Artykuł metodologiczny

Model zwyrodnienia krążka międzykręgowego odcinka lędźwiowego owiec z wykorzystaniem bocznego urazu wiertła zaotrzewnowego

11.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55753

⸱

25 maja 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Monash University, 2Department of Neurosurgery, Monash University, 3The Ritchie Centre, Hudson Institute of Medical Research, 4Proteobioactives, Pty Ltd, 5Department of Neurosurgery, St Vincent's Hospital, 6Australian Institute for Bioengineering and Nanotechnology, University of Queensland, 7School of Chemical Engineering, University of Queensland, 8Department of Neurosurgery, Monash Health

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Zwyrodnienie krążka międzykręgowego jest znaczącym czynnikiem przyczyniającym się do bólu pleców i główną przyczyną niepełnosprawności na całym świecie. Istnieje wiele zwierzęcych modeli zwyrodnienia krążka międzykręgowego. Demonstrujemy owczy model zwyrodnienia krążka międzykręgowego, wykorzystując wiertło, które osiąga stały uraz dysku i powtarzalny poziom zwyrodnienia dysku.

Streszczenie

Zwyrodnienie krążka międzykręgowego jest znaczącym czynnikiem przyczyniającym się do rozwoju bólu pleców i główną przyczyną niepełnosprawności na całym świecie. Opracowano liczne modele zwierzęce zwyrodnienia krążka międzykręgowego. Idealny model zwierzęcy powinien ściśle naśladować ludzki krążek międzykręgowy pod względem morfologii, właściwości biomechanicznych i braku komórek struny grzbietowej. Model krążka międzykręgowego odcinka lędźwiowego owiec spełnia te kryteria. Przedstawiamy owczy model zwyrodnienia krążka międzykręgowego z wykorzystaniem urazu wiertła przez boczny dostęp zaotrzewnowy. Dostęp boczny znacznie zmniejsza nacięcie i potencjalną chorobowość związaną z tradycyjnym przednim dostępem do kręgosłupa owcy. Wykorzystanie metody urazu wiertłem daje możliwość wytworzenia spójnego i powtarzalnego urazu o precyzyjnych wymiarach, który inicjuje stały stopień zwyrodnienia krążka międzykręgowego. Ogniskowy charakter ubytku pierścienia i jądra miażdżystego bardziej naśladuje stan kliniczny ogniskowej przepukliny krążka międzykręgowego. Owce szybko wracają do zdrowia po tej procedurze i są zazwyczaj mobilne i jedzą w ciągu godziny. Dochodzi do zwyrodnienia krążka międzykręgowego, a owce poddawane są sekcji zwłok i dalszej analizie w okresach od ośmiu tygodni. Uważamy, że model uszkodzenia krążka międzykręgowego za pomocą wiertła ma przewagę nad bardziej konwencjonalnymi modelami urazów pierścieniowych.

Wprowadzenie

Ból dolnej części pleców jest główną przyczyną niepełnosprawności na całym świecie1. Ból dyskogenny związany ze zwyrodnieniem krążka międzykręgowego w odcinku lędźwiowym jest uważany za istotny czynnik przyczyniający się do bólu dolnej części pleców2. Istnieje coraz większe zapotrzebowanie na wiarygodne modele zwierzęce choroby krążka międzykręgowego w celu poszerzenia wiedzy na temat procesu zwyrodnieniowego i zbadania potencjalnych terapii.

Istnieje wiele zwierzęcych modeli zwyrodnienia krążka międzykręgowego3. Modele zwierzęce używane w badaniach nad chorobą zwyrodnieniową dysku różnią się wielkością, od myszy4, po większe ssaki, takie jak dogs5, sheep6 i naczelne7. Metody stosowane do wywoływania zwyrodnienia krążka międzykręgowego można ogólnie podzielić na kategorie mechaniczne (np. kompresja krążka międzykręgowego8 lub uraz chirurgiczny6), chemiczne (np. nukleoliza chemiczna5) lub, rzadziej, spontaniczne zwyrodnienie (np. szczur piaskowy9).

