki układ umożliwia łatwą identyfikację grup kontrolnych i traktowanych repelentem w protokole śledzenia wizualnego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. W ustawieniach areny (Arena Settings) użyj przycisku przechwytywania tła (grab background), znajdującego się na prawym panelu narzędzi, aby zrobić zdjęcie 16 szalek Petriego. Będzie ono służyć jako szablon do konfiguracji areny.
  2. Wybierz opcję „Create ellipse” z paska narzędzi u góry ekranu ustawień areny i utwórz okrąg odpowiadający średnicy jednej z szalek Petriego na przechwyconym obrazie. Umieść znacznik Arena 1 wewnątrz okręgu (Rysunek 2).

Schemat ustawień areny dla badania behawioralnego z wykorzystaniem interfejsu oprogramowania do śledzenia w płytkach wielodołkowych.
Rysunek 2: Zrzut ekranu ustawień areny w oprogramowaniu Visual Tracking Software. Obserwacja ukośnych pasów wewnątrz koła potwierdza obszar detekcji w kole. Dla każdego kwadratu zapewniono marker Strefy 1, który definiuje strefę docelową dla każdej szalki Petriego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

  1. W panelu narzędzi po prawej stronie wybierz „Zone Group 1” znajdującą się pod Arena 1. Z paska narzędzi na górze ekranu wybierz „Create Rectangle”. Za pomocą tego narzędzia utwórz kwadrat o wymiarach 30 x 30 pikseli, a następnie umieść go w centrum koła utworzonego w poprzednim kroku. Z górnego paska narzędzi wybierz „Add Zone”, a następnie kliknij w środku kwadratu. Przesuń znacznik Zone 1 tak, aby znajdował się wewnątrz kwadratu.
    UWAGA: Utworzony kwadrat stanowi strefę karmienia; nie jest wymagane, aby strefa karmienia miała dokładnie wskazany rozmiar, o ile jest ona nieco większa niż kostka z agarozy z cukrem.

Schemat konfiguracji analizy behawioralnej ze strefami śledzenia, wieloma arenami i systemem akwizycji danych.
Rysunek 3: Zrzut ekranu ukończonych ustawień areny. Ukończone ustawienia areny powinny wyglądać jak na tym przykładzie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. W panelu narzędzi po prawej stronie wybierz „Arena 1”, a następnie kliknij opcję powielenia całej areny (duplicate complete arena). Z menu rozwijanego wybierz „All Other Arenas”, a następnie kliknij OK. Przenieś powielone ustawienia aren do pozostałych szalek Petri widocznych na przechwyconym obrazie (Rysunek 3).
    1. Wybierz „Arena 1”, a następnie wybierz „Calibrate Scale” na górnym pasku narzędzi. Narysuj linię kalibracyjną wzdłuż średnicy szalki Petri w Arenie 1. Zmień pomiar średnicy na 9 cm (średnica używanych szalek Petri). W panelu narzędzi po prawej stronie wybierz „Validate Arena Settings”.
  2. Na pasku kontrolnym po lewej stronie wybierz „Detection Settings”.
  3. Wybierz „Detection Settings 1”, a następnie z menu rozwijanego w panelu narzędzi po prawej stronie wybierz „Grey Scaling”. W sekcji detekcji ustaw zakres od 0 do 83 (Rysunek 4A).
  4. Kliknij prawym przyciskiem myszy „Detection Settings” i utwórz nowe ustawienie o nazwie „Detection Settings 2”. Upewnij się, że opcja „Grey Scaling” jest nadal zaznaczona, ale nie zmieniaj pozostałych parametrów.
    UWAGA: W oknie wideo nad arenami pojawią się duże żółte okręgi. Pomogą one w odpowiednim rozmieszczeniu szalek Petri przed rozpoczęciem nagrywania (Rysunek 4B).

Analiza płytki chromatograficznej, konfiguracja metody, schemat przedstawia detekcję plam, oprogramowanie do przetwarzania danych.
Rysunek 4: Zrzut ekranu ustawień detekcji 1 i 2. (A) Przedstawia wygląd areny po korekcie skali szarości dla pszczoły miodnej w szalce Petriego. (B) Przedstawia obszar detekcji areny, co umożliwia ustawienie szalek Petriego pomiędzy próbami. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. W Experimental Explorer wybierz „Trial List”, a następnie w górnym pasku narzędzi kliknij „Add Variable”. Nazwij zdefiniowaną przez użytkownika zmienną jako „Treatment”. Z rozwijanego menu „Predefined Values” w kolumnie Treatment dodaj wartości C (control) oraz T (treatment) jako Predefined Values. Kliknij przycisk „Add Trials” znajdujący się na górnym pasku narzędzi. Dodaj dwie próby, a następnie dla każdej areny wybierz, czy jest to arena kontrolna (C), czy arena badawcza (T) (Rysunek 5).

