Utrata kolonii pszczół miodnych stanowi wyzwanie dla służb zajmujących się zapylaniem upraw. Obecne praktyki ochrony owadów zapylających uzasadniają alternatywne podejście do minimalizacji kontaktu pszczół miodnych ze szkodliwymi pestycydami przy użyciu odstraszających środków chemicznych. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowe metody protokołu śledzenia wizualnego w celu odstraszania pszczół.
Artykuł metodologiczny
Protokół śledzenia wideo w celu przesiewania środków chemicznych odstraszających pszczoły miodne
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Europejska pszczoła miodna, Apis mellifera L., jest ważnym ekonomicznie i rolniczo zapylaczem, który generuje miliardy dolarów rocznie. Liczba kolonii pszczół miodnych spada w Stanach Zjednoczonych i wielu krajach europejskich od 1947 roku. Na ten spadek składa się wiele czynników, w tym niezamierzone narażenie pszczół miodnych na pestycydy. Rozwój nowych metod i przepisów jest uzasadniony w celu zmniejszenia narażenia na pestycydy na te zapylacze. Jednym ze sposobów jest stosowanie odstraszających środków chemicznych, które odstraszają pszczoły miodne od upraw niedawno poddanych działaniu pestycydów. W tym miejscu opisujemy protokół pozwalający dostrzec odstraszanie pszczół miodnych narażonych na działanie wybranych środków odstraszających. Zbieraczki pszczół miodnych są zbierane i głodzone przez noc w inkubatorze na 15 godzin przed badaniem. Pojedyncze pszczoły miodne umieszcza się na szalkach Petriego, które mają kostkę cukru i agarozy (zabieg kontrolny) lub kostkę cukrowo-agarozowo-złożoną (obróbka odstraszająca) umieszczoną w środku naczynia. Szalka Petriego służy jako arena, która jest umieszczona pod kamerą w lightboxie do rejestrowania aktywności lokomotorycznej pszczół miodnych za pomocą oprogramowania do śledzenia wideo. W sumie analizowano 8 zabiegów kontrolnych i 8 odstraszających przez okres 10 minut, przy czym każdy zabieg został zduplikowany z nowymi pszczołami miodnymi. Tutaj pokazujemy, że pszczoły miodne są odstraszane od kostek cukru i agarozy za pomocą obróbki złożonej, podczas gdy pszczoły miodne są przyciągane do kostek cukrowo-agarozowych bez dodatku związku.
Wprowadzenie
Europejska pszczoła miodna, Apis melliferaL., jest ważnym z ekonomicznego i rolniczego punktu widzenia owadem, który świadczy usługi zapylania o wartości ponad 200 miliardów dolarów na całym świecie1. W Stanach Zjednoczonych i Europie liczba kolonii pszczół miodnych spada. Stany Zjednoczone straciły ok. W latach 1947-2008 60% zarządzanych kolonii pszczół miodnych, podczas gdy Europa straciła ok. 27% w latach 1961-20072,3. Istnieje wiele czynników, które mogą być odpowiedzialne za zwiększoną liczbę strat w koloniach, w tym między innymi inwazje pasożytów, infekcje patogenami, praktyki pszczelarskie i stosowanie pestycydów2-4.
Pszczoły miodne mogą być narażone na działanie pestycydów dwoma głównymi drogami. Narażenie na pestycydy poza ulem może wystąpić, gdy żerujące osobniki wchodzą w kontakt z uprawami, które zostały spryskane chemikaliami w celu ochrony przed szkodnikami. Narażenie na pestycydy w ulu może wystąpić, gdy pszczelarze używają chemikaliów do zwalczania szkodników i patogenów w ulu, takich jak roztocza, bakterie i mikrosporydia4. Pozostałości pestycydów zostały zidentyfikowane w próbkach wosku, pyłku i pszczół miodnych z 24 pasiek w Stanach Zjednoczonych i Kanadzie5,6. Skutki kontaktu pestycydów z pszczołami miodnymi obejmują ostrą toksyczność, a także skutki subletalne, takie jak paraliż, dezorientacja oraz zmiany w zachowaniu i zdrowiu1,7. Ponieważ nowoczesne rolnictwo wymaga stosowania pestycydów w celu utrzymania wysokich plonów, te chemikalia będą nadal polegać w przyszłości2. Aby lepiej chronić pszczoły miodne przed narażeniem na pestycydy, istnieje potrzeba opracowania nowych protokołów i przepisów5. Jednym z możliwych podejść do ochrony jest stosowanie repelentów w celu zmniejszenia narażenia pszczół miodnych na pestycydy podczas poszukiwania pożywienia.