Biorąc pod uwagę złożoność ludzkiego zwyrodnienia krążka międzykręgowego, nie istnieje idealny model zwierzęcy. Zidentyfikowano jednak ważne kwestie związane z wyborem odpowiedniego modelu zwierzęcego, który będzie ściśle naśladował ten stan3. Do takich rozważań należą: brak komórek struny grzbietowej (prymitywne komórki z możliwą funkcją komórki progenitorowej10 nieobecne w dorosłym jądrze miażdżystym u ludzi, owiec, kóz i psów chondrodystroficznych, ale obecne u większości ssaków), podobieństwa w wielkości krążka międzykręgowego zwierząt i międzykręgowców w stosunku do ludzi, porównywalne siły biomechaniczne do stanu klinicznego, względy mechanistyczne i etyczne3.

Naczelne inne niż ludzie spełniają wiele z powyższych kryteriów. Opisano modele pawianów i makaków z samoistnym zwyrodnieniem krążka międzykręgowego11,12,13. Oba gatunki spędzają dużo czasu w pozycji wyprostowanej lub półwyprostowanej – co jest wyraźną przewagą w porównaniu z innymi modelami zwierzęcymi. Jednak względy etyczne i praktyczne (np. wydatki, warunki mieszkaniowe, opóźniony początek samoistnej degeneracji) ograniczają ich stosowanie w wielu instytucjach.

Kręgosłup owczy to sprawdzony model zwyrodnienia krążka międzykręgowego, z zaletami, w tym komórkowym, biomechanicznym i anatomicznym podobieństwem do ludzkiego kręgosłupa10,14,15. Pomimo czworonożnej postury owiec, lędźwiowy krążek międzykręgowy owiec jest narażony na podobne obciążenia jak ludzki dysk14. Model owczy jest również szerzej akceptowany, z perspektywy etycznej, niż modele naczelnych innych niż ludzie. Opisano różne metody inicjowania procesu zwyrodnieniowego, z których wiele wymaga bezpośredniego dostępu do krążka międzykręgowego. Ze względu na zakończenie rdzenia kręgowego w okolicy krzyżowej i kostnienie więzadła podłużnego tylnego w odcinku lędźwiowym kręgosłupa owcy, tylne podejścia do krążka międzykręgowego są technicznie trudne i rzadziej stosowane w owczarni16. Tradycyjne drogi dostępu do odcinka lędźwiowego kręgosłupa owcy, tj. przez podejście przednie lub przednio-boczne, wymagają dużych nacięć brzucha, są obarczone ryzykiem przepukliny oraz uszkodzenia wewnętrznych wnętrzności i struktur nerwowo-naczyniowych16. Zastosowanie stosunkowo małego bocznego nacięcia z dala od zależnych obszarów brzucha może zmniejszyć takie ryzyko17.

Prezentujemy model zwyrodnieniowej choroby krążka międzykręgowego odcinka lędźwiowego u owiec za pomocą uszkodzenia wiertłem wykonanego za pomocą minimalnie inwazyjnego podejścia bocznego i zainspirowany pracą Zhang et. al18. Celem tego protokołu jest umożliwienie wiarygodnego modelu urazu dysku lędźwiowego, który jest łatwo powtarzalny, powoduje stały uraz oraz jest bezpieczny i dobrze tolerowany. Podejście to jest dobrze odpowiednie dla badaczy dążących do wywołania łagodniejszego stopnia zwyrodnienia krążka międzykręgowego w odcinku lędźwiowym niż obserwowany przy tradycyjnym pierścieniu chirurgicznym (dane niepublikowane) do badania zwyrodnienia krążka międzykręgowego lub terapii regeneracyjnych. Wyniki te zostaną opisane w publikacji, która ukaże się w przyszłości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół opisany w tym manuskrypcie jest zgodny z wytycznymi Etyki Zwierząt Uniwersytetu Monash. Zgoda na etykę zwierząt dla tego protokołu została udzielona przez Monash University Animal Ethics. Numer zatwierdzenia w zakresie etyki: MMCA/2014/55

1. Przygotowanie owiec

UWAGA: Wykorzystano owce w wieku od dwóch do czterech lat.