Interfejs listy prób doświadczalnych; ustawienia akwizycji danych, konfiguracja obiektu i areny, planowanie eksperymentu.
Rysunek 5: Zrzut ekranu listy prób. Poprawne oznakowanie aren jest tutaj istotne, ponieważ program wykorzystuje te informacje do rozdzielenia danych w celu ich analizy statystycznej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Wybierz „Data Profile” w panelu Experiment Explorer. W lewej kolumnie wybierz „Treatment” znajdujące się pod nagłówkiem „User-defined Independent Variables”. Spowoduje to dodanie pola „Filter” w obszarze ze schematem blokowym. W wyskakującym oknie wybierz „C”, a następnie umieść nowo utworzony filtr pomiędzy polem „Start” a polem „Result 1”. Strzałki schematu powinny dostosować się tak, aby wskazywały drogę z pola startowego do filtra, a na końcu do pola result 1.
    1. Powtórz krok 2.12, jednak tym razem wybierz „T” dla filtra, a następnie wybierz „Result” w sekcji „Common Elements”. Przenieś nowo utworzone pola do obszaru schematu blokowego i połącz je strzałkami (Ryc. 6).

Schemat analizy danych behawioralnych; wybór i redukcja ścieżek; śledzenie wyników eksperymentalnych.
Rycina 6: Zrzut ekranu profilu danych. Przedstawia on sposób konfiguracji schematu blokowego w celu uzyskania odpowiedniego rozdzielenia w analizie statystycznej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Zapisz plik.

3. Pobieranie osobników pszczoły miodnej

  1. Założyć odzież ochronną i wybrać ul, z którego zostaną pobrane pszczoły miodne (głównie zbieraczki).
  2. Zdjąć pokrywę zewnętrzną i wewnętrzną ula. Za pomocą dłuta pasiecznego wybrać z górnego korpusu ramkę, która nie zawiera czerwia. Ostrożnie wyciągnąć ramkę z korpusu ula.
  3. Sprawdzić, czy na ramce znajduje się matka pszczela. Jeśli jej nie ma, zmieść pszczoły robotnice z ramki do pojemnika transportowego. Zebrać wystarczającą liczbę osobników, aby móc przeprowadzić dwie pełne próby dla każdego testowanego związku (w każdej próbie, w tym z grupą kontrolną, wykorzystuje się 16 osobników).
    UWAGA: Zebrane osobniki powinny być głównie zbieraczkami; w zbiorze mogą jednak znaleźć się inne starsze osobniki, np. pszczoły pielęgniarki.
  4. Zanotować godzinę pobrania pszczół. Przenieść je do plastikowego pudełka o wymiarach 9 cm x 7 cm x 9 cm z otworami wentylacyjnymi i umieścić w inkubatorze w temperaturze 32 °C i wilgotności względnej 70%.
  5. Głodzić pszczoły przez 15 h.
    UWAGA: Metoda ta zazwyczaj sprawdza się najlepiej, gdy pszczoły są zbierane wieczorem w dniu poprzedzającym testy.

