Metoda badania skuteczności mycia rąk w usuwaniu pojawiających się zakaźnych patogenów

Marlene K. Wolfe; Daniele S. Lantagne

doi:10.3791/55604

Artykuł metodologiczny

Metoda badania skuteczności mycia rąk w usuwaniu pojawiających się zakaźnych patogenów

DOI:

10.3791/55604

⸱

7 czerwca 2017

Marlene K. Wolfe¹ , Daniele S. Lantagne¹

¹Department of Civil and Environmental Engineering, Tufts University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mycie rąk jest powszechnie zalecane, aby zapobiec przenoszeniu chorób zakaźnych. Jednak niewiele jest dowodów na to, które metody mycia rąk są najskuteczniejsze w usuwaniu patogenów chorób zakaźnych. Opracowaliśmy metodę oceny skuteczności metod mycia rąk w usuwaniu mikroorganizmów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mycie rąk jest powszechnie zalecane, aby zapobiec przenoszeniu chorób zakaźnych. Istnieje jednak niewiele porównywalnych dowodów na ogólną skuteczność metod mycia rąk. Ponadto istnieje niewiele dowodów porównujących metody mycia rąk w celu określenia, które z nich są najbardziej skuteczne w usuwaniu zakaźnych patogenów. Potrzebne są badania, aby dostarczyć dowodów na różne podejścia do mycia rąk, które mogą być stosowane podczas wybuchów epidemii chorób zakaźnych. W artykule opisano laboratoryjną metodę oceny skuteczności metod mycia rąk w usuwaniu mikroorganizmów z rąk oraz ich trwałości w wodzie do płukania. Ręce ochotników są najpierw nacierane badanym organizmem, a następnie myte przy użyciu każdej metody mycia rąk, która ich interesuje. Ogólnie rzecz biorąc, mikroorganizmy zastępcze są używane do ochrony ludzi przed chorobami. Liczba organizmów pozostających na rękach ochotników po umyciu jest badana przy użyciu zmodyfikowanej metody "soku z rękawiczek": ręce umieszcza się w rękawicach z eluentem i szoruje w celu zawieszenia mikroorganizmów i udostępnienia ich do analizy za pomocą filtracji membranowej (bakterie) lub testu płytki nazębnej (wirusy/bakteriofagi). Woda do płukania wytworzona podczas mycia rąk jest bezpośrednio zbierana do analizy. Skuteczność mycia rąk określa się ilościowo, porównując wartość redukcji logarytmu między próbkami pobranymi po umyciu rąk a próbkami bez mycia rąk. Trwałość wody do płukania określa się ilościowo, porównując próbki wody do płukania z różnych metod mycia rąk z próbkami pobranymi po umyciu rąk samą wodą. Chociaż metoda ta jest ograniczona ze względu na konieczność wykorzystania organizmów zastępczych w celu zachowania bezpieczeństwa ochotników, wychwytuje aspekty mycia rąk, które są trudne do odtworzenia w badaniu in vitro, i wypełnia luki w badaniach nad skutecznością mycia rąk i trwałością organizmów zakaźnych w wodzie do płukania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mycie rąk jest powszechnie zalecane, aby zapobiec rozprzestrzenianiu się chorób, szczególnie tych przenoszonych drogą fekalno-oralną lub powietrzną, w tym biegunek i chorób układu oddechowego¹. Co zaskakujące, istnieje niewiele porównywalnych dowodów na skuteczność metod mycia rąk, takich jak mycie rąk wodą z mydłem (HWWS) i środkiem do dezynfekcji rąk na bazie alkoholu (ABHS), w usuwaniu organizmów z rąk. Wstępne badania wykazały, że mechaniczne działanie mycia rąk, w przeciwieństwie do metody mycia rąk, może odpowiadać za usuwanie większości organizmów²^,³. Ponadto istnieje niewiele dowodów porównawczych na temat tego, która metoda mycia rąk jest najskuteczniejsza. W nieformalnym przeglądzie literatury zidentyfikowano 14 badań, w których porównano skuteczność mydła i środka do dezynfekcji rąk w usuwaniu organizmów. Spośród tych badań, pięć wykazało, że ABHS jest bardziej skuteczny⁴^,⁵^,⁶^,7^,⁸, siedem stwierdziło, że HWWS jest bardziej skuteczny⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹²^,¹³^,¹⁴^,¹⁵, a dwie nie wykazały znaczącej różnicy między metodami¹⁶^,¹⁷. Wyniki te są niespójne i nie odnoszą się do utrzymującego się ryzyka choroby wynikającego z utrzymywania się organizmów w wodzie do płukania po umyciu rąk. Ogólnie rzecz biorąc, dowody na porównawczą skuteczność metod mycia rąk w usuwaniu patogenów wywołujących choroby zakaźne są ograniczone.

