Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Podejście do pobierania próbek z 4 naczyń w integracyjnych badaniach fizjologii łożyska człowieka in vivo

10.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55847

⸱

2 sierpnia 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Obstetrics, Oslo University Hospital, 2Institute of Clinical Medicine, University of Oslo, 3Norwegian Advisory Unit on Women's Health, Oslo University Hospital, 4Department of Fetal Medicine, Oslo University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy szczegółową metodę badania fizjologii łożyska u człowieka in vivo w terminie. Metoda łączy pobieranie próbek krwi z naczyń przychodzących i odpływowych po stronie matczynej i płodowej łożyska z pomiarami ultrasonograficznymi objętości przepływu krwi i pobieraniem próbek tkanki łożyska.

Streszczenie

Ludzkie łożysko jest wysoce niedostępne do badań, gdy jest jeszcze w łonie matki. Obecna wiedza na temat fizjologii łożyska człowieka in vivo opiera się zatem w dużej mierze na badaniach na zwierzętach, pomimo dużej różnorodności gatunków pod względem anatomii łożyska, hemodynamiki i czasu trwania ciąży. Zdecydowana większość badań łożyska ludzkiego to badania perfuzji ex vivo lub badania trofoblastów in vitro. Chociaż badania in vitro i modele zwierzęce są niezbędne, ekstrapolacja wyników takich badań na łożysko ludzkie in vivo jest niepewna. Naszym celem było zbadanie fizjologii łożyska człowieka in vivo w terminie i przedstawienie szczegółowego protokołu metody. Wykorzystując dostęp wewnątrzbrzuszny do żyły macicznej tuż przed nacięciem macicy podczas planowanego cięcia cesarskiego, pobieramy próbki krwi z naczyń przychodzących i odpływowych po stronie matczynej i płodowej łożyska. Łącząc pomiary stężeń z próbek krwi z pomiarami objętościowego przepływu krwi, jesteśmy w stanie określić ilościowo wychwyt i uwalnianie dowolnego związku przez łożysko i płod. Co więcej, próbki tkanki łożyska z tych samych par matka-płód mogą dostarczyć pomiarów gęstości i aktywności transportera oraz innych aspektów funkcji łożyska in vivo. Dzięki temu integracyjnemu zastosowaniu metody pobierania próbek z 4 naczyń jesteśmy w stanie przetestować niektóre z obecnych koncepcji przenoszenia składników odżywczych i metabolizmu łożyska in vivo, zarówno w ciążach prawidłowych, jak i patologicznych. Co więcej, metoda ta umożliwia identyfikację substancji wydzielanych przez łożysko do krążenia matczynego, co może stanowić istotny wkład w poszukiwanie biomarkerów dysfunkcji łożyska.

Wprowadzenie

Według National Institutes of Health, USA, łożysko jest najmniej poznanym organem w ludzkim ciele 1,2,3. Trudno jest uzyskać dostęp do ludzkiego łożyska i badać je in vivo bez nakładania nieetycznego ryzyka na trwającą ciążę. Badania nad funkcją łożyska u człowieka opierają się zatem w dużej mierze na modelach in vitro i ex vivo. Większość wcześniejszych badań in vivo nad transportem i metabolizmem łożyskowym przeprowadzono na zwierzętach 4,5,6. Ponieważ jednak struktura i funkcje łożyska różnią się znacznie w zależności od gatunku, ekstrapolacja wyników ze zwierząt na ludzi musi być dokonywana z ostrożnością. Tylko kilka mniejszych badań in vivo na ludziach dotyczyło wychwytu i transportu przez łożysko i płód w normalnych warunkach fizjologicznych, a żadne z nich nie badało zintegrowanego transferu kilku związków 7,8,9,10,11,12,13. Te podstawowe badania pokazują, że badania in vivo ludzkiego łożyska są wykonalne i że mogą służyć kilku celom. Po pierwsze, obecne koncepcje funkcji łożyska, wywodzące się głównie z badań in vitro, ex vivo i badań na zwierzętach, mogą być testowane na ludziach, a tym samym dostarczać nowych i bardziej szczegółowych informacji na temat ludzkiego łożyska. Po drugie, można lepiej scharakteryzować właściwości dysfunkcyjnego łożyska związane z nieprawidłowym wzrostem płodu, stanem przedrzucawkowym, cukrzycą matki, zespołem metabolicznym i innymi zaburzeniami metabolicznymi matki. Po trzecie, badania in vivo na ludziach dają możliwość opracowania narzędzi diagnostycznych i predykcyjnych dotyczących funkcji łożyska.

