Method Article

Badania przesiewowe patogenów przenoszonych przez żywność przy użyciu nanoczujnika magnetofluorescencyjnego: szybkie wykrywanie E. coli O157:H7

DOI:

10.3791/55821

⸱

September 17th, 2017

 ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Kansas Polymer Research Center, Pittsburg State University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ogólnym celem tego protokołu jest synteza funkcjonalnych nanosensorów do przenośnego, opłacalnego i szybkiego wykrywania specyficznie ukierunkowanych bakterii chorobotwórczych poprzez połączenie relaksacji magnetycznej i emisji fluorescencji.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Enterokrwotoczna Escherichia coli O157:H7 została powiązana zarówno z chorobami przenoszonymi przez wodę, jak i przez żywność, i pozostaje zagrożeniem, pomimo stosowanych obecnie metod badania żywności i wody. Podczas gdy konwencjonalne metody wykrywania bakterii, takie jak reakcja łańcuchowa polimerazy (PCR) i testy immunoenzymatyczne (ELISA), mogą specyficznie wykrywać zanieczyszczenia chorobotwórcze, wymagają one intensywnego przygotowania próbki i długich okresów oczekiwania. Ponadto praktyki te wymagają wyrafinowanych przyrządów i ustawień laboratoryjnych i muszą być wykonywane przez przeszkolonych specjalistów. W niniejszym dokumencie zaproponowano protokół prostszej techniki diagnostycznej, która charakteryzuje się unikalnym połączeniem parametrów magnetycznych i fluorescencyjnych w platformie opartej na nanocząstkach. Proponowane wieloparametryczne nanoczujniki magnetofluorescencyjne (MFnS) mogą wykrywać zanieczyszczenie E. coli O157:H7 przy obecności zaledwie 1 jednostki tworzącej kolonie w roztworze w czasie krótszym niż 1 godzina. Ponadto zweryfikowano zdolność MFnS do zachowania wysokiej funkcjonalności w złożonych mediach, takich jak mleko i woda z jeziora. Zastosowano również dodatkowe testy swoistości, aby zademonstrować zdolność MFnS do wykrywania tylko określonych bakterii docelowych, nawet w obecności podobnych gatunków bakterii. Połączenie modalności magnetycznej i fluorescencyjnej pozwala na wykrywanie i kwantyfikację zanieczyszczenia patogenami w szerokim zakresie stężeń, wykazując wysoką skuteczność zarówno we wczesnym, jak i późnym etapie wykrywania zanieczyszczeń. Skuteczność, przystępność cenowa i przenośność MFnS sprawiają, że są one idealnym kandydatem do badań przesiewowych pod kątem zanieczyszczeń bakteryjnych w miejscu opieki nad pacjentem w szerokim zakresie zastosowań, od zbiorników wodnych po żywność pakowaną komercyjnie.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uporczywe występowanie skażenia bakteryjnego zarówno w komercyjnie produkowanych źródłach żywności, jak i wody stworzyło zapotrzebowanie na coraz szybsze i bardziej specyficzne platformy diagnostyczne. 1,2 Niektóre z najczęstszych zanieczyszczeń bakteryjnych odpowiedzialnych za zanieczyszczenie żywności i wody pochodzą z rodzajów Salmonella, Staphylococcus, Listeria, Vibrio, Shigella, Bacillus i Escherichia. 3,4 Skażenie bakteryjne tymi patogenami często powoduje objawy takie jak gorączka,, zapalenie żołądka i jelit oraz biegunka. 4 Zanieczyszczenie źródeł wody często ma drastyczne i negatywne skutki dla społeczności bez dostępu do wystarczająco przefiltrowanej wody, a zanieczyszczenie żywności doprowadziło do dużej liczby chorób i prób wycofania produktu. 5,6

Aby zmniejszyć występowanie chorób spowodowanych skażeniem bakteryjnym, podjęto szereg wysiłków w celu opracowania metod, dzięki którym woda i żywność mogą być efektywnie skanowane przed sprzedażą lub spożyciem. 3 Techniki takie jak PCR,1,7,8,9,10 ELISA,11,12 amplifikacja izotermiczna za pośrednictwem pętli (LAMP),13,14 między innymi,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24 są ostatnio używane do wykrywania różnych patogenów. W porównaniu z tradycyjnymi metodami hodowli bakteryjnej, techniki te są znacznie bardziej skuteczne pod względem specyficzności i czasu. Jednak techniki te nadal zmagają się z wynikami fałszywie dodatnimi i ujemnymi, skomplikowanymi procedurami i kosztami. 1,3,25 Właśnie z tego powodu wieloparametryczne magnetofluorescencyjne nanoczujniki (MFnS) są proponowane jako alternatywna metoda wykrywania bakterii.

