Artykuł metodologiczny

Wprowadzenie siatki przezpochwowej w modelu owczym

DOI:

10.3791/55706

⸱

27 lipca 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centrum for Surgical Technologies, Department of Development and Regeneration, Clinical Specialties Research Groups, Faculty of Medicine, KU Leuven, 2Institute for the Care of Mother and Child and Third Faculty of Medicine, Charles University, Prague, 3Pelvic Floor Unit, University Hospitals KU Leuven

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje implantację siatki w przegrodzie odbytniczo-pochwowej owiec za pomocą techniki pojedynczego nacięcia pochwy, z i bez wprowadzania ramion kotwiczących pod kierunkiem trokaru.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje wprowadzanie siatki do przegrody odbytniczo-pochwowej u owiec przy użyciu techniki pojedynczego nacięcia pochwy, z i bez wprowadzania ramion kotwiczących pod kierunkiem trokara. Owce parzyste poddano rozwarstwieniu przegrody odbytniczo-pochwowej, a następnie wszczepiono implant z czterema ramionami kotwiczącymi lub bez nich, oba zaprojektowane tak, aby pasowały do anatomii owcy. Ramiona kotwiące zostały zamocowane za pomocą trokaru i techniki "na zewnątrz do wewnątrz". Ramiona czaszki przechodziły przez mięśnie zasłonowe, gracilis i przywodziciela wielkiego. Ramiona ogonowe były umocowane w pobliżu więzadła krzyżowo-guzowego, poprzez mięśnie kości ogonowej. Technika ta pozwala na naśladowanie zabiegów chirurgicznych wykonywanych u kobiet cierpiących na wypadanie narządów miednicy. Przestrzenie i elementy anatomiczne są łatwe do zidentyfikowania. Najważniejszą częścią zabiegu jest wprowadzenie trokaru czaszkowego, który może łatwo przeniknąć do jamy otrzewnej lub otaczających ją narządów miednicy. Można tego uniknąć poprzez bardziej rozległe rozwarstwienie zaotrzewnowe i prowadzenie trokara bardziej na boki. Podejście to jest przeznaczone wyłącznie do eksperymentalnego testowania nowych implantów na dużych modelach zwierzęcych, ponieważ wprowadzanie pod kontrolą trokaru nie jest obecnie stosowane klinicznie.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wypadanie narządów miednicy jest klinicznie diagnozowane u połowy kobiet, które miały co najmniej jeden poród drogą pochwową, ale subiektywnie przeszkadza to połowie kobiet ogółem1. Podstawą terapii jest rekonstrukcja chirurgiczna przy użyciu natywnych tkanek lub materiałów implantologicznych, ale każda z tych metod ma swoje ograniczenia, w tym nawrót lub miejscowe powikłania2,3,4. Idealny implant nie został jeszcze zidentyfikowany; W związku z tym istnieje ciągłe zapotrzebowanie na innowacje produktowe i opracowanie odpowiedniej linii badań przedklinicznych przed wprowadzeniem nowych produktów i technik na rynek. Jednym z kroków w tej ścieżce jest ocena eksperymentalna na odpowiednich modelach zwierzęcych5,6. Idealnie byłoby, gdyby naśladowały środowisko anatomiczne, biomechaniczne i biologiczne. Jeśli chodzi o eksperymentalną ocenę nowych implantów, są one zazwyczaj najpierw testowane na mniejszych modelach, albo pod kątem biokompatybilności, albo pod kątem rekonstrukcji wad powłoki brzusznej. Tego typu eksperymenty zostały skrytykowane, ponieważ implanty nie są wprowadzane w obszar zainteresowania (tj. pochwę)7. Modele chirurgii pochwy są rzadsze, zwłaszcza gdy celem eksperymentu jest udokumentowanie biomechanicznych cech eksplantatów. Z tego powodu nastąpiło przejście od królików do owiec8. Dorosłe owce to duże modele zwierząt z rozsądną i dostępną pochwą. Mogą być one wykorzystywane do średnioterminowej oceny nowych implantów i możliwe jest odtworzenie ekspozycji pochwy za pomocą niektórych materiałów9,10,11,12,13. Nie tylko wymiary i anatomia pochwy i dna miednicy owiec są porównywalne z ludzkimi, ale także spontaniczne występowanie wypadania, które występuje u 15% owiec. Czynniki ryzyka wypadania nakładają się na siebie (tj. wielorodność, wcześniejsza historia TZP, zwiększone ciśnienie w jamie brzusznej wywołane wyższą masą ciała lub podczas wypasu na wzgórzach oraz porównywalne skutki (fito)estrogenów)6,14. W Europie owce są jedyną rozsądną alternatywą, ponieważ badania na naczelnych zostały prawie całkowicie zakazane. W tym przypadku model poszedł o krok dalej, naśladując przezpochwowe wprowadzanie implantów za pomocą trokarów i prowadnic do beznaprężeniowego umieszczania siatek w przegrodzie odbytniczo-pochwowej. Następnie zamocowano implant za pomocą zakotwiczenia ramion przez więzadła mięśni, co można uznać za równoważne praktyce klinicznej15,16. Do tej pory technika ta nie była badana, chociaż wielu uważa, że mogą wystąpić określone komplikacje z powodu stosowania tych dłuższych pasków i/lub przekłuwania struktur anatomicznych.

