Artykuł metodologiczny

Rejestrowanie plastyczności synaptycznej w ostrych wycinkach hipokampa utrzymywanych w systemie komór do recyklingu, perfuzji i zanurzenia o małej objętości

DOI:

10.3791/55936

⸱

1 stycznia 2018

 ,  ,  , 
1The Institutes of Brain Science, the State Key Laboratory of Medical Neurobiology, the Collaborative Innovation Center for Brain Science, Fudan University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje stabilizację poziomu tlenu w małej objętości buforu z recyklingu oraz metodologiczne aspekty rejestrowania plastyczności synaptycznej zależnej od aktywności w zanurzonych ostrych wycinkach hipokampa.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mimo że eksperymenty na wycinkach mózgu są używane od 1951 roku, nadal występują problemy, które zmniejszają prawdopodobieństwo osiągnięcia stabilnej i udanej analizy modulacji transmisji synaptycznej podczas wykonywania zapisów potencjału pola lub wewnątrzkomórkowych. W artykule opisano aspekty metodologiczne, które mogą być pomocne w poprawie warunków eksperymentalnych dla utrzymania ostrych wycinków mózgu oraz dla rejestracji pobudzających potencjałów postsynaptycznych w dostępnej na rynku komorze zanurzeniowej z jednostką wypływu-karbonacji. Karbonowanie wypływowe pomaga ustabilizować poziom tlenu w eksperymentach, które opierają się na recyklingu małego zbiornika buforowego w celu zwiększenia efektywności kosztowej eksperymentów z lekami. Ponadto w manuskrypcie przedstawiono reprezentatywne eksperymenty, które badają wpływ różnych trybów karbonizacji i paradygmatów stymulacji na zależną od aktywności plastyczność synaptyczną transmisji synaptycznej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W 1951 roku przeprowadzono pierwsze opisane eksperymenty z ostrym wycinkiem mózgu1. W 1971 roku, po udanych zapisach in vitro z kory gruszkowatej2,3 i odkryciu, że neurony hipokampa są połączone poprzecznie wzdłuż osi przegrodowo-skroniowej hipokampa4, osiągnięto jeden z pierwszych zapisów aktywności neuronalnej hipokampa in vitro5. Podobieństwo parametrów neurofizjologicznych lub neurostrukturalnych neuronów w warunkach in vivo i in vitro jest nadal przedmiotem dyskusji6, ale w 1975 roku Schwartzkroin7 wskazał, że podstawowe właściwości neuronów są zachowane in vitro i że stymulacja wysokiej częstotliwości (tj. tetanizacja) aferentów w formacji hipokampa indukuje długotrwałe ułatwienie potencjałów synaptycznych8. Elektrofizjologiczny zapis aktywności neuronalnej in vitro znacznie rozszerzył badania nad komórkowymi mechanizmami plastyczności synaptycznej zależnej od aktywności9,10, która została odkryta w 1973 roku przez Bliss et al.11 w eksperymentach in vivo na królikach.