  1. Pościć owce przez 18 godzin przed znieczuleniem. Zapewnij zwierzętom dostęp do wody do 6-12 godzin przed operacją19.
  2. Uspokoić zwierzęta przez dożylne wstrzyknięcie chlorowodorku medetomidyny (0,015-0,020 mg/kg) w celu ułatwienia przeniesienia na salę operacyjną.
    UWAGA: Chlorowodorek medetomidyny służy do zmniejszania stresu i pobudzenia zwierząt związanych z oddzieleniem od innych zwierząt w celu przeniesienia na salę operacyjną.
  3. Wstrzyknąć tiopenton (10-13 ml/kg) w celu indukcji znieczulenia po przybyciu na salę operacyjną.
  4. Profilaktyczne antybiotyki dożylne (amoksycylina 1 g dożylnie) należy podać profilaktycznie bezpośrednio po wstrzyknięciu tiopentonu.
  5. Zaintubuj owce za pomocą rurki dotchawiczej o rozmiarze 7,5-9 mm (średnica wewnętrzna)20.
  6. Utrzymuj znieczulenie za pomocą wziewnego izofluranu (2-3%) w 100% tlenu przy natężeniu przepływu 2 l/min. Przymocuj pulsoksymetr do ucha owcy.
  7. Ściśle monitoruj parametry życiowe owiec (tętno, częstość oddechów i nasycenie tlenem za pomocą pulsoksymetru i obserwacji) oraz poziom świadomości.
    UWAGA: Wskaźniki lekkiego znieczulenia, takie jak spontaniczne żucie, aktywna niedomykalność i spontaniczne ruchy, powinny spowodować wzrost poziomu znieczulenia. Znaki czerwonej flagi wskazujące na pilne złagodzenie znieczulenia obejmują upośledzenie oddechowe i ciężką bradykardię. Rotacja oka nie jest stałym wskaźnikiem głębokości znieczulenia u owcy19.

