Artykuł metodologiczny

Ekstrakcja i charakterystyka środków powierzchniowo czynnych z aerozoli atmosferycznych

DOI:

10.3791/55622

⸱

21 kwietnia 2017

 ,  ,  , 
1CNRS, Université Claude Bernard Lyon 1, IRCELYON, F-69626, 2CNRS, ENS de Lyon, Université Claude Bernard Lyon 1, Institut des Sciences Analytiques, UMR 5280

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono metody ukierunkowanej ekstrakcji środków powierzchniowo czynnych obecnych w aerozolach atmosferycznych oraz określania ich bezwzględnych stężeń i krzywych napięcia powierzchniowego w wodzie, w tym ich krytycznego stężenia miceli (CMC).

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Związki powierzchniowo czynne, czyli środki powierzchniowo czynne, obecne w aerozolach atmosferycznych, powinny odgrywać ważną rolę w tworzeniu chmur ciekłej wody w atmosferze ziemskiej, co jest centralnym procesem w meteorologii, hydrologii i systemie klimatycznym. Ponieważ jednak od dziesięcioleci brakuje konkretnej ekstrakcji i charakterystyki tych związków, bardzo niewiele wiadomo na temat ich tożsamości, właściwości, sposobu działania i pochodzenia, co uniemożliwia pełne zrozumienie powstawania chmur i ich potencjalnych powiązań z ekosystemami Ziemi.

W tym artykule prezentujemy ostatnio opracowane metody 1) celowej ekstrakcji wszystkich środków powierzchniowo czynnych z próbek aerozoli atmosferycznych oraz określania 2) ich bezwzględnych stężeń w fazie aerozolu oraz 3) ich statycznych krzywych napięcia powierzchniowego w wodzie, w tym ich krytycznego stężenia miceli (CMC). Metody te zostały zwalidowane z 9 referencyjnymi środkami powierzchniowo czynnymi, w tym anionowymi, kationowymi i niejonowymi. Przedstawiono przykłady wyników dla środków powierzchniowo czynnych znajdujących się w drobnych cząstkach aerozolu (średnica <1 μm) zebranych w przybrzeżnym miejscu w Chorwacji, a także omówiono sugestie dotyczące przyszłych ulepszeń i inne charakterystyki niż przedstawione.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chmury są niezbędne w atmosferze ziemskiej, dla hydrologii większości środowisk i ekosystemów oraz dla systemu klimatycznego. Jednak niektóre aspekty mechanizmów ich powstawania nadal nie są poznane, w szczególności udział związków chemicznych obecnych w cząstkach aerozolu, które działają jak jądra kondensacji. Theory1 przewiduje, że związki powierzchniowo czynne, czyli środki powierzchniowo czynne, obecne w cząsteczkach aerozolu, powinny znacznie zwiększyć tworzenie się kropel chmurowych poprzez obniżenie ich napięcia powierzchniowego, a tym samym energii ich powstawania. Jednak efekty te pozostawały nieuchwytne do obserwacji przez dziesięciolecia, a rola środków powierzchniowo czynnych w tworzeniu się chmur jest obecnie negowana przez dużą część społeczności atmosferycznej i ignorowana we wszystkich badaniach chmur oraz modelach atmosferycznych i klimatycznych.

Jednym z powodów braku zrozumienia roli surfaktantów w aerozolach w tworzeniu chmur był brak metody ich izolowania i charakteryzowania. W przeciwieństwie do próbek z innych środowisk, analiza próbek atmosferycznych napotyka powtarzające się wyzwania2, takie jak bardzo mała objętość i masa próbki (tutaj zwykle od 10 do 100 μg) oraz złożoność chemiczna (mieszaniny soli, minerałów i licznych substancji organicznych). Aby przezwyciężyć te wyzwania i poprawić zrozumienie środków powierzchniowo czynnych w aerozolu, nasza grupa opracowała ostatnio pewne metody, aby 1) ekstrahować konkretnie te związki z próbek aerozoli atmosferycznych, 2) określić ich bezwzględne stężenia w fazie aerozolowej oraz 3) określić ich krzywe napięcia powierzchniowego w wodzie, w tym ich krytyczne stężenie miceli (CMC), stężenie, przy którym środki powierzchniowo czynne są nasycone na powierzchni i zaczynają tworzyć micele w masie. Najnowsze wersje tych metod przedstawiono w niniejszym artykule.

Dalsze ulepszenia i inne rodzaje charakterystyk, które mogłyby być użyte jako uzupełnienie tych przedstawionych, zostaną omówione. Niedawne zastosowania tych metod pokazały już, w jaki sposób takie analizy mogą poprawić zrozumienie roli surfaktantów w tworzeniu chmur, udowadniając samą tę rolę,3 określanie stężeń środków powierzchniowo czynnych w aerozolach atmosferycznych3,4,5,6 i sposób działania w tworzeniu kropel chmury,3,6 potwierdzające ich biogeniczne pochodzenie,3,4,7 i wyjaśniające ich brak obserwacji przez klasyczne instrumenty. 8,9,10

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotuj materiał do protokołu, jak podano w Tabeli 1

materiałPrzygotowanie/mycie
Materiały eksploatacyjne (plastikowe strzykawki, igły, fiolki 4 ml, pipety Pasteura, końcówki do mikropipet)Do stosowania bezpośrednio, bez obróbki wstępnej, i do wyrzucenia po użyciu.
Szklane naczynia wielokrotnego użytku (zlewki (do wody ultraczystej); butelki 15, 30 i 60 ml z korkami; probówki do ekstrakcji do fazy stałej (SPE); i mieszadła magnetyczne)Przemyć alkoholem etylowym (tylko w przypadku fiolek używanych do metody kolorymetrycznej).
Spłucz sekwencyjnie wodą z kranu, etanolem, wodą z kranu i wodą ultraczystą.
Napełnij szklane fiolki i zlewkę zawierającą korki, mieszadła magnetyczne i probówki SPE ultraczystą wodą i umieść je w kąpieli ultradźwiękowej na 15 minut.
Usuń wodę i spłucz ultraczystą wodą.
Wysuszyć szkło na powietrzu w temperaturze pokojowej.
Po wysuszeniu zamknij wszystkie butelki i przechowuj je pod przykryciem, aby uniknąć gromadzenia się kurzu.
Aby uniknąć zanieczyszczenia, do ekstrakcji wody i metody kolorymetrycznej należy używać odrębnych naczyń szklanych.
Pęsety i nożyczkiUmyć etanolem, a następnie ultraczystą wodą.
Wysuszyć sprężonym powietrzem.
Szklane szalki Petriego i pokrywki Umyć wodą z kranu i szczotką, a następnie etanolem.
Spłucz wodą z kranu, a następnie wodą ultraczystą.
Suszyć na powietrzu w temperaturze pokojowej.
Po wyschnięciu zamknij pudełka i przechowuj je pod przykryciem, aby uniknąć gromadzenia się kurzu.
kolektor próżniowy SPEUmyć etanolem, a następnie ultraczystą wodą.
Wysuszyć sprężonym powietrzem.
Kuweta kwarcowa (do analizy UV-Vis)Umyj etanolem i spłucz wodą z kranu, a następnie wodą ultraczystą.
Wysuszyć sprężonym powietrzem.

Tabela 1: Lista materiałów i wyrobów szklanych użytych do protokołu, w tym ich przygotowanie i mycie.