4. Przeprowadzenie testu śledzenia wzrokowego

  1. Uruchom program do śledzenia wizualnego i otwórz zapisany plik eksperymentalny stworzony dla tego testu.
  2. Wybierz „Detection Settings 2”.
  3. Umieść kontrolne kostki z agarozy cukrowej w centrach 8 z 16 szalek Petriego. Powtórz ten proces, umieszczając kostki z agarozy cukrowej z dodatkiem związku (środka odstraszającego) w pozostałych 8 szalkach.
  4. Za pomocą pęsety wyjmij jedną pszczołę miodną z plastikowego pudełka i umieść ją w jednej z kontrolnych szalek Petriego.
  5. Powtórz krok 4.4 dla pozostałych 15 szalek Petriego.
  6. Umieść wszystkie szalki na stole świetlnym i ustaw je tak, aby obszary detekcji areny (widoczne na ekranie komputera po wybraniu ustawienia detekcji 2) pasowały do każdej z aren w szalkach Petriego. Oświetl stół świetlny od dołu za pomocą matrycy diod LED ustawionych na widmo czerwone. Osłoń cały stół i kamerę czarną plastikową płachtą, aby wyeliminować światło zewnętrzne i zredukować cienie wewnątrz aren.
  7. Po ustawieniu szalek Petriego upewnij się, że wybrano ustawienie „Detection Settings 1”.
    UWAGA: Na tym etapie oprogramowanie do śledzenia wizualnego powinno wykrywać wyłącznie pszczoły miodne wewnątrz aren w szalkach Petriego.
  8. Wybierz „Acquisition” w Experiment Explorer. Naciśnij zielony przycisk „Start Trial” znajdujący się w wyskakującym oknie Acquisition Control po prawej stronie, aby rozpocząć rejestrację.
  9. Przeprowadź test przez 10 min, a następnie kliknij czerwony przycisk „Stop Trial” w wyskakującym oknie Acquisition Control, aby zatrzymać rejestrację.
  10. Wyjmij osobniki z szalek Petriego i umieść je w oddzielnym pojemniku, aby nie zostały poddane testowi dwukrotnie.
  11. Powtórz kroki 4.4-4.10 dla drugiej próby z tym samym związkiem.
    UWAGA: Metodę tę można zmodyfikować, aby zwiększyć liczbę pszczół miodnych na każdą grupę badawczą, zależnie od potrzeb użytkownika.
  12. Wybierz Statistics w Experiment Explorer, a następnie kliknij calculate.
  13. Wyeksportuj dane do oprogramowania do zarządzania danymi, a następnie przeanalizuj je pod kątem istotności statystycznej, stosując jednoczynnikową analizę wariancji z testem post-hoc Tukeya oraz nieparzysty test t przy użyciu preferowanego programu statystycznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opracowano protokół śledzenia wizualnego w celu zarejestrowania czasu, jaki pszczoły miodne spędziły w strefie docelowej z kostką z cukru i agarozy (grupa kontrolna) lub kostką z cukru, agarozy i związku chemicznego (grupa z repelentem). Zarejestrowany czas przeanalizowano przy użyciu programu statystycznego, a średni czas spędzony ± błąd standardowy w strefie docelowej przedstawiono na wykresie słupkowym. DEET, będący złotym standardem w testach repelentów i środków odstraszających owady...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ten protokół śledzenia wizualnego zapewnia proste podejście do filtrowania chemicznych środków odstraszających pszczoły miodne w stosunkowo szybki i łatwy sposób. Nie ma zalecanych protokołów badań laboratoryjnych chemicznych środków odstraszających pszczoły miodne. Poprzednie badania pół- i pełnopolowe dotyczyły środków odstraszających pszczoły miodne14,15; Jednak opisane protokoły są czasochłonne, pracochłonne i wymagają dodatkowych zasobów obiektowych poza ogó...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować Dr. Thomasowi Kuharowi za korzystanie z oprogramowania i sprzętu do śledzenia wizualnego. Dziękujemy Jamesowi Wilsonowi i Scottowi O'Nealowi za ich pomoc techniczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
50 ml kolby ErlenmeyeraKimax26500-50używana do robienia kostek cukru/agarozy
CukierKrogerwystarczy każdy podobny produkt Woda
dejonizowananabyta we własnym zakresie
AgarozaApex20-102używana do robienia kostek cukru/agarozy
Forma do kostek agarozy (Weigh Boat)wystarczy dowolna pleśń, która zapewni badaczowi kostkę cukru/agarozy o wymiarach 1,5 cm x 1,5 cm x 0,3 cm
EthoVision XTNoldusOprogramowanie do śledzenia wizualnego
Diody LED 633 nmCyronHTP904EŚwiatła te zostały umieszczone w skonstruowanym kasecie świetlnym, aby oświetlić areny od dołu. Pudełko było prostą drewnianą konstrukcją z matową osłoną z tworzywa sztucznego/pleksi, która pozwalała światłu rozpraszać się w górę bez oślepiania.
Laptop lub komputerstacjonarny DellInspiron One 2305niezbędny do oprogramowania do śledzenia wideo. Wystarczy dowolne urządzenie komputerowe zdolne do uruchomienia oprogramowania do śledzenia wizualnego
Bee Keeping, odzież ochronnaDadant & Sons IncV0126wystarczy dowolny kaptur ochronny i kurtka narzędzie
HiveDadant & Sons IncM00757służy do otwierania ula pszczół miodnych
Pojemnik dla pszczółwystarczy dowolny pojemnik odpowiedni do trzymania i przechowywania pszczół miodnych
Kleszcze do wagi piórkowej wąska końcówkaBioquip4748służy do selekcji pojedynczych pszczół miodnych
9 cm (średnica) szalka PetriegoFisher Scientific S01778arena używana do przechowywania pojedynczych pszczół miodnych podczas śledzenia wideo
Urządzenie rejestrujące (kamera)BasleracA-1300-60gmwystarczy każde urządzenie, które może wyraźnie nagrać temat i przesłać plik do komputera
GraphPad PrismGraphpadwystarczy dowolny pakiet oprogramowania statystycznego
: miodnych