Na tym tle naszym celem było stworzenie obszernego zbioru danych fizjologicznych do zbadania funkcji ludzkiego łożyska in vivo. Podczas planowanego cięcia cesarskiego wykorzystujemy dostęp wewnątrzbrzuszny do żyły macicznej w celu pobrania próbek krwi z naczyń przychodzących i wychodzących po stronie matczynej i płodowej łożyska (metoda pobierania próbek 4-naczyniowych). Próbki te służą do obliczania sparowanych różnic stężeń tętniczo-żylnych składników odżywczych i innych substancji 14. Dodatkowo za pomocą ultradźwięków mierzymy objętość przepływu krwi po obu stronach łożyska. W związku z tym można określić ilościowo wychwyt dowolnego związku przez łożysko i płód. Ponadto możliwe jest określenie substancji uwalnianych przez łożysko do krążenia matczynego i płodowego 15,16,17. W połączeniu z parametrami klinicznymi matki i dziecka oraz analizami łożyska i innych istotnych tkanek, metoda ta ma ekscytujący potencjał w zakresie integracji wielu aspektów funkcji łożyska in vivo w tych samych parach matka-płód.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badanie zostało zatwierdzone przez urzędników ds. ochrony danych w Szpitalu Uniwersyteckim w Oslo oraz Regionalną Komisję ds. Etyki Badań Medycznych i Zdrowotnych w południowej Norwegii (nr 2419/2011). Wszyscy uczestnicy podpisali pisemną zgodę na udział w badaniu w momencie włączenia do grupy.

1. Przygotowania

UWAGA: Harmonogram procedur przedstawiono na Rysunku 1.

Oś czasu procesu obsługi próbek; schemat przedstawiający gromadzenie danych klinicznych, transport próbek i analizę.
Rysunek 1: Schemat blokowy opisujący ramy czasowe oraz personel zaangażowany w procedurę pobierania próbek z 4 naczyń.
Jeden kolor reprezentuje jedną osobę. Szczegółowy opis metody znajduje się w protokole. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

  1. Personel
    1. Upewnij się, że dostępni są wszyscy wymagani pracownicy: wysoko wykwalifikowany specjalista medycyny płodu wykonujący pomiary ultrasonograficzne, dwóch położników przeprowadzających zabieg chirurgiczny, jeden z położników oraz dwie pielęgniarki pobierające próbki, jeden asystent odpowiedzialny za analizy gazometryczne krwi oraz jeden asystent zajmujący się pozostałymi próbkami kolejno i niezwłocznie po ich pobraniu.
      UWAGA: W przypadku bardziej zaawansowanego pobierania tkanki łożyska wymagana jest dodatkowa osoba.
  2. Sprzęt
    1. Przygotuj sprzęt, 50 mL lodowatego 1 M roztworu fosforanowego buforu soli (PBS), 25 mL zimnego roztworu stabilizującego RNA oraz 5 x 0.5 mL związku OCT (optimal cutting temperature compound). Oznakuj probówki typu vacutainer i pozostałe probówki. Zobacz wstępną listę sprzętu.

2. Charakterystyka matek

  1. Zarejestruj kliniczne i niekliniczne cechy matki w momencie włączenia do badania, a następnie powtórz odpowiednie pytania i pomiary, w tym masę ciała, w czasie porodu. Odnotuj czas trwania okresu postu przed cięciem cesarskim oraz wszelkie epizody niedociśnienia występujące w trakcie operacji.
    Uwaga: Uwzględnij minimalny zestaw danych klinicznych matki opisany w niedawnej publikacji Global Pregnancy CoLaboratory (COLAB). Artykuł ten zawiera również bardzo ważne aspekty dotyczące wyboru populacji badawczej, które należy uwzględnić podczas planowania badania 18.
  2. Rozważ zarejestrowanie cech ojca, w tym pochodzenia etnicznego, wieku i wskaźnika masy ciała (BMI).