Te nanosensory unikalnie łączą ze sobą modalności relaksacji magnetycznej i fluorescencji, co pozwala na stworzenie platformy podwójnej detekcji, która jest zarówno szybka, jak i dokładna. Wykorzystując E. coli O157:H7 jako zanieczyszczenie próbki, wykazano zdolność MFnS do wykrycia zaledwie 1 jtk w ciągu kilku minut. Przeciwciała specyficzne dla patogenu są stosowane w celu zwiększenia swoistości, a połączenie modalności magnetycznej i fluorescencyjnej pozwala na wykrywanie i ilościowe określanie zanieczyszczeń bakteryjnych zarówno w zakresie niskiego, jak i wysokiego zanieczyszczenia. 16 W przypadku skażenia bakteryjnego, nanosensory będą roić się wokół bakterii ze względu na zdolność przeciwciał specyficznych dla patogenu do celowania. Wiązanie między magnetycznymi nanoczujnikami a bakteriami ogranicza interakcję między magnetycznym rdzeniem żelaza a otaczającymi go protonami wody. Powoduje to wydłużenie czasu relaksacji T2, rejestrowanego przez relaksometr magnetyczny. Wraz ze wzrostem stężenia bakterii w roztworze nanoczujniki rozpraszają się wraz ze wzrostem liczby bakterii, co skutkuje niższymi wartościami T2. I odwrotnie, emisja fluorescencji będzie rosła proporcjonalnie do stężenia bakterii, ze względu na zwiększoną liczbę nanoczujników bezpośrednio związanych z patogenem. Wirowanie próbek i izolacja osadu bakteryjnego pozwoli zachować tylko nanocząstki bezpośrednio przyczepione do bakterii, usuwając wszelkie swobodnie unoszące się nanoczujniki i bezpośrednio korelując emisję fluorescencji z liczbą bakterii obecnych w roztworze. Schematyczne przedstawienie tego mechanizmu przedstawiono na rysunku 1.

Ta platforma MFnS została zaprojektowana z myślą o badaniach przesiewowych w miejscu opieki nad pacjentem, co skutkuje tanimi i przenośnymi cechami. MFnS są stabilne w temperaturze pokojowej i są wymagane tylko w bardzo niskich stężeniach do dokładnego wykrywania zanieczyszczeń bakteryjnych. Ponadto po syntezie korzystanie z MFnS jest proste i nie wymaga korzystania z przeszkolonych specjalistów w tej dziedzinie. Wreszcie, ta platforma diagnostyczna pozwala na wysoce konfigurowalne targetowanie, zapewniając środki, za pomocą których ta jedna platforma może być używana do wykrywania wszelkiego rodzaju patogenów w wielu różnych ustawieniach.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1.Synteza i funkcjonalizacja wieloparametrycznych magnetofluorescencyjnych nanosensorów (MFnS).