Środki odstraszające owady (IR) były zazwyczaj używane jako środki ochrony przed ugryzieniami przed wektorami chorób stawonogów8. Najczęściej używanym i odnoszącym sukcesy IR, opracowanym ponad 60 lat temu, jest DEET8,9. Jest uważany za złoty standard w testach odstraszających owady i jest używany przez Światową Organizację Zdrowia i Agencję Ochrony Środowiska jako pozytywna kontrola dla nowych badań przesiewowych repelentów10. Ponadto stwierdzono, że DEET rozprasza pszczoły miodne przed zagrożeniem dla ich kolonii11. Obecne atrybuty związane z osobistymi IR obejmują: (1) trwały efekt przeciwko szerokiej liczbie stawonogów; (2) nie działa drażniąco na użytkownika po nałożeniu na skórę lub ubranie; (3) bezwonny lub przyjemny zapach; (4) brak wpływu na ubranie; (5) brak tłustego wyglądu po nałożeniu na skórę i wytrzymywanie potu, mycia i wycierania przez użytkownika; (6) brak wpływu na powszechnie stosowane tworzywa sztuczne; oraz (7) stabilny chemicznie i przystępny cenowo do powszechnego użytku12. Repelent stosowany dla pszczół miodnych wymagałby tylko kilku z tych cech, takich jak trwałe efekty, brak podrażnienia dla aplikatorów, bezwonny lub przyjemny zapach, stabilny chemicznie i niedrogi do powszechnego stosowania oraz nietoksyczny dla pszczół miodnych. Jednak przed dogłębnym zbadaniem tych atrybutów potrzebna jest metoda badania przesiewowego związków pod kątem odstraszania/odstraszania w sposób wysokoprzepustowy. W tym miejscu opisujemy protokół testu laboratoryjnego w celu zbadania związków w celu odstraszenia pszczół miodnych, co jest ważnym krokiem w określaniu odstraszania. Poniższy protokół jest zmodyfikowany w stosunku do poprzedniego badania opisującego metodę śledzenia wizualnego w celu oceny subletalnego wpływu pestycydów na pszczoły miodne13. Protokół ten różni się jednak tym, że ma na celu pomiar działania potencjalnych repelentów, które mogą odstraszać pszczoły miodne od upraw poddanych działaniu pestycydów. Nie ma zalecanych protokołów badań laboratoryjnych chemicznych środków odstraszających pszczoły miodne, a zatem protokół ten zapewnia proste podejście do badań przesiewowych takich związków.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Przygotowanie kostek z cukru i agarozy
- Odważ 8 g cukru i umieść go w kolbie Erlenmeyera o pojemności 50 mL.
- Napełnij kolbę Erlenmeyera 20 mL wody dejonizowanej. Rozpuść cukier, delikatnie obracając kolbą.
- Odważ 170 mg agarozy i dodaj ją do roztworu cukru.
- Podgrzewaj roztwór cukru z agarozą w mikrofalówce na wysokiej mocy przez 25 s. Rozpuść agarozę w roztworze cukru.
- Pozostaw kolbę i roztwór cukru z agarozą do wystygnięcia.
UWAGA: Kolba powinna być chłodna w dotyku, ale nie dopuść do zestalenia się roztworu.- Aby przygotować kostkę z cukru i agarozy do próby kontrolnej, wlej częściowo wystudzony roztwór do formy z łódki wagowej.
