Method Article

Miękka procedura litograficzna do wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z otworami widokowymi przezroczystymi dla światła widzialnego i podczerwonego

DOI:

10.3791/55884

⸱

August 17th, 2017

 ,  ,  , 
1Mechanobiology Institute (MBI), National University of Singapore

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano protokół wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z przezroczystymi otworami do obrazowania światłem widzialnym i podczerwonym.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Spektromikroskopia w podczerwieni (IR) żywych próbek biologicznych jest utrudniona przez absorpcję wody w zakresie średniej podczerwieni oraz przez brak odpowiednich urządzeń mikroprzepływowych. W tym miejscu zademonstrowano protokół wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych, w którym stosuje się techniki miękkiej litografii do osadzania przezroczystych otworów obserwacyjnych z fluorku wapnia (CaF2) w połączeniu z komorą obserwacyjną. Metoda opiera się na podejściu do odlewania replik, w którym forma z polidimetylosiloksanu (PDMS) jest wytwarzana za pomocą standardowych procedur litograficznych, a następnie wykorzystywana jako szablon do produkcji urządzenia z tworzywa sztucznego. Plastikowe urządzenie posiada ultrafioletowe/widzialne/podczerwone (UV/Vis/IR) - przezroczyste okienka wykonane z CaF2, które umożliwiają bezpośrednią obserwację w świetle widzialnym i podczerwonym. Do zalet proponowanej metody należą: zmniejszona potrzeba dostępu do mikrozakładu produkcyjnego w pomieszczeniach czystych, wiele portów widokowych, łatwe i wszechstronne połączenie z zewnętrznym systemem pompowania za pomocą korpusu z tworzywa sztucznego, elastyczność konstrukcji, np. konfiguracja kanałów otwartych/zamkniętych oraz możliwość dodania zaawansowanych funkcji, takich jak membrany nanoporowate.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Spektromikroskopia w podczerwieni z transformacją Fouriera (FTIR) jest szeroko stosowana jako bezznacznikowa i nieinwazyjna technika obrazowania w celu dostarczenia szczegółowych informacji chemicznych o próbce. Umożliwia to ekstrakcję informacji biochemicznych w celu zbadania składu chemicznego próbek biologicznych przy minimalnym stopniu przygotowania, ponieważ widmo absorpcyjne próbki zawiera nieodłączne odciski jej składu chemicznego1,2. Ostatnio FTIR jest coraz częściej stosowany do badania żywych próbek biologicznych, np. cells3. Jednak woda, która w większości przypadków jest pożywką dla żywych komórek, wykazuje silną absorbancję w obszarze średniej podczerwieni. Nawet jako cienka warstwa, jej obecność może całkowicie przytłoczyć ważne informacje strukturalne próbek.

Przez wiele lat powszechnym podejściem było utrwalanie lub suszenie próbek, aby całkowicie wykluczyć sygnał absorpcji wody w widmie. Takie podejście nie pozwala jednak na pomiary żywych komórek w czasie rzeczywistym, co jest niezbędne do badania zmian ich składu chemicznego i procesów komórkowych w czasie. Jednym ze sposobów uzyskania wiarygodnych widm absorpcyjnych z żywych próbek biologicznych jest ograniczenie całkowitej długości ścieżki optycznej w ośrodku wiązki IR do mniej niż 10 μm4.

Do tej pory dobrze przyjętym podejściem w eksperymentach z żywymi komórkami było obrazowanie Attenuated Total Reflection (ATR)-FTIR, które umożliwia pomiary niezależnie od grubości próbki, pozwalając na utrzymanie komórek w grubszej warstwie wodnego podłoża. Jednak mała głębokość penetracji fali ulotnej ogranicza pomiary próbek tylko do kilku pierwszych mikronów od powierzchni kryształu ATR5.

Alternatywnie, ograniczenie absorpcji wody zostało ominięte poprzez pojawienie się różnych systemów mikroprzepływowych, które zazwyczaj dzielą się na dwie duże grupy: kanał otwarty (gdzie jedna z powierzchni płynu jest wystawiona na działanie atmosfery) i kanał zamknięty (gdzie dwa przezroczyste okna IR są oddzielone przekładką o określonej grubości).