To ograniczone dowody doprowadziły do niepewności co do tego, które metody są najbardziej odpowiednie w warunkach epidemii. Na przykład podczas wybuchu epidemii wirusa Ebola (EVD) w Afryce Zachodniej w latach 2013-2016 kilku dużych międzynarodowych służb ratowniczych przedstawiło sprzeczne zalecenia dotyczące HWWS, ABHS lub 0,05% roztworów chloru. Lekarze bez Granic (MSF) zalecają stosowanie 0,05% roztworu chloru do mycia rąk, natomiast Światowa Organizacja Zdrowia (WHO) zaleca HWWS lub ABHS (jeśli ręce nie są widocznie zabrudzone). Światowa Organizacja Zdrowia (WHO) się nawet do stwierdzenia, że chlor nie powinien być stosowany, chyba że nie są dostępne żadne inne opcje, ponieważ jest mniej skuteczny niż inne metody ze względu na zapotrzebowanie na chlor wywierane przez skórę¹⁸^,^19,²⁰^,²¹^,²². Ponadto roztwory chloru są zwykle wytwarzane z czterech różnych związków chloru, w tym podchlorynu o wysokim teście (HTH), lokalnie wytwarzanego i stabilizowanego podchlorynu sodu (NaOCl) oraz dichloroizocyjanuranu sodu (NaDCC). Przegląd systematyczny zlecony przez WHO w odpowiedzi na wybuch epidemii EVD w Afryce Zachodniej wykazał ostatnio tylko cztery badania badające porównawczą skuteczność mycia rąk chlorem²³. Badania te również przyniosły sprzeczne wyniki i w żadnym z tych badań nie stosowano zalecanego stężenia chloru 0,05% do mycia rąk ani nie badano mikroorganizmów podobnych do wirusa Ebola¹⁰^,²⁴^,²⁵^,²⁶^,²⁷. W związku z tym stwierdzono, że zalecenia nie są oparte na dowodach i nie jest jasne, które zalecenia są najbardziej skuteczne.

Potrzebne są dodatkowe badania, aby porównać metody mycia rąk w celu zapobiegania rozprzestrzenianiu się zakaźnych patogenów, ponieważ interwencje związane z myciem rąk są ważnym narzędziem zapobiegającym przenoszeniu chorób epidemicznych. Te zalecenia dotyczące mycia rąk muszą być oparte na dowodach. W związku z tym opracowano metodę badania skuteczności mycia rąk i trwałości wody do płukania, wykonywaną przy użyciu substytutów lub niezakaźnych patogenów²^,²⁸^,²⁹. Poniżej przedstawiono przykładowe wyniki, w których wykorzystano Phi6 jako substytut wirusa Ebola i Escherichia coli jako powszechny organizm wskaźnikowy. W protokole tym przedstawiono badania skuteczności mycia rąk oraz trwałości wody do płukania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oświadczenie etyczne: Opisane tutaj badanie (na temat Phi6 i E. coli jako substytutów Eboli) zostało zatwierdzone przez Institutional Review Board w Tufts Medical Center i Tufts University Health Sciences Campus (#12018); Uniwersytet Harvarda scedował ocenę na Tufts Institutional Review Board.

UWAGA: Przed rozpoczęciem tego protokołu muszą być wykonane dwa kroki. Po pierwsze, należy zidentyfikować i wybrać zastępczą lub niezakaźną wersję badanego patogenu o poziomie bezpieczeństwa biologicznego 1 (BSL-1), która jest bezpieczna do stosowania u ludzi³⁰. Do tego protokołu niezbędny jest substytut BSL-1 lub niezakaźny patogen, ponieważ organizm zostanie wykorzystany do zaszczepienia gołymi rękami ludzkich ochotników. Po drugie, zgoda lokalnej Instytucjonalnej Komisji Rewizyjnej na przeprowadzenie badań z udziałem ludzi musi zostać uzyskana przed rekrutacją ochotników lub rozpoczęciem eksperymentu. Wiele aspektów tego protokołu można dostosować do specyficznych potrzeb interesujących nas pytań badawczych.

1. Rekrutuj kwalifikujących się ludzi

Rekrutuj wolontariuszy, umieszczając papierowe ulotki na publicznych tablicach ogłoszeń i wysyłając e-maile do grup, których członkowie mogą być zainteresowani uczestnictwem. Ogłoszenia te powinny zawierać cel badania, dane kontaktowe i kryteria kwalifikacyjne.
Spotkaj się z wolontariuszami, aby ocenić kwalifikowalność. Potwierdź, że ochotnicy są zdrowi, w wieku od 18 do 65 lat i nie są obecnie w ciąży ani nie przyjmują antybiotyków oraz że nie mają uszkodzeń/zaburzeń skóry, znanych alergii na środki do mycia rąk ani historii problemów ze zdrowiem psychicznym związanych z higieną.
Poproś uprawnionych ochotników o przeczytanie formularzy zgody. Odpowiedz na wszelkie pytania, które zadają, a następnie poproś ochotnika i badacza o podpisanie dwóch kopii formularza. Zachowaj jeden formularz i przekaż go wolontariuszowi.
Przeprowadź ankietę podstawową, w tym pytania dotyczące danych demograficznych, osobistej historii chorób skóry oraz informacji na temat ostatnich zachowań związanych z myciem rąk. Zbadaj dłonie pod kątem oznak zapalenia skóry, urazów skóry lub wyjściowych nieprawidłowości skórnych³¹.
Zaplanuj dwie sesje testowe dla każdego organizmu będącego przedmiotem zainteresowania (jedna do testowania z obciążeniem gleby i jedna do testowania bez obciążenia). Poinstruuj ochotników, aby unikali produktów przeciwdrobnoustrojowych przez siedmiodniowy okres wymywania przed badaniem, aby uniknąć zamieszania związanego z osobistym stosowaniem produktu.
1. Zapewnij ochotnikom produkty przeciwbakteryjne (szampon, odżywka i mydło) do stosowania zamiast zwykłych produktów. Zapewnij wytrzymałe rękawice winylowe i poinstruuj badanych, aby nosili je podczas korzystania z produktów, takich jak środki do sprzątania domu.