2. Postępowanie z próbkami aerozolu

UWAGA: Przedstawiona tutaj metoda ekstrakcji została opracowana dla próbek aerozoli atmosferycznych zebranych na filtrach z włókna kwarcowego o łącznej wadze co najmniej 8 μg. Sposób pobierania próbek aerozoli na filtrach w atmosferze nie zostanie tutaj wyjaśniony, ale liczne opisy można znaleźć w literaturze, takie jak references2,3,4,5,6 Podkreślone są tylko następujące kroki.

  1. Ponumeruj każdy filtr z osobna.
    UWAGA: przez cały czas trwania protokołu filtry powinny być manipulowane czystą pęsetą i trzymane za ich krawędź.
  2. Przed pobraniem próbek należy wstępnie przygotować filtry i folie aluminiowe lub szklane szalki Petriego, wypiekając je w temperaturze 773 K przez 6 godzin.
  3. W kontrolowanych warunkach temperatury i wilgotności należy wstępnie zważyć filtry za pomocą mikrowagi o dokładności co najmniej 1 μg, w celu określenia masy próbki wstępnej.
  4. Próbki ślepe pobiera się regularnie na początku, w trakcie i na końcu okresu pobierania próbek, umieszczając filtr na uchwycie filtra próbnika, ale nie pozostawiając pompy wyłączonej przez taki sam czas, jak w przypadku faktycznego pobierania próbki (np. jeżeli pobieranie próbek trwa 24 godziny, ślepy filtr należy pozostawić w próbniku, przy wyłączonej pompie przez 24 godziny). Analizuj te ślepe próby za pomocą tego samego protokołu, co w przypadku rzeczywistych próbek.
  5. Jak najszybciej po pobraniu próbek zapakować filtry do pojemników (folia aluminiowa z podkładką lub szklane szalki Petriego) i przechowywać je w zamrażarce w temperaturze -18 °C (255 K) do czasu analizy.
  6. Pozostawić filtry do zrównoważenia w eksykatorze na 24 godziny przed ważeniem. Oznaczyć objętość każdej próbki (masę aerozolu pobranego na filtrach) poprzez zważenie jej po pobraniu próbki (i odjąć masę próbki wstępnej) w tej samej kontrolowanej temperaturze i wilgotności względnej, jak podczas ważenia wstępnego.

3. Ekstrakcja środków powierzchniowo czynnych z próbek aerozoli

  1. Ekstrakcja wody
    1. Zanurzyć próbki filtra w ultraczystej wodzie na 2 godziny w temperaturze 279 ± 1 K w szklanych szalkach Petriego, zamknąć pokrywkę i potrząsnąć szalkami Petriego, trzymając je płasko, mniej więcej co 30 minut
      UWAGA: Filtry 47 mm są zanurzone w 7 ml, a 150-milimetrowe w 35 ml. W przypadku szklanych szalek Petriego o średnicy 120 mm, filtry o średnicy 150 mm należy przeciąć na cztery części czystymi nożyczkami przed umieszczeniem ich w naczyniu.
    2. Wyczyść filtry strzykawkowe (0,45 μm PVDF) 3 x 1 ml ultraczystej wody.
    3. Przefiltrować roztwór otrzymany w kroku 3.1.1 za pomocą czystego filtra strzykawkowego i umieścić go w wstępnie zważonej szklanej butelce o pojemności 60 ml. Opłucz szalkę Petriego 5 ml ultraczystej wody, przefiltruj wodę za pomocą filtra strzykawkowego i dodaj ją do roztworu w szklanej butelce o pojemności 60 ml. Następnie zważyć szklaną butelkę o pojemności 60 ml zawierającą roztwór, aby określić objętość przefiltrowanej wody i stężenie środka powierzchniowo czynnego w kroku 4.4.5.
  2. Ekstrakcja SPE (ekstrakcja do fazy stałej)
    1. Podłącz wkłady C18 na bazie krzemionki SPE (szczegółowe informacje na temat wkładów znajdują się na liście materiałów) do kolektora próżniowego SPE, który jest podłączony do pompy.
    2. Przemyć wkłady, przepływając 6 ml acetonitrylu o natężeniu przepływu 1 ml/min i stosując podciśnienie za pomocą pompy. Powtórz z 6 ml ultraczystej wody. Zatrzymaj pompę, aby utrzymać wystarczająco wysoki poziom wody i utrzymuj wkład mokry.
    3. Przepuścić próbkę otrzymaną w kroku 3.1.3 przez wkład SPE z szybkością mniejszą niż 1 ml/min.
    4. Przelej 1 ml ultraczystej wody przez wkład w celu wyczyszczenia i wysusz wkład, stosując silniejsze podciśnienie na konfiguracji SPE.
    5. Eluować frakcję środka powierzchniowo czynnego wchłoniętą na kolumnie, przepływając przez nią 4 ml acetonitrylu z szybkością przepływu mniejszą niż 1 ml/min.
      1. Otrzymany roztwór acetonitrylu odparować z topnikiemN2 w celu uzyskania suchego ekstraktu środka powierzchniowo czynnego i ponownie rozpuścić suchy ekstrakt w 60 μl ultraczystej wody.
        UWAGA: Ekstrakty o wielkości 60 μl uzyskane tą metodą mogą być następnie wykorzystane jako roztwór macierzysty do różnych charakterystyk środków powierzchniowo czynnych.
  3. Oznaczanie sprawności ekstrakcji
    UWAGA: Wydajność metody ekstrakcji dla różnych rodzajów środków powierzchniowo czynnych należy określić w celu określenia ich stężeń bezwzględnych w sekcji 4. W tym celu należy zastosować następujący protokół do referencyjnych środków powierzchniowo czynnych, takich jak na przykład dodecylosiarczan sodu (SDS), sól sodowa dioktylu sulfobursztynianu (AOT), benzylotetradecylodimetyloamoniak (zefiramina), chlorek cetylotrimetyloamoniowy (CTAC), (1,1,3,3-tetrametylobutylo)glikol fenylo-polietylenowy (patrz Wykaz materiałów), eter dodecylowy glikolu polietylenowego (patrz Lista materiałów), surfaktyna, ramnolipid lub L-α-fosfatydylocholina.
    1. Wzorcowe roztwory wzorcowe wodnego roztworu wzorcowego (10-9 do 10-4 moli środków powierzchniowo czynnych w 1 ml ultraczystej wody) należy nasycić czystymi filtrami kwarcowymi (gramatura 0,85 g m-2) za pomocą mikropipety. Równolegle należy dodać taką samą ilość tych roztworów bezpośrednio do fiolek, jak "roztwory początkowe".
    2. Wysuszyć filtry (umieszczone na szalkach Petriego) w eksykatorze przez 24 godziny i ekstrahować filtry środkami powierzchniowo czynnymi zgodnie z protokołem w sekcji 3.1-3.2.
    3. Zmierzyć stężenie związków odniesienia w roztworach początkowych (roztwory wzorcowe w fiolkach z etapu 3.3.1) i wyekstrahowanych (z etapu 3.3.2) metodami opisanymi w sekcji 4. Wydajność ekstrakcji określa się jako stosunek tych stężeń.
      UWAGA: Zazwyczaj w tej pracy dla SDS i AOT (anionowych środków powierzchniowo czynnych) skuteczność ta wynosiła 65 ± 10%, dla zefiraminy i CTAC (kationowe środki powierzchniowo czynne) wynosiła 20 ± 5%, a dla glikolu (1,1,3,3-tetrametylobutylo)fenylo-polietylenowego (patrz Lista materiałów), eteru dodecylowego glikolu polietylenowego (patrz Lista materiałów), surfaktyny, ramnolipidu i L-α-fosfatydylocholiny (niejonowe środki powierzchniowo czynne) wynosiła 90 ± 10%.
  4. Ekstrakcja całkowitej frakcji środka powierzchniowo czynnego w próbkach
    UWAGA: W celu sprawdzenia, czy proponowana metoda ekstrakcji usuwa wszystkie środki powierzchniowo czynne obecne w analizowanych próbkach (tj. wszystkie związki obniżające ich napięcie powierzchniowe), można wykonać następujące badanie.
    1. Zmierzyć napięcie powierzchniowe (patrz sekcja 5) znanego roztworu związku odniesienia (lub ekstraktu próbki) po pierwszej ekstrakcji (etap 3.1.3). Powinien wynosić około 50 mN m-1.
    2. Zmierzyć napięcie powierzchniowe roztworu pozostałego po drugim etapie ekstrakcji, tj. zebranego po przejściu przez kolumnę SPE w kroku 3.2.3. Wartość ta powinna być bliska 72,8 ± 1 mN m-1, czyli wartości czystej wody, co oznacza, że większość lub wszystkie związki powierzchniowo czynne obecne w próbkach zostały usunięte w procesie ekstrakcji.

