Ostre zapisy elektrofizjologiczne in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów

Podsumowanie

W tym badaniu przedstawiono metodologię wykonywania wielomiejscowych zapisów elektrofizjologicznych in vivo ze szlaku hiperbezpośredniego w znieczuleniu uretanowym.

Streszczenie

Zbieżne dowody pokazują, że wiele chorób neuropsychiatrycznych powinno być rozumianych jako zaburzenia sieci neuronalnych na dużą skalę. Aby lepiej zrozumieć patofizjologiczne podłoże tych chorób, konieczne jest precyzyjne scharakteryzowanie, w jaki sposób przetwarzanie informacji jest zaburzone między różnymi neuronalnymi częściami obwodu. Korzystając z zewnątrzkomórkowych zapisów elektrofizjologicznych in vivo, możliwe jest dokładne określenie aktywności neuronalnej w sieci neuronalnej. Zastosowanie tej metody ma kilka zalet w porównaniu z technikami alternatywnymi, np. funkcjonalnym rezonansem magnetycznym i obrazowaniem wapniowym, ponieważ pozwala na unikalną rozdzielczość czasową i przestrzenną oraz nie opiera się na organizmach modyfikowanych genetycznie. Jednak zastosowanie zewnątrzkomórkowych nagrań in vivo jest ograniczone, ponieważ jest to technika inwazyjna, która nie może być powszechnie stosowana. W artykule przedstawiono prostą i łatwą w użyciu metodę, za pomocą której możliwe jest jednoczesne rejestrowanie potencjałów zewnątrzkomórkowych, takich jak lokalne potencjały pola i aktywność wielojednostkowa w wielu miejscach sieci. Szczegółowo opisano, w jaki sposób można osiągnąć precyzyjne celowanie w jądra podkorowe przy użyciu kombinacji chirurgii stereotaktycznej i analizy online nagrań wielojednostkowych. W ten sposób wykazano, w jaki sposób cała sieć, taka jak hiperbezpośrednia pętla korowo-podstawna, może być badana u znieczulonych zwierząt in vivo.

Wprowadzenie

Ostatnie skumulowane dowody dotyczące różnych zaburzeń neuropsychiatrycznych, takich jak choroba Parkinsona (PD) i schizofrenia, zdecydowanie sugerują, że ich patofizjologia opiera się na krytycznej dysfunkcji rozszerzonych obwodów neuronalnych, które często obejmują struktury korowe i podkorowe1^,2,3. Zgodnie z tą teorią, objawy kliniczne chorób powstają w wyniku upośledzonej zdolności przetwarzania informacji przez sieć komórek, a nie przez pojedyncze komórki lub określone elementy neuronalne^1,2,3. Aby lepiej zrozumieć tę złożoną grupę chorób neuropsychiatrycznych i znaleźć nowe opcje leczenia, konieczne jest bardzo szczegółowe scharakteryzowanie dynamiki neuronalnej tych zaburzonych sieci u pacjentów u ludzi i w modelach zwierzęcych. Doskonałą metodą badania wielkoskalowych sieci u żywych podmiotów są wielomiejscowe zapisy elektrofizjologiczne potencjałów zewnątrzkomórkowych⁴. Za pomocą tej metody możliwa jest jednoczesna ocena lokalnych potencjałów pola (LFP), które przede wszystkim reprezentują czasową sumę pobudzających i hamujących prądów postsynaptycznych oraz aktywności wielojednostkowej (MUA), która jest generowana przez potencjały presynaptyczne⁵. Rejestracja potencjałów zewnątrzkomórkowych ma kilka zalet w porównaniu z alternatywnymi metodami badania sieci, np. funkcjonalnym rezonansem magnetycznym i obrazowaniem wapniowym, ponieważ zapewnia wyższą rozdzielczość czasową i przestrzenną oraz ponieważ nie jest zależna od organizmów modyfikowanych genetycznie⁵. Jednak zastosowanie zewnątrzkomórkowych nagrań in vivo jest ograniczone, ponieważ jest to technika inwazyjna, która nie może być powszechnie stosowana.

Zapisy elektrofizjologiczne in vivo mogą być wykonywane zarówno na jawie, jak i na znieczulonych zwierzętach⁶. Obu metodom towarzyszą konkretne plusy i minusy. Badania na obudzonych zwierzętach pozwalają na rejestrowanie sygnałów mózgowych podczas wykonywania określonych zadań behawioralnych, ale są podatne na artefakty związane z ruchem i inne^7,8. Z drugiej strony, nagrania u znieczulonych zwierząt dają możliwość oceny LFP i MUA przy minimalnej ilości artefaktów w wysoce zdefiniowanych stanach synchronizacji kory mózgowej, ale wyniki różnią się również w pewnym stopniu od tego, co można znaleźć u osób obudzonych^9,10,11.