3. Ultradźwięki

  1. Badanie dopplerowskie USG należy przeprowadzić w dniu porodu, gdy kobiety znajdują się w stanie na czczo. Badanie należy wykonać w okresie spoczynku płodu, przy kobiecie w pozycji półleżącej, lekko przechylonej bokiem w stronę przeciwną do badanego obszaru, aby uniknąć ucisku aorty i żyły głównej dolnej. Należy monitorować intensywność wyjściową za pomocą wskaźników mechanicznych i termicznych wyświetlanych na ekranie.
  2. Żyła pępowinowa
    1. Należy zwizualizować żyłę pępowinową w przekroju strzałkowym lub skośnym brzucha płodu. Należy zmierzyć wewnętrzną średnicę naczynia w prostym odcinku wewnątrzbrzusznej żyły pępowinowej, przed wystąpieniem widocznych odgałęzień. Należy użyć standardowego trybu B i zwizualizować naczynie pod kątem insonacji prostopadłym do pomiaru średnicy oraz zachować kilka optymalnych klatek do późniejszych pomiarów, aby zminimalizować wpływ pulsacyjnych zmian średnicy.
      1. Pomiary należy powtórzyć od pięciu do dziesięciu razy 19.
    2. W tym samym miejscu należy użyć USG Doppler i ustawić głowicę tak, aby uzyskać jak najmniejszy kąt insonacji (zawsze <30°), w celu pomiaru średniej prędkości maksymalnej w czasie (TAMX). Prędkość należy zarejestrować w okresie od 3 do 5 s (przepływ niepulsacyjny).
  3. Tętnica maciczna
    1. Należy użyć USG Doppler, aby zwizualizować tętnicę maciczną w miejscu, gdzie przecina ona tętnicę biodrową zewnętrzną, bezpośrednio po jej odejściu od tętnicy biodrowej wewnętrznej. W tym miejscu należy ustawić głowicę tak, aby uzyskać mały kąt insonacji (zawsze <30°), i zmierzyć TAMX. Prędkość należy wyznaczyć jako średnią prędkość z trzech cykli pracy serca.
    2. Ponieważ uzyskanie kąta prostopadłego w tym samym miejscu, w którym mierzona jest TAMX, jest mało prawdopodobne, należy śledzić naczynie dystalnie, aby uzyskać prawidłowy kąt do pomiarów średnicy, jak najbliżej miejsc pomiaru średnicy, na ile to możliwe. Pomiary średnicy należy odrzucić, jeśli w kolorowym USG Doppler widoczne są jakiekolwiek odgałęzienia naczyń przed tym miejscem.
      1. Należy użyć standardowego trybu B i zwizualizować naczynie pod kątem insonacji prostopadłym do pomiaru średnicy oraz zachować kilka optymalnych klatek do późniejszych pomiarów, aby zminimalizować wpływ pulsacyjnych zmian średnicy.
      2. Pomiary należy powtórzyć od pięciu do dziesięciu razy 19.
  4. Należy odnotować położenie łożyska.

4. Pobieranie krwi z 4 naczyń

UWAGA: Harmonogram procedur przedstawiono na Rysunku 1, a przegląd próbek zilustrowano na Rysunku 2.