UWAGA: Forma z łódki wagowej ma wymiary 1,5 x 1,5 x 0,3 cm3. - Aby przygotować kostkę z cukru, agarozy i związku do próby z repelentem, dodaj pożądaną ilość związku do częściowo wystudzonego roztworu (np. 1% DEET w roztworze cukru z agarozą (v/v)). Obróć kolbą, aby wymieszać związek, a następnie wlej roztwór do formy z łódki wagowej.
UWAGA: Na tym etapie należy przygotować osiem form kontrolnych i osiem form testowych. Formy kontrolne nie zawierają repelentu.
- Aby przygotować kostkę z cukru i agarozy do próby kontrolnej, wlej częściowo wystudzony roztwór do formy z łódki wagowej.
- Chłodź kostki z cukru i agarozy w formach w lodówce przez 5-10 min. Wyjmij zestalone kostki z form z łódek wagowych i umieść je w plastikowym pojemniku z nawilżonym ręcznikiem papierowym.
- Wstaw pojemniki do lodówki w celu przechowywania. Kostki z cukru i agarozy należy wykorzystać w ciągu 7 dni od przygotowania.
2. Programowanie oprogramowania do śledzenia wideo i konfiguracja eksperymentalna
- W sekcji Ustawienia eksperymentu (Experiment Settings) w pasku Eksploratora eksperymentów (w oprogramowaniu do śledzenia, patrz Tabela materiałów), znajdującym się po lewej stronie ekranu, upewnij się, że wybrano właściwą kamerę oraz że nagranie wideo jest wycentrowane na obszarach w płytkach Petriego.
- Jeśli nagranie wideo wymaga wycentrowania, przejdź do ustawień kamery i w sekcji sterowania AOI wybierz opcje Center X oraz Center Y.
- W sekcji Ustawienia eksperymentu zmień liczbę obszarów (arenas) na 16. W sekcji Śledzone cechy (Tracked Features) wybierz Detekcję punktu centralnego (Center-point detection).
- Wybierz Ustawienia obszaru (Arena Settings), aby skonfigurować obszar wymagany do analizy.
- Umieść 16 płytek Petriego w układzie 4 x 4 na pulpicie świetlnym, ustawionym pod kamerą (Rycina 1).
UWAGA: Płytki te służą do stworzenia obszaru nagrywania i powinny być puste.
- Umieść 16 płytek Petriego w układzie 4 x 4 na pulpicie świetlnym, ustawionym pod kamerą (Rycina 1).
Rycina 1: Rozmieszczenie szalek Petri na stole świetlnym. Szalki Petri są ułożone w bloku 4 x 4 na powierzchni stołu świetlnego. Taki układ umożliwia łatwą identyfikację grupy kontrolnej oraz traktowanych repelentem w protokole śledzenia wizualnego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
- W Ustawieniach Areny (Arena Settings) użyj przycisku przechwytywania tła (grab background), znajdującego się w panelu narzędzi po prawej stronie, aby zrobić zdjęcie 16 płytek Petriego. Służyć ono będzie jako szablon do konfiguracji areny.
- Wybierz opcję „Utwórz elipsę” (Create ellipse) z paska narzędzi u góry ekranu Ustawień Areny i utwórz okrąg odpowiadający średnicy jednej z płytek Petriego na przechwyconym obrazie. Umieść znacznik Areny 1 (Arena 1 marker) wewnątrz okręgu (Ryc. 2).
Rysunek 2: Zrzut ekranu ustawień obszaru (Arena Settings) oprogramowania do śledzenia wizualnego (Visual Tracking Software). Obserwacja ukośnych pasów wewnątrz koła potwierdza obszar detekcji w obrębie koła. Dla każdego kwadratu przypisany jest znacznik Strefy 1 (Zone 1), który definiuje strefę docelową dla każdej szalki Petriego. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.