4. Oznaczanie stężeń w fazie aerozolowej środka powierzchniowo czynnego

UWAGA: Do oznaczania stężeń środków powierzchniowo czynnych w fazie aerozolowej wybrano technikę kolorymetryczną, która zapewnia stężenia bezwzględne i ma odpowiednią czułość dla środków powierzchniowo czynnych w próbkach środowiskowych. 11,12,13,14 Wymaga to jednak osobnego pomiaru stężeń anionowych, kationowych i niejonowych środków powierzchniowo czynnych, ponieważ dla każdego rodzaju środka powierzchniowo czynnego muszą być używane różne odczynniki. Wszystkie roztwory dla poniższego protokołu muszą być przygotowane za pomocą mikropipet w celu zapewnienia dokładności, a wszystkie reakcje muszą być przeprowadzone w szklanych fiolkach.

  1. Miareczkowanie kolorymetryczne anionowych środków powierzchniowo czynnych
    1. Przygotować roztwór buforu octanowego w wodzie o pH = 5 (roztwór octanu sodu 0,2 M/roztwór kwasu octowego 0,2 M, objętość 70/30) o objętości co najmniej n 200 μl, gdzie n jest liczbą próbek do analizy.
    2. Przygotować roztwór EDTA 0,1 M o objętości co najmniej n x 100 μl, gdzie n jest liczbą próbek do analizy.
    3. Przygotować roztwór siarczanu sodu 1 M w wodzie o objętości co najmniej n x 500 μl, gdzie n jest liczbą próbek do analizy.
    4. Przygotować roztwór fioletu etylowego (C31H42N3)11,15,16,17 0,49 g L-1 w wodzie o objętości co najmniej n x 200 μl, gdzie n oznacza liczbę próbek do analizy.
    5. Zaczynając od 60 μl ekstraktów próbek otrzymanych w sekcji 3, należy je rozcieńczyć do 10 ml ultraczystą wodą za pomocą mikropipet w szklanej butelce o pojemności 60 ml z pokrywką. W przeciwnym razie pobrać 10 ml próbki i dodać 200 μl roztworu buforowego octanu, 100 μl roztworu EDTA, 500 μl roztworu siarczanu sodu i 200 μl roztworu fioletu etylowego za pomocą mikropipet.
    6. Dodać 2,5 ml toluenu do roztworu za pomocą mikropipety, mieszadła magnetycznego i mieszać przez 1 godzinę z prędkością 500 obr./min.
    7. Pozostaw fazę wodną i organiczną do zastygnięcia na około 10 minut. Po ich rozdzieleniu należy usunąć fazę toluenową (faza górna) za pomocą szklanej pipety Pasteura w celu przeprowadzenia analizy UV-vis (patrz sekcja 4.4).
  2. Miareczkowanie kolorymetryczne kationowych środków powierzchniowo czynnych
    1. Przygotować roztwór buforu octanowego w wodzie o pH = 5 (roztwór octanu sodu 0,2 M/roztwór kwasu octowego 0,2 M, objętość 70/30) o objętości co najmniej n x 1 ml, gdzie n jest liczbą próbek do analizy.
    2. Przygotować roztwór błękitu dissiarbinowego (C27H32N2O6S2)11,18 w proporcji 2,58 g L-1 w mieszaninie woda/etanol w proporcji 90:10 (rozcieńczając barwnik najpierw objętością wody, a następnie dodając objętość etanolu), o objętości co najmniej n x 500 μl, gdzie n oznacza liczbę próbek do analizy.
    3. Umieścić 10 ml próbki w szklanej butelce o pojemności 30 ml z pokrywką i dodać 1 ml roztworu buforowego octanu i 500 μl roztworu błękitu disidelinowego za pomocą mikropipet.
    4. Dodać 2,5 ml chloroformu za pomocą mikropipety, mieszadła magnetycznego i mieszać przez 1 godzinę z prędkością 500 obr./min.
    5. Po pozostawieniu fazy wodnej i organicznej do rozdzielenia na około 10 minut, usunąć chloroform (dolna faza) za pomocą strzykawki w celu przeprowadzenia analizy UV-Vis (patrz punkt 4.4).
  3. Miareczkowanie kolorymetryczne niejonowych środków powierzchniowo czynnych
    UWAGA: Do miareczkowania niejonowych środków powierzchniowo czynnych nie było możliwe zidentyfikowanie barwnika reagującego ze wszystkimi niejonowymi środkami powierzchniowo czynnymi, ale wybrano tiocyjanian kobaltu (Co(NCS)2), ponieważ reaguje on z najszerszym zakresem związków. 12,19
    1. Przygotować roztwór tiocyjanianu kobaltu, mieszając n x 0,62 g tiocyjanianu amonu i n x 0,28 g sześciowodnego azotanu kobaltu w n x 1 ml wody, gdzie n jest liczbą próbek do analizy.
    2. Umieścić 3 ml próbki w szklanej butelce o pojemności 15 ml z pokrywką i dodać 1 ml roztworu tiocyjanianu kobaltu za pomocą mikropipety.
    3. Dodać 2 ml chloroformu za pomocą mikropipety, mieszadła magnetycznego i mieszać przez 1 godzinę z prędkością 500 obr./min
    4. Po pozostawieniu fazy wodnej i organicznej do rozdzielenia na około 10 minut, należy usunąć chloroform (dolna faza) za pomocą strzykawki w celu przeprowadzenia analizy absorpcji UV-Vis (patrz punkt 4.4).
  4. Krzywe kalibracyjne i oznaczanie ilościowe metodą spektroskopii UV-VIS
    1. Ustanowić krzywą kalibracyjną (krzywe absorbancji w funkcji stężenia) dla anionowych środków powierzchniowo czynnych, mierząc absorbancję przy 612 nm szeregu znanych roztworów związku odniesienia, takiego jak SDS lub AOT.
      UWAGA: Zazwyczaj do wyznaczenia krzyw>cm-1 i granicy wykrywalności 0,054 μM, dla wszystkich anionowych środków powierzchniowo czynnych.
    2. Ustanowić krzywą kalibracyjną dla kationowych środków powierzchniowo czynnych przy podobnym podejściu, ale mierząc absorbancję przy 628 nm i stosując związki odniesienia, takie jak zefiramina lub CTAC.
      UWAGA: nachylenie powinno wynosić ε = 0,35 ± 0,05 μM cm-1, a granica wykrywalności 0,059 μM, dla wszystkich kationowych środków powierzchniowo czynnych.
    3. Ustanowić krzywą kalibracyjną dla niejonowych środków powierzchniowo czynnych przy użyciu podobnego podejścia, ale dla zakresu stężeń od 0 do 20 μM, mierząc absorbancję przy długości fali 317 nm i stosując eter dodecylowy glikolu polietylenowego (patrz wykaz materiałów) jako związek odniesienia.
    4. W celu oznaczenia stężeń kompleksu surfaktant-barwnik w roztworach organicznych otrzymanych w sekcji 4.1, 4.2 i 4.3 należy umieścić ~1,5-2 ml tych roztworów w kuwecie kwarcowej o średnicy 1 cm i zmierzyć jej absorbancję odpowiednio przy 612, 628 i 317 nm za pomocą spektrofotometru UV-Vis. Przed każdym pomiarem roztworu należy pobrać ślepą próbę rozpuszczalnika organicznego (toluen do metody anionowego środka powierzchniowo czynnego i chloroform do metod kationowych i niejonowych środków powierzchniowo czynnych)
      UWAGA: W przeciwieństwie do anionowych i kationowych środków powierzchniowo czynnych, użycie tiocyjanianu kobaltu jako barwnika zapewni różne krzywe kalibracyjne z różnymi niejonowymi środkami powierzchniowo czynnymi. Użycie eteru dodecylowego glikolu polietylenowego, jak sugerowano tutaj, spowoduje niedoszacowanie stężeń większości niejonowych środków powierzchniowo czynnych, zapewniając w ten sposób, że błędy w pomiarach są zawsze tego samego znaku, tj. zaniżają rzeczywiste stężenia. Nachylenie przy użyciu eteru dodecylowego glikolu polietylenowego jako punktu odniesienia powinno dawać nachylenie ε = 0,013 ± 0,001 μM-1 i granicę wykrywalności 0,3 μM,
      UWAGA: Na podstawie różnych nachyleń kalibracji uzyskanych dla różnych niejonowych środków powierzchniowo czynnych oraz faktu, że niektóre środki powierzchniowo czynne mogą w ogóle nie być wykrywane przez tiocyjanian kobaltu, oszacowaliśmy6 systematyczne niedoszacowanie stężenia niejonowego środka powierzchniowo czynnego tą metodą do około czynnika 2, co jest największym źródłem niepewności w całkowitych stężeniach środków powierzchniowo czynnych.
    5. Określić całkowite stężenie środka powierzchniowo czynnego w każdej próbce jako sumę stężeń anionowych, kationowych i niejonowych środków powierzchniowo czynnych mierzonych oddzielnie6 i po skorygowaniu każdego stężenia o wydajność objętościową wyekstrahowaną z kroku 3.1.3 i przez odpowiednią wydajność ekstrakcji określoną w kroku 3.3.
      UWAGA: Ogólne niepewności w tych całkowitych stężeniach szacuje się na 33%, głównie ze względu na niepewność dotyczącą stężeń niejonowych środków powierzchniowo czynnych.
    6. Oznaczyć średnie stężenia środka powierzchniowo czynnego w próbce aerozolu, mnożąc stężenie uzyskane dla ekstraktu przez stosunek objętości próbki aerozolu do objętości ekstraktu (60 μl).