  1. Synteza superparamagnetycznych nanocząstek tlenku żelaza (IONP)
    1. Aby przygotować się do syntezy IONP, przygotuj następujące 3 roztwory: roztwór 1: FeCl3 (0,70 g) i FeCl2 w H2O (2 ml), roztwór 2: NH4OH (2,0 ml, 13,4 M) w H2O (15 ml) i roztwór 3: kwas poliakrylowy (0,855 g) w H2O (5 ml).
    2. Dodać 90 μl 2 M kwasu solnego (HCl) do roztworu 1, a następnie natychmiast wymieszać z roztworem 2, wirując z prędkością 875 obr./min. Następnie dodaj rozwiązanie 3. Kontynuuj wirowanie przez 60 minut.
    3. Wirować przez 20 minut przy 1.620 x g. Odwirowywać supernatant przez 20 min przy 2.880 g.
    4. Oczyszczać końcowy supernatant za pomocą dializy. Dodać supernatant do worka dializacyjnego (MWCO 6−8 K) i umieścić go w zlewce zawierającej sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) (pH = 7,4) i pręt wirowy. Pozostaw do namoczenia przez 12 godzin, zastępując świeżym buforem co 2-3 godziny.
  2. Koniugacja przeciwciał specyficznych dla celu z powierzchnią IONP
    1. Przygotować następujące cztery roztwory: Roztwór A: 5 mg chlorowodorku 1-etylo-3-(3-dimetyloaminopropylo)karbodimidu (EDC) w 250 μl buforu MES [kwas 2-(N-(N-morfolino)etanosulfonowy] (0,1 M, pH = 6,8), Roztwór B: 3 mg N-hydroksysukcynimidu (NHS) w 250 μl buforu MES (0,1 M, pH = 6,8), Roztwór C: 5 μg IgG1, mAb E. coli w 225 μl soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) (pH 7,4) i roztwór D: 4 ml IONP (5,0 mmol) w 1 ml PBS (pH 7,4).
    2. Dodać bufor kwasu 2-(N-morfolino)etanosulfonowego (MES) do roztworu A, a następnie natychmiast dodać roztwór A do roztworu D małymi porcjami w ciągu 15 s, odwracając roztwór po każdym dodaniu w celu wymieszania.
    3. Natychmiast zacznij dodawać roztwór B do roztworu D małymi krokami przez trzy minuty. Mieszaj, odwracając roztwór po każdym dodaniu.
    4. Dodawać roztwór C do roztworu w odstępach co 5 μl, odwracając roztwór po każdym dodaniu w celu wymieszania.
    5. Pozostawić reakcję do kontynuowania przez 3 godziny w temperaturze pokojowej, a następnie kontynuować inkubację w temperaturze 4 °C przez noc.
    6. Oczyść powstałe JONP sprzężone z Ab za pomocą kolumny magnetycznej za pomocą PBS (pH = 7,4, końcowe [Fe] = 3,5 mmol) w celu usunięcia wszelkich niesprzężonych przeciwciał.
      1. Umyj kolumnę magnetyczną PBS (1 ml). Przymocuj kolumnę do płyty magnetycznej i dodaj roztwór IONP.
      2. Ponownie umyć kolumnę magnetyczną PBS (1 ml). Usuń kolumnę magnetyczną z płyty magnetycznej. Dodaj PBS do kolumny i zbierz roztwór. Przechowywać w temperaturze 4 °C
  3. Kapsułkowanie fluorescencyjnego barwnika nadchloranu 1,1'-dioctadecyl-3,3,3',3'-tetrametyloindokarbocyjaniny (DiI) w powłoce kwasu poliakrylowego (PAA) JONP sprzężonych z przeciwciałami przy użyciu metody dyfuzji rozpuszczalnikowej.
    1. Do 4 ml IONPs dodać kroplami 2,0 μl barwnika DiI (2 mmol) w 100 μL DMSO z ciągłym mieszaniem przy 1100 obr./min.
    2. Otrzymany roztwór należy dializować (MWCO 6-8 KDa, 12 h) w stosunku do PBS, tworząc końcowy roztwór MFnS o końcowym stężeniu żelaza [Fe] = 2 mmol.
  4. Charakterystyka MFnS
    1. Do analizy spektrofotometrycznej należy użyć czytnika płytek w celu wykrycia zamkniętego w kapsułkach barwnika DiI z emisją fluorescencji przy 595 nM.
    2. Dynamiczne rozpraszanie światła
      1. Umieść próbkę roztworu MFnS w zetasizerze, aby określić średni rozmiar i ładunek powierzchniowy MFnS.
        Uwaga: W tym przypadku stwierdzono, że średni rozmiar i ładunek powierzchniowy funkcjonalnych MFnS wynosi odpowiednio 77,09 nm i -22,3 mV.