We wcześniejszym szczegółowym badaniu anatomicznym, dno miednicy owiec zostało porównane z miednicą samicy17. Jeśli chodzi o zakotwiczenie implantu, owce nie mają więzadła krzyżowo-kolcowego, ale mają bardzo dobrze rozwinięte i szerokie więzadło krzyżowo-guziczne. Nerw sromowy przebiega nad nim brzusznie, co sprawia, że używanie tego punktu orientacyjnego jako punktu zawieszenia jest niebezpieczne. I odwrotnie, mięsień ogonowy i jego powięź, a także błona zasłonowa, są dostępne przez przestrzeń odbytniczo-pochwową. W tym miejscu zaproponowano dostęp i położenie struktur anatomicznych do mocowania ramion kotwiących. Omówiono instrumenty, które można wykorzystać do pozycjonowania siatki. Na koniec opisano również stosunek ramion lub trokarów do sąsiednich struktur anatomicznych, takich jak naczynia i nerwy, a także potencjalne powikłania śródoperacyjne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Etyczna aprobata dla tego eksperymentu została uzyskana od Komisji Etyki ds. Doświadczeń na Zwierzętach KU Leuven (P065/2013). Zwierzęta były leczone zgodnie z aktualnymi krajowymi wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt.

1. Materiał i zwierzę doświadczalne

  1. Przygotowanie do zabiegu
    1. Na sali operacyjnej przykryj stół sterylną serwetą i przygotuj jeden sterylny zakrzywiony trokar (ryc. 1, panel A), sterylne narzędzia chirurgiczne, szwy i sterylną gazę. Całą procedurę chirurgiczną należy wykonać w sterylnych warunkach, jeśli eksperyment obejmuje obserwację. Umieść wszystkie instrumenty na stole, aby były gotowe do użycia podczas operacji.
    2. Wyjmij sterylny implant prostokątny i/lub implant z ramionami kotwiącymi ze sterylnego opakowania i połóż je na stole pokrytym sterylną serwetą (Rysunek 1B, C i D).

figure-protocol-1
Rycina 1: Trokar i implanty. (A) Schematyczny rysunek trokara. (B) Implant z polifluorku winylidenu (PVDF) w kształcie litery H, z detalem części środkowej (panel C). Jego kształt został zainspirowany czteroramiennymi siatkami dostępnymi obecnie do naprawy wypadania przezpochwowego. Prostokątny korpus (30 x 40 mm2) jest bocznie przedłużony przez cztery rozciągnięte ramiona (150 x 10 mm2). Wymiary ramion zostały zaprojektowane tak, aby były wystarczająco długie, aby przebić odpowiednie struktury zawieszenia, w oparciu o wcześniejsze badania anatomiczne17. (D) Implant prostokątny (30 x 40 mm2). Oba implanty zostały wykonane z polifluorku winylidenu; Charakterystykę i właściwości włókienniczych przedstawiono w tabeli 1.