Loutherback et al. opracowali urządzenie membranowe z otwartym kanałem, które umożliwia długoterminowe, ciągłe pomiary w podczerwieni żywych komórek przez okres do 7 dni6. Metoda wymaga dużej wilgotności otoczenia, aby zapobiec parowaniu pożywki z powierzchni komórki. System działa najlepiej z komórkami, które naturalnie rosną na granicy faz powietrze-ciecz, takimi jak tkanki nabłonkowe skóry, płuc i oczu lub biofilmy mikrobiologiczne7.

Konfiguracja z zamkniętym kanałem ma na celu stworzenie jednolitej, cienkiej warstwy pomiędzy dwoma równoległymi oknami przezroczystymi w podczerwieni, gdzie komórki są utrzymywane w swoich wodnych mediach. Grubość tej wnęki jest taka, że sygnał absorpcji wody jest poniżej nasycenia. Tło wody można następnie odjąć, aby uzyskać prawidłowe widma próbki. Większość metod z zamkniętym kanałem wykorzystuje plastikową przekładkę oddzielającą dwa okna, tworząc demontowalną komorę cieczy3,8,9. Zaletą tej metody jest to, że nie wymaga mikrofabrykacji; Jednak konstrukcje, które są bardziej złożone niż komora pomiarowa z kanałami wlotowymi i wylotowymi, są niezwykle trudne do zrealizowania w cienkim dystansie. Istnieje również problem z odtwarzalnością długości ścieżki między pomiarami w podczerwieni ze względu na zależność od mechanicznego mocowania. W celu uzyskania bardziej precyzyjnej kontroli odstępów w celu bardziej niezawodnej akwizycji widma, metody litografii optycznej zostały zaimplementowane w celu modelowania fotorezystu na podłożu IR w celu zdefiniowania dystansu9,10,11,12. Mimo że umożliwia to zdefiniowanie bardziej złożonych struktur w ramce dystansowej, metoda ta wymaga dostępu do zakładu mikroprodukcyjnego w celu wytworzenia wzoru na każdym podłożu.

W tym artykule prezentujemy prostą technikę wytwarzania urządzenia mikroprzepływowego kompatybilnego z IR, w celu zmniejszenia kosztów produkcji i wymogu dostępu do zakładu mikrofabrykacji. Przedstawiona tutaj metoda (patrz Rysunek 1) wykorzystuje sprawdzony proces znany jako miękka litografia. W tym przypadku wymagane są dwie formy. Podstawowa forma jest wykonana z 4-calowej płytki krzemowej przy użyciu standardowego procesu litografii UV. Forma wtórna jest jej repliką wykonaną z PDMS, która ma odwróconą polaryzację wzoru w silikonowej formie pierwotnej i służy jako forma główna do późniejszej produkcji urządzenia.

Urządzenie ma dwie oddzielne warstwy: pierwszą warstwę z układem mikroprzepływowym (która w prezentowanym przypadku składa się z kanału mikroprzepływowego, wlotu/wylotu oraz komory obserwacyjnej z rzutnią CaF2), oraz drugą warstwę z płaską powierzchnią (która składa się tylko z rzutni CaF2).

Tutaj klej optyczny utwardzany promieniami UV, Norland optical adhesive 73 (NOA73, odtąd w skrócie NOA), jest używany do formowania głównego plastikowego korpusu urządzenia. Istnieje kilka zalet stosowania tego kleju optycznego: niski koszt produkcji, łatwość podłączenia do systemów zewnętrznych, dobra przezroczystość optyczna, niska lepkość i, co najważniejsze, biokompatybilność13. CaF2 jest odpowiednim wyborem jako rzutnia ze względu na jego biokompatybilność i doskonałą przezroczystość IR14.

Dzięki temu nowemu podejściu, dostęp do zakładu mikrofabrykacji jest ściśle wymagany tylko do produkcji głównej formy. Kolejne procesy produkcyjne urządzenia mikroprzepływowego z tworzywa sztucznego można przeprowadzić w dowolnym laboratorium wyposażonym w źródło światła UV.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie formy pierwotnej z krzemu

UWAGA: Do przygotowania formy pierwotnej wymagana jest fotomaska. Fotomaskę można zakupić od niezależnych dostawców lub wyprodukować we własnym zakresie za pomocą standardowych procedur produkcji masek optycznych. W tym przypadku używana jest fotomaska o polaryzacji jasnego pola (Rysunek 2a).

