Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Narzędzie ultradźwiękowe do blokowania przewodnictwa nerwowego w modelach szczurów z cukrzycą

7.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55675

⸱

20 października 2017

 ,  ,  , 
1Institute of Biomedical Engineering and Nanomedicine, National Health Research Institutes, 2Department of Neurology, National Cheng Kung University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Ta praca przedstawia metodologię stosowania ultradźwięków o wysokiej intensywności do blokowania potencjałów czynnościowych cukrzycowych nerwów neuropatycznych.

Streszczenie

Blok przewodnictwa nerwowego z przetwornikiem ultradźwiękowym o wysokiej intensywności (HIFU) został ostatnio wykonany na normalnych i cukrzycowych modelach zwierzęcych. HIFU może odwracalnie blokować przewodzenie nerwów obwodowych bez uszkadzania nerwów przy użyciu odpowiedniego parametru ultradźwiękowego. Tymczasowe i częściowe zablokowanie potencjałów czynnościowych nerwów pokazuje, że HIFU ma potencjał, aby stać się użytecznym klinicznym leczeniem w łagodzeniu bólu. W niniejszej pracy przedstawiono procedury tłumienia potencjałów czynnościowych nerwów neuropatycznych u szczurów z cukrzycą in vivo przy użyciu przetwornika HIFU. Pierwszym krokiem jest wyhodowanie dorosłych samców szczurów w neuropatii cukrzycowej poprzez wstrzyknięcie streptozotocyny (STZ). Drugim krokiem jest ocena obwodowej neuropatii cukrzycowej u szczurów z cukrzycą wywołaną przez STZ za pomocą elektronicznej sondy von Freya i płyty grzejnej. Ostatnim krokiem jest zarejestrowanie in vivo zewnątrzkomórkowych potencjałów czynnościowych nerwu poddanego działaniu sonikacji HIFU. Przedstawiona tutaj metoda może przynieść korzyści w badaniach nad zastosowaniem ultradźwięków przeciwbólowych.

Wprowadzenie

Leki doustne, akupunktura1, oraz elektryczna stymulacja nerwów2 były stosowane w leczeniu bolesnej polineuropatii cukrzycowej. Jednak skutki uboczne leków doustnych, inwazyjne operacje akupunktury i elektryczna stymulacja nerwów utrudniają skuteczność terapeutyczną i przestrzeganie zaleceń lekarskich przez pacjenta. Blok ultrasonograficzny nerwów obwodowych w modelach zwierzęcych jest badany od dziesięcioleci3,4,5. Przewodzenie nerwów kulszowych in vitro dużej zielonej żaby zostało zahamowane odwracalnie po leczeniu 10 - 20 impulsami ekspozycji na ultradźwięki przez 0,4 - 1,0 s6. Jednym z czynników blokujących przewodnictwo nerwowe jest wzrost temperatury wywołany przez ultradźwięki7. U pacjentów z polineuropatią przeprowadzono supresję złożonych potencjałów czynnościowych mięśni (CMAP) w nerwie strzałkowym wystawionym na działanie ultradźwięków o niskiej intensywności przez 2 min8. Pełny czas rekonwalescencji wynosił 5 minut.