Schemat przepływu krwi łożyskowej przedstawiający żyłę maciczną, żyłę pępowinową, tętnicę promieniową oraz tętnice pępowinowe.
Rysunek 2: Schematyczny rysunek unaczynienia łożyska i miejsc pobierania próbek.
W metodzie pobierania z 4 naczyń próbki krwi są pobierane z żyły macicznej, tętnicy promieniowej (jako zamiennika tętnicy macicznej) oraz z tętnic i żyły pępowinowej. Przepływ krwi w tętnicy macicznej i żyle pępowinowej jest mierzony za pomocą badania USG. Pobierane są również próbki tkanek z łożyska. Ilustracja: Øystein H. Horgmo, University of Oslo. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Procedury bezpieczeństwa
    1. Zapewnić wszystkim osobom w sali operacyjnej rękawiczki, chirurgiczne kostiumy operacyjne, maseczki i nakrycia głowy.
    2. Zapewnić chirurgom oraz personelowi badawczemu mającemu kontakt z polem operacyjnym chirurgiczne kostiumy operacyjne, maseczki, nakrycia głowy, fartuchy i podwójne rękawiczki. Okulary ochronne są opcjonalne.
    3. Zapewnić personelowi zajmującemu się próbkami krwi rękawiczki.
    4. Zapewnić personelowi zajmującemu się próbkami łożyska rękawiczki i maseczkę chirurgiczną. Homogenizacja wymaga użycia dygestorium.
  2. Przygotowanie w sali operacyjnej
    1. Przeprowadzić odprawę i przekazać sprzęt wszystkim osobom, które będą pomagać w pobieraniu próbek, przed rozpoczęciem operacji.
    2. Ustalić z anestezjologiem i pielęgniarką anestezjologiczną, którzy pomogą w zapewnieniu niezbędnego dostępu tętniczego i żylnego do naczyń obwodowych, oraz upewnić się, że przed pobraniem próbek nie podawano żadnych płynów dożylnie.
    3. Przekazać trzy strzykawki (10 mL) bez igieł osobie pomagającej w pobieraniu próbek z żyły łokciowej oraz dwie strzykawki (jedną 20 mL i jedną 10 mL) oraz jedną strzykawkę do gazometrii (z heparyną) osobie pomagającej przy tętnicy promieniowej.
    4. Przygotować dwie sterylne strzykawki (20 mL), pięć sterylnych strzykawek (10 mL), trzy igły typu „motylek” i dwie strzykawki do gazometrii na pole operacyjne.
  3. Dostęp do naczyń krwionośnych
    1. Przed cięciem cesarskim postępować zgodnie ze standardową procedurą w celu zapewnienia obwodowego dostępu dożylnego (iv).
      UWAGA: Preferowana jest żyła łokciowa, ponieważ pobieranie próbek z tego miejsca jest łatwiejsze.
    2. Zlokalizować tętnicę promieniową w nadgarstku za pomocą USG lub palpacji. Po podaniu 0,5 mL lidokainy podskórnie w celu znieczulenia, wprowadzić kaniulę do tętnicy promieniowej. Zrezygnować z pobierania próbek z tego miejsca w przypadku trzech nieudanych prób wprowadzenia kaniuli lub jeśli pacjentka odczuwa ból podczas zabiegu.
      UWAGA: Zabieg chirurgiczny cięcia cesarskiego przeprowadzić zgodnie ze standardową procedurą. Poniżej podkreślono jedynie modyfikacje niezbędne dla procedury pobierania próbek.
  4. Próbki krwi matki
    UWAGA: Wszystkie trzy próbki krwi matki (z żyły macicznej, tętnicy promieniowej i żyły łokciowej) należy pobrać jednocześnie przed nacięciem macicy.