Badanie aktywności neuronalnej lub szlaków sygnałowych w wycinkach mózgu, a zwłaszcza w ostrych wycinkach hipokampa, jest teraz standardowym narzędziem. Jednak, co zaskakujące, eksperymenty in vitro nie zostały jeszcze ustandaryzowane, o czym świadczy wiele podejść, które nadal istnieją w przypadku przygotowania i utrzymania ostrych plastrów hipokampa. Reid et al. (1988)12 dokonali przeglądu wyzwań metodologicznych związanych z utrzymaniem ostrych wycinków mózgu w różnych typach komór do wycinków oraz wyborem podłoża do kąpieli, pH, temperatury i poziomu tlenu. Parametry te są nadal trudne do kontrolowania w komorze zapisu ze względu na wykonane na zamówienie elementy zestawów do nagrywania warstw in vitro. Można znaleźć publikacje, które mogą pomóc w przezwyciężeniu niektórych wyzwań metodologicznych i które opisują nowe typy komór zanurzeniowych, takie jak międzywęzłowy system mikroperfuzji 3D13, komora o zwiększonym przepływie laminarnym i dopływie tlenu14, system ze skomputeryzowaną kontrolą temperatury15, oraz wielokomorowy system rejestracji16. Ponieważ komory te nie są łatwe do zbudowania, większość naukowców polega na dostępnych na rynku komorach warstwowych. Komory te mogą być zamontowane na systemie mikroskopowym, co pozwala na połączenie elektrofizjologii i obrazowania fluorescencyjnego17,18,19. Ponieważ komory te utrzymują wycinki mózgu zanurzone w sztucznym płynie mózgowo-rdzeniowym (aCSF), konieczne jest utrzymanie wysokiego natężenia przepływu roztworu buforowego, co zwiększa koszty aplikacji leków. W tym celu zastosowaliśmy system perfuzji recyklingowej z karbonizacją odpływową, który zapewnia wystarczającą stabilność do długotrwałego rejestrowania potencjałów pola w komorze zanurzeniowej przy użyciu stosunkowo małej objętości aCSF. Ponadto podsumowaliśmy, w jaki sposób zastosowanie tego eksperymentalnego systemu karbonizacji/perfuzji wpływa na wynik plastyczności synaptycznej zależnej od aktywności10 i jak hamowanie kinazy eukariotycznego czynnika wydłużenia-2 (eEF2K) moduluje transmisję synaptyczną20.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwierzęta były utrzymywane zgodnie z ustalonymi standardami opieki nad zwierzętami i procedurami Instytutu Nauk o Mózgu i Państwowego Kluczowego Laboratorium Neurobiologii Medycznej Uniwersytetu Fudan w Szanghaju w Chinach.

1. Przygotowanie roztworu

UWAGA: Zobacz tabelę materiałów.

  1. Przygotuj bufor do krojenia (zmodyfikowany roztwór Geya): 92 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1,25 mM NaH2PO4, 30 mM NaHCO3, 25 mM glukozy, 20 mM HEPES, 3 mM Na+-pirogronian, 10 mMMgSO4 i 0,5 mM CaCl2.
  2. Doprowadzić pH do 7,6 za pomocą 1 M NaOH bez karbonowania.
  3. Przechowywać bufor w temperaturze 4 °C.
    UWAGA: Miareczkowanie klaruje mętną ciecz. Osmolalność wynosi 305-310 mOsm. Klasa carbogen21 zawiera 5% dwutlenku węgla i 95% tlenu.
  4. Przygotować aCSF, rozcieńczając 10x roztwór podstawowy aCSF, który nie zawiera wodorowęglanu i glukozy, uzyskując ostateczny skład: 124 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 2,5 mM CaCl2, 2 mM MgCl2 i 1,25 mM KH2PO4.
  5. Dodaj wodorowęglan i glukozę, aby uzyskać 10 mM glukozy i 26 mM NaHCO3.
  6. Karbogenować aCSF przez perforowaną rurkę silikonową z zablokowanym końcem natychmiast po dodaniu NaHCO3.
  7. Zmierz pH podczas karbonowania (pH 7,3-7,4).
    UWAGA: Pojemność bufora można nieznacznie dostosować, zmieniając ilość NaHCO3. Ponieważ uzyskane pH jest zależne od temperatury, konieczne jest sprawdzenie uzyskanego pH podczas karbonowania w temperaturze roboczej (np. 30 °C).

2. Przygotowanie ostrych plastrów hipokampa

UWAGA: Zobacz tabelę materiałów.