Niedawno, Amerykańska Agencja ds. Żywności i Leków zatwierdziła HIFU jako nieinwazyjną metodę leczenia mięśniaków macicy9, łagodzenie bólu w przerzutach do kości10, oraz rak prostaty11. Przetwornik HIFU emituje wiązki akustyczne na zewnątrz ciała, a wiązki te przenoszą się w różnych ośrodkach tkankowych i zbiegają się na docelowym guzie w ognisku. Strefa ogniskowa jest natychmiast tworzona w celu wytworzenia miejscowych efektów na docelowych guzach bez uszkadzania otaczających tkanek. HIFU został również zastosowany w celu zahamowania przewodnictwa nerwowego lub spowodowania odnerwienia nerwów w eksperymentach in vivo na normalnych szczurach Sprague-Dawley (SD)12. Ponadto zbadano krótko- i długoterminowy wpływ HIFU na nerwy neuropatyczne13. Wcześniejsze wyniki wykazały, że odwracalna lub trwała blokada przewodnictwa nerwów czuciowych może być osiągnięta za pomocą HIFU przy zachowaniu odpowiednich parametrów. Oprócz zastosowań przeciwbólowych, HIFU może być używany jako narzędzie do badania względnego udziału komponentów obwodowych i ośrodkowych w blokadzie przewodnictwa nerwowego w podstawowych badaniach neurologicznych i opracowywaniu leków przeciwbólowych. Dlatego potrzebna jest platforma technologii blokowania HIFU specyficzna dla nerwów obwodowych w modelach zwierzęcych. Celem artykułu jest przedstawienie procedur częściowego lub całkowitego blokowania potencjałów czynnościowych nerwów obwodowych u szczurów z cukrzycą neuropatyczną przez HIFU. Stworzono modele szczurów z cukrzycą i oceniono objawy neuropatii obwodowej. Przedstawiono platformę HIFU oraz procesy eksperymentalne specyficzne dla leczenia nerwów kulszowych szczurów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Narodowych Instytutów Badawczych Zdrowia na Tajwanie zatwierdził wszystkie protokoły dotyczące zwierząt.

1. Indukcja modelu cukrzycowego u dorosłych samców szczurów rasy Sprague - Dawley (SD)

  1. Usuń granulki karmy dla szczurów z klatki dla szybkich samców szczurów SD (300 - 350 g) na 6 godzin przed indukcją STZ.
  2. Przygotować bufor cytrynianu sodu (0,1 M, pH 4,5).
    1. Rozpuścić 1,05 g jednowodnego kwasu cytrynowego (C, 6, H, 8O,7 · H2O; moł. 210,14) w 50 ml wody destylowanej, aby uzyskać 0,1 M roztwór kwasu cytrynowego.
    2. Rozpuścić 1,47 g dwuwodnego cytrynianu trisodowego (C, 8H, 5O,7Na3 · 2H2 O;mol. 294,12 masy; 294,12 masy) w 50 ml wody destylowanej, aby otrzymać 0,1 M roztwór cytrynianu sodu.
    3. Dodaj 25 ml roztworu kwasu cytrynowego do 25 ml roztworu cytrynianu sodu. Monitorować pH buforu cytrynianu sodu (pH 4,5) za pomocą pH-metru.
      UWAGA: Bufor jest izotoniczny przez dodanie odpowiedniej objętości 0,1 M roztworu cytrynianu sodu.
  3. Rozpuścić STZ w 0,1 M buforze cytrynianu sodu, aby otrzymać 50 mg/ml roztworu STZ.
    UWAGA: Roztwór STZ jest wrażliwy na światło, dlatego przykryj roztwór STZ folią aluminiową i zużyj w ciągu 15 - 20 minut.
  4. Pobrać roztwór STZ o stężeniu 50 mg/kg mc. do strzykawki z insuliną lub tuberkuliną o pojemności 1 ml z igłą o rozmiarze od 26 do 28 rozmiarów. Oczyścić miejsce wstrzyknięcia wkładką etanolową i dootrzewnowo wstrzyknąć roztwór STZ do prawego dolnego kwadrantu jamy brzusznej, aby uniknąć uszkodzenia narządów jamy brzusznej.
  5. Podawaj szczurom 10% wodę z sacharozą jako jedyne źródło wody przez 48 godzin po wstrzyknięciu STZ, aby zapobiec hipoglikemii.