  1. Zwierzę doświadczalne (owca, 45-60 kg)
    1. Premedykację 1 ml siarczanu atropiny 15 mg/ml i 1 ml/50 kg chlorowodorku ksylazyny należy podać domięśniowo (domięśniowo) 30 minut przed zabiegiem chirurgicznym.
    2. Po 30 minutach upewnij się, że premedykacja sprawiła, że owce stały się ospałe i senne.
    3. Wprowadzić cewnik dożylny do żyły szyjnej i podać 0,075 ml/kg ketaminy 100 mg/ml HCl. Potwierdź głębokie znieczulenie, obserwując brak reakcji na bolesne bodźce.
    4. Przenieś zwierzę na stół operacyjny i zabezpiecz jego drogi oddechowe poprzez intubację. Utrzymuj znieczulenie za pomocą 2,5% izofluranu w 5 l/min tlenu.
    5. Utrzymuj linię dożylną wprowadzoną w żyle szyjnej i podawaj 500 ml roztworu soli fizjologicznej o szybkości przepływu 150 ml/h.
    6. Podawać profilaktycznie antybiotyki domięśniowo (klawulanian amoksycyliny, 7 mg/kg) i pooperacyjne leki przeciwbólowe (buprenorfina i chlorokrezol, 1 ml) lub ich odpowiedniki zgodnie z lokalnymi protokołami.
    7. Umieść zwierzę w pozycji litotomii na końcu stołu operacyjnego i zabezpiecz jego kończyny, z biodrami w nadmiernym zgięciu, za pomocą lin (ryc. 2, panel A).
    8. Ręcznie opróżnij pęcherz moczowy i odbytnicę, naciskając na nie przezpochwowo.
    9. Ogolić krocze, przyśrodkową część uda i fałdy ogonowe i zdezynfekować polifedonem jodu 7,5% (ryc. 2, panel B i C).

figure-protocol-2
Rycina 2: Chirurgia zwierząt. (A) Owca umieszczona w pozycji leżącej, z nadmiernie zgiętymi biodrami poprzez zabezpieczenie kończyn dolnych. (B) Zewnętrzne punkty wejściowe do wprowadzenia trokaru znajdują się po stronie brzusznej (pusta strzałka) i grzbietowo na bocznych fałdach ogonowych (pełna strzałka). C) położenie brzusznych punktów wprowadzenia; Przerywana linia pośrodku reprezentuje środkową płaszczyznę strzałkową zwierzęcia. (D) Wypreparowana przegroda odbytniczo-pochwowa. (E) Wprowadzenie trokaru brzusznego przez mięśnie po przyśrodkowej stronie uda, otwór zasłonowy i przestrzeń przypochwową. Trajektoria przekłucia trokara jest kontrolowana palcem. (F i G) Gdy trokar znajdzie się na miejscu, druciane zawiesie (otwarta strzałka) jest wysuwane i obciążane ramieniem siatki dopochwowej. (H) Końcowa pozycja ramienia brzusznego (pełne strzałki) i grzbietowego (pusta strzałka). (I) Centralną część umieszcza się bez napięć między ścianą pochwy a przydanką doodbytniczą.

  1. Przygotowanie personelu do zabiegu w sterylnych warunkach. Załóż czepek chirurgiczny i maskę na usta, umyj ręce do operacji, załóż fartuch chirurgiczny i sterylne rękawiczki.
  2. Przykryj zwierzę sterylną serwetą i zrób otwór nad rozwlekiem narządów płciowych.