  1. Umieść siatkę do przechowywania plastrów w komorze inkubacyjnej dla ostrych plastrów mózgu, wypełnij komorę CSF i karbogenianem (4-6 l/h) przez co najmniej 30 min22 w temperaturze 28-30 °C.
  2. Schłodzić narzędzia chirurgiczne do temperatury 2-4 °C.
  3. Umieścić szklaną zlewkę wypełnioną zimnym i karbogenowanym buforem do krojenia (2-4 °C), utrzymywanym w mieszaninie lodu i wody, w pobliżu wibratomu.
  4. Znieczulenie szczurów lub myszy do momentu ustąpienia odruchów rogówkowych (30-50 s) za pomocą izofluranu, przyjmując 500 μl do szklanego słoika o pojemności 2 litrów lub 12,5 μl do probówki o pojemności 50 ml.
  5. Wyizoluj mózg za pomocą metody opisanej i szczegółowo zwizualizowanej w publikacjach Mathis et al. (2011)23 i Yuanxiang et al. (2014)24.
  6. Schłodzić mózg do temperatury 2-4 °C w lodowatym buforze do krojenia (przez co najmniej 2 minuty) przed preparacją móżdżku i oddzieleniem półkul.
  7. Użyj zimnego ostrza chirurgicznego, aby wyciąć fragment kory grzbietowej pod kątem 70° wzdłuż grzbietowej krawędzi każdej półkuli25, aby uzyskać poprzeczne przekroje z brzusznej i pośredniej części hipokampa, jak pokazano w Rysunek 1C i E.
  8. Za pomocą zimnej szpatułki do cementu dentystycznego przenieś półkulę na kawałek bibuły filtracyjnej, aby na krótko wysuszyć utworzoną powierzchnię (1-2 s).
  9. Zamontuj dwie półkule ze świeżo przyciętymi powierzchniami na lodowatej platformie do krojenia za pomocą szybko działającego kleju klejącego; niech ogonowy koniec półkul jest skierowany w stronę żyletki (Rysunek 1D).
  10. Umieścić platformę do krojenia w komorze chłodzącej wibratomu i napełnić tę komorę buforem do krojenia (2-4 °C). Karbogenian za pomocą perforowanej rurki silikonowej.
  11. Wytnij plastry o grubości 350 μm, używając odpowiednich ustawień wibracji (np. prędkość ostrza do przodu: 1,2 mm/s, amplituda ostrza: 1 mm).
  12. Odizoluj formację hipokampa od subiculum i kory śródwęchowej za pomocą dwóch kaniul iniekcyjnych (>28 G) jako nożyczek.
  13. Usunąć pęcherzyki z siatki przytrzymującej plastry wcześniej przygotowanej komory inkubacyjnej za pomocą pipety Pasteura.
  14. Przenieś plastry, które mają pewną przezroczystość w warstwie piramidalnej, z platformy do krojenia na siatce komory inkubacyjnej. Unikaj składania, rozciągania, nakładania się i unoszenia się na wodzie, zasysając CSF i plasterek do pipety Pasteura z dużą końcówką.
    UWAGA: Cała procedura (kroki 2.5-2.14) może zająć 5-10 minut; dlatego ważne jest, aby sprawdzać temperaturę roztworu buforowego w czasie, aby utrzymać go na poziomie 4 °C.
  15. Inkubować plastry w temperaturze 30 °C przez co najmniej 1,5–2 godziny w komorze inkubacyjnej i dostarczyć karbogen w temperaturze 4–6 l/h
    UWAGA: Dostosuj natężenie przepływu karbogenu, aby zapewnić cyrkulację buforu w inkubatorze, ale nie pozwól, aby plastry unosiły się na wodzie.

3. Modyfikacje karbogenacji dla recyklingu małych zbiorników aCSF

  1. Dodaj 3-drożny łącznik rurowy do odpływu systemu recyklingu (Rysunek 2B).
  2. Połącz środkowe ramię 3-drożnego łącznika rurowego z rurką zasilającą karbogen i reguluj natężenie przepływu za pomocą przepływomierza powietrza (3-4 l/h, Rysunek 2D i Rysunek 4C).
  3. Dodaj drugie 3-drożne złącze rurowe do dopływu systemu recyklingu. Podłącz środkowe ramię do rurki skierowanej w stronę grzałki liniowej, górne ramię do cienkiej silikonowej rurki (10 cm długości), a dolne ramię do rurki dopływowej ze zbiornika (filtr dolnoprzepustowy; Rysunek 4C).
  4. Umieść wyciskarkę do rurek na cienkiej silikonowej rurce (OD: 2 mm) w miejscu wzdłuż rurki, w którym pulsacja aCSF w komorze plastrowej, generowana przez pompę perystaltyczną, jest minimalna.
    UWAGA: Modyfikacja karboneacji wypływowo-wypływowej (karbonizacji wypływowej) zmniejsza wrażliwość poziomu karbonizacji na objętość zbiornika aCSF, szybkość recyklingu aCSF i względne położenie probówek w małych zbiornikach aCSF (<50 ml; Rysunek 3). Jeśli chodzi o filtr dolnoprzepustowy, pewna ilość powietrza w cienkiej rurce krzemowej zmniejsza pulsację przepływu aCSF; W związku z tym rurka powinna być wypełniona głównie powietrzem.