2. Potwierdzenie cukrzycy u szczurów z indukowaną chorobą STZ

  1. Monitorować stężenie glukozy w osoczu na czczo u wszystkich szczurów, którym wstrzyknięto STZ po 72 godzinach, za pomocą glukometru.
    1. Pościć szczury z cukrzycą wywołaną STZ przez 15 godzin przed pomiarem poziomu glukozy we krwi na czczo.
    2. Trzymaj szczury w torbie krępującej i wystawiaj ogony do pobierania krwi podczas pomiarów stężenia glukozy we krwi.
    3. Użyj lancetu do krwi, aby nakłuć czubek ogona, aby uzyskać małą kroplę krwi. Umieść kroplę krwi na pasku testowym do pomiaru glukozy. Zapisz poziom glukozy w osoczu na czczo.
      UWAGA: Glukometr wykrywa i wyświetla poziom glukozy we krwi w jednostkach mg/dl. Należy wykluczyć szczury z poziomem glukozy we krwi na czczo poniżej 150 mg / dl po 2 tygodniach indukcji STZ.

3. Ocena obwodowej neuropatii cukrzycowej u szczurów z cukrzycą

  1. Oceń mechaniczną allodynię za pomocą elektronicznego von Freya.
    1. Szczury z cukrzycą wywołaną STZ należy przyzwyczajić do klatki na podłodze z metalowej siatki o średnicy 1 cm na 30 minut przed oceną reakcji wycofania tylnej łapy.
    2. Użyj elektronicznej sondy von Freya ze sztywną końcówką (o średnicy 0,8 mm), aby ręcznie wywrzeć nacisk na podeszwową powierzchnię tylnej łapy szczurów i stopniowo zwiększaj nacisk, aż pojawi się reakcja wycofania łapy.
    3. Zapisz ciśnienie, które pokazuje się w systemie i powtórz pomiar 5 razy na szczura, z 30-sekundowym odstępem między każdym pomiarem.
  2. Oceń hiperalgezję cieplną za pomocą gorącej płyty.
    1. Przyzwyczaić szczury z cukrzycą wywołaną STZ na gorącej płycie (24 ± 0,5 °C) przez 10 minut przed oceną reakcji na ból.
    2. Po przyzwyczajeniu wyjąć szczury i umieścić je z powrotem w klatkach, podgrzać płytę grzejną i utrzymać temperaturę płyty grzejnej na poziomie 55 ± 0,5 °C.
    3. Umieść szczura na rozgrzanej płycie grzejnej, jednocześnie uruchamiając stoper.
    4. Kiedy szczur wykazuje wyraźne zachowania, takie jak lizanie tylnej łapy lub nienormalne machanie tylną łapą, zatrzymaj stoper i zapisz opóźnienie wycofania.
      UWAGA: Jeśli szczur nie wyraża wyraźnych zachowań po 20 sekundach (czas odcięcia 20 s), zakończ test płyty grzejnej i usuń szczura z płyty grzejnej.

4. Blokada przewodnictwa nerwowego in vivo za pomocą przetwornika HIFU

UWAGA: Eksperyment in vivo rozpoczyna się w 5 tygodniu po wstrzyknięciu 50 mg/kg STZ.