2. Przygotuj roztwory do mycia rąk powszechnie używane w sytuacjach kryzysowych (mydło, ABHS, 0,05% HTH, NaDCC i NaOCl Solutions)

UWAGA: Roztwory chloru mogą być przygotowane do 12 godzin przed eksperymentem, ale ulegną degradacji, jeśli będą przechowywane >12 godzin.

Wybierz i kup mydło odpowiednie do kontekstu, dla którego przeprowadzane są testy.
UWAGA: W większości przypadków, w nagłych przypadkach chorób zakaźnych w krajach rozwijających się, będzie to kostka mydła.
Wybierz i kup rozwiązanie ABHS odpowiednie do kontekstu, dla którego przeprowadzane są testy.
UWAGA: Wybrany ABHS powinien mieć kontekst alkoholu etylowego większy lub równy 70%, aby zapewnić skuteczność.
Przygotować 0,05% roztwór podchlorynu wapnia (Ca(ClO)₂), dodając granulowany proszek Ca(ClO)₂ do ultraczystej wody. Określ potrzebną ilość roztworu na podstawie liczby osób, które mają być testowane.
1. Korzystając z poniższego równania, określ ilość proszku potrzebną do przygotowania żądanej ilości roztworu w danej objętości wody przy użyciu danego procentu dostępnego chloru:
  
  UWAGA: Proszek Ca(ClO)₂ zazwyczaj zawiera 60-80% dostępnego chloru.
Przygotować 0,05% roztwór dichloroizocyjanuranu sodu (NaDCC), dodając granulowany proszek NaDCC do ultraczystej wody.
1. Korzystając z poniższego równania, określ ilość proszku potrzebną do przygotowania żądanej ilości roztworu w danej objętości wody przy użyciu danego procentu dostępnego chloru:
  
  UWAGA: Proszek NaDCC zazwyczaj zawiera około 50% dostępnego chloru.
Przygotować ustabilizowany 0,05% roztwór NaOCl, dodając podstawowy roztwór podchlorynu sodu do ultraczystej wody.
1. Potwierdzić stężenie roztworu podstawowego NaOCl (prawdopodobnie 5-8%) za pomocą metody testowej miareczkowania zgodnie z instrukcjami producenta (np. miareczkowanie jodometryczne; sugerowany zestaw znajduje się w Wykazie materiałów).
2. Korzystając z wyników metody badawczej, oblicz ilość roztworu, który należy dodać do wody, korzystając z następującego równania:
Przygotować ustabilizowany 0,05% roztwór NaOCl, dodając roztwór podchlorynu sodu wytwarzany przy użyciu elektrochloratora, wody ultraczystej i chlorku sodu klasy laboratoryjnej (NaCl) do wody ultraczystej.
1. Przygotować 1% roztwór chloru z ultraczystą wodą i NaCl, używając elektrochloratora zgodnie z instrukcjami producenta.
2. Zastosować metodę miareczkowania (np. miareczkowanie jodometryczne), aby potwierdzić stężenie roztworu podstawowego NaOCl³².
3. Korzystając z wyników testu, oblicz ilość roztworu, który należy dodać do wody, korzystając z następującego równania:
Potwierdzić stężenie każdego z roztworów chloru do mycia rąk za pomocą metody miareczkowania (np. miareczkowania jodometrycznego) i dostosować roztwory, dodając wodę lub proszek/roztwór źródła chloru, aż znajdą się w granicach 10% błędu od stężenia docelowego (0,045-0,055%).

3. Przygotuj organizmy i obciążenie gleby i połącz je w celu wytworzenia inokulatu

UWAGA: W poniższych podsekcjach, E. coli i Phi6 są używane jako próbki organizmów bakteryjnych i wirusowych do opisu metod.