5. Wyznaczanie bezwzględnych krzywych napięcia powierzchniowego surfaktantu w wodzie

  1. Pomiary napięcia powierzchniowego metodą tensjometrii opadania w zawieszeniu
    UWAGA: W przypadku próbek aerozolowych pomiary napięcia powierzchniowego najlepiej wykonywać metodą wiszących kropel, ponieważ jest to metoda wymagająca najmniejszej objętości próbki (szczegółowe informacje na temat tensjometru znajdują się w Wykazie materiałów). Chociaż takie pomiary wykonuje się na kropelkach o średnicy od 1,4 do 2,4 mm, eksperymenty wykazały, że zmierzone napięcie powierzchniowe jest identyczne z napięciem kropel o wielkości mikronów zawierających to samo stężenie środka powierzchniowo czynnego. 10,20 Podczas pomiarów temperatura musi być stała co najmniej ± 3 K, a objętość kropli powinna być stale monitorowana, aby wykluczyć efekt parowania. Każdą kroplę należy pozostawić do zrównoważenia (wartość napięcia powierzchniowego nie zmienia się już) przed dokonaniem pomiaru, a każdy pomiar należy powtórzyć od 3 do 5 razy.
    1. Uruchom kamerę tensjometru i oprogramowanie (patrz Lista materiałów w celu uzyskania referencji). Skalibruj tensjometr, mierząc napięcie powierzchniowe kropel ultraczystej wody, postępując zgodnie z protokołem w krokach 5.1.2-5.1.5 poniżej.
    2. Napełnij strzykawkę o pojemności 1 ml igłą Ø 0,30 mm (dla σ <45 mN m-1) lub igłą Ø 0,51 mm (dla σ >45 mN m-1) roztworem środka powierzchniowo czynnego otrzymanym w kroku 3.2.6 i umieść ją na tensjometrze, upewniając się, że końcówka igły znajduje się w polu kamery.
    3. Na końcu igły wytworzyć kroplę o średnicy od 1 do 3 mm, naciskając tłok.
    4. Zrób zdjęcie lub nagraj film kropli, zanim spadnie wraz z oprogramowaniem.
    5. Uruchom funkcję analizy oprogramowania, aby dopasować kształt kropli do równania Younga-Laplace'a i uzyskać wartość napięcia powierzchniowego. Jak wspomniano powyżej, czynność tę należy powtórzyć kilka razy dla tej samej kropli, aż napięcie powierzchniowe przestanie się zmieniać, aby upewnić się, że środki powierzchniowo czynne osiągnęły równowagę w kropli.
      UWAGA: ogólne niepewności tych pomiarów napięcia powierzchniowego wynoszą zazwyczaj ± (0,3-1,0) mN m-1.
  2. Kompletne krzywe napięcia powierzchniowego i CMC
    1. Zmierzyć napięcie powierzchniowe ekstraktu początkowego, otrzymanego w kroku 3.2.6, zgodnie z protokołem zawartym w ppkt 5.1.
    2. Zmierzyć całkowite stężenie środka powierzchniowo czynnego w tym samym ekstrakcie, postępując zgodnie z protokołami w sekcji 4. To stężenie i napięcie powierzchniowe tego ekstraktu zapewni punkt wyjścia krzywej.
    3. Aby wykreślić pozostałą część krzywej, rozcieńczyć ekstrakt przez współczynnik 2, dodając ultraczystą wodę za pomocą mikropipety. Zmierzyć napięcie powierzchniowe rozcieńczonego roztworu.
    4. Powtarzać krok 5.2.2 do momentu, gdy roztwór osiągnie (lub zbliży się) do napięcia powierzchniowego czystej wody (72,8 ± 1 mN m-1). Wartości napięcia powierzchniowego i współczynniki rozcieńczenia dla każdego z tych rozcieńczonych roztworów dostarczą punktów definiujących krzywą napięcia powierzchniowego.
    5. Oznaczyć średnie stężenie środka powierzchniowo czynnego w początkowej próbce aerozolu, mnożąc stężenie w ekstrakcie przez stosunek ekstraktu do objętości próbki.
      UWAGA: Ponieważ objętość próbki aerozolu jest zwykle mniejsza niż ekstrakt 60 μl, stężenie środka powierzchniowo czynnego w aerozolu jest zwykle większe niż stężenie ekstraktu, a więc najdalszy punkt na osi x krzywej.
    6. Wykreśl krzywą napięcia powierzchniowego (Rysunek 2). W tym celu należy umieścić pierwszy punkt odpowiadający warunkom panującym w aerozolu (oś x = stężenie środka powierzchniowo czynnego w próbce aerozolu oznaczone w kroku 5.2.5; oś y = minimalne napięcie powierzchniowe zmierzone w 60 μl roztworu ekstraktu w kroku 5.2.1). Następnie umieścić drugi punkt odpowiadający 60 μl ekstraktu z kroku 5.2.1 (oś x = stężenie środka powierzchniowo czynnego w ekstrakcie 60 μl; oś y = minimalne napięcie powierzchniowe zmierzone w 60 μl roztworu ekstraktu). Następnie umieścić trzeci punkt odpowiadający rozcieńczonemu ekstraktowi aerozolowemu z kroku 5.2.2 (oś x = stężenie środka powierzchniowo czynnego w 120 μl rozcieńczonego roztworu ekstraktu = stężenie w 60 μl roztworu ekstraktu podzielone przez współczynnik 2; oś y: minimalne napięcie powierzchniowe mierzone w 120 μl roztworu ekstraktu) i tak dalej, aż do ostatniego zmierzonego napięcia powierzchniowego (krok 5.2.3)
    7. Po ustaleniu krzywej napięcia powierzchniowego określ CMC graficznie, określając przecięcie między ostrym nachyleniem a minimalnym poziomem napięcia powierzchniowego (patrz Rysunek 2).
      UWAGA: Tylko wtedy, gdy stężenie środka powierzchniowo czynnego w ekstrakcie jest znacznie wyższe od CMC (powyżej ostrego przejścia na krzywej), można dokładnie określić wartość CMC i minimalne napięcie powierzchniowe. Ale jeśli to stężenie jest niższe niż CMC, nie można określić dokładnej wartości CMC, a napięcie powierzchniowe ekstraktu da tylko górną granicę napięcia próbki.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uwaga: Przed zastosowaniem do próbek atmosferycznych, wszystkie protokoły przedstawione w tej sekcji zostały przetestowane z 9 referencyjnymi środkami powierzchniowo czynnymi, a uzyskane krzywe napięcia powierzchniowego, minimalne napięcia powierzchniowe i CMC były doskonale zgodne z literaturą. 21,22