- Wybierz „Zone Group 1” znajdującą się pod Arena 1 w panelu narzędzi po prawej stronie. Wybierz „Create Rectangle” z paska narzędzi u góry ekranu. Utwórz za pomocą tej funkcji kwadrat o wymiarach 30 x 30 pikseli, a następnie umieść go w centrum okręgu utworzonego w poprzednim kroku. Wybierz „Add Zone” z górnego paska narzędzi, a następnie kliknij w środku kwadratu. Przesuń znacznik Zone 1 tak, aby znajdował się wewnątrz kwadratu.
UWAGA: Utworzony kwadrat stanowi strefę karmienia; nie jest wymagane, aby strefa karmienia miała dokładnie taki rozmiar, jak podano, o ile jest nieco większa od kostki cukrowo-agarozowej.
Rycina 3: Zrzut ekranu wypełnionych ustawień areny. Wypełnione ustawienia areny powinny wyglądać jak na tym przykładzie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
- Wybierz "Arena 1" w panelu narzędzi po prawej stronie, a następnie kliknij opcję duplikowania całej areny (duplicate complete arena). Z menu rozwijanego wybierz "All Other Arenas", a następnie kliknij ok. Przesuń zduplikowane ustawienia aren do pozostałych szalek Petri na przechwyconym obrazie (Rysunek 3).
- Wybierz "Arena 1", a następnie wybierz "Calibrate Scale" na górnym pasku narzędzi. Narysuj linię kalibracyjną w poprzek średnicy szalki Petri w Arena 1. Zmień pomiar średnicy na 9 cm (średnica używanych szalek Petri). Wybierz "Validate Arena Settings" w panelu narzędzi po prawej stronie.
- Wybierz "Detection Settings" na pasku sterowania po lewej stronie.
- Wybierz "Detection Settings 1", a następnie wybierz "Grey Scaling" w menu rozwijanym znajdującym się w skrzynce narzędzi po prawej stronie. W sekcji detekcji ustaw zakres od 0 do 83 (Rysunek 4A).
- Kliknij prawym przyciskiem myszy "Detection Settings" i utwórz nowe ustawienie o nazwie "Detection Settings 2". Upewnij się, że nadal wybrana jest opcja "Grey Scaling", ale nie zmieniaj pozostałych parametrów.
UWAGA: W oknie wideo nad arenami pojawią się duże żółte okręgi. Pomogą one w rozmieszczeniu szalek Petri w odpowiednich pozycjach przed rozpoczęciem nagrywania (Rysunek 4B).
Rysunek 4: Zrzut ekranu ustawień detekcji 1 i 2. (A) Przedstawia wygląd areny po korekcie skali szarości dla pszczoły miodnej w szalce Petri. (B) Przedstawia obszar detekcji areny, co umożliwia pozycjonowanie szalek Petri pomiędzy próbami. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
- W Eksploratorze Eksperymentów (Experimental Explorer) wybierz "Trial List" i kliknij "Add Variable" na górnym pasku narzędzi. Nazwij zdefiniowaną przez użytkownika zmienną jako "Treatment". W kolumnie Treatment wybierz listę rozwijaną "Predefined Values" i dodaj C (kontrola) oraz T (badanie) jako wartości predefiniowane. Kliknij przycisk "Add Trials" znajdujący się na górnym pasku narzędzi. Dodaj dwie próby, a następnie dla każdej areny zaznacz, czy jest to arena kontrolna (C), czy arena badawcza (T) (Rycina 5).
Rysunek 5: Zrzut ekranu z listy prób (Trial List). Prawidłowe oznaczenie aren jest tutaj kluczowe, ponieważ program wykorzystuje te informacje do rozdzielenia danych w celu ich analizy statystycznej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
- Wybierz opcję „Data Profile” w panelu Experiment Explorer. W lewej kolumnie wybierz „Treatment” znajdujące się pod nagłówkiem „User-defined Independent Variables”. Spowoduje to dodanie pola „Filter” do obszaru ze schematem blokowym. Wybierz wartość „C” w wyskakującym okienku, a następnie umieść nowo utworzony filtr pomiędzy polem „Start” a polem „Result 1”. Strzałki schematu powinny ustawić się tak, aby prowadziły od pola startowego do filtra, a następnie do pola Result 1.