  1. Definicja wzorca
    1. Wiruj 4-calową płytkę krzemową ujemnym fotorezystem SU-8 3010 z prędkością 2,300 obr./min przez 30 s.
    2. Piecz fotorezystor na miękko na płycie grzejnej w temperaturze 65 °C przez 2 minuty, a następnie w temperaturze 95 °C przez 8 minut.
    3. Wystaw fotorezystor na działanie światła UV (i-line, 365 nm) przez fotomaskę pod nakładką maski, aby uzyskać całkowitą dawkę energii 100-120 mJ/cm2; preferowany jest tryb twardego kontaktu, aby osiągnąć lepszą rozdzielczość.
    4. Wyjmij wafel i zastosuj pieczenie po ekspozycji w temperaturze 65 °C przez 1 minutę, a następnie w temperaturze 95 °C przez 2 minuty.
    5. Wywołaj fotorezystu za pomocą wywoływacza SU-8 w temperaturze pokojowej, następnie spłucz alkoholem izopropylowym i delikatnie wysusz azotem; zmierzona grubość wzoru powinna wynosić 10 μm i mniej. Zobacz Rysunek 2b dla zdjęcia rzeczywistej formy silikonowej.
  2. Silanizacja formy krzemowej
    1. Potraktuj formę krzemową plazmą tlenową o mocy 60 W przez 30 sekund przy przepływie tlenu 20 sccm. Ustaw ciśnienie w komorze na 1-10 mbar podczas procesu.
    2. Umieść formę w słoiku próżniowym z 50 μl silanu i pozostaw słoik w stanie próżni (1-10 mbar) na co najmniej 2 godziny
      UWAGA: Proces silanizacji tworzy hydrofobową powłokę powierzchniową, która zapobiega przywieraniu PDMS do formy15. Należy pamiętać, że pierwotna forma może być również wytwarzana przy użyciu alternatywnej metody, która polega na trawieniu krzemu na sucho. W takim przypadku fotomaska będzie miała przeciwną polaryzację (ciemne pole), a definicja wzoru w kroku 1.1 użyje dodatniego fotorezystu.

2. Przygotowanie formy wtórnej PDMS

  1. Mieszanie PDMS
    1. Wymieszać elastomer PDMS i utwardzacz w stosunku 10:1; całkowita ilość jest taka, że otrzymana grubość PDMS wynosi około 1 do 1,5 mm.
    2. Po dokładnym wymieszaniu należy odgazować mieszaninę, pozostawiając ją w słoiku próżniowym w stanie próżni (1-10 mbar) na około 15 minut lub do momentu, gdy nie będzie widocznych pęcherzyków; ma to na celu usunięcie powietrza uwięzionego w mieszaninie.
  2. Replikacja pleśni
    1. Wlej mieszaninę PDMS na silikonową formę wykonaną w kroku 1 i odgazuj mieszaninę, aby usunąć uwięzione powietrze z takimi samymi ustawieniami, jak w kroku 2.1.2. Podgrzewać w temperaturze 70 °C przez 2 godziny na płycie grzejnej, aby utwardzić mieszaninę.
    2. Wyjmij utwardzony PDMS z płyty grzejnej i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej. Za pomocą żyletki przetnij PDMS wzdłuż krawędzi silikonowej formy.
    3. Za pomocą pęsety ściśnij jeden róg wyciętego PDMS i ostrożnie oderwij replikę PDMS od silikonowej formy; powstały wzór mikroprzepływowy na tej wtórnej formie jest występem, który jest przeciwną biegunowością do pierwotnej formy (Rysunek 2c).
  3. Silanizacja repliki PDMS (tak samo jak w kroku 1.2)
    1. Potraktuj formę PDMS plazmą tlenową o mocy 60 W przez 30 sekund przy przepływie tlenu 20 sccm. Ustaw ciśnienie w komorze na 1-10 mbar podczas procesu.
    2. Umieść formę w słoiku próżniowym z 50 μl silanu i pozostaw słoik w stanie próżni (1-10 mbar) na co najmniej 2 godziny.