1. Stężenia

Próbki drobnych aerozoli (o średnicy <1 μm, czyli "PM1") zostały pobrane na filtrach z włókna kwarcowego w przybrzeżnym miejscu w Rogoznicy w Chorwacji w lutym 2015 roku. Próbki te zostały potraktowane i wyekstrahowane w sposób opisany odpowiednio w sekcjach 2 i 3 niniejszego manuskryptu. Stężenia anionowych, kationowych i niejonowych środków powierzchniowo czynnych oraz całkowite stężenie środka powierzchniowo czynnego w objętości próbki aerozolu, Csurf,p (M), zmierzono zgodnie z sekcją 4. Wyniki są przedstawione w Rysunek 1 i dowodzą dominacji anionowych i niejonowych środków powierzchniowo czynnych wśród mierzonych środków powierzchniowo czynnych.

2. Napięcie powierzchniowe próbki i krzywa napięcia powierzchniowego dla ekstrahowanych środków powierzchniowo czynnych

Połączenie pomiarów napięcia powierzchniowego opisanych w sekcji 5 z pomiarami stężenia, dało w wyniku bezwzględne krzywe napięcia powierzchniowego dla tych samych próbek, jak pokazano na Rysunek 2. Krzywe te wskazują stężenie środka powierzchniowo czynnego w próbce aerozolu oraz napięcie powierzchniowe tych próbek ("σmin") i pozwalają na graficzne określenie wartości CMC (Rysunek 2).

figure-results-1
Rysunek 1: Stężenia surfaktantów w drobnych aerozolach (PM1) zebrane w Rogoznicy, Chorwacja. Stężenia anionowych (w kolorze niebieskim), kationowych (w kolorze czerwonym), niejonowych środków powierzchniowo czynnych (w kolorze zielonym) oraz całkowite stężenie środków powierzchniowo czynnych w fazie aerozolowej (suma wszystkich stężeń środków powierzchniowo czynnych), Csurf,p (M), mierzone metodą kolorymetryczną w drobnych (<1 μm) aerozolach atmosferycznych zebranych w przybrzeżnym zakładzie w Rogoznicy w Chorwacji w lutym 2015 r. Uzyskane wyniki jednoznacznie wskazują na dominację surfaktantów anionowych i niejonowych. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Typowa krzywa napięcia powierzchniowego i CMC dla środków powierzchniowo czynnych w aerozolach z Rogoznicy, Chorwacja. Bezwzględna krzywa napięcia powierzchniowego dla surfaktantów w próbce z dnia 03.02.2015 r. uzyskana przez połączenie pomiarów napięcia powierzchniowego i stężenia. Czarne kropki reprezentują zmierzone napięcie powierzchniowe ekstraktu środka powierzchniowo czynnego. Pomarańczowa kropka na końcu krzywych oznacza obliczone stężenie w próbce aerozolu (etap 4.4.6) i "σmin" jego napięcie powierzchniowe. Przedstawiono graficzne wyznaczanie CMC. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W protokole szczegółowo opisano wszystkie krytyczne kroki. Obejmują one zbieranie aerozoli na filtrach, ekstrakcję z nich środków powierzchniowo czynnych (przy użyciu podwójnej ekstrakcji: ekstrakcji wodą, a następnie ekstrakcji SPE) oraz analizę ekstraktów (pomiary napięcia powierzchniowego i stężenia).

Dla całej metody przeprowadzono kontrolę jakości 1) poprzez zastosowanie metody ekstrakcji i analizy na filtrach ślepych (odchylenie <5 mN m-1 w porównaniu z wodą ultraczystą na napięcie powierzchniowe i absorbancję poniżej granicy wykrywalności dla metody kolorymetrycznej), 2) poprzez określenie wydajności ekstrakcji i ich niepewności, w tym odtwarzalności/powtarzalności, % wyekstrahowanych środków powierzchniowo czynnych w danym zakresie stężeń, 3) poprzez sprawdzenie potencjalnych zakłóceń w metodzie kolorymetrycznej, tj. poprzez sprawdzenie, czy metoda wykrywa tylko docelowy rodzaj środka powierzchniowo czynnego (anionowy, kationowy i niejonowy) i nie widzi pozostałych jako w pełni wyszczególnionych w odniesieniach 4,6) poprzez sprawdzenie potencjalnych zakłóceń pochodzących z ekstraktów aerozolowych (sole nieorganiczne, małych kwasów) na podstawie metody kolorymetrycznej, jak to jest szczegółowo opisane w pozycji referencyjnej6.