2. Poziom dysku i nacięcie

  1. Zbierz narzędzia chirurgiczne potrzebne do tego zabiegu: maszynki do strzyżenia weterynaryjnego, strzykawkę luer-lock 20 ml, igłę dożylną 21G, rękojeść skalpela #4, ostrza skalpela #22, kleszczyki do tkanek Gillies, zakrzywione nożyczki preparacyjne Metzenbaum, zwijacz Deaver, ostrze zwijacza Hohmann, wiertło punktowe Brad 3,5 mm, ogranicznik wiertła, wiertło, autoklawowalny worek weterynaryjny, uchwyt na igłę, wchłanialne syntetyczne nici 2-0, 3-0 wchłanialny syntetyczny pleciony szew i nożyczki do szwów Mayo.
  2. Przygotuj salę operacyjną. Wyczyść stół operacyjny i stojak na instrumenty 70% etanolem. Autoklaw wszystkie narzędzia chirurgiczne przed operacją. Wykonaj przedoperacyjną kontrolę anestezjologiczna
    3. .
  3. Umieść owce na stole operacyjnym w prawej pozycji bocznej.
  4. Za pomocą maszynki do strzyżenia elektronicznego ogol obszar zdefiniowany wyżej przez dolne żebra, niżej przez kość biodrową, przyśrodkowo przez przeciwległe wyrostki poprzeczne lędźwiowe i około 10 cm w bok od ipsilateralnych wyrostków lędźwiowych
    5. poprzecznych.
  5. Zbadaj palpacyjnie grzebień biodrowy, wyrostki poprzeczne lędźwiowe (L1-6) i kąt żebrowo-kręgowy dla punktów orientacyjnych dla miejsca nacięcia chirurgicznego. Zaznacz te punkty orientacyjne sterylnym długopisem.
  6. Przygotuj boczny brzuch, dezynfekując chlorheksydyną i antyseptycznym płynem do płukania z alkoholowo-jodkowym płynem.
  7. Przestrzegaj standardowych chirurgicznych technik aseptyki podczas całej operacji. Zespół chirurgiczny wykonuje peeling przed operacją. Umieść sterylną kwadratową zasłonę z okienkami na polu operacyjnym i dużą sterylną kwadratową zasłonę na stole nad głową.
    1. Przed operacją wysterylizuj wszystkie przedmioty, które mają być używane w miejscu operacji. Monitoruj i utrzymuj sterylność pola operacyjnego przez cały czas trwania operacji. Upewnij się, że wszystkie przedmioty wprowadzane do sterylnego pola są sterylne i przenoszone w sterylny sposób.
  8. Użyj lupy chirurgicznej, powiększenia i reflektora, aby ułatwić wizualizację podczas zabiegu chirurgicznego.
  9. Wykonaj podłużne nacięcie za pomocą ostrza skalpela #22 przymocowanego do rękojeści skalpela #4 równolegle i 1 cm przed jednym do dwóch wyrostków poprzecznych odcinka lędźwiowego powyżej i poniżej poziomów krążka międzykręgowego.
    UWAGA: Więcej informacji na temat planowania nacięć można znaleźć w dyskusji.
  10. Użyj diatermii monopolarnej, aby podzielić leżącą pod spodem tkankę podskórną i boczną stronę mięśni ściany brzucha; skieruj sekcję w kierunku końcówek wyrostków lędźwiowych poprzecznych powyżej i poniżej interesujących krążków międzykręgowych.
  11. Podziel powięź piersiowo-lędźwiową wzdłużnie w miejscu jej przyczepienia do wyrostków poprzecznych.
  12. Wizualizuj i zachowaj leżący pod spodem mięsień czworoboczny lędźwiowy, mięśnie lędźwiowe i przechodzące wiązki nerwowo-naczyniowe.
  13. Utrzymuj hemostazę przez procedurę za pomocą diatermii.
  14. Przeciągnij palce między płaszczyzną otrzewnej a tylną muskulaturą ściany brzucha na odsłoniętych poziomach krążka międzykręgowego, aby wykonać cyfrową sekcję.
  15. Cofnij mięśnie czworoboczne lędźwiowe i lędźwiowo-lędźwiowe tylno-boczne za pomocą retraktora Deavera, aby jeszcze bardziej odsłonić krążki międzykręgowe.
  16. Badanie palpacyjne dla wklęsłych trzonów międzykręgowych i wypukłych krążków międzykręgowych.
  17. Umieść zwijacze bezpośrednio nad talerzami i uważaj, aby naczynia lędźwiowe nie zostały uszkodzone.
  18. Korzystając z lupy chirurgicznej z reflektorem, zidentyfikuj naczynia lędźwiowe, które znajdują się około 1 cm ogonowo do dolnej płytki końcowej.
  19. Wykonaj śródoperacyjne boczne prześwietlenie rentgenowskie, aby potwierdzić poziom dysku. 21
    Uwaga: Ustawienia radiogramu: 47kV; 4 mAs21
  20. W zależności od pożądanych poziomów dysku, odsłoń krążek międzykręgowy, oddzielając otaczające struktury i przyczepy, jak poniżej.
    1. W przypadku poziomów L3/4 i wyższych odsuń na bok przyczepy mięśniowe nad dyskiem za pomocą cyfrowych sekcji.
    2. Dla poziomów L4/5 i niższych ostro podziel grubsze ścięgniste przyczepy mięśniowe na dysku za pomocą diatermii bipolarnej i nożyczek.
      UWAGA: Dostęp do dysku L6/S1 może być trudny z powodu zablokowania przez grzebień biodrowy. Jeśli dostęp nie może być osiągnięty przez podejście boczne, można zastosować dostęp przedni.

3. Uszkodzenie wiertła

UWAGA: Planowanie przedoperacyjne obejmuje przydział poziomów urazu/leczenia i poziomów kontrolnych. Więcej informacji na temat przydzielania poziomów można znaleźć w dyskusji.