- Powtórz krok 2.12, jednak tym razem dla filtra wybierz „T”, a następnie wybierz „Result” w sekcji „Common Elements”. Przenieś nowo utworzone pola do obszaru schematu blokowego i połącz je strzałkami (Rycina 6).
Rysunek 6: Zrzut ekranu profilu danych. Przedstawia on sposób konfiguracji schematu blokowego w celu uzyskania odpowiedniego podziału w analizie statystycznej. Aby wyświetlić większą wersję tego rysunku, kliknij tutaj.
- Zapisz plik.
3. Pobieranie osobników pszczoły miodnej
- Założyć odzież ochronną i wybrać ul, z którego pobrane zostaną pszczoły miodne (głównie zbieraczki).
- Zdjąć pokrywę zewnętrzną i wewnętrzną ula. Za pomocą dłuta pszczelarskiego wybrać ramkę z górnego korpusu ula, która nie zawiera czerwiu. Delikatnie wyciągnąć ramkę ze skrzynki ula.
- Sprawdzić, czy na ramce znajduje się matka pszczela. Jeśli jej nie ma, zgasić pszczoły robotnice z ramki do pojemnika transportowego. Zebrać odpowiednią liczbę osobników, aby móc przeprowadzić dwie pełne próby dla każdego testowanego związku (na jedną próbę z kontrolami wykorzystuje się 16 osobników).
UWAGA: Zebrane osobniki powinny być przede wszystkim zbieraczkami, jednak w zbiorze mogą znaleźć się inne starsze osobniki, np. pszczoły pielęgnacyjne. - Zanotować godzinę pobrania pszczół miodnych. Przenieść je do plastikowego pudełka o wymiarach 9 cm x 7 cm x 9 cm z otworami wentylacyjnymi i umieścić w inkubatorze w temperaturze 32 °C i wilgotności względnej 70%.
- Poddać pszczoły miodne głodzeniu przez 15 h.
UWAGA: Zazwyczaj najlepsze efekty uzyskuje się, gdy pszczoły są zbierane wieczorem w dniu poprzedzającym testy.
4. Wykonanie testu śledzenia wzrokowego
- Uruchom program do śledzenia wizualnego i otwórz zapisany plik eksperymentalny utworzony dla tego testu.
- Wybierz „Detection Settings 2”.
- Umieść kontrolne kostki z agarozy z cukrem w centrach 8 z 16 szalek Petriego. Powtórz ten proces z kostkami z agarozy z cukrem i związkiem (detergentem) w pozostałych 8 szalkach.
- Używając pęsety, wyjmij jedną pszczołę miodną z plastikowego pudełka i umieść ją w jednej z kontrolnych szalek Petriego.
- Powtórz krok 4.4 dla pozostałych 15 szalek Petriego.
- Umieść wszystkie szalki na stole świetlnym i ustaw je tak, aby obszary detekcji areny (widoczne na ekranie komputera po wybraniu ustawienia Detection Settings 2) pokrywały się z każdą z aren w szalkach Petriego. Oświetl stół świetlny od dołu za pomocą macierzy diod LED ustawionych na widmo czerwone. Otocz całe pudełko i kamerę czarną plastikową płachtą, aby wyeliminować światło zewnętrzne i zredukować cienie wewnątrz aren.
- Po ustawieniu szalek Petriego upewnij się, że wybrane jest ustawienie „Detection Settings 1”.
UWAGA: W tym momencie oprogramowanie do śledzenia wizualnego powinno wykrywać wyłącznie pszczoły miodne wewnątrz aren w szalkach Petriego. - Wybierz „Acquisition” w Eksploratorze Eksperymentów. Naciśnij zielony przycisk „Start Trial” znajdujący się w wyskakującym oknie Acquisition Control po prawej stronie, aby rozpocząć nagrywanie.