Przygotować organizm do użycia do badania w stężeniu większym niż 10 x_{10 8} CFU/ml w przypadku bakterii i większym niż 10 x^{10 7} PFU/ml w przypadku wirusów.
1. Aby przygotować E. coli, należy rozprowadzić niepatogenny szczep E. coli na płytkach agarowych Luria-Bertani (LB) i inkubować w temperaturze 37 °C przez 24 godziny w celu uzyskania pojedynczych kolonii. Przechowywać w temperaturze 4 °C.
  UWAGA: Można to zrobić na kilka dni przed eksperymentami.
  1. Na dzień przed rozpoczęciem eksperymentu wybierz pojedynczą kolonię z płytki i zaszczepij 10 ml bulionu LB za pomocą sterylnej pętli. Inkubować przez noc w temperaturze 37 °C z wytrząsaniem.
  2. Rano w dniu eksperymentu rozpocznij świeżą hodowlę, dodając 1 ml kultury na noc do 20 ml świeżego bulionu LB. Inkubować przez około 2,5 godziny, aby osiągnąć gęstość komórek większą niż^10-8 jtk/ml.
  3. Użyj spektrofotometru, aby oszacować stężenie kultury.
    UWAGA: Użyj wcześniej ustalonego współczynnika konwersji z krzywej wzorcowej dla użytego szczepu E. coli, zapewniając stężenie większe niż 10⁸ CFU/mL³³. Jeśli gęstość komórek nie jest wystarczająco wysoka, należy umieścić hodowlę z powrotem w inkubatorze i ponownie przetestować, aż będzie gotowa.
2. Potwierdź stężenie za pomocą filtracji membranowej³⁴.
  UWAGA: Przeprowadzić seryjne rozcieńczenia kultury w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS), tak aby przefiltrowany roztwór wytworzył policzalną liczbę kolonii na płytce (dokładna liczba będzie zależeć od użytej pożywki).
  1. Skonfiguruj płomień i kolektor filtracyjny ze sterylnymi lejkami filtracyjnymi i przyłączem próżniowym. Sterylizuj kleszcze, paląc je etanolem. Użyj ich, aby umieścić filtr 0,45 μm na kolektorze filtracyjnym, siatką skierowaną do góry. Zwilż filtr niewielką ilością sterylnego PBS.
  2. Umieścić lejek na podstawie i dodać roztwór próbki, który ma być przetworzony przez pipetowanie lub wylewanie bezpośrednio na filtr. Włączyć próżnię, aż cała próbka przejdzie przez membranę. Opłucz boki lejka sterylnym PBS i ponownie włącz próżnię.
    UWAGA: Próbki powinny mieć co najmniej 100 μl i do 100 ml. Jeśli próbka jest mniejsza niż 10 ml, przed filtracją dodaj około 20 ml PBS do lejka filtracyjnego, aby zapewnić równomierną filtrację próbki.
  3. Wyjmij lejek, wysterylizuj kleszcze płomieniowo i podnieś filtr z podstawy. Delikatnie umieść filtr na agarze LB na szalce Petriego, z siatką skierowaną do góry, upewniając się, że filtr przylega równo do powierzchni. Odwrócić płytki i inkubować przez 24 godziny w temperaturze 37 °C.
  4. Po 24 godzinach wyjąć płytki z inkubatora i policzyć kolonie E. coli. Wykorzystać te dane oraz znany współczynnik rozcieńczenia i objętość roztworu do obliczenia stężenia przefiltrowanego roztworu w jtk/ml.
3. Propaguj Phi6 w żywicielu Pseudomonas syringae za pomocą metody podwójnej nakładki agarowej³⁵.
  1. Dodaj 100 μl zawiesiny wyjściowej Phi6 i 100 μl nocnej kultury P. syringae bezpośrednio do 6 ml miękkiego agaru z drożdżami bulionowymi (NBY) (0,3%). Wylać go na płytki z twardym agarem NBY (1,5%) i inkubować przez noc w temperaturze 26 °C. Przygotować wystarczającą ilość płytek, aby wyprodukować wystarczającą ilość inokulum do eksperymentu, szacując wydajność około 4 ml zawiesiny wirusa na płytkę.
  2. Następnego dnia dodaj 5 ml PBS na wierzch miękkiej warstwy agaru. Pozostaw w temperaturze pokojowej na 4 godziny, wyjmij pipetą i przefiltruj za pomocą filtra 0,45 μm. Przechowywać w temperaturze 4 °C.
    UWAGA: Ten roztwór będzie służył jako inokulat wirusowy.
4. Użyj testu płytkiowego, aby potwierdzić, że stężenie jest większe niż 10⁷PFU/mL³⁵. Wykonać seryjne rozcieńczenia zawiesiny wirusa w PBS, tak aby 100 μl wytworzyło policzalną liczbę blaszek na płytce.
  1. Pobrać pipetą 100 μl odpowiedniej rozcieńczonej próbki i 100 μl nocnej kultury gospodarza bezpośrednio do probówki zawierającej 6 ml miękkiego agaru NBY. Wlać miękki agar na twardy agar NBY i inkubować w temperaturze 26 °C przez 24 godziny.
  2. Następnego dnia wyjmij płytki z inkubatorów i policz liczbę blaszek na płytce. Wykorzystać te dane oraz znany współczynnik rozcieńczenia i objętość roztworu do obliczenia stężenia przefiltrowanego roztworu w PFU/ml.
Przygotuj trójdzielne obciążenie gleby, które ma naśladować ludzką surowicę.
1. Połącz 7,80 mg/ml albuminy surowicy bydlęcej, 10,92 mg/ml tryptonu i 2,52 mg/ml mucyny bydlęcej, aby uzyskać wymaganą objętość obciążenia gleby. Po wymieszaniu obciążenia glebą przefiltruj ją przez filtr 0,22 μm w celu sterylizacji. Przechowywać w temperaturze 4 °C do czasu użycia. Nie sterylizuj na gorąco, ponieważ białka ulegną denaturacji.
Przygotować 0,9% roztwór NaCl do mieszania inokulatu w warunkach bez obciążenia gleby.
Bezpośrednio przed badaniem należy przygotować inokulum składające się w 68% z zawiesiny bakteryjnej lub wirusowej i w 32% z obciążenia gleby. Na przykład użyj 1,02 ml zawiesiny bakteryjnej lub wirusowej z kroków 3.1.1.2 lub 3.1.3.2 i 0,48 ml dowolnego ładunku gleby (krok 3.2.1) lub 0,9% roztworu NaCl (krok 3.3). Delikatnie zawiruj lub wiruj, aby wymieszać.
UWAGA: 1,5 ml tego inokulum zostanie użyte dla każdego ochotnika w każdych warunkach, więc upewnij się, że całkowita objętość przygotowanego inokulum jest wystarczająca dla zamierzonej liczby testów.