  1. Wykonaj procedury na zwierzętach przed zablokowaniem CMAP za pomocą sonikacji HIFU.
    1. Przed zabiegiem wysterylizuj narzędzia chirurgiczne (skalpel, nożyczki, kleszcze i szklany haczyk) w autoklawie.
    2. Znieczulenie szczurów należy podać dootrzewnowo wstrzyknięciu mieszaniny tiletaminy/zolazepamu (40 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg) lub poprzez wdychanie 1,75% izofluranu za pomocą parownika izofluranu. Umieść szczury na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała.
    3. Ustaw szczury do operacji w pozycji brzusznej. Nałóż maść na oczy. Wyprostuj nogę szczura i uszczypnij podeszwową powierzchnię stopy paznokciami, aby ustalić głębokość znieczulenia. Jeśli szczury wykazują reakcje odstawienia, zastosuj dodatkowe znieczulenie.
    4. Usuń włosy z uda i dolnej części pleców szczurów za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia. Nałóż płynny jod z czystą gazą na pole operacyjne i okrężnie przesuń gazę na zewnątrz pola operacyjnego. Użyj wacika nasączonego alkoholem, aby wytrzeć płynny jod tymi samymi okrężnymi ruchami. Eksperyment ten przeprowadza się na lewym i prawym polu operacyjnym. Powtórz zabieg w drugim miejscu operacyjnym podczas wykonywania kolejnego kroku zabiegu.
    5. Użyj sterylnych nożyczek chirurgicznych lub skalpela, aby wykonać nacięcie skóry na grzbiecie uda. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby ostrożnie oddzielić tkankę pod skórą i zabezpieczyć skórę haczykami do skóry. Kość udową można zobaczyć w mięśniach.
    6. Użyj nożyczek, aby ostrożnie oddzielić mięśnie równoległe do kości udowej, aż widoczne będą włókna nerwowe kulszowe w połowie uda, które są osadzone w mięśniach. Ostrożnie użyj szklanego haczyka, aby oddzielić nerw kulszowy w połowie uda od otaczających tkanek łącznych i mięśni.
  2. Umieść nerw kulszowy w strefie ogniskowej HIFU za pomocą specjalnie wykonanego stabilizatora nerwu (Rysunek 1 i Rysunek 3).
    UWAGA: Wykonany na zamówienie stabilizator nerwu składa się z 3 elementów (Rysunek 3). Wszystkie elementy wykonane są z przezroczystego polimetakrylanu metylu (PMMA). Gwint zewnętrzny górnej konstrukcji komponentu I ma wysokość 2.5 mm i M10XP0.7 (Rysunek 4A). Studzienka centralna to otwór o średnicy 4,0 mm przechodzący przez komponent I. Dolny otwór studni jest uszczelniony arkuszem taśmy. Średnica szczeliny wynosi 1,2 mm, a odległość między płaszczyzną środkową szczeliny a górną powierzchnią elementu I wynosi 3,1 mm. Komponent II składa się z korpusu głównego, czterech nóg i dolnej struktury (Rysunek 4B). Gwint wewnętrzny dolnej konstrukcji ma wysokość 2,5 mm i M10XP0,7 pasuje do gwintu zewnętrznego komponentu I. Średnica centralnego otworu jest taka sama jak centralna studzienka elementu I. Wymiary korpusu głównego to 32 mm średnicy i 5,4 mm grubości. Cztery nogi są symetrycznie rozstawione. Dwie identyczne krótkie nogi są przeznaczone do wyrównania, a dwie identyczne długie nogi służą do zaczepiania o element III. Średnica zewnętrzna i wysokość elementu III wynoszą 41 mm i 9,2 mm. Gwint wewnętrzny to M36XP1.0, a otwór przelotowy ma średnicę 27,5 mm (Rysunek 4C). Stożek jest wydrążonym stożkiem z górnym otworem o średnicy 84 mm i dolnym otworem o średnicy 27,5 mm. Wysokość wynosi 57,5 mm (Rysunek 5A).