W ostatnich latach wykazano, że próbkowanie LFP jest szczególnie przydatne do nakreślenia patologicznych zmian aktywności sieci. Wybitnym tego przykładem są badania nad patofizjologią choroby Parkinsona u pacjentów u ludzi i zwierzęcych modeli choroby, w których można wykazać, że zwiększone oscylacje beta w pętli korowo-podstawnej są związane z objawami motorycznymi parkinsona^12,13. W związku z tym kierunkiem badań, obecnie bada się, czy oscylacje beta mogą być wykorzystane jako biomarker sprzężenia zwrotnego online do głębokiej stymulacji mózgu w pętli zamkniętej^14,15.

W niniejszym badaniu podano szczegółowy opis ostrych, wielomiejscowych zapisów elektrofizjologicznych in vivo LFP i MUA u szczurów znieczulonych uretanem. Pokazano, w jaki sposób można scharakteryzować elektrofizjologicznie całą sieć, taką jak szlak hiperbezpośrednich zwojów korowo-podstawnych, przy użyciu standardowych i dostosowanych elektrod oraz jak można zbudować te elektrody. Szczególnie podkreśla się, w jaki sposób można osiągnąć precyzyjne celowanie w jądra zwojów podstawy, łącząc chirurgię stereotaktyczną z rejestracją online MUA.

Protokół

Procedury eksperymentalne zostały przeprowadzone zgodnie z niemiecką ustawą o dobrostanie zwierząt (ostatnio znowelizowaną w 2014 roku) i europejskimi przepisami (2010/63/UE). Eksperymenty zostały zatwierdzone przez lokalny urząd ds. dobrostanu zwierząt (LaGeSo, Berlin) i były zgodne z lokalnymi i międzynarodowymi wytycznymi.

UWAGA: W prezentowanej metodzie dwa modele elektrod są używane do rejestracji z hiperbezpośredniego szlaku korowo-podstawnego, który łączy pierwotną korę ruchową (M1) z jądrem podwzgórzowym (STN) i istotą czarną pars retikulate (SNr). Do zapisów elektrokortykogramu zewnątrzoponowego (ECoG) z M1 stosuje się wykonane na zamówienie elektrody Ag/AgCl o niskiej impedancji. Nagrania z STN i SNr wykonywane są za pomocą dostępnych na rynku elektrod wolframowych o wysokiej impedancji.

1. Budowa zewnątrzoponowych elektrod zewnątrzoponowych Ag/AgCl

1. Weź pasek o długości ok. 5 cm z drutu srebrnego o czystości 99,99% i średnicy 200 μm i w razie potrzeby usuń wszelką powłokę.
2. Przytrzymaj końcówkę drutu końcówką skierowaną w dół w płomień zapalniczki lub świecy, aż końcówka zacznie się topić. Poczekaj, aż końcówka będzie miała kształt kuli i średnicę około 1 mm. Odetnij wstępnie uformowaną elektrodę na łączną długość 15 mm od początku końcówki w kształcie kuli do końca drutu.
3. precyzyjne złącze do końcówki przewodu, które pasuje do używanego systemu zapisu elektrofizjologicznego. Przykryj punkt lutowniczy od końca przewodu do złącza przewodzącym srebrnym lakierem. Poprawia to przewodność i skutkuje lepszą jakością sygnału.
4. Po wyschnięciu lakieru przewodzącego przykryj punkt lutowniczy rurką termokurczliwą o średnicy od 3 mm do 1 mm. Ostrożnie użyj młotka zegarmistrza, aby spłaszczyć końcówkę w kształcie kuli do połowy grubości.
5. Załóż rękawiczki do badań i weź niestrzępiącą się ściereczkę do czyszczenia ze 100% etanolem, aby usunąć wszelkie zabrudzenia i tłuszcz.
6. Umieść elektrody w probówce wirówkowej o pojemności 15 ml lub probówce do hodowli komórkowych i napełnij ją domowym wybielaczem chlorowym (UWAGA; zawiera 2,8 g podchlorynu sodu na 100 g rozpuszczalnika), aż końcówka w kształcie kuli zostanie całkowicie zakryta.
   UWAGA: Wybielacz chlorowy jest; Zawsze postępuj zgodnie z instrukcjami bezpieczeństwa producenta.
7. Po 23 minutach wyjmij elektrody i obficie przepłucz je wodą destylowaną. Pomyślne nałożenie warstwy chlorku srebra objawia się jednorodną fioletową zmianą koloru.
8. Suszyć na powietrzu. Po całkowitym wyschnięciu weź elektrody drobną pęsetą. Drobnym pędzlem nałóż płynną izolację elektryczną. Zacznij od drutu bezpośrednio za końcówką elektrody i przykryj wszystko aż do rurki termokurczliwej. Pozostaw izolację do wyschnięcia na co najmniej 2 godziny.
9. W celu kontroli jakości wykonaj kontrolę przewodności elektrycznej za pomocą multimetru. Jeśli to możliwe, przeprowadzić badanie impedancji przy 1 kHz za pomocą odpowiedniego miernika impedancji, podczas gdy elektroda i sonda testowa są umieszczane razem w 0,9% roztworze NaCl zawierającym_H2O, nie stykając się ze sobą. Wartości impedancji przy 1 kHz powinny wynosić około 8 kΩ.