  1. Zdefiniuj punkt wejścia wiertła, obserwując lewe boczne i przednie końce krążka międzykręgowego.
    UWAGA: Punkt wejścia znajduje się w środku tego lewego przednio-bocznego kwadrantu (zdefiniowanego przez przednie i boczne kończyny dysku). Wiertło jest wkładane w tym punkcie wejścia z trajektorią skierowaną w stronę środka krążków międzykręgowych i skierowaną lekko czaszkowo do prostopadłej.
  2. Zamontuj wiertło z końcówką Brad point w wiertarce. Upewnij się, że średnica wiertła jest nieco mniejsza niż wysokość krążka międzykręgowego, tj. ~3.5 mm dla lędźwiowej krążka międzykręgowego u owiec o wadze 60-70 kg.
    1. Zastosuj ogranicznik wiertła, aby zapewnić niezabezpieczoną długość wiertła wynoszącą około połowy średnicy lędźwiowej krążka międzykręgowego, tj. ~12 mm dla lędźwiowych krążków międzykręgowych u owiec o wadze 60-70 kg.
  3. Przyłóż wiertło do punktu wejścia i skieruj je po trajektorii lekko czaszkowej do środka krążka międzykręgowego. Niewielkie kątowanie czaszki ma na celu zminimalizowanie ryzyka uszkodzenia płytki końcowej.
  4. Powoli wsuń wiertło do krążka międzykręgowego, gdy wiertło jest na małej mocy przez 1 s. Dostosuj trajektorię w lekki sposób czaszkowy lub ogonowy, jeśli napotkasz nadmierny opór
    UWAGA: Taki nadmierny opór prawdopodobnie wskazuje na kontakt z płytą końcową.

4. Zamknięcie

  1. Po osiągnięciu hemostazy należy przepłukać ranę roztworem Ringera.
  2. Wykonaj zamknięcie warstwowe, najlepiej za pomocą wchłanialnych syntetycznych szwów plecionych 2-0 do tkanek bocznej ściany brzucha i ciągłego 3-0 niebarwionego wchłanialnego syntetycznego plecionego szwu podskórnego do skóry.

5. Postępowanie pooperacyjne

  1. Umieścić plaster transdermalny z fentanylem (75 μg/h) w okolicy pachwinowej w celu znieczulenia pooperacyjnego na 3 dni.
  2. Dodatkowo należy zastosować dożylnie buprenorfinę (0,005-0,01 mg/kg) w celu uzupełnienia analgezji, jeśli jest to konieczne.
  3. Zaprzestać wziewnego środka znieczulającego. Kiedy wystąpi spontaniczne oddychanie, usuń rurkę dotchawiczą.
  4. Pozwolić zwierzęciu dojść do siebie w klatce trzymającej pod stałą obserwacją.
    UWAGA: Zwierzę nie powinno być pozostawiane bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby zachować pozycję leżącą w mostku.
  5. Gdy zwierzę jest w pełni przytomne i stoi, ponownie wprowadź jedzenie i wodę. Po całkowitym wyzdrowieniu zwierzę należy zwrócić do jego placówki operacyjnej, w którym trzyma kojec z innymi zwierzętami.
  6. Uważnie monitorować przez 24 godziny i kontynuować obserwację przez tydzień. Monitoruj pod kątem objawów bólu lub stresu pooperacyjnego.
    UWAGA: Pooperacyjny transdermalny plaster z fentanylem stosowany przez trzy dni powinien zapewnić wystarczającą analgezję. Dodatkowe wymagania dotyczące środków przeciwbólowych powinny skłonić do oceny zwierząt.
  7. Karmić owce normalnie i pozwalać im na wykonywanie normalnych czynności bez ograniczeń. Obserwuj owce pod kątem jakichkolwiek oznak deficytu neurologicznego, takich jak kulawizna.
    UWAGA: Ubytek krążka międzykręgowego spowodowany urazem wiertła znajduje się po przednio-bocznej stronie dysku, a głębokość urazu jest ograniczona przez ogranicznik wiertła do środkowego jądra. Ponieważ elementy nerwowe znajdują się z tyłu/tylno-bocznie w stosunku do krążka międzykręgowego, ryzyko upośledzenia neuronów wtórnego do objawowego jądra miażdżystego jest znikome. Ta anatomiczna charakterystyka modelu wyklucza zastosowanie badania neurologicznego w celu rozróżnienia zwyrodnienia krążka międzykręgowego z przepukliną jądra miażdżystego i bez niej.
  8. Zwróć owce na farmę uniwersytecką, aby czekały na eutanazję i sekcję zwłok pod koniec okresu eksperymentalnego.