2. Hodowla bakterii i przygotowanie roztworu podstawowego

  1. Hodowla bakterii
    1. Uwodnić liofilizowany granulat (E. coli O157:H7) w 1 ml bulionu odżywczego, a następnie dodać dodatkowe 5 ml bulionu.
    2. Nanieść 100 μl tego roztworu na płytkę agarową i smugować smugami za pomocą sterylnej pętli do zaszczepiania, a następnie inkubować w temperaturze 37 °C przez 24 godziny.
    3. Po 24 godzinach wybierz izolowaną kolonię z płytki agarowej i dodaj ją do 15 ml bulionu hodowlanego. Inkubować w temperaturze 37 °C przez 4-6 godzin, monitorując wartość gęstości optycznej (absorbancja przy 600 nm).
    4. Po uzyskaniu wartości gęstości optycznej 0,1 należy przerwać hodowlę i wykonać seryjne rozcieńczenia.
  2. Seryjne rozcieńczenia
    1. Dodaj 900 μl bulionu odżywczego do ośmiu sterylnych probówek do mikrowirówek.
    2. Dodać 100 μl zawiesiny bakteryjnej do pierwszej probówki (rozcieńczenie 10-1).
    3. Pobrać 100 μl z pierwszej probówki i dodać ją do drugiej, aby uzyskać rozcieńczenie 10-2. Kontynuować ten wzór dla pozostałych probówek, kończąc końcowym rozcieńczeniem 10-8.
    4. Przenieść 100 μl z każdej probówki na oddzielne płytki agarowe i inkubować przez 24 godziny w temperaturze 37 °C.
    5. Następnego dnia policz jednostki tworzące kolonie (CFU) na każdej płytce. Wybierz płytkę z ~100 CFUs. Użyj odpowiednich rozcieńczeń do dalszych eksperymentów (100 μL = ~100 CFUs).
      Uwaga: Tutaj było to rozcieńczenie 10-6, które dało ~100 CFUs.

3. Szybkie wykrywanie E. coli O157:H7 za pomocą MFnS

  1. Zwiększ różne roztwory PBS (1X, pH 7,4, 300 μL) z rosnącą ilością 10-6 bakterii, co daje CFU w zakresie od 1-100. Dodać stałą ilość MFnS (100 μl) do tych roztworów.
  2. Utwórz jeden roztwór podstawowy, który zawiera tylko PBS (1X, pH 7,4, 300 μL) i MFnS (100 μL).
  3. Roztwory inkubować przez 30 minut w temperaturze 37 °C, a następnie pozostawić do ostygnięcia do temperatury pokojowej.
  4. Przenieś poszczególne roztwory do relaksometru magnetycznego (0,47 Tesli) i zapisz zmiany czasów relaksacji (T2) względem CFU w każdym roztworze.
    1. Aby zarejestrować zmiany wartości T2, należy rozpocząć od zmierzenia wartości T2 roztworu podstawowego, który zawiera tylko PBS i MFnS.
      1. Umieścić roztwór w relaksometrze magnetycznym. Otwórz odpowiednie oprogramowanie, wybierz ustawienie "Relaksacja T2" i naciśnij "zmierz".
    2. Po zebraniu linii bazowej T2 zmierz wartości T2 dodatkowych roztworów, które zostały wzbogacone różnymi stężeniami bakterii.
      Uwaga: Zmiana T2 jest równoważna wartości wyjściowej T2 odjętej od wzbogaconego T2.
  5. Wyjąć próbki z relaksometru magnetycznego i odwirować probówki o stężeniu 2880 x g przez 10 minut.
  6. Zdekantować supernatant i ponownie zawiesić granulki bakteryjne w 100 μl PBS (1X, pH 7,4).
  7. Dodać 80 μl każdej reprodukcji do płytki 96-dołkowej i zarejestrować intensywność fluorescencji przy 595 nM.
    Uwaga: Testy można powtarzać przy użyciu różnych rozpuszczalników, w tym wody z jeziora, mleka i innych, zgodnie z opisem w sekcji wyników