4. Przygotowanie ochotników do eksperymentu

UWAGA: Określ stan obciążenia organizmu i gleby, który ma być badany w tym dniu. Ci sami ochotnicy mogą być wykorzystywani do testowania wielu schorzeń, ale każdy ochotnik powinien zostać poddany tylko jednej rundzie testów w ciągu 48 godzin.

Przed rozpoczęciem badań potwierdź, że ochotnicy nadal się kwalifikują, werbalnie weryfikując, czy przestrzegali 7-dniowego okresu wymywania środków przeciwdrobnoustrojowych i wizualnie potwierdzając, że nie wystąpiły u nich żadne pęknięcia ani nieprawidłowości na skórze.
Korzystając z generatora liczb losowych, przydziel każdemu ochotnikowi, aby używał prawej lub lewej ręki do pobierania próbek w tym dniu testu. Przypisz kolejność, w jakiej będą wykonywane warunki mycia rąk.
UWAGA: Na przykład ABHS może być przypisany #3 i zostanie wykonany jako trzeci.
Na początku badania należy raz wykonać "mycie oczyszczające", aby usunąć ze skóry brud i oleje, tak aby każde kolejne badanie było przeprowadzane w równoważnych warunkach.
1. Aby przeprowadzić mycie oczyszczające, należy przeprowadzić każdy etap eksperymentu (sekcja 5 poniżej), używając ślepego zaszczepiacza (tylko bulion LB lub PBS) i pobierając próbkę bez mycia rąk.

5. Procedura eksperymentalna

Aby przetestować pH skóry każdego ochotnika (w celu kontroli zmienności), umieść sondę pH skóry z płaską końcówką na powierzchni dłoni i przestrzeni wstęgi między palcami wskazującymi i środkowymi. Upewnij się, że elektroda przylega płasko do skóry. Zapisz odczyt pH.
Nabij dłonie.
1. Niech ochotnicy złożą obie ręce razem. Nakłuć dłonie 1,5 ml inokulatu, ostrożnie pipetując powoli 750 μl do każdej dłoni.
2. Niech ochotnicy delikatnie pocierają o siebie dłonie, aż wszystkie powierzchnie dłoni zostaną pokryte inokulatem, jednocześnie poddając dłonie jak najmniejszemu tarciu.
3. Niech ochotnicy trzymają ręce nieruchomo i z dala od ciała przez dodatkowe 30 sekund, aby szczepionka wyschła. Zaszczepiacz może nie wyschnąć całkowicie.
Umyj ręce.
1. W przypadku wszystkich kolejnych etapów mycia należy pobrać wodę do płukania z rąk do dużego worka na próbki. Dodać 4,5 ml 12% roztworu tiosiarczanu sodu do worka, aby zneutralizować chlor w kontakcie i przetworzyć w ciągu 2 godzin
  UWAGA: Tiosiarczan sodu powinien być dodawany do wszystkich próbek (nawet tych bez chloru) w celu kontroli wpływu, jaki może mieć na organizm.
2. Po zaszczepieniu (sekcja 5.2) umyć ręce następną metodą w wyznaczonej kolejności.
  1. W przypadku kontroli A nie wykonuj kroku mycia rąk i przejdź bezpośrednio do kroku 5.5.
  2. W przypadku kontroli B myj ręce wyłącznie ultraczystą wodą o temperaturze pokojowej (około 21 °C) przez lejek o znanym natężeniu przepływu.
    UWAGA: W tym przypadku zastosowano natężenie przepływu 1,5 l/m i 500 ml wody.
  3. Do mycia rąk mydłem zwilż ręce 10 ml ultraczystej wody. Poproś ochotników, aby namydlili ręce mydłem, a następnie pocierali dłonie o siebie przez dodatkowe 20 sekund. Opłucz ręce, wlewając 500 ml ultraczystej wody o temperaturze pokojowej przez lejek o natężeniu przepływu 1,5 l/m.
  4. W przypadku wszystkich roztworów chloru (np. ABHS, HTH, NaDCC i NaOCl) należy przelać 200 ml roztworu chloru przez lejek o natężeniu przepływu 1,5 l/m i poprosić ochotnika o dokładne potarcie rąk.
Płukanie rąk przy użyciu zmodyfikowanej procedury soku z rękawic.
1. Po umyciu rąk należy natychmiast umieścić dłoń każdego ochotnika (tj. rękę (prawą lub lewą) wybraną do badania w kroku 4.2) w worku na próbkę zawierającą 75 ml eluentu (np. PBS) aż do nadgarstka. Trzymaj górną część torby mocno wokół nadgarstka.
  UWAGA: Do pobierania próbek należy użyć eluentu, który zawiera wystarczającą ilość tiosiarczanu sodu, aby zneutralizować wszelki chlor używany do mycia rąk. PBS jest powszechnie stosowanym eluentem, który jest odpowiedni dla wielu organizmów.
2. Poproś ochotników, aby delikatnie wcierali dłoń w roztwór przez 30 sekund, uważając, aby sięgnąć między palce i pod paznokcie. Masuj delikatnie dłoń od zewnątrz torebki przez 30 sekund, aby upewnić się, że cała ręka jest dokładnie spłukana w eluencie, aż do nadgarstka.
3. W ciągu 2 godzin zamknąć worek i przetworzyć go zgodnie z odpowiednim testem, opisanym w sekcji 6.
odkażanie.
1. Przed powtórzeniem procesu przy każdej metodzie mycia rąk, poproś ochotników, aby dokładnie umyli ręce w zlewie z mydłem i ciepłą wodą. Spryskaj dłonie ochotników 70% etanolem, aż zostaną pokryte po obu stronach. Pozwól im wyschnąć.
2. Powtórz wszystkie kroki opisane w sekcji 5 dla każdego warunku mycia rąk, używając tylko ręki losowo wybranej w kroku 4.2 (Rysunek 1).