4. Rejestrowanie odpowiedzi synaptycznych w komorze zanurzeniowej

UWAGA: Zobacz tabelę materiałów.

  1. Podgrzej roztwór aCSF w łaźni wodnej do temperatury około 28-30 °C (zapobiegnie to tworzeniu się pęcherzyków w komorze nagrywającej).
  2. Uruchom system recyklingu (4-5 ml/min) i włącz grzałkę liniową, aby wyrównać działanie systemu przez co najmniej 1 godzinę.
  3. Namocz na kilka minut mały kawałek papieru do czyszczenia soczewek i nylonową siatkę przymocowaną do platynowego drutu w kształcie litery U w komorze zanurzeniowej (Rysunek 4).
  4. Usuń platynowy drut w kształcie litery U.
  5. Wyłącz recykling i połóż plasterek na papierze do czyszczenia obiektywów.
  6. Natychmiast umieść siatkę przytrzymującą plasterek na wierzchu plastra, włącz pompę i pozwól plasterkowi zrównoważyć się przez 30 minut bez zanurzania obiektywu w aCSF.
  7. Napełnij mikropipetę borokrzemianową (tj. elektrodę rejestrującą) płynem CSF (rezystancja końcówki: 1-2 MΩ, napełniona w 1/3 aCSF) i umieść ją w uchwycie na pipety.
  8. Sprawdź izolację metalowej elektrody stymulującej, umieszczając ją w roztworze NaHCO3 (>40 mM). Podłącz elektrodę do bieguna ujemnego generatora napięcia prądu stałego (1-2 V, biegun dodatni: drut srebrny lub platynowy) i obserwuj tworzenie się pęcherzyków na końcówce pod mikroskopem preparacyjnym (powiększenie >60x).
  9. Umieść testowaną elektrodę stymulacyjną wolframową z izolacją epoksydową w uchwycie manipulatora, a przewody odniesienia w komorze plastora.
  10. Dodaj drugą elektrodę odniesienia do komory i podłącz ją do gniazda referencyjnego stopnia czołowego elektrody rejestrującej (Rysunek 4A).
  11. W oprogramowaniu sterującym wzmacniaczem kliknij pole "tryb zerowego zacisku" i kontynuuj, klikając dwukrotnie pole "lista wzmocnień wyjściowych". Wybierz wzmocnienie "100", kliknij dwukrotnie "pole listy filtrów górnoprzepustowych (Bessel)", wybierz "0.1 Hz" i kliknij dwukrotnie "pole listy filtrów dolnoprzepustowych (AC)", aby wybrać "3 kHz".
  12. W oprogramowaniu do nagrywania kliknij przycisk "Acquire | Otwórz protokół." Wybierz protokół, który ma ustawienia pozwalające na stymulację epizodyczną i digitalizację wzmocnionych potencjałów przy 10-20 kHz przez 50-100 ms i który automatycznie uruchamia izolator bodźca 10 ms po rozpoczęciu nagrania epizodycznego.
  13. Umieść elektrody stymulacyjne i rejestrujące w linii i równolegle do warstwy piramidalnej, na przykład (Rysunek 4B i Rysunek 5).
  14. Kliknij "Zdobądź | Edytuj protokół" i wybierz zakładkę "wyzwalacz" (w wyskakującym okienku). Kliknij pole "źródło wyzwalaczy" i wybierz "spację" jako źródło wyzwalacza. Kliknij przycisk "OK". Kliknij przycisk "nagraj", aby rozpocząć akwizycję i zanotuj wyskakujące okienko z przyciskiem wyzwalającym.
  15. W oprogramowaniu izolatora bodźców kliknij pole "kontrola napięcia" i wprowadź "0". Kliknij przycisk "pobierz". Kliknij okno "oprogramowanie do nagrywania" i naciśnij spację. Powtórz ten cykl, wprowadzając sekwencyjnie wartości od 1 do 8, na przykład w krokach co 1 mV w polu "kontrola napięcia".
  16. Skoreluj siłę stymulacji z wartościami nachylenia fEPSP i określ siłę stymulacji wymaganą do uzyskania 40% maksymalnego nachylenia fEPSP. Kliknij "pole kontroli napięcia" i wprowadź określoną wartość. Kliknij przycisk "pobierz".
    UWAGA: Izolator bodźca służy do przykładania krótkich impulsów napięcia lub prądu do tkanki mózgowej. Impulsy dwufazowe mogą mieć 100 μs na fazę.
  17. W oprogramowaniu do nagrywania kliknij przycisk zatrzymania, a następnie menu "Pobierz". Kliknij "Edytuj protokół" i wybierz zakładkę "wyzwalacz" w wyskakującym okienku. Kliknij pole źródła wyzwalacza i wybierz "wewnętrzny licznik czasu" jako źródło wyzwalacza. Kliknij przycisk "OK". Kliknij przycisk nagrywania, który rozpoczyna automatyczne rejestrowanie potencjałów pola na przykład co 30 s. Kliknij przycisk "stop" po 30-60 min.
  18. Kliknij menu "Pobierz", kliknij "Otwórz protokół", wybierz żądany protokół indukcji plastyczności synaptycznej i kliknij przycisk "OK". Kliknij przycisk "nagrywaj", aby automatycznie aktywować stymulację i nagrywanie wysokiej częstotliwości. Kliknij przycisk "zatrzymaj".
    UWAGA: W przypadku badań dotyczących plastyczności synaptycznej należy zastosować jeden ze standardowych paradygmatów indukcji dla długotrwałego wzmocnienia lub długotrwałej depresji po długotrwałym zapisie wyjściowym. Reprezentatywne przykłady wynikającej modulacji transmisji synaptycznej przedstawiono na Rysunek 7 i Rysunek 8.
  19. W oprogramowaniu do nagrywania kliknij "Acquire | Otwórz protokół" i wybierz ten sam protokół, co w kroku 4.12. Kliknij przycisk "OK", a następnie kliknij "nagraj". Kontynuuj automatyczne uruchamianie nagrań potencjału terenowego, na przykład przez 2-4 godziny. Kliknij przycisk "zatrzymaj", aby zakończyć nagrywanie.
  20. W przypadku badań farmaceutycznych należy nanieść związek bezpośrednio do zbiornika aCSF, jeśli pożądane jest stałe podawanie związku (Ryc. 6).