Według naszej wiedzy przedstawiona w niniejszym artykule metoda ekstrakcji surfaktantów z próbek atmosferycznych jest obecnie najbardziej selektywną metodą w chemii atmosfery. W szczególności jest znacznie bardziej selektywny niż proste ekstrakcje wodne wykonywane w przeszłości w celu zbadania tych związków. 11,23,24 Drugi etap ekstrakcji jest ważny, ponieważ wykazano, że usuwa składniki jonowe, takie jak sole nieorganiczne i małe kwasy organiczne, które występują w dużych stężeniach w próbkach aerozoli i zakłócają pomiary stężenia. 6 Wykazano również, że ta metoda ekstrakcji usuwa wszystkie środki powierzchniowo czynne obecne w próbkach, na powierzchni i w masie. Otrzymane ekstrakty są zatem wystarczająco skoncentrowane, aby umożliwić dokładną charakterystykę tych związków.

Jednak oprócz środków powierzchniowo czynnych możliwe jest, że z aerozoli atmosferycznych ekstrahowane są inne niepolarne lub łagodnie polarne związki. Na przykład "substancje humopodobne" (HULIS), które są zwykle ekstrahowane podobnymi metodami25 i, w zależności od regionu pobierania próbek, mogą być obecne w ekstraktach. Związki te są tylko łagodnie powierzchniowo czynne w porównaniu z surfaktantami scharakteryzowanymi w naszych próbkach,26,27,28 dlatego nie powinny znacząco przyczyniać się do mierzonego napięcia powierzchniowego lub CMC. Są to jednak polikwasy i mogą zakłócać pomiary stężenia anionowego. W przyszłości konieczne będzie określenie ich udziału w stężeniach środków powierzchniowo czynnych (tj. czy reagują one z fioletem etylowym, barwnikiem używanym do miareczkowania anionowych środków powierzchniowo czynnych). Jeśli ich udział jest znaczący, do metody ekstrakcji można dodać dodatkowe etapy, aby wyeliminować na przykład wszystkie związki, które są aktywne w promieniowaniu UV-Vis lub przez fluorescencję, które obejmowałyby HULIS, ale nie środki powierzchniowo czynne.

Do tej pory nie jest dostępna żadna inna metoda pomiaru napięcia powierzchniowego aerozoli oraz krzywej napięcia powierzchniowego dla surfaktantów aerozolowych niż przedstawiona w niniejszym manuskrypcie. Do tych pomiarów zalecana jest technika wiszących kropel, ponieważ jest to jedyna technika wymagająca objętości próbki zgodnej z próbkami atmosferycznymi. Opracowywane są techniki optyczne, polegające na bezpośrednim pomiarze napięcia powierzchniowego cząstek o rozmiarach mikronów bez ekstrakcji. 10,20,29 Jak dotąd mają one zastosowanie tylko do cząstek wyprodukowanych w laboratorium, ale potencjalnie pewnego dnia mogą zostać zastosowane do cząstek atmosferycznych.

Przedstawiona w niniejszej pracy metoda kolorymetryczna do pomiaru stężenia surfaktantu była wcześniej stosowana do próbek aerozoli atmosferycznych 11,13,14,30, ale tylko do ekstraktów wodnych, a nie do ekstraktów podwójnych, jak w naszej metodzie. Jest to istotna różnica, ponieważ, jak podkreślono powyżej, drugi etap ekstrakcji usuwa związki, takie jak sole nieorganiczne i małe kwasy organiczne, które zakłócają pomiary stężenia. 6

Technika elektrochemiczna, początkowo opracowana dla wody morskiej i większych próbek wodnych, została również wykorzystana do pomiaru stężenia środków powierzchniowo czynnych w aerozolach atmosferycznych. 31,32 Metoda ta jest względna, tzn. uzyskane stężenia środków powierzchniowo czynnych zależą od wybranych związków odniesienia i zakładają, że czułość wykrywania wszystkich środków powierzchniowo czynnych jest identyczna. Granica wykrywalności podana dla tej techniki wynosi 0,02 mg L-1 przy zastosowaniu tetraoktylofenoletletlelonu jako punktu odniesienia, a zatem 0,03 μM, i jest porównywalna z granicą wykrywalności wynoszącą około 0,05 μM dla anionowych i kationowych środków powierzchniowo czynnych metodą kolorymetryczną. Jednak ze względu na niepewności w oznaczaniu niejonowych i całkowitych stężeń środków powierzchniowo czynnych metodą kolorymetryczną, interesujące byłoby porównanie obu metod (kalibracja międzykalibracyjna).

Kilka punktów w prezentowanych metodach można by jeszcze poprawić.

Inny barwnik niż tiocyjanian kobaltu, który wykrywałby wszystkie niejonowe środki powierzchniowo czynne i miałby taką samą czułość, byłby bardzo przydatny i zmniejszyłby główne źródło niepewności w obecnych pomiarach stężeń.

Wydajność ekstrakcji kationowych środków powierzchniowo czynnych, obecnie szacowana na 20%, mogłaby również ulec poprawie, ponieważ związki te często znajdują się na granicy wykrywalności w próbkach atmosferycznych. Można to zrobić na przykład za pomocą specjalnej kolumny SPE.

Warunki ekstrakcji i miareczkowania można by jeszcze ulepszyć. Na przykład, równoległe stosowanie trzech różnych konfiguracji SPE, z których każda jest zoptymalizowana pod kątem klasy środków powierzchniowo czynnych, może poprawić wydajność ekstrakcji i poprawić jakość procedury (mniejsze ryzyko zanieczyszczenia). Można również określić optymalną gęstość sorbentu we wkładzie SPE dla masy próbki, która ma być poddana analizie. Warunki reakcji miareczkowania (pH, dodatki) można również jeszcze bardziej zoptymalizować, aby jeszcze bardziej poprawić czułość pomiarów stężenia, tj. obniżyć granice wykrywalności.

Do protokołu ekstrakcji można dodać dodatkowe testy lub kroki, aby wykluczyć związki inne niż środki powierzchniowo czynne, które mogły zostać wyekstrahowane. Na przykład, potencjalną obecność HULIS w próbkach można zbadać za pomocą technik optycznych (UV-Vis lub fluorescencja).