Bibliografia

  1. Gallai, N., Salles, J. M., Settele, J., Vaissière, B. E. Economic valuation of the vulnerability of world agriculture confronted with pollinator decline. Ecol Econ. 68 (3), 810-821 (2009).
  2. van Engelsdorp, D., Meixner, M. D. A historical review of managed honey bee populations in Europe and the United States and the factors that may affect them. J Invertebr Pathol. 103, Suppl 1. S80-S95 (2010).
  3. Aizen, M. A., Harder, L. D. The Global Stock of Domesticated Honey Bees Is Growing Slower Than Agricultural Demand for Pollination. Current Biol. 19 (11), 915-918 (2009).
  4. Smith, K. M., Loh, E. H., Rostal, M. K., Zambrana-torrelio, C. M., Mendiola, L., Daszak, P. Pathogens, Pests, and Economics Drivers of Honey Bee Colony Declines and Losses. Ecohealth. 10, 434-445 (2014).
  5. Mullin, C. A., Frazier, M., et al. High Levels of Miticides and Agrochemicals in North American Apiaries: Implications for Honey Bee Health. PLoS ONE. 5 (3), (2010).
  6. Li, Y., Kelley, R. A., Anderson, T. D., Lydy, M. J. Development and comparison of two multi-residue methods for the analysis of select pesticides in honey bees, pollen, and wax by gas chromatography - quadrupole mass spectrometry. Talanta. 140, 81-87 (2015).
  7. Kakumanu, M. L., Reeves, A. M., Anderson, T. D., Rodrigues, R. R., Williams, M. A., Williams, M. A. Honey Bee Gut Microbiome Is Altered by In-Hive Pesticide Exposures. Front Microbiol. 7, 1-11 (2016).
  8. Katz, T. M., Miller, J. H., Hebert, A. A. Insect repellents: Historical perspectives and new developments. J Am Acad Dermatol. 58 (5), 865-871 (2008).
  9. Dickens, J. C., Bohbot, J. D. Mini review: Mode of action of mosquito repellents. Pestic Biochem Phys. 106 (3), 149-155 (2013).
  10. Lawrence, K. L., Achee, N. L., Bernier, U. R., Mundal, K. D., Benante, J. P. Field Evaluations of Topical Arthropod Repellents in North, Central, and South America. J Med Entomol. 51 (5), 980-988 (2014).
  11. Collins, A. M., Rubink, W. L., Cuadriello Aguilar,, I, J., Hellmich Ii,, L, R. Use of insect repellents for dispersing defending honey bees (Hymenoptera Apidae). J Econ Entomol. 89 (3), 608-613 (1996).
  12. Brown, M., Hebert, A. A. Insect repellents: An overview. J Am Acad Dermatol. 36 (2), 243-249 (1997).
  13. Teeters, B. S., Johnson, R. M., Ellis, M. D., Siegfried, B. D. Using video-tracking to assess sublethal effects of pesticides on honey bees (Apis mellifera L.). Environ Toxicol Chem. 31 (6), 1349-1354 (2012).
  14. Vallet, A., Cassier, P., Lensky, Y. Ontogeny of the fine structure of the honeybee (Apis mellifera L.) workers and the pheromonal activity of 2-heptanone. J Insect Physiol. 37 (11), 789-804 (1991).
  15. Free, J. B., Ja Pickett,, Ferguson, aW., Simpkins, J. R., Smith, M. C. Repelling foraging honeybees with alarm pheromones. J Agr Sci. 105 (2), 255(1985).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Zachowanie pszczo y miodnejchemiczne rodki odstraszaj cechemia repelent wzachowanie erowaniatest z u yciem szalki Petriegokostka z agarozy cukrowejaktywno lokomotorycznaprzesiewy behawioralnemetody entomologiczne

Powiązane artykuły