5. Czyszczenie konfiguracji i wskazówek

UWAGA: Poniżej znajdują się ogólne wskazówki.

  1. System należy czyścić co tydzień, poddając recyklingowi 10% H2O2 przez nie więcej niż 20 minut, a następnie myć dejonizowanym H2O.
    UWAGA: Etanol nie jest zalecany do czyszczenia. Nie zaleca się również zanurzania przewodów odniesienia i obiektywu wH2O2.
  2. Usunąć wytrąconą sól z powierzchni soczewki obiektywu lub otoczenia komory za pomocą 0,1 N HCl, a następnie wody.
  3. Umyj bełkotkę karbogeniczną w wodzie destylowanej lub 0,1 N HCl.
  4. Raz w tygodniu zanurzyć komorę inkubacji plastrów w 10% H2O2 na 5 minut, a następnie dokładnie przepłukać komorę inkubacyjną dejonizowanymH2O.
  5. W przypadku elektrod stymulacyjnych z metalu, po każdym eksperymencie przepłucz końcówkę elektrody stymulującej wodą dejonizowaną i delikatnie przetrzyj końcówkę elektrody stymulującej wacikiem nasączonym etanolem w celu usunięcia resztek tkanki.
  6. Zmniejsz opór komercyjnych elektrod do stymulacji metalu, usuwając izolację na końcówce poprzez ostrożne przeciągnięcie papierem ściernym.
  7. Zmniejszenie strat karbogenu z aCSF podczas recyklingu przez rurki poprzez zastąpienie rurek silikonowych rurkami z politetrafluoroetylenu.
  8. Trzymaj srebrne druty elektrody rejestrującej i elektrody odniesienia w wybielaczu przez kilka dni, aby utworzyć AgCl na powierzchni drutu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W sekcji protokołu opisaliśmy przygotowanie ostrych wycinków hipokampa z brzusznej i pośredniej części formacji hipokampa (Rysunek 1) samców myszy C57BL/6 i samców szczurów Wistar (5-8 tygodni). Położenie półkul na platformie krajalnicy pomaga utrzymać je stabilnie i eliminuje potrzebę stabilizacji za pomocą agaru lub agarozy. Sam system perfuzyjny oparty jest na pompie perystaltycznej pracującej na wysokich obrotach, aby zapewnić wymagane natężenie przepływu cieczy. T...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż komory warstwowe interfejsu wykazują bardziej odporne odpowiedzi synaptyczne 25,26,27,28, komory zanurzeniowe zapewniają dodatkową wygodę przy nagrywaniu patch-clamp i obrazowaniu fluorescencyjnym. W związku z tym opisaliśmy kilka aspektów zapisów potencjału pola w ostrych wycinkach hipokampa za pomocą komercyjnej komory zanurzeniowej, którą można łatwo rozszerzyć o obrazowanie sond flu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują, że badanie zostało przeprowadzone przy braku jakichkolwiek powiązań handlowych lub finansowych, które mogłyby być interpretowane jako potencjalny konflikt interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W.W. przeprowadził, przeanalizował i zaprojektował eksperymenty oraz napisał rękopis. D.X. i C.P. pomagali w przygotowaniu figur i przeprowadzili eksperymenty. Prace te były wspierane przez NSFC (31320103906) i Projekt 111 (B16013) na rzecz T.B.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