    1. Przed eksperymentem namocz wykonany na zamówienie akrylowy stabilizator nerwów w roztworze wybielacza na 30 - 60 minut, a następnie namocz go w sterylnej wodzie.
    2. Za pomocą szklanego haczyka ostrożnie podnieś nerw i umieść go w szczelinie elementu I.
    3. Przykręcić komponent II do składnika I. Napełnić centralną studzienkę składnika I roztworem Ringera do propagacji ultradźwiękowej i zachowania nerwów.
    4. Przykręcić element III do stożka obudowy HIFU. Dokować komponent III z komponentem II przez cztery nogi składnika II.
      UWAGA: Geometryczny środek trzech elementów i przetwornika są wyrównane. Odległość między nerwem a przetwornikiem jest równa ogniskowej, co zapewnia, że nerw znajduje się w strefie ogniskowej HIFU.
  3. Włóż jedną parę igieł do akupunktury w początek nerwu kulszowego, a drugą parę w mięsień brzuchaty łydki. Podłącz każdą parę igieł do systemu akwizycji elektrofizjologii za pomocą elektrycznego koncentrycznego (Rysunek 1).
    UWAGA: Na jednym końcu znajdują się dwa zaciski krokodylkowe do osobnego przypięcia dwóch igieł, a na drugim końcu znajduje się złącze BNC do połączenia systemu. Pary igieł do akupunktury działają jako elektrody stymulujące na nerwie kulszowym, a elektrody rejestrujące na mięśniu brzuchatym łydki.
    1. Ustaw częstotliwość próbkowania i szerokość pasma systemu akwizycji elektrofizjologii odpowiednio na 50 kHz i 70 Hz-3 kHz. Zastosuj bodziec supramaksymalny o szerokości impulsu 0,1 ms do elektrod stymulujących u początku nerwu kulszowego.
    2. Rejestruj CMAP z elektrod rejestrujących i wzmacniaj CMAP za pomocą wbudowanego wzmacniacza w systemie akwizycji elektrofizjologii.
      UWAGA: Użyj wbudowanego wzmacniacza w systemie akwizycji elektrofizjologii, aby wzmocnić sygnały nerwowe i zarejestrować CMAP z elektrod rejestrujących za pomocą systemu akwizycji elektrofizjologii.
  4. Użyj komercyjnego przetwornika HIFU 2,68 MHz, aby stłumić CMAP u szczurów z cukrzycą w neuropatii.
    UWAGA: Specyfikacja przetwornika jest opisana w następujący sposób: jednoelementowa kulista czasza o średnicy otworu 6 cm i ogniskowej 5 cm oraz elipsoidalna strefa ogniskowa o głębokości 4 mm i szerokości 0,8 mm w polu swobodnym.
    1. Zanurz stożek sferyczny, przetwornik HIFU i pokrywę stożka w zbiorniku wypełnionym odgazowaną wodą. Umieść przetwornik HIFU w stożku sferycznym i przymocuj pokrywę stożka do górnego otworu stożka sferycznego za pomocą 6 z (Rysunek 5B). Po naturalnym usunięciu pęcherzyków w stożku sferycznym ze względu na niską gęstość pęcherzyków w porównaniu z wodą, uszczelnij przedni otwór stożka przezroczystą taśmą o grubości 0,03 mm. Przykręć element III do kulistego stożka.
    2. Wyjmij przetwornik HIFU ze stożkiem sferycznym i elementem III ze zbiornika odgazowanej wody.
      UWAGA: Woda z odwróconej osmozy użyta w badaniu to woda oczyszczona w procesie odwróconej osmozy. Woda z odwróconej osmozy jest gotowana w celu usunięcia gazu. Po schłodzeniu odgazowaną wodę uzyskuje się w indywidualnie szczelnym zbiorniku.
  5. Ostrożnie umieść składnik I w przestrzeni między nerwem a mięśniem i umieść nerw w szczelinie składnika I. Wykonaj kroki 4.2.3 i 4.2.4, aby upewnić się, że nerw znajduje się w strefie ogniskowej HIFU (Rysunek 3A).