3. Przygotowanie szablonów PDMS

UWAGA: Aby ujednolicić kształt i rozmiar końcowych urządzeń oraz ułatwić wyrównanie głównych cech w dwóch połówkach, użyto dwóch oddzielnych szablonów PDMS, które definiują geometrię urządzenia, rozmieszczenie przezroczystego okna oraz połączenia wlotowe i wyjściowe. Pierwszy szablon PDMS pomaga w wytwarzaniu wzorzystej połowy urządzenia, podczas gdy drugi pomaga ułatwić wytwarzanie płaskiej połowy urządzenia.

  1. Projektuj szablony za pomocą oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD). Rysunek 3a pokazuje układ i wymiary szablonu użytego do wykonania wzorzystej połowy urządzenia. Aby wyprodukować płaską połowę urządzenia, usuń z projektu otwory o średnicy 1,5 mm.
  2. Szablony należy nabyć od zewnętrznego dostawcy lub za pośrednictwem wewnętrznego warsztatu mechanicznego, jeśli jest dostępny.
    UWAGA: Akryl został użyty jako materiał szablonowy ze względu na łatwość produkcji i niski koszt osiągalny w każdym standardowym warsztacie. Istnieją alternatywne opcje, takie jak druk 3D.
  3. Wymieszaj elastomer PDMS i utwardzacz w stosunku 10:1; upewnij się, że przygotowałeś wystarczającą ilość PDMS, aby całkowicie zanurzyć szablony.
  4. Po dokładnym wymieszaniu należy odgazować mieszaninę, pozostawiając ją w słoiku próżniowym w stanie próżni (1-10 mbar) na około 15 minut lub do momentu, gdy nie będzie widocznych pęcherzyków (w zależności od tego, co nastąpi później); ma to na celu usunięcie powietrza uwięzionego w mieszaninie.
  5. Wlej mieszaninę PDMS na szablony akrylowe, aż ich najwyższa powierzchnia zostanie zanurzona około 1 mm poniżej powierzchni cieczy. Ponownie odgazuj PDMS, aby usunąć uwięzione powietrze z tymi samymi ustawieniami, co w ppkt 3.4. Podgrzewać w temperaturze 60 °C przez 2 godziny na wyrównanej płycie grzejnej, aby utwardzić mieszaninę.
  6. Wyjmij utwardzony PDMS z płyty grzejnej i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej. Za pomocą żyletki przetnij PDMS wzdłuż krawędzi akrylowych szablonów.
  7. Za pomocą pęsety ściśnij jeden róg przyciętego PDMS i ostrożnie oderwij PDMS od akrylowych szablonów.
    UWAGA: Rysunek 3b pokazuje układ i wymiary repliki PDMS użytej do wykonania wzorzystej połowy urządzenia.
  8. Przygotuj drugą replikę PDMS do wykonania płaskiej połowy urządzenia, powtarzając kroki od 3.3 do 3.7, ale używając akrylowego szablonu bez otworów o średnicy 1.5 mm.