2. Zabieg chirurgiczny

  1. Przygotowanie przegrody odbytniczo-pochwowej
    1. Chwyć grzbietową ścianę pochwy 3 cm czaszki do pierścienia błony dziewiczej za pomocą kleszczy Allis.
    2. Weź strzykawkę wypełnioną 10 ml soli fizjologicznej i wyposażoną w igłę 22 G. Przełóż go przez nabłonek pochwy (na głębokość około 3 - 4 mm) i do linii środkowej przegrody odbytniczo-pochwowej, 1,5 cm czaszki do pierścienia błony dziewiczej.
    3. Wykonaj "aqua-preparację" poprzez wstrzyknięcie soli fizjologicznej do przegrody odbytniczo-pochwowej11.
    4. Wykonaj nacięcie w linii środkowej o długości 3 cm na nabłonku pochwy, zaczynając od ogona do kleszczy Allis (krok 2.1.1) i kończąc na pierścieniu błony dziewiczej za pomocą skalpela. Wejdź do przestrzeni odbytniczo-pochwowej przez to nacięcie.
    5. Umieść samozabezpieczający się zwijacz (patrz tabela materiałów) nad kroczem i umieść cztery ostre haczyki w nacięciu pochwy, aby utrzymać go otwartym.
    6. Palcem tępo wypreparuj powięź odbytniczo-pochwową od ściany pochwy bocznie w kierunku bocznych ścian miednicy i czaszkowo aż do ogonowej części ślepej uliczki. Stwórz odpowiednią przestrzeń dla środkowej części siatki o wymiarach 30 x 40 mm2 (Rysunek 2, panel D).
    7. W razie potrzeby wykonać hemostazę za pomocą kleszczy hemostatycznych lub krzyżowej ligatury hemostatycznej.
      UWAGA: Małe krwawienia można zacisnąć za pomocą kleszczy hemostatycznych. To miażdży naczynie i inicjuje naturalną kaskadę krzepnięcia. Aby uzyskać silniejsze krwawienie, chwyć krwawiące naczynie kleszczami i umieść więzadło krzyżowe, zabezpieczając je kwadratowym węzłem. W tym momencie można albo wprowadzić implant prostokątny (krok 2.2), albo kontynuować sekcję, aby wprowadzić implant za pomocą ramion kotwiących (krok 2.3).
  2. Wstawianie siatki płaskiej
    1. Włóż retraktor pochwy do nacięcia pochwy, aby umożliwić lepszy widok na czaszkową część wypreparowanego obszaru.
    2. Zszyj lewy i prawy róg czaszki implantu prostym, przerywanym szwem polipropylenowym 3/0 po lewej i prawej stronie najbardziej czaszkowego aspektu wypreparowanej przestrzeni odbytniczo-pochwowej. Wytnij pozostały materiał szwów. Szew należy trzymać z dala od światła pochwy (tj. nie przenikać przez ścianę pochwy).
      UWAGA: Implant jest zawsze przyszywany do tkanki łącznej tworzącej przegrodę odbytniczo-pochwową. Ściana pochwy nie jest penetrowana, jeśli materiał szwu nie jest widoczny w pochwie.
    3. Dodaj jeden dodatkowy prosty szew przerywany w połowie długości czaszki implantu.
    4. Zszyj boczne krawędzie implantu w połowie długości do otaczającej tkanki łącznej za pomocą prostego przerywanego polipropylenu 3/0. Utrzymuj implant tak płasko, jak to możliwe i bez naprężeń.
    5. Zszyj lewy i prawy róg ogona prostymi, przerywanymi szwami polipropylenowymi 3/0 po lewej i prawej stronie najbardziej ogonowego aspektu przestrzeni odbytniczo-pochwowej.