6. Eutanazja

  1. Przeprowadzić eutanazję owiec w odpowiednim odstępie czasu po urazie krążka międzykręgowego wiertłem.
  2. Wstrzyknąć dożylnie pentobarbiton sodu (>100 mg/kg) do eutanazji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przed operacją owce poddano badaniu obrazowemu metodą rezonansu magnetycznego (MRI) 3T w celu oceny morfologii i stopnia degeneracji krążków międzykręgowych. W trakcie operacji wykonano dodatkowe zdjęcia rentgenowskie w projekcji bocznej, aby potwierdzić poziom krążka międzykręgowego oraz obliczyć indeks wysokości krążka. Przekrój w płaszczyźnie strzałkowej z MRI 3T wykonany przed operacją oraz zdjęcie rentgenowskie śródoperacyjne przedstawiono na Rysunku 1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

To minimalnie inwazyjne podejście dostępu bocznego jest skuteczne i bezpieczne, ponieważ w tej serii nie obserwuje się przepuklin pooperacyjnych, rozejścia się ran brzusznych ani infekcji. Zastosowanie modelu uszkodzenia krążka międzykręgowego wiertłem z ogranicznikiem głębokości zapewnia powtarzalną metodę wywoływania spójnego uszkodzenia krążka międzykręgowego o znanym wymiarze (tj. w tym badaniu urazu o średnicy 3,5 mm x głębokości 12 mm). Z naszego doświadczenia wynika, że metoda ta powoduje mniej poważny st...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają żadnych konkurencyjnych interesów finansowych do ujawnienia.

Podziękowania

Dr Chris Daly jest laureatem stypendium badawczego Fundacji Chirurgii im. Richarda Jepsona. Autorzy chcieliby podziękować dr Anne Gibbon, dr Dong Zhang i personelowi Monash Animal Services, Monash University za ich pomoc w chirurgii i opiece nad zwierzętami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Chlorowodorek medetomidyny (10 ml do wstrzykiwań)Therapon/ZoetisPFIDOM10Wielu dostawców: Zoetis/Ilium
ThiopentoneTroyTriothiopentoneWielu dostawców: Neon Laboratories, Jagsonphal Pharmaceuticals
Izofluran (2 - 3 % tlenu)BaxterAHN3636Wielu dostawców: Baxter/VetOne
Amoksycylina podawana pozajelitowoGlaxoSmithKlineJO1CA04Wielu dostawców: GlaxoSmithKline/Merck
Bupivacaine (0,5% do wstrzykiwań 20 ml)Pfizer005BUP001Wielu dostawców: Pfizer/AstraZeneca
PVD Jodine SolutionJurox61330Wielu dostawców: Jurox/Orion
Chlorheksydyna 5% w/vJuroxChlorhex C 5L (SCRUB)Wielu dostawców: Jurox/Pfizer
Transdermalny plaster Fental (75 μ g/h)Janssen-CilagS8-Dur7.5Wielu dostawców: Sandoz
Buprenorphine ivJurox504410Wielu dostawców: LGM Pharma
Atipamezole (Antisedan 0,06 mg/kg - 0,08 mg/kg)ZoetisPFIANT10Wielu dostawców:
Ilium Oster Golden A5 2-biegowe maszynki do strzyżeniaOster078005-140-003Oster
20 ml strzykawka typu luer lockTerumo6SS+20LWielu dostawców: Medshop Australia/Terumo
21 G IV igłaTerumoSG3-1225Wielu dostawców: Medshop Australia/Terumo
#4 uchwyt skalpelaAustvetAD010/04Wielu dostawców: Austvet/SurgicalInstruments
#22 skalpel baldesAustvet
Gillies kleszczyki do tkanekAustvetAB430/15Wielu dostawców: Austvet/SurgicalInstruments
Zakrzywione nożyczki preparacyjne MetzenbaumAustvetAC101/14Wielu dostawców: Austvet/SurgicalInstruments
Deaver retraktorInstrumenty chirurgiczne23.75.03Wielu dostawców: Instrument chirurgiczny/Austvet
Hohmann retraktorAustvetKA173/35Wielu dostawców: Austvet/SurgicalInstruments
Nożyczki do szwów MayoAustvetAC911/14Wielu dostawców: Austvet/SurgicalInstruments
Uchwyt na igły 14 cm EliteMedical18-1030Wielu dostawców:
Wiertarka Brad-Point 3,5 mmCarbatec516-035-51Wielu dostawców: Southeast Tool/Carbatec
Drill Stop 4 mm20121600Magazyn wiertełdostawców: Amazon
Akumulatorowa wiertarko-wkrętarka kątowa Bosch 10,8 VGet Tools DirectGWB10.8V-LIBBWielu dostawców:Bunnings/Get Tools Bezpośredni
autoklawowalny worek weterynaryjnyAustVetDRA043-AV
Wchłanialne syntetyczne nici plecione AustVet 2-0EthiconVCP335H
Wchłanialne syntetyczne nici plecione Ethicon 3-0EthiconVCP232HEthicon
Siemens 3 Tesla Skyra Widebore MRISiemensN/ASiemens
9.4 Tesla Agilent (Varian) MRIAgilent TechnologiesN/AAgilent Technologies
Atomscope HF 200 A RadiogaphRadlink330003AWielu dostawców: Radlink/DLC Australia
Weterynaryjny pulsoksymetrDLC 192500AWielu dostawców: DLC Australi Pty Ltd/AustVet
EliteMedical/Austvet CMT Wielu