4. Produkcja urządzeń mikroprzepływowych

  1. Wykonanie wzorzystej połowy urządzenia (tj. , z układem urządzenia)
    1. Traktuj okno CaF2 plazmą tlenową o mocy 60 W przez 30 sekund przy przepływie tlenu 20 sccm. Ma to na celu poprawę przepływu NOA podczas następującej produkcji.
      UWAGA: Ten krok nie jest obowiązkowy.
    2. Ostrożnie umieść pierwszy szablon PDMS (jeden ze słupkami o średnicy 1,5 mm) na płaskiej powierzchni, np. talerzu z wapna sodowego (Rysunek 4a). Umieść okienko CaF2 wyśrodkowane na górze wtyczki PDMS i delikatnie dociśnij okienko tak, aby dobrze stykało się z wtyczką ( Rysunek 4b).
    3. Weź formę PDMS wykonaną w kroku 2 i umieść cienką płytkę przezroczystą dla promieni UV (w tym przypadku płytkę kwarcową o grubości 500 μm i wymiarach 1,5 cm x 1,5 cm) z tyłu formy, wyrównaną z lokalizacją środkowej komory (Rysunek 4c). Upewnij się, że płyta kwarcowa ma dobry kontakt z formą PDMS.
      UWAGA: Płyta kwarcowa zapobiega łatwemu kontaktowi niechcianego obszaru formy z oknem CaF2.
    4. Delikatnie umieść tę formę PDMS ekranem do dołu w kierunku okna CaF2 z komorą fluidyczną wyrównaną do środka okna CaF2. Upewnij się, że wszystkie elementy (szablon, forma i okienko) są w dobrym kontakcie i wyrównane (Rysunek 4c-4d).
    5. Stopniowo dozuj krople NOA na wlocie matrycy PDMS i pozwól jej powoli wypełniać ubytek. Gdy żywica zetknie się z krawędzią okna, przepływ kapilarny wypełni cienką szczelinę (~10 μm) między formą PDMS a oknem CaF2 (Rysunek 4e-4f).
    6. Po całkowitym wypełnieniu ubytku utwardź NOA przez wystawienie na działanie światła UV (np. za pomocą systemu naświetlania UV-LED, Rysunek 4g).
      UWAGA: Czas ekspozycji może się różnić w zależności od energii źródła UV. System naświetlania UV-LED, który zapewnia gęstość mocy 24 mW/cm2, wymaga około 90 s przy 100% mocy i trybie ciągłej ekspozycji.
    7. Ostrożnie wyjmij cienką płytkę kwarcową z tyłu formy PDMS, a następnie delikatnie oderwij formę PDMS od górnej części warstwy NOA (Rysunek 4h). Na koniec usuń warstwę NOA z szablonu PDMS (Rysunek 4i).
      UWAGA: Wynikowy układ urządzenia na utwardzonym NOA miałby taką samą polaryzację wzoru w pierwotnej formie silikonowej.
  2. Wykonanie płaskiej połowy urządzenia (tj. bez układu urządzenia)
    1. Traktuj okno CaF2 plazmą tlenową o mocy 60 W przez 30 sekund przy przepływie tlenu 20 sccm.
      UWAGA: Ten krok nie jest obowiązkowy.
    2. Ostrożnie umieść drugi szablon PDMS (jeden bez słupków o średnicy 1,5 mm) na płaskiej powierzchni, np. talerzu sodowo-wapniowym. Umieść okienko CaF2 wyśrodkowane na górze wtyczki PDMS i delikatnie dociśnij okienko tak, aby dobrze stykało się z wtyczką.
    3. Umieść arkusz PDMS o grubości 1 mm i wymiarach 5 cm x 3,5 cm na górze okna CaF2, tak aby arkusz PDMS był wyrównany ze środkiem szablonu PDMS. Upewnij się, że arkusz PDMS dobrze styka się z oknem.
    4. Stopniowo dozuj krople NOA na wlocie matrycy PDMS i pozwól jej powoli wypełniać ubytek.
    5. Po całkowitym wypełnieniu ubytku utwardź NOA przez wystawienie na działanie światła UV (np. za pomocą systemu naświetlania UV-LED).
      UWAGA: Czas ekspozycji może się różnić w zależności od źródła energii UV. Dzięki systemowi naświetlania UV-LED, który zapewnia gęstość mocy 24 mW/cm2, wymaga to około 50 s przy 100% mocy i trybie ciągłej ekspozycji.
    6. Oderwij arkusz PDMS od górnej części warstwy NOA i ostrożnie usuń utwardzoną warstwę NOA z szablonu PDMS.
  3. Klejenie dwóch połówek urządzenia
    1. Wyrównaj dwie połówki urządzenia tak, aby oba okna CaF2 były wyrównane. Delikatnie naciśnij palcami obie połówki w rogu warstw NOA, tak aby pozycja dwóch połówek była ustalona.