  6. Połącz generator funkcyjny i wzmacniacz mocy o częstotliwości radiowej. Podłącz wzmacniacz mocy do przetwornika HIFU w celu wygenerowania wiązki HIFU. Ręcznie ustawić napięcie wyjściowe generatora funkcyjnego do przetwornika HIFU za pośrednictwem wzmacniacza mocy. Ręcznie wyłącz generator funkcyjny po upływie czasu ekspozycji HIFU. Obserwuj czas za pomocą timera.
    UWAGA: Natężenie i energia wiązki HIFU użyte w tym badaniu wynoszą odpowiednio 2,810 W/cm2 i 84 J/mm2.
  7. Jednocześnie dostarcz bodziec za pomocą systemu akwizycji elektrofizjologii (krok 4.3) i wiązki HIFU za pośrednictwem systemu HIFU (krok 4.6) do nerwu kulszowego, rejestrując CMAP. Stopniowo zwiększaj ekspozycję HIFU na nerw kulszowy od 3 s, 5 s do 8 s, aż do zaobserwowania zmniejszenia lub zahamowania amplitudy CMAP.
    1. Rejestruj CMAP raz na sekundę podczas dostarczania wiązki HIFU. Po zaobserwowaniu zmiany amplitudy CMAP należy wyłączyć system HIFU i ręcznie kliknąć ikonę nagrywania w oprogramowaniu do akwizycji elektrofizjologicznej, aby rejestrować CMAP co 2 minuty we wczesnych 10 minutach, co 5 minut w kolejnych 30 minutach i co 10 minut w ostatniej fazie, aż czas nagrywania osiągnie 2 godziny.
  8. Oddzielny element II i III stabilizatora nerwu (Rysunek 3) w celu usunięcia przetwornika HIFU z miejsca nacięcia. Oddziel komponent II i I, aby uwolnić zabezpieczony nerw kulszowy. Zszyj miejsce operacyjne szczura z cukrzycą za pomocą 4-0 chromowych szwów katgutowych po zarejestrowaniu CMAP. Nałóż płynny jod na miejsce operacji, aby zapobiec infekcji.
    1. Umieść klatki na poduszce grzewczej i pozwól szczurom zregenerować się w klatkach przed powrotem do obiektu dla zwierząt. Podawaj szczurom ibuprofen w wodzie do picia przez 3 dni lub dootrzewnowe wstrzyknięcie buprenorfiny (0,05 - 0,1 mg/kg).
  9. Wprowadzić elektrody stymulujące i rejestrujące w miejscu początkowym nerwu kulszowego i mięśni brzuchatych łydki znieczulonych szczurów z neuropatią cukrzycową, jak opisano w krokach 4.1.2 i 4.3 w dniach 7, 14 i 28 po początkowej sonikacji HIFU. Powtórz kroki od 4.3.1 do 4.3.2.
    1. Umieść klatki na poduszce grzewczej i pozwól szczurom dojść do siebie w klatkach przed przeniesieniem klatek do obiektu dla zwierząt.
  10. Poddaj szczury eutanazji po eksperymencie. Umieść szczura w komorze z dwutlenkiem węgla. Odczekaj około 5 minut, aż szczury przestaną oddychać. Upewnij się, że serce przestało bić.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Badanie in vivo wykazało, że przy dawce HIFU wynoszącej 3 s sonikacji o natężeniu 2,810 W/cm2, CMAPs zostały stłumione o 20% w stosunku do poziomu wyjściowego, jednak całkowicie powróciły po 30 min (Rycina 2A, romby) i pozostawały niemal stałe w okresie 28 dni (Rycina 2B, romby). W przypadku 5 s ekspozycji na HIFU przy tym samym natężeniu, CMAPs spadły do 65,4% (9,5%) poziomu wyjściowego w 4 min i powróciły do...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zaobserwowano częściowe i czasowe zahamowanie potencjałów czynnościowych nerwów neuropatycznych u szczurów z cukrzycą in vivo oraz natychmiastowe wystąpienie efektu blokującego po leczeniu HIFU. 28-dniowe badanie kontrolne dotyczące CMAP wykazało, że bezpieczna blokada przewodnictwa nerwowego może być przeprowadzona przy odpowiedniej ekspozycji na HIFU. W rezultacie, powyższy protokół leczenia HIFU może stanowić alternatywne rozwiązanie dla odwracalnego bloku przewodzenia nerwów kulszowych u szczurów z cukrzycą....