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mechanizm działania MFnS jest reprezentowany w Rysunek 1. Grupowanie MFnS wokół powierzchni zanieczyszczeń bakteryjnych zakłóca interakcje między rdzeniami magnetycznymi MFnS a otaczającymi jądrami wodoru. W wyniku tego grupowania wzrastają wartości relaksacji magnetycznej. Wraz ze wzrostem stężenia zanieczyszczeń bakteryjnych zmniejsza się grupowanie, a zmiana wartości T2 maleje. Dlatego kluczowe znaczenie ma dodanie metody fluorescencyjnej. Wraz ze wzrostem stężenia bakterii wzrasta siła s...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten został zaprojektowany tak, aby w pełni funkcjonalny MFnS był tak prosty, jak to tylko możliwe. Istnieje jednak wiele kluczowych punktów, w których zmiana protokołu może być przydatna, w zależności od końcowego celu użytkownika. Na przykład zastosowanie różnych przeciwciał pozwoliłoby na celowanie w wiele innych patogenów. Ponadto protokół ten nie ogranicza się do stosowania przeciwciał jako cząsteczek docelowych. Każda cząsteczka, która ma specyficzne powinowactwo wiązania do...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykazane zastosowanie tej nanotechnologii nie zostało jeszcze zatwierdzone przez FDA.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca jest wspierana przez K-INBRE P20GM103418, Kansas Soybean Commission (KSC/PSU 1663), ACS PRF 56629-UNI7 i PSU polymer chemistry startup fund, wszystkie do SS. Dziękujemy kamerzyście uniwersyteckiemu, panu Jacobowi Anselmiemu, za jego wyjątkową pracę nad filmem. Dziękujemy również Panu Rogerowi Heckertowi i Pani Kathie Heckert za ich hojne wsparcie dla badań.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Czterowodny chlorek żelazaFisher ScientificI90-500
Sześciowodny chlorek żelazaFisher ScientificI88-500
Wodorotlenek amonuFisher ScientificA669S-500
Kwas solnyFisher ScientificA144S-500
Kwas poliakrylowySigma-Aldrich323667-100G
EDCThermofisher Scientific22980
NHSFisher Scientific AC157270250
Przeciwciało anty-E. coli O111 sera care5310-0352
Przeciwciało anty-E. coli O157:H7 [P3C6] Abcamab75244
DiI StainFisher ScientificD282
Bulion odżywczyDifco233000
Liofilizowany granulat E. coli O157:H7 ATCC700728
Magnetyczny relaksomteter Brukermq20
ZetasizerMalvernNANO-ZS90
 TecanInfinite M200 PRO
 Wirówka QuadroMACS130-090-976
Wirówka serii Eppendorf5804
(accuSpin Micro 17)Fisher Scientific13-100-676
Inkubator z wytrząsaniem modelu podłogowegoSHEL LABSSI5
Waga analitycznaMetler ToledoME104E
Cyfrowy mieszalnik wirowyFisher Scientific02-215-370
Otwarta huśtaczkaFisher Scientific02-217-765
Czytnik płytek Kolumna magnetyczna