Dalsze modyfikacje, choć nie poprawią jakości samej analizy, przyniosłyby więcej informacji na temat atmosferycznych środków powierzchniowo czynnych, takich jak zastosowanie obecnej metody do różnych frakcji wielkości (tj. subpopulacji) aerozolu, a nie do wszystkich zebranych cząstek, jak to przedstawiono tutaj. Inne rodzaje analiz mogą być również stosowane do ekstraktów, takich jak LC/HR MS, tandem MS lub NMR w celu określenia struktury chemicznej środków powierzchniowo czynnych lub absorbancji UV-Vis, fluorescencji lub polarymetrii, aby wskazać obecność w ekstraktach związków silnie sprzężonych lub chiralnych.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została sfinansowana przez SONATA, wspólny projekt francuskiej Agence Nationale de la Recherche (ANR-13-IS08-0001) i amerykańskiej Narodowej Fundacji Nauki. Christine Baduel jest finansowana przez Francuską Narodową Agencję Badawczą (ANR) w ramach projektu ANR-16-ACHN-0026. Autorzy serdecznie dziękują również Mariji Marguš, Anie Cvitešić, Sanji Frce Milosavljević i Irenie Ciglenecki z Instytutu Rudjera Boskovicia w Zagrzebiu w Chorwacji za pomoc w pobraniu próbek aerozoli w Marina Frapa, Rogoznica, Chorwacja.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Filtry kwarcoweFioronina przykład Ø 47 mm lub Ø 150 mm, Gramatura 85 g/m2
Folie aluminiowe lub szklane szalkipieczone w piekarniku (773 K, 6  h)
Pęseta, nożyczki
Desiccator
SPE (Solid Phase Extraction) set-up
SPE kolektor próżniowy Ac-ElutVarian 
Pompa LaboxatKnf LAB
Konfiguracja suszarki do azotu (ręcznie robiona)
Kompresowana Nirogen 4,5 w butelce B50, 200 bar przy 15 stopniach; CTensjometr Linde
DataphysicsOCA 15EC
Tensjometr OprogramowanieSCA dla OCA wersja 4-4.1
Spektrometr UV-VisAgilent8453
Płytki
Szkło
Szklane szalkiPetriegodo etapu ekstrakcji wody
Zlewki
15 mL, 30 mL, 60 ml Butelki szklane z korkami
Probówki do SPE
Mieszadła
Kąpiel ultradźwiękowado mycia naczyń szklanych
(0,5 - 5  ml, 0,100 - 1  ml, 10 - 100 μ L)Rainin Pipette-Life XLS
Jednorazowy mały sprzęt
Filtry strzykawkowe 0,45 μ m Wkłady PVDFFisherbrand
SPE C18 Wkłady Strata C18-E 500 mg / 3 mL Phenomenex
Plastikowe strzykawki
Igły
4 ml fiolki
Szklane pipety
Końcówki
Chemicals
Sodium dodecyl sulfate (SDS) ≥ 98,5% BioodczynnikSigma- AldrichL3771
Sól sodowa sulfobursztynianu dioktylu (AOT) ≥ 97%Sigma- Aldrich323586
Benzyltetradecylodimetyloamoniak (zefiramina)  ≥ 99,0% bezwodny FlukaSigma-Aldrich13401
Roztwór chlorku cetyltrimetyloamoniowego (CTAC) 25% wag. w H2OSigma- Aldrich292737
(1,1,3,3-tetrametylobutylo)fenylo-polietylenoglikol (Triton X114) laboratoryjnySigma-AldrichX114
Eter dodecylowy glikolu polietylenowego (Brij35) Fluka Bio ChemikaSigma- Aldrich858366
L-&alfa;-fosfatydylocholina z liofilizowanego proszku żółtka jaja typu XVI-E ≥   99%Sigma- AldrichP3556
Surfaktyna z Bacillus subtilis ≥ 98%Sigma- AldrichS3523
R-95Dd ramnolipid (95% dirhamnolipid, 5% monoramnolipid)Sigma- AldrichL510025
Kationowy barwnik triarylometanowy fioletu etylowegoSigma- Aldrich228842
Zawartość barwnika Patent Blue VF 50%Sigma-Aldrich198218
Tiocyjanian amonu ≥ 99% puriss. rocznie, odczynnik ACSSigma-Aldrich31120
Sześciowodny azotan kobaltu(II) ≥ 98% odczynnik ACSSigma-Aldrich239267
Bezwodnik octowy ≥ 99% ReagentPlusSigma-Aldrich320102
Octan sodu ≥ 99,0% bezwodny Odczynnik PlusSigma-AldrichS8750
Kwas etylenodiaminotetraoctowy 99,4− 100,6% odczynnik ACS w proszkuSigma-AldrichE9884
Siarczan sodu bezwodny ≥ 99,0% puriss. p.a. Odczynnik ACS FlukaSigma-Aldrich71960
Etanol puriss. p.a. Odczynnik ACS reag. Ph. Eur. 96% (v/v)Sigma-Aldrich32294
Acetonitryl ≥ 99,9% HiPerSolv CHROMANORM Reag. Gradient klasy Ph. Eur. (odczynnik Farmakopei Europejskiej) dla HPLCVWR BDH Prolabo20060.32do manipulowania pod maską
Chloroform 99% stabilny z 0,8− 1% etanoluAlfa AesarL13200-0Fdo manipulowania pod maską
Toluen > 99%Chimie Plus24053do manipulowania pod maską
Denaturat etanol do mycia
Woda ultraczystaSystem wody ultraczystej Purelab Classic, Elga
Petriego mieszającemagnetyczneMikropipety Pasteura do mikropipet