    2. Wytnij dwie okrągłe tarcze z arkusza PDMS o grubości 1 mm za pomocą dziurkacza o średnicy 8 mm (Rysunek 5a).
    3. Wytnij dwa prostokąty o tym samym rozmiarze urządzenia (4 cm x 2,5 cm) z arkusza PDMS o grubości 1 mm. Na obu prostokątach PDMS należy wyciąć otwory odpowiadające kanałom i wlotowi/wylotowi urządzenia.
      UWAGA: Wstępnie wycięte otwory w prostokątach PDMS mają na celu zapobieganie zapadaniu się kanałów podczas prasowania.
    4. Ułóż w następującej kolejności od dołu: jeden prostokąt PDMS z wstępnie wyciętymi otworami, jeden dysk PDMS (stykający się z dolnym oknem, wycięty w kroku 4.3.2), dwie połówki urządzenia wciśnięte palcem, drugi dysk PDMS (znajdujący się na górnym oknie) i na końcu drugi prostokąt PDMS z wstępnie wyciętymi otworami (Rysunek 5b).
    5. Umieść ten zespół w prasie próżniowej tak, aby był umieszczony między 2 płytkami i zamknij plastikową torbę ( Rysunek 5c). Włącz pompę próżniową i opróżnij zespół. Pozwól, aby pompa próżniowa osiągnęła ciśnienie podstawowe lub zastosuj podciśnienie przez co najmniej 10 minut.
      UWAGA: Osiągnięte ciśnienie podstawowe zależy od zastosowanej pompy próżniowej i jakości uszczelnienia plastikowej torby.
    6. Wystaw opróżniony zespół na działanie promieniowania UV za pomocą szerokopasmowej lampy gazowej Hg o mocy 270 W przez 15 minut. Wyłącz pompę próżniową i pozwól, aby zespół powoli odpowietrzył się do ciśnienia atmosferycznego przed wyjęciem końcowego urządzenia z zespołu.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 6 przedstawia widma transmitancji zupełnie nowego okna CaF2, wzorzystej połowy urządzenia i całego urządzenia. Wszystkie trzy widma wykazują doskonałą przezroczystość do średniej podczerwieni przy transmitancji większej niż 80%. Wzór zakłóceń widoczny w widmie całego urządzenia (żółta krzywa na rysunku) jest spowodowany szczeliną powietrzną w zakresie 9-10 μm pomiędzy dwoma oknami. Widma te pokazują, że przedstawione tutaj podejście do wytw...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby ocenić i zoptymalizować protokół produkcyjny, użyliśmy prostego układu dla wzoru mikroprzepływowego z dużą prostokątną komorą (rozmiar 5 mm x 2,5 mm) pośrodku, dwiema małymi prostokątnymi komorami (rozmiar 5,5 mm x 0,75 mm) oddzielonymi od obwodu głównego na górnej i dolnej stronie oraz kanałami wlotowymi/wyjściowymi o szerokości 300 μm. Centralna komora służy do wysiewu i obserwacji komórek, podczas gdy dwie oddzielone mniejsze komory są używane do pomiaru tła powietrza podczas eksperymentów FTIR jako komora referen...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują za wsparcie finansowe MBI.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Chemical
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silan 97%Sigma Aldrich448931-10G
Sylgard 184 Zestaw elastomerów silikonowychDow CorningPolydimethylsiloxane lub w skrócie, PDMS
Norland Optical Adhesive 73Norland Products Inc.7304
SU8 3010 fotorezystorMicroChemY311060
SU8 wywoływaczMicroChemY020100
Materiał
Wafel silikonowy, 4 cale, najwyższej jakościBonda Technology Pte Ltd
CaF2 Okna IRCrystran, Wielka BrytaniaCAFP10-1Średnica 10 mm, 1 mm grubość
SzablonyWykonane na zamówienie
Sprzęt
UV-KUB 2 (system ekspozycji UV LED)KLOEWidmo emisji 365nm i plusmn; 5nm
Lampa UV NewportNewportModel 6690250-500 Watt Hg lampa łukowa
CEE Spin coaterBrewer ScienceModel 200x
Wyrównywacz maski MJB4SUSS MicroTec
Precyzyjna cyfrowa płyta grzejnaHarry Gestigkeit GmbH2860SR
Plasma Surface TechnologyDiener Electronic GmbH + Co. KGDo obróbki plazmowej O2
Pompa próżniowa IDP-3 Dry ScrollAgilent Technologiesciśnienie końcowe 3,3 x 10-1 mbar
Spektrometr FTIR Bruker IFS 66v/s Bruker
akrylowe