    1. W przypadku żyły macicznej, po otwarciu jamy brzusznej, użyć retraktora do uniesienia ściany brzusznej i odsłonięcia głównych odgałęzień żył macicznych po przednio-bocznych stronach macicy. Pobrać krew z odgałęzień żyły macicznej po tej samej stronie, po której znajduje się łożysko, jeśli jest to możliwe, lub użyć najbardziej wyraźnego splotu żylnego, jeśli łożysko znajduje się w linii środkowej macicy.
      1. Wprowadzić igłę typu motylek połączoną ze strzykawką do gazometrii do żyły macicznej pod kątem około 30 stopni i pobrać krew poprzez delikatną aspirację, aby uniknąć hemolizy. Ostrożnie stabilizując pozycję dożylną igły typu motylek, zastąpić wypełnioną strzykawkę do gazometrii kolejno strzykawką 20 mL, a następnie 10 mL.
        UWAGA: Optymalny dostęp jest najlepiej zapewniony, gdy osoba pobierająca stoi po przeciwnej stronie niż wybrana żyła maciczna.
    2. W przypadku tętnicy promieniowej, aspirować krew z kaniuli wewnątrztętniczej. Odrzucić pierwsze 5 mL, a następnie pobrać 3 mL do strzykawki z heparyną do analizy gazometrycznej, a następnie 3 mL do dwóch strzykawek (20 + 10 mL).
    3. W przypadku żyły łokciowej, delikatnie aspirować krew z cewnika dożylnego. Odrzucić pierwsze 5 mL, a następnie pobrać 30 mL do trzech strzykawek (10 mL).
    4. Przed rozpoczęciem zamykania jamy brzusznej przeprowadzić końcową inspekcję miejsca pobrania z żyły macicznej.
  5. Próbki krwi płodu
    1. Niezwłocznie po narodzinach dziecka pobrać krew z tętnicy pępowinowej, bez zaciskania pępowiny i przed oddzieleniem łożyska. Rozpocząć od strzykawki do analizy gazometrycznej, a następnie, jeśli to możliwe, użyć trzech strzykawek 10 mL.
    2. Po zabezpieczeniu próbek tętniczych zacisnąć pępowinę i przekazać dziecko położnej przed pobraniem krwi z żyły pępowinowej (strzykawka do gazometrii oraz strzykawki 20 + 10 mL).
      UWAGA: Wszystkie próbki pępowinowe należy pobrać w ciągu kilku sekund od urodzenia, gdy łożysko znajduje się in situ, chyba że oddzieliło się samoistnie.
    3. Postępować zgodnie z norweskimi zaleceniami dotyczącymi opóźnionego zaciskania pępowiny. W przypadku stanu zagrożenia życia dziecka, natychmiast zacisnąć i przeciąć pępowinę, a następnie przekazać dziecko położnej i neonatologowi.
  6. Postępowanie z próbkami krwi
    1. Umieścić strzykawki do gazometrii w lodzie podczas przygotowywania pozostałych próbek krwi i przeanalizować je w analizatorze gazometrii w ciągu 5 min.
    2. Bezzwłocznie przelać próbki krwi do probówek typu vacutainer; probówki z plazmą umieścić na mieszadle obrotowym na 1 - 2 min przed włożeniem do lodu. Probówki z surowicą pozostawić na blacie laboratoryjnym na 30 minut w celu zakrzepnięcia.
      UWAGA: Jest to krytyczny etap procedury, który wymaga szczególnej uwagi, ponieważ próbki ze wszystkich pięciu miejsc muszą być przygotowane jednocześnie, aby zapewnić ich wysoką jakość.
    3. Wirować próbki plazmy tak szybko, jak to możliwe, nie później niż w ciągu 30 min, w temperaturze 6 °C, przy 2 500 x g przez 20 min.
    4. Po 30 min wirować próbki surowicy w temperaturze pokojowej przez 10 min przy 2 500 x g.
    5. Ostrożnie przenieść nadsączki do probówek kriogenicznych 2 mL, pozostawiając 0,5 mL nadsączki nad osadem, aby zapewnić uzyskanie plazmy wolnej od płytek krwi.
    6. Próbki przechowywać w temperaturze -80 °C.