< silny> Wymagane odczynniki
NaClSinopharm Chemical Reagent, Chiny10019318
KClSinopharm Chemical Reagent, Chiny10016318
KH2PO4Sinopharm, Chiny10017618
MgCl2 &środkowa kropka; 6H2OOdczynnik chemiczny Sinopharm, Chiny10012818
Odczynnik chemiczny CaCl2Sinopharm, Chiny10005861
Odczynnik chemiczny NaHCO3Sinopharm, Chiny10018960
GlukozaOdczynnik chemiczny Sinopharm, Chiny10010518
NaH2 PO4Sinopharm Odczynnik chemiczny, Chiny20040718
HEPESSigmaH3375
Pirogronian soduSigmaA4043
MgSO4Sinopharm, Chiny20025118
Odczynnik chemiczny NaOH Sinopharm, Chiny10019718
Narzędzia i materiały do sekcji
DecapitatorsAparat Harvard55-0012do dekapitacji szczurów
Nożyczki do bandażySCHREIBER12-4227do dekapitacji myszy
obosieczneFlying Eagle, ChinyNożyczki 74-C
IRISRWD, ChinyS12003-09
Bone RongeursRWD, ChinyS22002-14
ŁyżkaHammacher HSN 152-13
szpatułka do cementu dentystycznegoHammacher HSN 016-15
dentystyczna koparka dwustronnaBlacksmith Surgical, USABS-415-017
Wibracyjny mikrotomLeica, NiemcyVT1200S
ostrze chirurgiczne RWD, ChinyS31023-02
RWD, ChinyS32007-14
Sprzęt i materiały do elektrofizjologii< / strong>
Pionowy ściągacz do pipetNarishige, JaponiaPC-10
Stół do izolacji drgańMeirits, JaponiaADZ-A0806
nagrywanie w zanurzeniu komoraWarner InstrumentsRC-26GLP
4-osiowy mikromanipulatorSutter, USAMP-285, MP-225
Platinum WireWorld Precision InstrumentsPTP406
WzmacniaczUrządzenia molekularne, USAMulticlamp 700B
System akwizycji danychUrządzenia molekularne, USAAnalizator Digidata 1440A
oprogramowanieMolecular Devices, USAClampex 10.2
Nikon, JaponiaFN1
Lumen Dynamics Group, KanadaX-cite 120LED
Aparatura HarvardaGC150TFzapis pozakomórkowy
Mikropipety borokrzemianoweSutter, USABF150-86krosowy
elektroda wolframowaAM Systems, USA575500
pompa perystaltycznaLonger, ChinyRurki BT00-300T
do pompy perystaltycznejISMATEC, Wertheim, NiemcySC03091x dopływ, ID: 1,02 mm
rurki do pompy perystaltycznejISMATEC, Wertheim, NiemcySC03192x rurki odpływowe, ID: 2,79 mm
kamera CCDPCO, Niemcypco.edge sCMOS
Stożkowa probówka wirówkowa
Komora wstępnaWarner InstrumentsBSC-PC
Grzałka liniowaWarner InstrumentsSF-28
Regulator temperaturyWarner InstrumentsTC-324B
Ostrze Uchwyt chirurgiczny Mikroskop fluorescencyjny Źródło światła LED Mikropipety zacisk papier do czyszczenia soczewek Kodak 50 ml Thermo scientific 339652