- Przeprowadź test przez 10 min, a następnie kliknij czerwony przycisk „Stop Trial” w oknie Acquisition Control, aby zatrzymać nagrywanie.
- Usuń osobniki z szalek Petriego i umieść je w oddzielnym pojemniku, aby nie zostały przebadane dwukrotnie.
- Powtórz kroki 4.4-4.10 dla drugiego testu z tym samym związkiem.
UWAGA: Metodę tę można zmodyfikować, aby zwiększyć liczbę pszczół miodnych na jedną próbę, zależnie od potrzeb użytkownika. - Wybierz Statistics w Eksploratorze Eksperymentów, a następnie kliknij Calculate.
- Wyeksportuj dane do oprogramowania do zarządzania danymi, a następnie przeanalizuj istotność danych, stosując jednoczynnikową analizę wariancji z testem post-hoc Tukeya oraz nieparzysty test t za pomocą preferowanego programu statystycznego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Opracowano protokół śledzenia wizualnego w celu zarejestrowania czasu, jaki pszczoły miodne spędziły w strefie docelowej z kostką cukrowo-agarozową (próba kontrolna) lub kostką cukrowo-agarozową z dodatkiem związku (próba z substancją odstraszającą). Zarejestrowany czas przeanalizowano za pomocą programu statystycznego, a średni czas spędzony ± błąd standardowy w strefie docelowej przedstawiono na wykresie słupkowym. W protokole tym jako kontrolę pozytywną wykorzystano DEET, uznawany za z...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Ten protokół śledzenia wizualnego zapewnia proste podejście do filtrowania chemicznych środków odstraszających pszczoły miodne w stosunkowo szybki i łatwy sposób. Nie ma zalecanych protokołów badań laboratoryjnych chemicznych środków odstraszających pszczoły miodne. Poprzednie badania pół- i pełnopolowe dotyczyły środków odstraszających pszczoły miodne14,15; Jednak opisane protokoły są czasochłonne, pracochłonne i wymagają dodatkowych zasobów obiektowych poza ogó...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Chcielibyśmy podziękować Dr. Thomasowi Kuharowi za korzystanie z oprogramowania i sprzętu do śledzenia wizualnego. Dziękujemy Jamesowi Wilsonowi i Scottowi O'Nealowi za ich pomoc techniczną.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 50 ml kolby Erlenmeyera | Kimax | 26500-50 | używana do robienia kostek cukru/agarozy |
| Cukier | Kroger | wystarczy każdy podobny produkt Woda | |
| dejonizowana | nabyta we własnym zakresie | ||
| Agaroza | Apex | 20-102 | używana do robienia kostek cukru/agarozy |
| Forma do kostek agarozy (Weigh Boat) | wystarczy dowolna pleśń, która zapewni badaczowi kostkę cukru/agarozy o wymiarach 1,5 cm x 1,5 cm x 0,3 cm | ||
| EthoVision XT | Noldus | Oprogramowanie do śledzenia wizualnego | |
| Diody LED 633 nm | Cyron | HTP904E | Światła te zostały umieszczone w skonstruowanym kasecie świetlnym, aby oświetlić areny od dołu. Pudełko było prostą drewnianą konstrukcją z matową osłoną z tworzywa sztucznego/pleksi, która pozwalała światłu rozpraszać się w górę bez oślepiania. |
| Laptop lub komputer | stacjonarny Dell | Inspiron One 2305 | niezbędny do oprogramowania do śledzenia wideo. Wystarczy dowolne urządzenie komputerowe zdolne do uruchomienia oprogramowania do śledzenia wizualnego |
| Bee Keeping, odzież ochronna | Dadant & Sons Inc | V0126 | wystarczy dowolny kaptur ochronny i kurtka narzędzie |
| Hive | Dadant & Sons Inc | M00757 | służy do otwierania ula pszczół miodnych |
| Pojemnik dla pszczół | wystarczy dowolny pojemnik odpowiedni do trzymania i przechowywania pszczół miodnych | ||
| Kleszcze do wagi piórkowej wąska końcówka | Bioquip | 4748 | służy do selekcji pojedynczych pszczół miodnych |
| 9 cm (średnica) szalka Petriego | Fisher Scientific | S01778 | arena używana do przechowywania pojedynczych pszczół miodnych podczas śledzenia wideo |
| Urządzenie rejestrujące (kamera) | Basler | acA-1300-60gm | wystarczy każde urządzenie, które może wyraźnie nagrać temat i przesłać plik do komputera |
| GraphPad Prism | Graphpad | wystarczy dowolny pakiet oprogramowania statystycznego |
Bibliografia
- Gallai, N., Salles, J. M., Settele, J., Vaissière, B. E. Economic valuation of the vulnerability of world agriculture confronted with pollinator decline. Ecol Econ. 68 (3), 810-821 (2009).