5. Pobieranie tkanki łożyska

  1. Jak najszybciej po porodzie umieść łożysko płasko na schłodzonej lodem tacy do sekcji. Wykonaj fotografię.oraz zmierzyć średnicę maksymalną oraz średnicę pod kątem 90 stopni.
  2. Zważ łożysko.
  3. Należy odnotować masę, dwie średnice, wszelkie widoczne zmiany patologiczne, liczbę naczyń w pępowinie oraz odstęp czasu od momentu porodu do umieszczenia łożyska w lodzie.
    UWAGA: W przypadku wskazań klinicznych należy przekazać łożysko do badania histopatologicznego.
  4. Umieść łożysko powierzchnią macierzystą skierowaną do góry i wyznacz 4–5 miejsc pobrania próbek, rozmieszczonych losowo w każdym kwadrancie łożyska, unikając obszarów z wyraźnymi zmianami patologicznymi. Usuń błonę podstawną (decidua), odcinając nożyczkami 3–5 mm z powierzchni macierzystej. Pobierz fragment o wielkości 1–2 cm3 fragment tkanki kosmkowej z każdego miejsca.
  5. Przemyj zebraną tkankę delikatnie w 50 ml zimnego 1M PBS. Podziel tkankę z każdego miejsca pobrania na kilka części i rozdziel do osobnych probówek.
    Uwaga: Wielkość fragmentów łożyska będzie zależała od planowanych analiz.
  6. Dodaj alikwoty o rozmiarze 0,1–0,5 cm3 przenieść próbki tkanek do 5 probówek kriogenicznych i gwałtownie zamrozić w ciekłym azocie.
  7. Dodać niewielkie fragmenty o rozmiarze 0,1–0,2 cm3 do probówki zawierającej 25 ml roztworu do stabilizacji RNA. Przechowywać w 4 °C przez 24 h, odrzucić roztwór do stabilizacji RNA i zastąpić go nowym. Zamrozić.
  8. Dodać kawałki o długości 0,5 cm3 do 5 probówek kriogenicznych z 0,5 ml OCT należy dolać OCT do pełna, wymieszać i zamrozić.
  9. Przechowywać próbki w temperaturze -80 °C do czasu analizy.
    UWAGA: Burton i wsp. przedstawiają doskonały przegląd praktycznych aspektów pobierania próbek łożyska w zależności od planowanych analiz. 20 Należy przygotować pozostałą tkankę do izolacji błon mikrokoskowych i podstawnych oraz pobrać tkankę błony wypadkowej metodą ssania próżniowego. 21,22

6. Charakterystyka noworodków

  1. Zanotuj charakterystykę noworodkową, w tym ocenę w skali Apgara (1, 5 i 10 min), płeć, masę ciała, długość, wiek gestacyjny oraz przyjęcie na Oddział Intensywnej Terapii Noworodka (czas trwania i wynik pobytu).
  2. Rozważ pomiar składu ciała noworodka za pomocą pomiarów antropometrycznych, plejtyzmografii powietrznej lub dwuenergetycznej absorpcjometrii promieni rentgenowskiej.23,24

