Sortowanie komórek aktywowane fluorescencją (FACS) było jedną z metod wyboru do izolowania wzbogaconych populacji komórek rozrodczych jąder ssaków. Obecnie pozwala na dyskryminację do 9 populacji mysich komórek rozrodczych o wysokiej wydajności i czystości. Ta wysoka rozdzielczość w rozróżnianiu i oczyszczaniu jest możliwa dzięki unikalnym zmianom w strukturze i ilości chromatyny podczas spermatogenezy. Wzorce te można uchwycić za pomocą cytometrii przepływowej męskich komórek rozrodczych barwionych fluorescencyjnymi barwnikami wiążącymi DNA, takimi jak Hoechst-33342 (Hoechst). Poniżej znajduje się szczegółowy opis niedawno opracowanego protokołu izolacji komórek rozrodczych jąder ssaków. Krótko mówiąc, zawiesiny pojedynczych komórek są generowane z tkanki jąder przez dysocjację mechaniczną, podwójnie barwione Hoechstem i jodkiem propidyny (PI) i przetwarzane za pomocą cytometrii przepływowej. Strategia bramkowania szeregowego, obejmująca selekcję żywych komórek (PI ujemnych) o różnej zawartości DNA (intensywność Hoechsta), jest stosowana podczas sortowania FACS w celu rozróżnienia do 5 typów komórek rozrodczych. Należą do nich, przy odpowiedniej średniej czystości (określonej na podstawie oceny mikroskopowej): spermatogonia (66%), pierwotne (71%) i wtórne (85%) spermatocyty oraz spermatydy (90%), dalej podzielone na subpopulacje okrągłe (93%) i wydłużające (87%). Realizacja całego przepływu pracy jest prosta, pozwala na jednoczesną izolację 4 typów komórek za pomocą odpowiedniej maszyny FACS i może być wykonana w czasie krótszym niż 2 godziny. Ponieważ skrócenie czasu przetwarzania ma kluczowe znaczenie dla zachowania fizjologii komórek ex vivo, metoda ta jest idealna do dalszych wysokoprzepustowych badań biologii męskich komórek rozrodczych. Co więcej, ustandaryzowany protokół wielogatunkowego oczyszczania komórek rozrodczych ssaków eliminuje metodologiczne źródła zmiennych i pozwala na stosowanie jednego zestawu odczynników do różnych modeli zwierzęcych.