    6. Dodaj jeden dodatkowy prosty szew przerywany w połowie długości ogonowej części implantu.
    7. Zamknij nacięcia pochwy za pomocą biegnącego szwu poliglaktynowego 3/0.
  3. Wprowadzanie i zakotwiczanie implantu za pomocą ramion (technika prowadzona przez trokar).
    1. Kontynuuj sekcję przestrzeni odbytniczo-pochwowej utworzonej w kroku 2.1 czaszkowo-brzusznie, aby dotrzeć do przyśrodkowej części otworu zasłonowego, który można łatwo wyczuć palpacyjnie.
    2. Rozetnij przestrzeń ogonowo-bocznie, aby dotrzeć do ogonowego aspektu więzadła krzyżowo-płciowego i doogonowo zlokalizowanego mięśnia ogonowego.
    3. Za pomocą ostrza nr 24 wykonaj cztery nacięcia o szerokości 1 cm po stronie sromu, przecinając skórę i powierzchowną powięź mięśniową (ryc. 2, panel B i C).
    4. Wykonaj dwa "brzuszne" nacięcia na przyśrodkowej stronie uda, bliżej 4 cm czaszki od ogonowej granicy łuku kulszowego (tj. dolnej granicy spojenia) i 3 cm bocznie od linii środkowej (ryc. 2, panel C).
    5. Wykonaj dwa "grzbietowe" nacięcia na poziomie przyczepu fałdów ogonowych, 2 cm przyśrodkowo do bulwy kulszowej, którą można łatwo wyczuć palpacyjnie (ryc. 2, panel B).
    6. Umieść zakrzywiony trokar przez jedno z brzusznych nacięć (ryc. 2, panel E).
    7. Przełóż trokar przez mięsień przywodziciela wielkiego, zewnętrzny zasłonę i przyśrodkowy aspekt otworu zasłonowego.
    8. Kontroluj postęp trokaru za pomocą palca wprowadzonego przez nacięcie pochwy. Poprowadź jego czubek do ścięgnistego łuku mięśnia dźwigacza odbytu (ryc. 2, panel E).
    9. Odsłoń drut prowadzący w nacięciu ściany pochwy i obciążyć go odpowiednim ipsilateralnym ramieniem z siatki czaszkowej (Rysunek 2, panel F).
    10. Przeciągnij trokar obciążony ramieniem siatkowym przez powyższe konstrukcje. Utrzymuj ramię wolne od naprężeń.
    11. Powtórz ten proces z drugim ramieniem czaszki przez brzuszne nacięcie po drugiej stronie zwierzęcia.
    12. Przez jedno z nacięć grzbietowych przeprowadź trokar przez mięsień ogonowy, tuż dystalnie do więzadła krzyżowo-guzowego (ryc. 2, panel G).
    13. Odsłoń drut doprowadzający przez nacięcie pochwy, chwyć grzbietowe ramię siatki i wyciągnij go. Utrzymuj ramię wolne od napięcia i powtórz po drugiej stronie.
    14. Dostosuj położenie siatki, spłaszczając ją i napinając ramiona, ale utrzymuj siatkę wolną od naprężeń (Rysunek 2, panel I; Rysunek 3).
    15. Przymocuj korpus siatki za pomocą prostego przerywanego szwu polipropylenowego 3/0 pośrodku jej ogonowej granicy, mocując ją do otaczającej tkanki łącznej.
    16. Przeciąć ramiona na poziomie skóry i zamknąć wszystkie nacięcia skóry prostymi, przerywanymi szwami 3/0 z poliglekapronu (ryc. 2, panel H).
    17. Zamknij nacięcie pochwy za pomocą biegnącego szwu z poliglekapronu 3/0.