7. Obliczenia

  1. Przyjmij podobny skład krwi w tętnicy promieniowej i tętnicy macicznej, a następnie oblicz różnicę stężeń tętniczo-żylnych w obrębie maciczno-łożyskowym.
    Różnica stężeń tętniczo-żylnych w obrębie maciczno-łożyskowym = CA - CV
    Różnica stężeń żylno-tętniczych w pępowinie = Cv - Ca

    Gdzie C oznacza stężenie, a indeksy: A – tętnica promieniowa; V – żyła maciczna; v – żyła pępowinowa oraz a – tętnica pępowinowa.
  2. Oblicz objętościowy przepływ krwi, mL/min (Q):
    Wzór na szybkość przepływu \( Q = h \times (\frac{D}{2})^2 \times \pi \times TAMX \).
    Gdzie D to średnica naczynia (cm), TAMX to średnia w czasie maksymalna prędkość, a h to współczynnik profilu przestrzennego prędkości krwi. Jako współczynnik przyjmij 0.5 dla żyły pępowinowej oraz 0.6 dla tętnicy macicznej25,26.
  3. Oblicz wychwyt i uwalnianie łożyskowe zgodnie z zasadą Ficka:

    Wychwyt maciczno-łożyskowy = (CA - CV) x Qm
    Wychwyt płodowy =     (Cv - Ca) x Qf

    Indeksy: m – matczyny oraz f – płodowy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Metoda pobierania próbek z czterech naczyń znajduje zastosowanie w praktyce klinicznej; pomyślnie pobrano próbki krwi od 209 par matka/noworodek. W 128 z tych przypadków udało się również zmierzyć objętościowy przepływ krwi. Kompletne pobranie próbek z czterech naczyń oraz wysokiej jakości pomiary przepływu w naczyniach matczynych i płodowych uzyskano u 70 par matka-płód (Rycina 3). Ponadto zebrano dotychczas próbki krwi i łożyska od 30 pacjentek z preeklamps...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metoda pobierania próbek z 4 naczyń łożyskowych jest istotna dla trzech głównych celów. Po pierwsze, można go wykorzystać do zbadania, w jaki sposób określone substancje są wchłaniane przez łożysko po stronie matki i ewentualnie przenoszone do krążenia pępowinowego i płodu, jak wykazano w naszych badaniach nad glukozą i aminokwasami. Po drugie, metoda ta jest bardzo istotna dla badania substancji wytwarzanych przez łożysko i uwalnianych do krążenia matczynego lub płodowego, jak wykazano w wynikach badań progesteronu. Po ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Przede wszystkim serdecznie dziękujemy matkom, które wzięły udział w tym projekcie. Następnie dziękujemy całemu personelowi, który pomagał i ułatwiał procedurę pobierania próbek, anestezjologowi, pielęgniarce anestezjologowi i pielęgniarkom chirurgicznym. Projekt nie byłby możliwy bez dofinansowania ze strony Regionalnego Urzędu ds. Zdrowia w Norwegii Południowo-Wschodniej i Norweskiej Jednostki Doradczej ds. Zdrowia Kobiet Uniwersytetu w Oslo oraz lokalnych funduszy zapewnionych przez Szpital Uniwersytecki w Oslo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Skład ciała matki
Skala impedancjiTanitalub podobna
Pomiary ultrasonograficzne  Aparat ultrasonograficzny
Sequoia 512Acusonwyposażony w zakrzywiony przetwornik z Dopplerem kolorowym i falą pulsacyjną (pasmo częstotliwości 2 - 6 MHz)
Próbki krwi
Arerial kaniulaBD Medical682245lub podobna
20 cc Ekscentryczna strzykawka z końcówką Luer bez igłyTermoSS-20ESlub podobny. Potrzebne 3.
10 cc Mimośrodowa strzykawka z końcówką Luer bez igłyTermoSS-10ESlub podobnej. Potrzeba 9.
Strzykawka 5 cc 6% Luer bez igłyTermoSS-05S1lub podobnej. Potrzebne 2.
Strzykawka do gazometrii krwi tętniczej Radiometr medycznylub podobny. Potrzebne 4.
Sterylna igła ze skrzydełkami podłączona do elastycznej rurki,450081Greiner Bio-One(przeznaczona do jednorazowego użytku).3 Potrzebny.
Probówka próżniowa 6 ml EDTA Greiner Bio-One456043lub podobny. Etykieta z przykładową witryną. Potrzebne 10.
Probówka próżniowa 5 ml LH Separator heparyny litowejGreiner Bio-One456305lub podobny. Etykieta z przykładową witryną. Potrzebnych 5.
Probówka próżniowa 6 ml Aktywator krzepnięcia w surowicy Greiner Bio-One456089lub podobny. Etykieta z przykładową witryną. Potrzebnych 5.
Probówka próżniowa 3 mL  9NC Koagulacja cytrynian sodu 3,2%Greiner Bio-One454334lub podobny. Etykieta z przykładową witryną. Potrzebnych 5.
Fiolki kriogeniczne, 2,0 mlCorning430488lub podobne. Etykieta z miejscem próbki, surowicą/rodzajem osocza i wymaganym numerem identyfikacyjnym 90.
Oznaczone tacki do transportu strzykawekdo transportu próbek krwi na sali operacyjnej
Kołyskado delikatnego mieszania próbek
Lódw styropianowym pudełku
Ciekły azotw odpowiednim pojemniku
< mocne>Próbki łożyska
metalowy
Lódw styropianowym pudełku
Kalibrowana skala
Metalowa linijka
1 M Sól fizjologiczna buforowana fosforanemSigmaD1408lub podobna. Rozcieńczyć 10 M do  1 M przed użyciem
roztwór do stabilizacji RNASigmaR0901-500ML lub podobne
Związek o optymalnej temperaturze cięcia (O.C.T.)VWR361603Elub podobne
fiolki kriogeniczne, 2,0 ml430488 Corninglub podobne. Etykieta z przykładową witryną. Wymagana treść i ID. 10.
Probówki wirówkowe ze stożkowym dnem 50 mlGreiner Bio-One227,285lub podobne. Oznacz etykietą "RNA później", miejsce próbki i ID. 2 wymagane.
Ciekły azotw odpowiednim pojemniku
Skład ciała płodu
Skalibrowana skala
Taśma
o rozmiarze 21 taca miernicza