6. Kwantyfikacja

Przeprowadzić testy odpowiednie dla wybranego organizmu (np. test filtracji membranowej na obecność bakterii lub test płytki nazębnej na obecność wirusów, opisany powyżej odpowiednio w sekcjach 3.1.2 i 3.1.4).
Po zliczeniu płytek należy zanotować szacunkową wartość jtk/ml lub PFU/ml dla każdego badania do analiz (ppkt 3.1.2 i 3.1.4).

7. Analiza

Korzystając z wyników kroku 6.2, oblicz wartość redukcji logarytmu organizmów na dłoniach, dla każdego organizmu i stanu obciążenia gleby oraz dla każdego podmiotu i metody mycia rąk.
1. Aby uzyskać skuteczność mycia rąk, porównaj stężenie bakterii/wirusa w każdej próbce mycia rąk z kontrolą A (bez mycia rąk). Aby uzyskać trwałość wody do płukania, porównaj każdą próbkę wody płuczącej z kontrolą B (mycie samą wodą). Użyj następującej formuły standardowej:
  Redukcja kłody (mycie rąk) =
  Redukcja logarytmu (płukanie wodą) =
  UWAGA: Redukcja kłody może być również wyrażona jako log₁₀ (bez mycia rąk) - log₁₀ (z myciem ręcznym)
Użyj jednokierunkowej analizy wariancji powtarzanych miar (ANOVA), aby ocenić istotne różnice w obliczonych wartościach redukcji logarytmu między metodami mycia rąk, oraz testu HSD Tukeya post-hoc dla istotnych modeli, aby ocenić parami istotne różnice (p <0,05)³⁶.
1. Przed uruchomieniem ANOVA oceń każdy zestaw danych pod kątem sferyczności (np. za pomocą testu Bartletta). Zastosuj poprawkę (np. poprawkę Greenhouse'a-Geissera), gdy test wykaże, że sferyczność została naruszona³⁷.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj protokół (Rysunek 1) został uzupełniony o 18 ochotników, z których każdy został przetestowany przy użyciu zarówno E. coli, jak i Phi6. Stwierdzono istotne różnice między wynikami mycia rąk z E. coli zarówno z obciążeniem gleby, jak i bez niego, a Phi6 z obciążeniem gleby (Rysunek 2 i Rysunek 3). W przypadku E. coli bez obciążenia glebą, mycie rąk za pomocą HTH, NaDCC i stabilizowanego Na...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisana tutaj metoda zapewnia podejście do badania skuteczności mycia rąk w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych. Metoda ta kładzie nacisk na wykorzystanie ochotników i zastępczych, niezakaźnych organizmów. Za pomocą tej metody udało się wykazać różnice w: 1) skuteczności metod mycia rąk oraz 2) trwałości organizmu w wodzie do płukania. Celem przedstawienia niniejszego protokołu jest zapewnienie ogólnych ram, które można dostosować do testowania szerokiej gamy organizmów zastępczych i metod mycia rąk związanych z cho...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Amerykańską Agencję Rozwoju Międzynarodowego, Biuro Pomocy Zagranicznej w przypadku Katastrof (AID-OFDA-A-15-00026). Marlene Wolfe otrzymała wsparcie od National Science Foundation (grant 0966093).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Mydło w kostce	Mydło		Dove
Płyn do dezynfekcji rąk na bazie alkoholu	Purell	Advanced Instant Płyn do dezynfekcji rąk z 70% alkoholem
HTH w proszku	Acros Organics	300340010
NaDCC w proszku	Medentech	Klorsept granulat
NaOCl Solution	Acros Organics	419550010
Elektrochlor	AquaChlor
Tirator jodometryczny	Hach	1690001
Albumina surowicy bydlęcej	MP Biomedicals	NC0117242
Tryptone	Fisher	BP1421-100
Mucyna bydlęca	EMD Milipore	49-964-3500MG
0,22 i mikro; m Filtr	EMD Milipore	GVWP04700
NaCl	Fisher	BP358-1
Sonda pH skóry	Hanna Instruments	H199181
Duża torba na próbki	Whirlpak Nasco	B01447WA