figure-protocol-3
Ryc. 3: Schematyczna ilustracja miednicy owczej, z ramionami czaszki przechodzącymi przez otwór zasłonowy i ramionami ogonowymi przechodzącymi przez fałdy ogonowe. Szerokie więzadło krzyżowo-guziczne jest w kolorze niebieskim. Mniejszy panel obrazuje ułożenie ramion na zwierzęciu w pozycji leżącej, tuż przed skróceniem nadmiernej ilości materiału. Główny panel pokazuje to samo, ale z usuniętą skórą i mięśniami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zarządzanie w dłuższej konfiguracji obserwacji

Po zabiegu chirurgicznym, opakowanie dopochwowe (opakowanie gazy nasączone roztworem soli fizjologicznej, które wprowadza się do pochwy natychmiast po operacji) może zostać wprowadzone na 24 godziny w celu zabezpieczenia pozycji implantu. Owce powinny zostać umieszczone w klatce ratunkowej, a ich funkcja oddechowa powinna być śledzona aż do całkowitego wyzdrowienia....

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym miejscu opisujemy eksperymentalną procedurę u owiec, mającą na celu naśladowanie rozwarstwienia pochwy i przezpochwowego wprowadzenia siatki implantu z ramionami kotwiącymi lub bez. Kolejne kroki i instrumenty zostały zainspirowane zabiegami chirurgicznymi wykonanymi w przypadku POP i wysiłkowego nietrzymania moczu 15,16,19,20. Po wstępnych sekcjach anatomicznych nadal występowały pewne p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten program badawczy dotyczący modelu owczego był wspierany przez bezwarunkowy grant od Medri i Blasingame, Burch, Garrard i Ashley (Atlanta GA, USA). Realizacja umów odbywa się za pośrednictwem biura transferowego Leuven Research and Development. Sponsorzy nie ingerowali w planowanie, realizację ani raportowanie tego eksperymentu, ani nie są właścicielami wyników. NS i LH są beneficjentami grantu Komisji Europejskiej w ramach 7PR (projekt Bip-Upy; NMP3-LA-2012-310389). AF otrzymało wsparcie z grantu Komisji Europejskiej w ramach programu partnerstwa przemysłowo-akademickiego (251356).