Bibliografia

  1. Jansson, T., Powell, T. L. Role of the placenta in fetal programming: underlying mechanisms and potential interventional approaches. Clin Sci (Lond). 113 (1), 1-13 (2007).
  2. Hanson, M. A., Gluckman, P. D. Early developmental conditioning of later health and disease: physiology or pathophysiology. Physiol Rev. 94 (4), 1027-1076 (2014).
  3. Guttmacher, A. E., Spong, C. Y. The human placenta project: it's time for real time. Am J Obstet Gynecol. 213, 4 Suppl 3-5 (2015).
  4. Battaglia, F. C., Regnault, T. R. Placental transport and metabolism of amino acids. Placenta. 22 (2-3), 145-161 (2001).
  5. Hay, W. W. Placental-fetal glucose exchange and fetal glucose metabolism. Trans Am Clin Climatol Assoc. 117, 321-339 (2006).
  6. Woollett, L. A. Review: Transport of maternal cholesterol to the fetal circulation. Placenta. 32, Suppl 2 218-221 (2011).
  7. Prenton, M. A., Young, M. Umbilical vein-artery and uterine arterio-venous plasma amino acid differences (in the human subject). J Obstet Gynaecol Br Commonw. 76 (5), 404-411 (1969).
  8. Cetin, I., et al. Plasma and erythrocyte amino acids in mother and fetus. Biol Neonate. 60 (2), 83-91 (1991).
  9. Filshie, G. M., Anstey, M. D. The distribution of arachidonic acid in plasma and tissues of patients near term undergoing elective or emergency Caesarean section. Br J Obstet Gynaecol. 85 (2), 119-123 (1978).
  10. Haberey, P. P., Schaefer, A., Nisand, I., Dellenbach, P. The fate and importance of fetal lactate in the human placenta -a new hypothesis. J Perinat Med. 10 (2), 127-129 (1982).
  11. Prendergast, C. H., et al. Glucose production by the human placenta in vivo. Placenta. 20 (7), 591-598 (1999).
  12. Metzger, B. E., Rodeck, C., Freinkel, N., Price, J., Young, M. Transplacental arteriovenous gradients for glucose, insulin, glucagon and placental lactogen during normoglycaemia in human pregnancy at term. Placenta. 6 (4), 347-354 (1985).
  13. Zamudio, S., et al. Hypoglycemia and the origin of hypoxia-induced reduction in human fetal growth. PLoS One. 5 (1), 8551(2010).
  14. Holme, A. M., Roland, M. C., Lorentzen, B., Michelsen, T. M., Henriksen, T. Placental glucose transfer: a human in vivo study. PLoS One. 10 (2), 0117084(2015).
  15. Holme, A. M., Roland, M. C., Henriksen, T., Michelsen, T. M. In vivo uteroplacental release of placental growth factor and soluble Fms-like tyrosine kinase-1 in normal and preeclamptic pregnancies. Am J Obstet Gynecol. 215 (6), 781-782 (2016).
  16. Paasche Roland, M. C., Lorentzen, B., Godang, K., Henriksen, T. Uteroplacental arterio-venous difference in soluble VEGFR-1 (sFlt-1), but not in soluble endoglin concentrations in preeclampsia. Placenta. 33 (3), 224-226 (2012).
  17. Brar, H. S., et al. Uteroplacental unit as a source of elevated circulating prorenin levels in normal pregnancy. Am J Obstet Gynecol. 155 (6), 1223-1226 (1986).
  18. Myatt, L., et al. Strategy for standardization of preeclampsia research study design. Hypertension. 63 (6), 1293-1301 (2014).
  19. Kiserud, T., Rasmussen, S. How repeat measurements affect the mean diameter of the umbilical vein and the ductus venosus. Ultrasound Obstet Gynecol. 11 (6), 419-425 (1998).
  20. Burton, G. J., et al. Optimising sample collection for placental research. Placenta. 35 (1), 9-22 (2014).
  21. Illsley, N. P., Wang, Z. Q., Gray, A., Sellers, M. C., Jacobs, M. M. Simultaneous preparation of paired, syncytial, microvillous and basal membranes from human placenta. Biochim Biophys Acta. 1029 (2), 218-226 (1990).
  22. Staff, A. C., Ranheim, T., Khoury, J., Henriksen, T. Increased contents of phospholipids, cholesterol, and lipid peroxides in decidua basalis in women with preeclampsia. Am J Obstet Gynecol. 180 (3), Pt 1 587-592 (1999).
  23. Catalano, P. M., Thomas, A. J., Avallone, D. A., Amini, S. B. Anthropometric estimation of neonatal body composition. Am J Obstet Gynecol. 173 (4), 1176-1181 (1995).
  24. Ellis, K. J., et al. Body-composition assessment in infancy: air-displacement plethysmography compared with a reference 4-compartment model. Am J Clin Nutr. 85 (1), 90-95 (2007).
  25. Haugen, G., Kiserud, T., Godfrey, K., Crozier, S., Hanson, M. Portal and umbilical venous blood supply to the liver in the human fetus near term. Ultrasound Obstet Gynecol. 24 (6), 599-605 (2004).
  26. Acharya, G., et al. Experimental validation of uterine artery volume blood flow measurement by Doppler ultrasonography in pregnant sheep. Ultrasound Obstet Gynecol. 29 (4), 401-406 (2007).
  27. Wu, X., et al. Glutamate-glutamine cycle and exchange in the placenta-fetus unit during late pregnancy. Amino Acids. 47 (1), 45-53 (2015).
  28. Tuckey, R. C. Progesterone synthesis by the human placenta. Placenta. 26 (4), 273-281 (2005).
  29. Simmons, M. A., Meschia, G., Makowski, E. L., Battaglia, F. C. Fetal metabolic response to maternal starvation. Pediatr Res. 8 (10), 830-836 (1974).
  30. Simmons, M. A., Jones, M. D., Battaglia, F. C., Meschia, G. Insulin effect on fetal glucose utilization. Pediatr Res. 12 (2), 90-92 (1978).
  31. Bujold, E., et al. Evidence supporting that the excess of the sVEGFR-1 concentration in maternal plasma in preeclampsia has a uterine origin. J Matern Fetal Neonatal Med. 18 (1), 9-16 (2005).
  32. Jansson, T., Aye, I. L., Goberdhan, D. C. The emerging role of mTORC1 signaling in placental nutrient-sensing. Placenta. 33, Suppl 2 23-29 (2012).
  33. Cetin, I. Placental transport of amino acids in normal and growth-restricted pregnancies. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 110, Suppl 1 50-54 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Pr bkowanie z czterech naczypomiar przep ywu krwiy a p powinowat tnica macicznaci cie cesarskiepobieranie tkanektransport przez o yskowch anianie p odowekr enie matczyne
Podejście do pobierania próbek z 4 naczyń w integracyjnych badaniach fizjologii łożyska człowieka in vivo
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.