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Law, J. W., Ab Mutalib, N. S., Chan, K. G., Lee, L. H. Rapid methods for the detection of foodborne bacterial pathogens: principles, applications, advantages and limitations. Front Microbiol. 5, 770(2014).
  2. Pandey, P. K., Kass, P. H., Soupir, M. L., Biswas, S., Singh, V. P. Contamination of water resources by pathogenic bacteria. AMB Express. 4, 51(2014).
  3. Zhao, X., Lin, C. W., Wang, J., Oh, D. H. Advances in rapid detection methods for foodborne pathogens. J Microbiol Biotechnol. 24 (3), 297-312 (2014).
  4. Heithoff, D. M., et al. Intraspecies variation in the emergence of hyperinfectious bacterial strains in nature. PLoS Pathog. 8 (4), e1002647(2012).
  5. Ishii, S., Sadowsky, M. J. Escherichia coli in the Environment: Implications for Water Quality and Human Health. Microbes Environ. 23 (2), 101-108 (2008).
  6. Chiou, C. S., Hsu, S. Y., Chiu, S. I., Wang, T. K., Chao, C. S. Vibrio parahaemolyticus serovar O3:K6 as cause of unusually high incidence of food-borne disease outbreaks in Taiwan from 1996 to 1999. J Clin Microbiol. 38 (12), 4621-4625 (2000).
  7. Zhou, G., et al. PCR methods for the rapid detection and identification of four pathogenic Legionella spp. and two Legionella pneumophila subspecies based on the gene amplification of gyrB. Appl Microbiol Biotechnol. 91 (3), 777-787 (2011).
  8. Chen, J., Tang, J., Liu, J., Cai, Z., Bai, X. Development and evaluation of a multiplex PCR for simultaneous detection of five foodborne pathogens. J Appl Microbiol. 112 (4), 823-830 (2012).
  9. LeBlanc, J. J., et al. Switching gears for an influenza pandemic: validation of a duplex reverse transcriptase PCR assay for simultaneous detection and confirmatory identification of pandemic (H1N1) 2009 influenza virus. J Clin Microbiol. 47 (12), 3805-3813 (2009).
  10. Mahony, J. B., Chong, S., Luinstra, K., Petrich, A., Smieja, M. Development of a novel bead-based multiplex PCR assay for combined subtyping and oseltamivir resistance genotyping (H275Y) of seasonal and pandemic H1N1 influenza A viruses. J Clin Virol. 49 (4), 277-282 (2010).
  11. Alvarez, M. M., et al. Specific recognition of influenza A/H1N1/2009 antibodies in human serum: a simple virus-free ELISA method. PLoS One. 5 (4), e10176(2010).
  12. Huang, C. J., Dostalek, J., Sessitsch, A., Knoll, W. Long-range surface plasmon-enhanced fluorescence spectroscopy biosensor for ultrasensitive detection of E. coli O157:H7. Anal Chem. 83 (3), 674-677 (2011).
  13. Zhang, J., et al. Rapid visual detection of highly pathogenic Streptococcus suis serotype 2 isolates by use of loop-mediated isothermal amplification. J Clin Microbiol. 51 (10), 3250-3256 (2013).
  14. Han, F., Wang, F., Ge, B. Detecting potentially virulent Vibrio vulnificus strains in raw oysters by quantitative loop-mediated isothermal amplification. Appl Environ Microbiol. 77 (8), 2589-2595 (2011).
  15. Wang, J., et al. Rapid detection of pathogenic bacteria and screening of phage-derived peptides using microcantilevers. Anal Chem. 86 (3), 1671-1678 (2014).
  16. Banerjee, T., et al. Multiparametric Magneto-fluorescent Nanosensors for the Ultrasensitive Detection of Escherichia coli O157:H7. ACS Infect Dis. 2 (10), 667-673 (2016).
  17. Shelby, T., et al. Novel magnetic relaxation nanosensors: an unparalleled "spin" on influenza diagnosis. Nanoscale. 8, 19605-19613 (2016).
  18. Bui, M. P., Ahmed, S., Abbas, A. Single-Digit Pathogen and Attomolar Detection with the Naked Eye Using Liposome-Amplified Plasmonic Immunoassay. Nano Lett. 15 (9), 6239-6246 (2015).
  19. Farnleitner, A. H., et al. Rapid enzymatic detection of Escherichia coli contamination in polluted river water. Lett Appl Microbiol. 33 (3), 246-250 (2001).
  20. Huh, Y. S., Lowe, A. J., Strickland, A. D., Batt, C. A., Erickson, D. Surface-enhanced Raman scattering based ligase detection reaction. J Am Chem Soc. 131 (6), 2208-2213 (2009).
  21. Jayamohan, H., et al. Highly sensitive bacteria quantification using immunomagnetic separation and electrochemical detection of guanine-labeled secondary beads. Sensors (Basel). 15 (5), 12034-12052 (2015).
  22. Kaittanis, C., Naser, S. A., Perez, J. M. One-step, nanoparticle-mediated bacterial detection with magnetic relaxation. Nano Lett. 7 (2), 380-383 (2007).
  23. Meeker, D. G., et al. Synergistic Photothermal and Antibiotic Killing of Biofilm-Associated Staphylococcus aureus Using Targeted Antibiotic-Loaded Gold Nanoconstructs. ACS Infect Dis. 2 (4), 241-250 (2016).
  24. Wang, Y., Ye, Z., Si, C., Ying, Y. Subtractive inhibition assay for the detection of E. coli O157:H7 using surface plasmon resonance. Sensors (Basel). 11 (3), 2728-2739 (2011).
  25. Zhao, X., et al. A rapid bioassay for single bacterial cell quantitation using bioconjugated nanoparticles. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (42), 15027-15032 (2004).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Magneto fluorescent NanosensorsE coli O157 H7 DetectionAntibody ConjugationFluorescent Dye LoadingMagnetic RelaxationFluorescence Plate ReaderZetasizer AnalysisBacterial Contamination ScreeningPoint of Care DiagnosticsSpecificity Assays

Related Articles