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Holman, H. -Y. N., et al. Synchrotron infrared spectromicroscopy as a novel bioanalytical microprobe for individual living cells: cytotoxicity considerations. BIOMEDO. 7 (3), 417-424 (2002).
  2. Liu, K. Z., Xu, M., Scott, D. A. Biomolecular characterisation of leucocytes by infrared spectroscopy. Br J Haematol. 136 (5), 713-722 (2007).
  3. Moss, D. A., Keese, M., Pepperkok, R. IR microspectroscopy of live cells. Vibrational Spectroscopy. 38 (1-2), 185-191 (2005).
  4. Rahmelow, K., Hubner, W. Infrared Spectroscopy in Aqueous Solution: Difficulties and Accuracy of Water Subtraction. Appl Spectrosc. 51 (2), 160-170 (1997).
  5. Kazarian, S. G., Chan, K. L. ATR-FTIR spectroscopic imaging: recent advances and applications to biological systems. Analyst. 138 (7), 1940-1951 (2013).
  6. Loutherback, K., Chen, L., Holman, H. Y. Open-channel microfluidic membrane device for long-term FT-IR spectromicroscopy of live adherent cells. Anal Chem. 87 (9), 4601-4606 (2015).
  7. Loutherback, K., Birarda, G., Chen, L., Holman, H. -Y. Microfluidic approaches to synchrotron radiation-based Fourier transform infrared (SR-FTIR) spectral microscopy of living biosystems. Protein Pept Lett. 23 (3), 273-282 (2016).
  8. Dousseau, F., Therrien, M., Pézolet, M. On the Spectral Subtraction of Water from the FT-IR Spectra of Aqueous Solutions of Proteins. Appl Spectrosc. 43 (3), 538-542 (1989).
  9. Tobin, M. J., et al. FTIR spectroscopy of single live cells in aqueous media by synchrotron IR microscopy using microfabricated sample holders. Vibrational Spectroscopy. 53 (1), 34-38 (2010).
  10. Birarda, G., et al. Infrared microspectroscopy of biochemical response of living cells in microfabricated devices. Vibrational Spectroscopy. 53 (1), 6-11 (2010).
  11. Vaccari, L., Birarda, G., Businaro, L., Pacor, S., Grenci, G. Infrared microspectroscopy of live cells in microfluidic devices (MD-IRMS): toward a powerful label-free cell-based assay. Anal Chem. 84 (11), 4768-4775 (2012).
  12. Mitri, E., et al. SU-8 bonding protocol for the fabrication of microfluidic devices dedicated to FTIR microspectroscopy of live cells. Lab Chip. 14 (1), 210-218 (2014).
  13. Birarda, G., et al. IR-Live: fabrication of a low-cost plastic microfluidic device for infrared spectromicroscopy of living cells. Lab Chip. 16 (9), 1644-1651 (2016).
  14. Wehbe, K., Filik, J., Frogley, M. D., Cinque, G. The effect of optical substrates on micro-FTIR analysis of single mammalian cells. Anal Bioanal Chem. 405 (4), 1311-1324 (2013).
  15. Helmut, S., et al. Controlled co-evaporation of silanes for nanoimprint stamps. Nanotechnology. 16 (5), 171(2005).
  16. Loewen, E. G., Popov, E. Diffraction Gratings and Applications. , Taylor, Francis. (1997).
  17. Technical Note: Optical Materials. , Available from: https://www.newport.com/n/optical-materials (2017).
  18. Cai, D., Neyer, A., Kuckuk, R., Heise, H. M. Raman, mid-infrared, near-infrared and ultraviolet-visible spectroscopy of PDMS silicone rubber for characterization of polymer optical waveguide materials. J Mol Struc. 976 (1-3), 274-281 (2010).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Soft LithographyPDMS MoldingCalcium Fluoride WindowsUV Curable ResinReplica CastingMicrofluidic Device FabricationInfrared TransparencyPlasma TreatmentNOA CuringVacuum Degassing

Related Articles