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Ivanowi Laermansowi, Rosicie Kinart, Ann Lissens (Centrum Technologii Chirurgicznych, KU Leuven, Leuven, Belgia). Jo Verbinnen i Kristof Reyniers (Vesalius Institute of Anatomy, Faculty of Medicine, KU Leuven, Leuven, Belgia) zapewnili wsparcie techniczne podczas eksperymentu. Dziękujemy Leen Mortier za pomoc w zarządzaniu danymi i manuskryptami. Dziękujemy firmie FEG Textiltechniken za wyprodukowanie prototypowych siatek, ich sterylizację i bezwarunkowe przekazanie do badań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zwierzęta: 
samice owiec (45 - 65 kg)Zoö Instytut Techniczny KU LeuvenNAexperimetnal animal
Odzież sterylna: 
serweta sterylna 45 x 75 cmLohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy33002inny materiał
sterylny serweta OR 150 x 180 cmLohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy33009inny materiał
sterylne świeci 2xLohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy16652inny materiał
sterylny fartuch chirurgiczny 2xLohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy19342inny materiał
nasadka chirurgiczna na głowę 2xLohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy17427inny materiał
maska chirurgiczna na twarz 2xLohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy11983inny materiał
Inny materiał
implant FEG Textiltechnik GmbH, Akwizgran, NiemcyNAspecjalnie zaprojektowany implant
3/0 szew polipropylenowyProlene, Ethicon, Diegem, Belgia8762Hmateriał do zszywania
3/0 szew poligekapranowyVicryl, szew EthiconJ311H
materiał gaziki waciki 10 x 10 cm 10x, 12-warstwoweLohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy11574
strzykawka z innego materiału 10 mlBecton Dickinsosn S.A., Madryt, Hiszpania300613do aqua-dyspreparacji
16 mmTerumo, Leuven, BelgiaNN-2238Raqua-dyssekcja
Sprzęt chirurgiczny:
ostrze nr 22Nauki piękne, Heidelberg, Niemcy10022-00chirurgiczny instrumenty
Kleszcze do tkanek Allis 1xHeidelberg, Niemcy11091-15chirurgiczne
Kleszcze standardowe 1 x 2 teeth 1xHeidelberg, Niemcy11023-14narzędzia chirurgiczne
Kleszcze standardowe proste ząbkowane 1xScience, Heidelberg, Niemcy11000-14narzędzia chirurgiczne
Rękojeść skalpela 1xFine science intruments, Heidelberg, Niemcy10004-13instrumenty chirurgiczne
Kleszcze Halsteada-Mosquito 2xscience, Heidelberg, Niemcy13008-12narzędzia chirurgiczne
Nożyczki do standardowych wzorów 1xHeidelberg, Niemcy14001-14instrumenty chirurgiczne
Nożyczki Metzenbaum 1xIntrumenty naukowe, Heidelberg, Niemcy14016-18Instrumenty chirurgiczne
Crile Drewniany uchwyt na igły 1xAkcesoria do nauk ścisłych, Heidelberg, Niemcy12003-15narzędzia chirurgiczne
Kleszcze Kell 1xAkcesoria do nauk ścisłych, Heidelberg, Niemcy13018-14Instrumenty chirurgiczne
Długi samozatrzymujący się retraktor Starr z ośmioma ostrymi haczykami 5 mmCooper Surgical, Tumbull, USA3704instrumenty chirurgiczne
Heaney Simon Retraktor dopochwowyMateriały i sprzęt medyczny co., Katy, Teksas, USA403-129Instrumentychirurgiczne
Trocar (Insnare)Bard, West Sussex, Wielka BrytaniaNAdowolny trokar na rynku do implantacji siatki przezpochwowej
Leki:
klawulanian amoksycyliny 1000 mg / 300 ml (ampicylina)GSK, Wavre, BelgiaNAantybiotyki
buprenorfina 0,3 mg/ml + chlorokrezol 1,35 mg/ml (Vetregesic)Ecuphar, Oostkamp, BelgiaNAznieczulenie
ketamin HCL 100 mg/ml (Ketamina 1000)Ceva Sante Animale, Bruksela, BelgiaNAznieczulenie
izofluran (IsoFlo)Abbott Laboratories Ltd, Maidenhead, Berkshire, Wielka BrytaniaZnieczulenie NA
poliwidon jodowy 7,5% (Braunol)B. Braun Medical, Machelen, BelgiaNAmiejscowa dezynfekcja
roztwór soli 500 mlB. Braun Medical, Machelen, BelgiaNAaqua-dissection
XXYLAZINE HCl , 1 mL/50 kg Vexylan, Ceva Sante Animale, BelgiaNApremedykacja
siarczan atropiny 15 mg / ml (),Viatris, BelgiaNApremedykacja
chirurgiczny igła Narzędzia chirurgiczne narzędzia Narzędzia chirurgiczne Narzędzia chirurgiczne Fine Narzędzia chirurgiczne Fine Instrumenty chirurgiczne FSI