Butelka lejkowa	Thermo Scientific	3120850001	Możesz wywiercić otwór o odpowiedniej wielkości w wieczku butelki, aby utworzyć lejek, który będzie dozował wodę o odpowiednim natężeniu przepływu
Etanol	ThermoScientific	615090010	Wymieszaj z wodą, aby wytworzyć 70% etanolu
Butelka z rozpylaczem	Qorpak	PLC06934
E. coli	ATCC	25922
LB Bulion	Fisher BioReagents	BP1426-2
LB Agar	Fisher BioReagents	BP1425-500
Sterylna pętla	Globe Scientific	22-170-204
Phi6	HER	102
Bulion odżywczy	BD Difco	BD 247110
Spektrofotometr GeneQuant 100	General Electric	28-9182-04
Tiosiarczan sodu	Fisher Chemical	S445-3
Filtr membranowy (47 mm, 0,45 &mikro; m)	EMD Millipore	HAWP04700
m-ColiBlue24 pożywka bulionowa	EMD Millipore	M00PMCB24
szalka Petriego z podkładką (47 mm)	Fisherbrand	09-720-500
Kolektor próżniowy	Thermo Scientific/Nalgene	09-752-5
Lejki filtracyjne	Thermo Scientific/Nalgene	09-747
Pseudomonas syringae	HER	1102
Roztwór soli fizjologicznej buforowanej fosforanem	Thermo Scientific	10010031	może być również mieszany ze związków źródłowych według dowolnej podstawowej receptury