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. McIlwain, H. Metabolic response in vitro to electrical stimulation of sections of mammalian brain. Biochem J. 48 (4), (1951).
  2. McIlwain, H., Richards, C. D., Somerville, A. R. Responses in vitro from the piriform cortex of the rat, and their susceptibility to centrally-acting drugs. J Neurochem. 14 (9), 937-938 (1967).
  3. Yamamoto, C., McIlwain, H. Electrical activities in thin sections from the mammalian brain maintained in chemically-defined media in vitro. J Neurochem. 13 (12), 1333-1343 (1966).
  4. Andersen, P., Bliss, T. V., Lomo, T., Olsen, L. I., Skrede, K. K. Lamellar organization of hippocampal excitatory pathways. Acta Physiol Scand. 76 (1), 4-5 (1969).
  5. Skrede, K. K., Westgaard, R. H. The transverse hippocampal slice: a well-defined cortical structure maintained in vitro. Brain Res. 35 (2), 589-593 (1971).
  6. Kirov, S. A., Sorra, K. E., Harris, K. M. Slices have more synapses than perfusion-fixed hippocampus from both young and mature rats. J Neurosci. 19 (8), 2876-2886 (1999).
  7. Schwartzkroin, P. A. Characteristics of CA1 neurons recorded intracellularly in the hippocampal in vitro slice preparation. Brain Res. 85 (3), 423-436 (1975).
  8. Schwartzkroin, P. A., Wester, K. Long-lasting facilitation of a synaptic potential following tetanization in the in vitro hippocampal slice. Brain Res. 89 (1), 107-119 (1975).
  9. Reymann, K. G., Frey, J. U. The late maintenance of hippocampal LTP: requirements, phases, 'synaptic tagging', 'late-associativity' and implications. Neuropharm. 52 (1), 24-40 (2007).
  10. Bliss, T. V., Collingridge, G. L., Morris, R. G. Synaptic plasticity in health and disease: introduction and overview. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 369 (1633), 20130129(2014).
  11. Bliss, T. V., Gardner-Medwin, A. R. Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate area of the unanaestetized rabbit following stimulation of the perforant path. J Physiol. 232 (2), 357-374 (1973).
  12. Reid, K. H., Edmonds, H. L., Schurr, A., Tseng, M. T., West, C. A. Pitfalls in the Use of Brain-Slices. Prog Neurobiol. 31 (1), 1-18 (1988).
  13. Rambani, K., Vukasinovic, J., Glezer, A., Potter, S. M. Culturing thick brain slices: an interstitial 3D microperfusion system for enhanced viability. J Neurosci Methods. 180 (2), 243-254 (2009).
  14. Hajos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. Eur J Neurosci. 29 (2), 319-327 (2009).
  15. Redondo, R. L., et al. Synaptic tagging and capture: differential role of distinct calcium/calmodulin kinases in protein synthesis-dependent long-term potentiation. J Neurosci. 30 (14), 4981-4989 (2010).
  16. Stopps, M., et al. Design and application of a novel brain slice system that permits independent electrophysiological recordings from multiple slices. J Neurosci Methods. 132 (2), 137-148 (2004).
  17. Behnisch, T., Matsushita, S., Knopfel, T. Imaging of gene expression during long-term potentiation. Neuroreport. 15 (13), 2039-2043 (2004).