Bibliografia

  1. Hoy, D., March, L., et al. The global burden of low back pain: estimates from the Global Burden of Disease 2010 study. Ann Rheum Dis. 73 (6), 968-974 (2014).
  2. Luoma, K., Riihimäki, H., Luukkonen, R., Raininko, R., Viikari-Juntura, E., Lammine, A. Low back pain in relation to lumbar disc degeneration. Spine. 25 (4), 487-492 (2000).
  3. Daly, C., Ghosh, P., Jenkin, G., Oehme, D., Goldschlager, T. A Review of Animal Models of Intervertebral Disc Degeneration: Pathophysiology, Regeneration, and Translation to the Clinic. BioMed Res Int. 2016 (3), 5952165(2016).
  4. Sahlman, J., Inkinen, R., et al. Premature vertebral endplate ossification and mild disc degeneration in mice after inactivation of one allele belonging to the Col2a1 gene for Type II collagen. Spine. 26 (23), 2558-2565 (2001).
  5. Melrose, J., Taylor, T., Ghosh, P., Holbert, C. Intervertebral disc reconstitution after chemonucleolysis with chymopapain is dependent on dosage: An experimental study in beagle dogs. Spine. 21 (1), (1996).
  6. Oehme, D., Goldschlager, T., Shimon, S., Wu, J. Radiological, Morphological, Histological and Biochemical Changes of Lumbar Discs in an Animal Model of Disc Degeneration Suitable for Evaluating the potential regenerative capacity of novel biological agents. J Tiss Sci Eng. , (2015).
  7. Platenberg, R. C., Hubbard, G. B., Ehler, W. J., Hixson, C. J. Spontaneous disc degeneration in the baboon model: magnetic resonance imaging and histopathologic correlation. J Med Primatol. 30 (5), 268-272 (2001).
  8. Iatridis, J. C., Mente, P. L., Stokes, I. A. F., Aronsson, D. D., Alini, M. Compression-Induced Changes in Intervertebral Disc Properties in a Rat Tail Model. Spine. 24 (10), 996(1999).
  9. Silberberg, R., Aufdermaur, M., Adler, J. H. Degeneration of the intervertebral disks and spondylosis in aging sand rats. Arch Pathol Lab Med. 103 (5), 231-235 (1979).
  10. Alini, M., Eisenstein, S. M., et al. Are animal models useful for studying human disc disorders/degeneration. Eur Spine J. 17 (1), 2-19 (2007).
  11. Lauerman, W. C., Platenberg, R. C., Cain, J. E., Deeney, V. F. Age-related disk degeneration: preliminary report of a naturally occurring baboon model. J Spinal Disord. 5 (2), 170-174 (1992).
  12. Platenberg, R. C., Hubbard, G. B., Ehler, W. J., Hixson, C. J. Spontaneous disc degeneration in the baboon model: magnetic resonance imaging and histopathologic correlation. J Med Primatol. 30 (5), 268-272 (2001).
  13. Nuckley, D. J., Kramer, P. A., Del Rosario,, Fabro, A., Baran, N., S,, Ching, R. P. Intervertebral disc degeneration in a naturally occurring primate model: radiographic and biomechanical evidence. J Orthop Res. 26 (9), 1283-1288 (2008).