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Badanie było wspierane przez Ministerstwo Nauki i Technologii (Projekt MOST 105-2221-E-400 -001) oraz Narodowe Instytuty Badawcze Zdrowia (Projekt BN-105-PP-10), Tajwan.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
streptozotocynaSigma85882
kwas cytrynowy jednowodny SigmaC1909
dwuwodny cytrynian trisodowySigmaW302600
glukometryRoche Accu-Check ActiveGC
elektroniczne urządzenie von FreyaIITC Life Science2390
grzejnaIITC Nauki
System akwizycji Biopac MP36Biopac Systems, Inc.
Przetwornik HIFUSonic Concepts GeneratorH108
Wzmacniacz mocy Agilent33250A
Elektronika i Innowacja1040L
Szczury Biolasco tajwanMaść weterynaryjna Sprague-Dawley
PuralubeDechra
ParklandScientific V3000PS
IsofluranceAttane
Torba krępująca (Decapicones)Braintree ScientificDC 200
płyta przyrodnicze funkcyjny Waporyzator izofluranowy

Bibliografia

  1. Abuaisha, B. B., Costanzi, J. B., Boulton, A. J. Acupuncture for the treatment of chronic painful peripheral diabetic neuropathy: A long-term study. Diabetes Res Clin Pract. 39 (2), 115-121 (1998).
  2. Hamza, M. A., et al. Percutaneous electrical nerve stimulation: A novel analgesic therapy for diabetic neuropathic pain. Diabetes Care. 23 (3), 365-370 (2000).
  3. Ballantine, H. T. Jr, Bell, E., Manlapaz, J. Progress and problems in the neurologic applications of focused ultrasound. J Neurosurg. 17, 858-876 (1960).
  4. Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. Image-guided high-intensity focused ultrasound for conduction block of peripheral nerves. Ann Biomed Eng. 35 (1), 109-119 (2007).
  5. Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. High-intensity focused ultrasound attenuates neural responses of sciatic nerves isolated from normal or neuropathic rats. Ultrasound Med Biol. 41 (1), 132-142 (2015).
  6. Young, R. R., Henneman, E. Reversible block of nerve conduction by ultrasound. Arch Neurol. 4, 83-89 (1961).
  7. Lele, P. P. Effects of focused ultrasonic radiation on peripheral nerve, with observations on local heating. Exp Neurol. 8 (1), 47-83 (1963).
  8. Hong, C. Z. Reversible nerve conduction block in patients with poly- neuropathy after ultrasound thermotherapy at therapeutic dosage. Arch Phys Med Rehabil. 72 (2), 132-137 (1991).
  9. Okada, A., Morita, Y., Fukunishi, H., Takeichi, K., Murakami, T. Non-invasive magnetic resonance-guided focused ultrasound treatment of uterine fibroids in a large Japanese population: impact of the learning curve on patient outcome. Ultrasound Obstet Gynecol. 34 (5), 579-583 (2009).
  10. Huisman, M., et al. International consensus on use of focused ultrasound for painful bone metastases: current status and future directions. Int J Hyperthermia. 31 (3), 251-259 (2015).
  11. Dickinson, L., et al. Medium-term Outcomes after Whole-gland High-intensity Focused Ultrasound for the Treatment of Nonmetastatic Prostate Cancer from a Multicentre Registry Cohort. Eur Urol. 70 (4), 668-674 (2016).
  12. Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. Effects of high-intensity focused ultrasound on nerve conduction. Muscle Nerve. 37 (2), 241-250 (2008).
  13. Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. Nerve conduction block in diabetic rats using high-intensity focused ultrasound for analgesic applications. Br J Anaesth. 114 (5), 840-846 (2015).
  14. Donoff, R. B. Nerve regeneration: basic and applied aspects. Crit Rev Oral Biol Med. 6 (1), 18-24 (1995).
  15. Fawcett, J. W., Keynes, R. J. Peripheral nerve regeneration. Annu Rev Neurosci. 13, 43-60 (1990).
  16. Nightingale, S. The neuropathic pain market. Nat Rev Drug Discov. 11 (2), 101-102 (2012).
  17. Lipton, R. B., et al. Single-pulse transcranial magnetic stimulation for acute treatment of migraine with aura: a randomised, double-blind, parallel-group, sham-controlled trial. Lancet Neurol. 9 (4), 373-380 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Skoncentrowane ultrad wi ki o wysokiej intensywno cinerw obwodowyrejestracja elektrofizjologicznaprzetwornik HIFUwstrzykni cie streptozotocynyelektroniczny aparat Von Freyaz o one potencja y czynno ciowe mi niparametr ultrad wi kowy
Narzędzie ultradźwiękowe do blokowania przewodnictwa nerwowego w modelach szczurów z cukrzycą
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.