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. The nucleus in and the growth of hygroscopic droplets. Trans. Faraday Soc. 32, 1152-1161 (1936).">Köhler, H. The nucleus in and the growth of hygroscopic droplets. Trans. Faraday Soc. 32, 1152-1161 (1936).
  2. CLOUDS. Don't forget the surface. Science. 351, 1396-1397 (2016).">Noziere, B. CLOUDS. Don't forget the surface. Science. 351, 1396-1397 (2016).
  3. Adsorption and thermodynamics of biosurfactant, surfactin, monolayers at the air-buffered liquid interface. Colloid Polym Sci. 292, 1649-1656 (2014).">Onaizi, S. A., Nasser, M. S., Twaiq, F. Adsorption and thermodynamics of biosurfactant, surfactin, monolayers at the air-buffered liquid interface. Colloid Polym Sci. 292, 1649-1656 (2014).
  4. A possible role of ground-based microorganisms on cloud formation in the atmosphere. Biogeosci. 7, 387-394 (2010).">Ekström, S., et al. A possible role of ground-based microorganisms on cloud formation in the atmosphere. Biogeosci. 7, 387-394 (2010).
  5. Summer/winter variability of the surfactants in aerosols from Grenoble, France. Atmos. Environ. 47, Grenoble, France. 413-420 (2012).">Baduel, C., Nozière, B., Jaffrezo, J. -L. Summer/winter variability of the surfactants in aerosols from Grenoble, France. Atmos. Environ. 47, Grenoble, France. 413-420 (2012).
  6. Anionic, Cationic, and Nonionic Surfactants in Atmospheric Aerosols from the Baltic Coast at Askö, Sweden: Implications for Cloud Droplet Activation. Environ. Sci. Technol. 50, 2974-2982 (2016).">Gérard, V., et al. Anionic, Cationic, and Nonionic Surfactants in Atmospheric Aerosols from the Baltic Coast at Askö, Sweden: Implications for Cloud Droplet Activation. Environ. Sci. Technol. 50, 2974-2982 (2016).
  7. Screening of cloud microorganisms isolated at the Puy de Dôme (France) station for the production of biosurfactants. Atmos Chem Phys. 16, 12347-12358 (2016).">Renard, P., et al. Screening of cloud microorganisms isolated at the Puy de Dôme (France) station for the production of biosurfactants. Atmos Chem Phys. 16, 12347-12358 (2016).
  8. The dynamic surface tension of atmospheric aerosol surfactants reveals new aspects of cloud activation. Nature Comm. 5, 4335(2014).">Nozière, B., Baduel, C., Jaffrezo, J. -L. The dynamic surface tension of atmospheric aerosol surfactants reveals new aspects of cloud activation. Nature Comm. 5, 4335(2014).
  9. An interfacial mechanism for cloud droplet formation on organic aerosols. Science. 351, 1447-1450 (2016).">Ruehl, C. R., Davies, J. F., Wilson, K. R. An interfacial mechanism for cloud droplet formation on organic aerosols. Science. 351, 1447-1450 (2016).
  10. Evolution of Organic Aerosols in the Atmosphere. Science. 326, 1525-1529 (2009).">Jimenez, J. L., et al. Evolution of Organic Aerosols in the Atmosphere. Science. 326, 1525-1529 (2009).
  11. Surfactants in Atmospheric Aerosols. Environ. Sci. Technol. 38, 6501-6506 (2004).">Latif, M. T., Brimblecombe, P. Surfactants in Atmospheric Aerosols. Environ. Sci. Technol. 38, 6501-6506 (2004).
  12. Complexation of Cobalt(II) with Thiocyanate Ions in Aqueous Solutions of Nonionogenic Surfactants. Russ. J. Coord. Chem. 29, 554-558 (2003).">Amirov, R. R., Skvortsova, E. A., Saprykova, Z. A. Complexation of Cobalt(II) with Thiocyanate Ions in Aqueous Solutions of Nonionogenic Surfactants. Russ. J. Coord. Chem. 29, 554-558 (2003).
  13. Surfactants in the sea-surface microlayer and atmospheric aerosol around the southern region of Peninsular Malaysia. Mar. Pollut. Bull. 84, 35-43 (2014).">Jaafar, S. A., et al. Surfactants in the sea-surface microlayer and atmospheric aerosol around the southern region of Peninsular Malaysia. Mar. Pollut. Bull. 84, 35-43 (2014).
  14. Source apportionment of surfactants in marine aerosols at different locations along the Malacca Straits. Environ Sci Pollut Res. 21, 6590-6602 (2014).">Mustaffa, N., Latif, M., Ali, M., Khan, M. Source apportionment of surfactants in marine aerosols at different locations along the Malacca Straits. Environ Sci Pollut Res. 21, 6590-6602 (2014).
  15. Solvent extraction-spectrophotometric determination of anionic surfactants with ethyl violet. Anal. Chem. 54, 392-397 (1982).">Motomizu, S., Fujiwara, S., Fujiwara, A., Toei, K. Solvent extraction-spectrophotometric determination of anionic surfactants with ethyl violet. Anal. Chem. 54, 392-397 (1982).
  16. Solvent extraction-spectrophotometric determination of anionic surfactants in sea water. Analyst. 112, 1405-1408 (1987).">Yamamoto, K., Motomizu, S. Solvent extraction-spectrophotometric determination of anionic surfactants in sea water. Analyst. 112, 1405-1408 (1987).
  17. Analysis of Surfactants (Surfactant Science). 96, 2nd edn, Marcel Decker, Inc. 421-443 (2001).">Schmitt, T. M. Analysis of Surfactants (Surfactant Science). 96, 2nd edn, Marcel Decker, Inc. 421-443 (2001).
  18. Handbook of Surfactant Analysis: Chemical, Physico-chemical and Physical Methods. , Wiley. 203(2000).">Hummel, D. O. Handbook of Surfactant Analysis: Chemical, Physico-chemical and Physical Methods. , Wiley. 203(2000).
  19. Method to measure surfactant in fluid. US patent. , (2013).
  20. Precise, contactless measurements of the surface tension of picolitre aerosol droplets. Chem Sci. 7, 274-285 (2016).">Bzdek, B. R., Power, R. M., Simpson, S. H., Reid, J. P., Royall, C. P. Precise, contactless measurements of the surface tension of picolitre aerosol droplets. Chem Sci. 7, 274-285 (2016).
  21. Microbial production of surfactants and their commercial potential. Microbiol. Mol. Biol. R. 61, 47-64 (1997).">Desai, J. D., Banat, I. M. Microbial production of surfactants and their commercial potential. Microbiol. Mol. Biol. R. 61, 47-64 (1997).
  22. Microbial surfactants and their use in field studies of soil remediation. J. Appl. Microbiol. 93, 915-929 (2002).">Christofi, N., Ivshina, I. B. Microbial surfactants and their use in field studies of soil remediation. J. Appl. Microbiol. 93, 915-929 (2002).
  23. Cloud albedo enhancement by surface-active organic solutes in growing droplets. Nature. 401, 257-259 (1999).">Facchini, M. C., Mircea, M., Fuzzi, S., Charlson, R. J. Cloud albedo enhancement by surface-active organic solutes in growing droplets. Nature. 401, 257-259 (1999).
  24. Importance of the organic aerosol fraction for modeling aerosol hygroscopic growth and activation: a case study in the Amazon Basin. Atmos. Chem. Phys. 5, 3111-3126 (2005).">Mircea, M., et al. Importance of the organic aerosol fraction for modeling aerosol hygroscopic growth and activation: a case study in the Amazon Basin. Atmos. Chem. Phys. 5, 3111-3126 (2005).
  25. Isolation of water-soluble organic matter from atmospheric aerosol. Talanta. 55, 561-572 (2001).">Varga, B., Kiss, G., Ganszky, I., Gelencsér, A., Krivácsy, Z. Isolation of water-soluble organic matter from atmospheric aerosol. Talanta. 55, 561-572 (2001).
  26. Surface Tension Effects of Humic-Like Substances in the Aqueous Extract of Tropospheric Fine Aerosol. J Atmos Chem. 50, 279-294 (2005).">Kiss, G., Tombácz, E., Hansson, H. -C. Surface Tension Effects of Humic-Like Substances in the Aqueous Extract of Tropospheric Fine Aerosol. J Atmos Chem. 50, 279-294 (2005).
  27. Surface tension of atmospheric humic-like substances in connection with relaxation, dilution, and solution pH. J. Geophys. Res. 111, D23205(2006).">Salma, I., Ocskay, R., Varga, I., Maenhaut, W. Surface tension of atmospheric humic-like substances in connection with relaxation, dilution, and solution pH. J. Geophys. Res. 111, D23205(2006).
  28. Surfactant properties of atmospheric and model humic-like substances (HULIS). Geophys. Res. Lett. 34, L16807(2007).">Taraniuk, I., Graber, E. R., Kostinski, A., Rudich, Y. Surfactant properties of atmospheric and model humic-like substances (HULIS). Geophys. Res. Lett. 34, L16807(2007).
  29. Humidity-dependent surface tension measurements of individual inorganic and organic submicrometre liquid particles. Chemical Science. 6, 3242-3247 (2015).">Morris, H. S., Grassian, V. H., Tivanski, A. V. Humidity-dependent surface tension measurements of individual inorganic and organic submicrometre liquid particles. Chemical Science. 6, 3242-3247 (2015).
  30. Surfactants in the sea-surface microlayer and their contribution to atmospheric aerosols around coastal areas of the Malaysian peninsula. Mar. Pollut. Bull. 60, 1584-1590 (2010).">Roslan, R. N., et al. Surfactants in the sea-surface microlayer and their contribution to atmospheric aerosols around coastal areas of the Malaysian peninsula. Mar. Pollut. Bull. 60, 1584-1590 (2010).
  31. Characterization of atmospheric surfactants in the bulk precipitation by electrochemical tools. J Atmos Chem. 66, 11-26 (2010).">Orlović-Leko, P., Kozarac, Z., Ćosović, B., Strmečki, S., Plavšić, M. Characterization of atmospheric surfactants in the bulk precipitation by electrochemical tools. J Atmos Chem. 66, 11-26 (2010).
  32. Surface-active substances in atmospheric aerosol: an electrochemical approach. Tellus B. 64, 12(2012).">Frka, S., et al. Surface-active substances in atmospheric aerosol: an electrochemical approach. Tellus B. 64, 12(2012).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ekstrakcja surfaktant wnapi cie powierzchniowekrytyczne st enie micelarneekstrakcja do fazy sta ejspektrofotometria UV VISsurfaktanty aerozoloweformowanie chmursurfaktanty anionowepomiar tensjometryczny

Powiązane artykuły