  14. Wilke, H. J., Kettler, A., Claes, L. E. Are sheep spines a valid biomechanical model for human spines. Spine. 22 (20), 2365-2374 (1997).
  15. Sheng, S. -R., Wang, X. -Y., Xu, H. -Z., Zhu, G. -Q., Zhou, Y. -F. Anatomy of large animal spines and its comparison to the human spine: a systematic review. Eur Spine J. 19 (1), 46-56 (2010).
  16. Oehme, D., Goldschlager, T., et al. Lateral surgical approach to lumbar intervertebral discs in an ovine model. Scientific World J. 2012 (8), 873726(2012).
  17. Youssef, J. A., McAfee, P. C., et al. Minimally invasive surgery: lateral approach interbody fusion: results and review. Spine. 35 (Suppl 26), S302-S311 (2010).
  18. Zhang, Y., Drapeau, S., An, H. S., Markova, D., Lenart, B. A., Anderson, D. G. Histological features of the degenerating intervertebral disc in a goat disc-injury model. Spine. 36 (19), 1519-1527 (2011).
  19. White, K., Taylor, P. Anaesthesia in sheep. In Practice. 22 (3), 126-135 (2000).
  20. Dart, C. Suggestions for Anaesthesia & Analgesia in Sheep. , Available from: http://www.nslhd.health.nsw.gov.au/AboutUs/Research/Office/Documents/ACEC_Guideline_Anaesthesia_Analgesia_Sheep.pdf (2005).
  21. Kandziora, F., Pflugmacher, R., et al. Comparison between sheep and human cervical spines: an anatomic, radiographic, bone mineral density, and biomechanical study. Spine. 26 (9), 1028-1037 (2001).
  22. Oehme, D., Ghosh, P., et al. Mesenchymal progenitor cells combined with pentosan polysulfate mediating disc regeneration at the time of microdiscectomy: a preliminary study in an ovine model. J Neurosurg Spine. 20 (6), 657-669 (2014).
  23. Hunter, C. J., Matyas, J. R., Duncan, N. A. Cytomorphology of notochordal and chondrocytic cells from the nucleus pulposus: a species comparison. J Anat. 205 (5), 357-362 (2004).
  24. Hoogendoorn, R. J., Helder, M. N., Smit, T. H., Wuisman, P. Notochordal cells in mature caprine intervertebral discs. Eur Cells Mater. 10 (Suppl 3), (2005).
  25. Pohlmeyer, K. Zur vergleichenden Anatomie von Damtier, Schaf und Ziege: Osteologie und postnatale Osteogenese. , (1985).
  26. Pfirrmann, C. W., Metzdorf, A., Zanetti, M., Hodler, J., Boos, N. Magnetic resonance classification of lumbar intervertebral disc degeneration. Spine. 26 (17), 1873-1878 (2001).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

owczy kr ek mi dzykr gowyboczny dost p zaotrzewnowyl d wiowy odcinek kr gos upa owcychirurgiczny model urazuuraz pier cienia w knistegodefekt j dra mia d ystegoanaliza MRIrekonwalescencja pooperacyjna

Powiązane artykuły