- van Engelsdorp, D., Meixner, M. D. A historical review of managed honey bee populations in Europe and the United States and the factors that may affect them. J Invertebr Pathol. 103, Suppl 1. S80-S95 (2010).
- Aizen, M. A., Harder, L. D. The Global Stock of Domesticated Honey Bees Is Growing Slower Than Agricultural Demand for Pollination. Current Biol. 19 (11), 915-918 (2009).
- Smith, K. M., Loh, E. H., Rostal, M. K., Zambrana-torrelio, C. M., Mendiola, L., Daszak, P. Pathogens, Pests, and Economics Drivers of Honey Bee Colony Declines and Losses. Ecohealth. 10, 434-445 (2014).
- Mullin, C. A., Frazier, M., et al. High Levels of Miticides and Agrochemicals in North American Apiaries: Implications for Honey Bee Health. PLoS ONE. 5 (3), (2010).
- Li, Y., Kelley, R. A., Anderson, T. D., Lydy, M. J. Development and comparison of two multi-residue methods for the analysis of select pesticides in honey bees, pollen, and wax by gas chromatography - quadrupole mass spectrometry. Talanta. 140, 81-87 (2015).
- Kakumanu, M. L., Reeves, A. M., Anderson, T. D., Rodrigues, R. R., Williams, M. A., Williams, M. A. Honey Bee Gut Microbiome Is Altered by In-Hive Pesticide Exposures. Front Microbiol. 7, 1-11 (2016).
- Katz, T. M., Miller, J. H., Hebert, A. A. Insect repellents: Historical perspectives and new developments. J Am Acad Dermatol. 58 (5), 865-871 (2008).
- Dickens, J. C., Bohbot, J. D. Mini review: Mode of action of mosquito repellents. Pestic Biochem Phys. 106 (3), 149-155 (2013).
- Lawrence, K. L., Achee, N. L., Bernier, U. R., Mundal, K. D., Benante, J. P. Field Evaluations of Topical Arthropod Repellents in North, Central, and South America. J Med Entomol. 51 (5), 980-988 (2014).
- Collins, A. M., Rubink, W. L., Cuadriello Aguilar,, I, J., Hellmich Ii,, L, R. Use of insect repellents for dispersing defending honey bees (Hymenoptera Apidae). J Econ Entomol. 89 (3), 608-613 (1996).
- Brown, M., Hebert, A. A. Insect repellents: An overview. J Am Acad Dermatol. 36 (2), 243-249 (1997).
- Teeters, B. S., Johnson, R. M., Ellis, M. D., Siegfried, B. D. Using video-tracking to assess sublethal effects of pesticides on honey bees (Apis mellifera L.). Environ Toxicol Chem. 31 (6), 1349-1354 (2012).
- Vallet, A., Cassier, P., Lensky, Y. Ontogeny of the fine structure of the honeybee (Apis mellifera L.) workers and the pheromonal activity of 2-heptanone. J Insect Physiol. 37 (11), 789-804 (1991).
- Free, J. B., Ja Pickett,, Ferguson, aW., Simpkins, J. R., Smith, M. C. Repelling foraging honeybees with alarm pheromones. J Agr Sci. 105 (2), 255(1985).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE
Poproś o pozwolenie