w kostce White Beauty Baretylowym Mała torba na próbki Whirlpak Nasco B01323WA

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kampf, G., Kramer, A. Epidemiologic Background of Hand Hygiene and Evaluation of the Most Important Agents for Scrubs and Rubs. Clin Microbiol Rev. 17 (4), 863-893 (2004).
Miller, T., Patrick, D., Ormrod, D. Hand decontamination: influence of common variables on hand-washing efficiency. Healthc Infect. 16 (1), 18(2013).
Jensen, D. A., Danyluk, M. D., Harris, L. J., Schaffner, D. W. Quantifying the effect of hand wash duration, soap use, ground beef debris, and drying methods on the removal of Enterobacter aerogenes on hands. J Food Prot. 78 (4), 685-690 (2015).
Girou, E., Loyeau, S., Legrand, P., Oppein, F., Brun-Buisson, C. Efficacy of handrubbing with alcohol based solution versus standard handwashing with antiseptic soap: randomised clinical trial. BMJ. 325 (7360), 362(2002).
Kac, G., Podglajen, I., Gueneret, M., Vaupré, S., Bissery, A., Meyer, G. Microbiological evaluation of two hand hygiene procedures achieved by healthcare workers during routine patient care: a randomized study. J Hosp Infect. 60 (1), 32-39 (2005).
Lages, S. L. S., Ramakrishnan, M. A., Goyal, S. M. In-vivo efficacy of hand sanitisers against feline calicivirus: a surrogate for norovirus. J Hosp Infect. 68 (2), 159-163 (2008).
Holton, R. H., Huber, M. A., Terezhalmy, G. T. Antimicrobial efficacy of soap and water hand washing versus an alcohol-based hand cleanser. Tex Dent J. 126 (12), Retrieved from: http://www.tda.org/Publications/Texas-Dental-Journal 1175-1180 (2009).
Salmon, S., Truong, A. T., Nguyen, V. H., Pittet, D., McLaws, M. -L. Health care workers' hand contamination levels and antibacterial efficacy of different hand hygiene methods used in a Vietnamese hospital. Am J Infect Control. 42 (2), 178-181 (2014).
Steinmann, J., Nehrkorn, R., Meyer, A., Becker, K. Two in-vivo protocols for testing virucidal efficacy of handwashing and hand disinfection. Int J Hyg Environ Health. 196 (5), Retrieved from: https://www.journals.elsevier.com/international-journal-of-hygiene-and-environmental-health 425-436 (1995).
Weber, D. J., Sickbert-Bennett, E., Gergen, M. F., Rutala, W. A. Efficacy of selected hand hygiene agents used to remove Bacillus atrophaeus (a surrogate of Bacillus anthracis) from contaminated hands. JAMA. 289 (10), 1274-1277 (2003).
Grayson, M. L., Melvani, S., et al. Efficacy of Soap and Water and Alcohol-Based Hand-Rub Preparations against Live H1N1 Influenza Virus on the Hands of Human Volunteers. Clin Infect Dis. 48 (3), 285-291 (2009).
Oughton, M. T., Loo, V. G., Dendukuri, N., Fenn, S., Libman, M. D. Hand hygiene with soap and water is superior to alcohol rub and antiseptic wipes for removal of Clostridium difficile. Infect Control Hosp Epidemiol. 30 (10), 939-944 (2009).
Liu, P., Yuen, Y., Hsiao, H. -M., Jaykus, L. -A., Moe, C. Effectiveness of liquid soap and hand sanitizer against Norwalk virus on contaminated hands. Appl Environ Micro. 76 (2), 394-399 (2010).
Savolainen-Kopra, C., Korpela, T., et al. Single treatment with ethanol hand rub is ineffective against human rhinovirus--hand washing with soap and water removes the virus efficiently. J Med Virol. 84 (3), 543-547 (2012).
Tuladhar, E., Hazeleger, W. C., Koopmans, M., Zwietering, M. H., Duizer, E., Beumer, R. R. Reducing viral contamination from finger pads: handwashing is more effective than alcohol-based hand disinfectants. J Hosp Infect. 90 (3), 226-234 (2015).
Steinmann, J., Paulmann, D., Becker, B., Bischoff, B., Steinmann, E., Steinmann, J. Comparison of virucidal activity of alcohol-based hand sanitizers versus antimicrobial hand soaps in vitro and in vivo. J Hosp Infect. 82 (4), 277-280 (2012).
de Aceituno, A. F., Bartz, F. E., et al. Ability of Hand Hygiene Interventions Using Alcohol-Based Hand Sanitizers and Soap To Reduce Microbial Load on Farmworker Hands Soiled during Harvest. J Food Protect. 78 (11), 2024-2032 (2015).
Sterk, E. Médecins Sans Frontières - Filovirus Haemorrhagic Fever Guideline. , Available from: http://jid.oxfordjournals.org/content/204/suppl_3/S791.full (2008).
World Health Organization. WHO Report. Ebola Virus Disease ( EVD ) Key questions and answers concerning water, sanitation and hygiene. , Available from: http://www.who.int/water_sanitation_health/WASH_and_Ebola.pdf 1-5 (2014).
World Health Organization. Guidelines on Hand Hygiene in Health Care. First Global Patient Safety Challenge, Clean Care is Safer Care. , Available from: http://whqlibdoc.who.int/publications/2009/9789241597906_eng.pdf (2009).
Boyce, J. M., Pittet, D. Guideline for Hand Hygiene in Health-Care Settings Recommendations of the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee and the HICPAC/SHEA/APIC/IDSA Hand Hygiene Task Force. Infect Control Hosp Epidemiol. 23 (12 Suppl), Society for Healthcare Epidemiology of America. S3-S40 (2002).
Emmanuel, J., Ndoye, B. UNDP Medical Waste Experts Assessment and Recommendations Regarding Management of Ebola-Contaminated Waste. , United Nations Development Programme. Available from: https://noharm-global.org/sites/default/files/documents-files/3127/Report%20to%20WHO%20WASH%20and%20Geneva%20on%20Ebola%20final.pdf (2015).
Hopman, J., Kubilay, Z., Allen, T., Edrees, H., Pittet, D., Allegranzi, B. Efficacy of chlorine solutions used for hand hygiene and gloves disinfection in Ebola settings: a systematic review. Antimicrob Resist Infect Control. 4 (1), 1(2015).
Lowbury, E. J. L., Lilly, H. A., Bull, J. P. Disinfection of hands: removal of transient organisms. BMJ. 2 (5403), 230-233 (1964).
Edmonds, S. L., Zapka, C., et al. Effectiveness of Hand Hygiene for Removal of Clostridium difficile Spores from Hands. Infect Control Hosp Epidemiol. 34 (3), 302-305 (2013).
Rotter, M. L. 150 years of hand disinfection-Semmelweis' heritage. Hyg Med. (22), 332-339 (1997).
Hitomi, S., Baba, S., Yano, H., Morisawa, Y., Kimura, S. Antimicrobial effects of electrolytic products of sodium chloride--comparative evaluation with sodium hypochlorite solution and efficacy in handwashing. Kansenshōgaku Zasshi. 72 (11), 1176-1181 (1998).
ASTM International. Standard E1174-13. Standard Test Method for Evaluation of the Effectiveness of Health Care Personnel Handwash Formulations. , Available from: https://www.astm.org/ (2013).
Casanova, L. M., Weaver, S. R. Evaluation of eluents for the recovery of an enveloped virus from hands by whole-hand sampling. J Appl Microbiol. 118 (5), 1210-1216 (2015).
Sinclair, R. G., Rose, J. B., Hashsham, S. A., Gerba, C. P., Haas, C. N. Criteria for Selection of Surrogates Used To Study the Fate and Control of Pathogens in the Environment. Appl Environ Microbiol. 78 (6), 1969-1977 (2012).
Held, E., Skoet, R., Johansen, J. D., Agner, T. The hand eczema severity index (HECSI): A scoring system for clinical assessment of hand eczema. A study of inter- and intraobserver reliability. Br J Dermatol. 152 (2), 302-307 (2005).
Chlorine Total, Iodometric Method Using Sodium Thiosulfate, Method 8209 Digital Titrator. , Available from: http://www.hach.com/asset-get.download-en.jsa?id=7639983937 (2016).
GeneQuant 100 User Manual. , Available from: http://biochromspectros.com/media/wysiwyg/support_page/support-genequant-100/Genequant-100-UM.pdf (2016).
United States Environmental Protection Agency. Method 1604: Total Coliforms and Escherichia coli in Water by Membrane Filtration Using a Simultaneous Detection Technique (MI Medium). , Available from: https://www.epa.gov/sites/production/files/2015-08/documents/method_1604_2002.pdf (2002).
Adams, M. H., Anderson, E. S. Bacteriophages. , Interscience Publishers. New York. (1959).
Kao, L. S., Green, C. E. Analysis of Variance: Is There a Difference in Means and What Does It Mean? The Journal of surgical research. 144 (1), 158-170 (2008).
Schutz, R. W., Gessaroli, M. E. The Analysis of Repeated Measures Designs Involving Multiple Dependent Variables. Research Quarterly for Exercise and Sport. 58 (2), 132-149 (1987).
Woolwine, J. D., Gerberding, J. L. Effect of testing method on apparent activities of antiviral disinfectants and antiseptics. Antimicrob Agents Chemother. 39 (4), 921-923 (1995).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Skuteczno mycia r k usuwanie patogen w zaka nych mikroorganizmy zast pcze metoda glove juice filtracja membranowa test plackowy analiza wody z p ukania warto redukcji logarytmicznej rodek do dezynfekcji r k mycie r k z u yciem chloru

Metoda badania skuteczności mycia rąk w usuwaniu pojawiających się zakaźnych patogenów

W tym artykule

Podsumowanie

Streszczenie

Wprowadzenie

Protokół

Wyniki

Dyskusja

Oświadczenia

Podziękowania

Materiały

Bibliografia

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Powiązane artykuły