  18. Karpova, A., et al. Encoding and transducing the synaptic or extrasynaptic origin of NMDA receptor signals to the nucleus. Cell. 152 (5), 1119-1133 (2013).
  19. Karpova, A., Mikhaylova, M., Thomas, U., Knopfel, T., Behnisch, T. Involvement of protein synthesis and degradation in long-term potentiation of Schaffer collateral CA1 synapses. J Neurosci. 26 (18), 4949-4955 (2006).
  20. Weng, W., Chen, Y., Wang, M., Zhuang, Y., Behnisch, T. Potentiation of Schaffer-Collateral CA1 Synaptic Transmission by eEF2K and p38 MAPK Mediated Mechanisms. Front Cell Neurosci. 10 (247), (2016).
  21. Meduna, L. J., Jackman, A. I. Carbon dioxide inhalation therapy. Res Publ Assoc Res Nerv Ment Dis. 31, 280-286 (1953).
  22. Edwards, F. A., Konnerth, A., Sakmann, B., Takahashi, T. A thin slice preparation for patch clamp recordings from neurones of the mammalian central nervous system. Pflugers Arch. 414 (5), 600-612 (1989).
  23. Mathis, D. M., Furman, J. L., Norris, C. M. Preparation of acute hippocampal slices from rats and transgenic mice for the study of synaptic alterations during aging and amyloid pathology. J Vis Exp. (49), (2011).
  24. Yuanxiang, P., Bera, S., Karpova, A., Kreutz, M. R., Mikhaylova, M. Isolation of CA1 nuclear enriched fractions from hippocampal slices to study activity-dependent nuclear import of synapto-nuclear messenger proteins. J Vis Exp. (90), e51310(2014).
  25. Leutgeb, J. K., Frey, J. U., Behnisch, T. LTP in cultured hippocampal-entorhinal cortex slices from young adult (P25-30) rats. J Neurosci Meth. 130 (1), 19-32 (2003).
  26. Kloosterman, F., Peloquin, P., Leung, L. S. Apical and basal orthodromic population spikes in hippocampal CA1 in vivo show different origins and patterns of propagation. J Neurophysiol. 86 (5), 2435-2444 (2001).
  27. Thiemann, W., Malisch, R., Reymann, K. G. A new microcirculation chamber for inexpensive long-term investigations of nervous tissue in vitro. Brain Res Bull. 17 (1), 1-4 (1986).
  28. Shetty, M. S., et al. Investigation of Synaptic Tagging/Capture and Cross-capture using Acute Hippocampal Slices from Rodents. J Vis Exp. (103), (2015).
  29. Du, H., Lin, J., Zuercher, C. Higher efficiency of CO2 injection into seawater by a venturi than a conventional diffuser system. Bioresour Technol. 107, 131-134 (2012).
  30. Weinman, J., Mahler, J. An Analysis of Electrical Properties of Metal Electrodes. Med Electron Biol Eng. 2, 299-310 (1964).
  31. Fanselow, M. S., Dong, H. W. Are the dorsal and ventral hippocampus functionally distinct structures. Neuron. 65 (1), 7-19 (2010).
  32. Wang, M., et al. Translation of BDNF-gene transcripts with short 3' UTR in hippocampal CA1 neurons improves memory formation and enhances synaptic plasticity-relevant signaling pathways. Neurobiol Learn Mem. , (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przygotowanie przekroj w hipokamparejestracja potencja w polowychanaliza plastyczno ci synaptycznejsystem karbogenizacjikomora zanurzeniowarecyrkulacja ACSFtechniki elektrofizjologiczneprotoko y stymulacjid ugoterminowe rejestracjebadania nad neuroplastyczno ci

Powiązane artykuły