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Glazener, C., et al. Childbirth and prolapse: Long-term associations with the symptoms and objective measurement of pelvic organ prolapse. BJOG An Int. J. Obstet. Gynaecol. 120 (2), 161-168 (2013).
  2. Jia, X., et al. Efficacy and safety of using mesh or grafts in surgery for anterior and/or posterior vaginal wall prolapse: systematic review and meta-analysis. BJOG. 115 (11), 1350-1361 (2008).
  3. Maher, C., et al. Transvaginal mesh or grafts compared with native tissue repair for vaginal prolapse. Review. 2 (2), 10-13 (2016).
  4. Nieminen, K., et al. Outcomes after anterior vaginal wall repair with mesh: a randomized, controlled trial with a 3 year follow-up. Am. J. Obstet. Gynecol. 203 (3), e1-e8 (2010).
  5. Abramowitch, S. D., Feola, A., Jallah, Z., Moalli, P. A. Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: a review. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 144, S146-S158 (2009).
  6. Couri, B., Lenis, A., Borazjani, A., Paraiso, M. F. R., Damaser, M. S. Animal models of female pelvic organ prolapse: lessons learned. Expert Rev. Obs. Gynecol. 7 (3), 249-260 (2012).
  7. Deprest, J., et al. The biology behind fascial defects and the use of implants in pelvic organ prolapse repair. Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 17, S16-S25 (2006).
  8. Ozog, Y., Mazza, E., De Ridder, D., Deprest, J. Biomechanical effects of polyglecaprone fibers in a polypropylene mesh after abdominal and rectovaginal implantation in a rabbit. Int. Urogynecol. J. 23 (10), 1397-1402 (2012).
  9. Manodoro, S., et al. Graft-related complications and biaxial tensiometry following experimental vaginal implantation of flat mesh of variable dimensions. BJOG. 120 (2), 244-250 (2013).
  10. Endo, M., et al. Cross-linked xenogenic collagen implantation in the sheep model for vaginal surgery. Gynecol. Surg. , 113-122 (2015).
  11. Feola, A., et al. Host reaction to vaginally inserted collagen containing polypropylene implants in sheep. Am. J. Obstet. Gynecol. 212 (4), e1-e474 (2015).
  12. Barnhart, K. T., et al. Baseline dimensions of the human vagina. Hum. Reprod. 21 (6), 1618-1622 (2006).
  13. Tayrac, R., Alves, A., Thérin, M. Collagen-coated vs noncoated low-weight polypropylene meshes in a sheep model for vaginal surgery. A pilot study. Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 18 (5), 513-520 (2007).
  14. Sobiraj, A., Busse, G., I, H. B. O. S. E. D. Ivastigation into the blood plasma profiles progesterone in sheep sufferingform vaignal inversion and prolapse. Br. Vet. J. 142 (142), 218-223 (1986).
  15. Reisenauer, C., Kirschniak, A., Drews, U., Wallwiener, D. Anatomical conditions for pelvic floor reconstruction with polypropylene implant and its application for the treatment of vaginal prolapse. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 131, 214-225 (2007).
  16. Carey, M., Slack, M., Higgs, P., Wynn-Williams, M., Cornish, A. Vaginal surgery for pelvic organ prolapse using mesh and a vaginal support device. BJOG An Int. J. Obstet. Gynaecol. 115 (3), 391-397 (2008).
  17. Urbankova, I., et al. Comparative anatomy of the ovine and female pelvis. Gynecol. Obstet. Invest. , in press (2016).
  18. Maurer, M. M., Röhrnbauer, B., Feola, a, Deprest, J., Mazza, E. Mechanical biocompatibility of prosthetic meshes: A comprehensive protocol for mechanical characterization. J. Mech. Behav. Biomed. Mater. 40, 42-58 (2014).
  19. Leval, J. Novel Surgical Technique for the Treatment of Female Stress Urinary Incontinence. Transobturator Vaginal Tape Inside-Out. Eur. Urol. 44 (6), 724-730 (2003).
  20. Reisenauer, C., Kirschniak, A., Drews, U., Wallwiener, D. Transobturator vaginal tape inside-out. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 127 (1), 123-129 (2006).
  21. Bafghi, A., et al. Bowel perforation as late complication of tension-free vaginal tape. J Gynecol Obs. Biol Reprod. 34 (6), 606-607 (2005).
  22. Hinoul, P., Vanormelingen, L., Roovers, J. P., de Jonge, E., Smajda, S. Anatomical variability in the trajectory of the inside-out transobturator vaginal tape technique (TVT-O). Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 18 (10), 1201-1206 (2007).
  23. Schaller, O., et al. Illustrated Veterinary Anatomical Nomenclature. , Verlag Enke. Stuttgart, Germany. (2007).
  24. Serious Complications Associated with Transvaginal Placement of Surgical Mesh for Pelvic Organ Prolapse. FDA Safety Communication. , Available from: http://www.fda.gov/MedicalDevices/Safety/AlertsandNotices/PublicHealthNotifications/ucm061976.htm (2016).
  25. Reinier, M., Groep, G. Final Opinion on the use of meshes in urogynecological surgery. SCENIHR- European Commission. , (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przegroda odbywniczo pochwowawprowadzenie pod kontrol trokararamiona kotwicz ceobni enie narz d w miednicytechnika chirurgicznanaci cie pochwyanatomia owiecimplantacja siatki

Powiązane artykuły