2. Mocowanie elektrod do uchwytu stereotaktycznego

UWAGA: Aby rejestrować jednocześnie MUA i LFP, użyj wolframowych elektrod mikrodrutowych o impedancji 1,5 MΩ. Jeśli nacisk kładziony jest na wysokiej jakości nagrania pojedynczych jednostek, należy wybrać elektrody mikrodrutowe o wyższej impedancji (>5 MΩ). Jeśli cel badania jest ukierunkowany wyłącznie na LFP, dopuszczalne mogą być elektrody o niższych impedancjach. W przypadku małych struktur, dla których często konieczne są korekty stereotaktyczne grzbietowo-brzuszne, należy stosować pary elektrod z odpowiednią separacją końcówki grzbietowo-brzusznej (w tym przypadku 250 μm). Co więcej, zapewnia to przewagę w postaci bardziej lokalnej elektrody referencyjnej, jeśli zajdzie taka potrzeba. Współrzędne stereotaktyczne są zawsze mierzone od najniższej elektrody i są obliczane w odniesieniu do bregmy.

1. Weź standardowy uchwyt elektrody stereotaktycznej z akrylowym blokiem i zaciskiem i połóż go bezpiecznie na płaskiej powierzchni w polu widzenia mikroskopu operacyjnego.
2. Luźno przymocuj pierwszą parę elektrod do akrylowego bloku uchwytu za pomocą kawałków taśmy klejącej (3 mm x 8 mm) za pomocą cienkiej pęsety. Elektrody powinny wystawać z bloku akrylowego na ok. 12 mm.
3. Ostrożnie zamocuj drugą elektrodę bipolarną obok pierwszej elektrody. W przypadku celowania w struktury szlaku hiperbezpośredniego odległość powinna wynosić 2 mm (Rysunek 1). W przypadku większości standardowych uchwytów elektrod stereotaktycznych jest to sąsiednie wgłębienie. Użyj suwmiarki, aby to zweryfikować. W ten sam sposób można podejść do różnych sieci. W tym celu blok akrylowy można obrócić do pewnego stopnia.
4. Wyreguluj drugą parę elektrod, przesuwając ją ostrożnie do pozycji, w której najbardziej brzuszna końcówka jest wgłębiona w około 200 μm w porównaniu z pierwszą elektrodą (Rysunek 1). Zrób to pod mikroskopowym wzrokiem. W tym celu należy użyć kaniuli 30 G (średnica zewnętrzna 300 μm), aby lepiej oszacować odległość.
5. Naciśnij taśmę klejącą, a następnie zabezpiecz metalowym zaciskiem uchwytu.

3. Chirurgia

1. Do zapisów elektrofizjologicznych użyj uretanu (UWAGA) do znieczulenia.
   Uwaga: Uretan jest toksyczny i rakotwórczy, dlatego zawsze należy przestrzegać przepisów bezpieczeństwa i karty charakterystyki podanej przez producenta substancji.
2. Przygotować roztwór 200 mg/ml uretanu w 0,9% roztworze soli fizjologicznej NaCl.
3. Podawać dootrzewnowo (IP) łącznie 1,3 g/kg masy ciała uretanu. W zależności od szczepu szczura rozsądne może być podzielenie dawki na dwie dawki w 15-minutowym odstępie między wstrzyknięciami w celu zwiększenia bezpieczeństwa znieczulenia.
4. Sprawdź głębokość znieczulenia, używając odruchu wycofania pedału i innych odpowiednich odruchów. Jeśli znieczulenie nie jest wystarczająco głębokie, aby wykonać operację, wstrzyknij 0,15 g/kg masy ciała uretanu IP i odczekaj kolejne 15 minut.
5. Nałóż maść do oczu, aby zapobiec odwodnieniu rogówki.
6. Stale monitoruj częstość oddechów i odruch wycofania pedału podczas znieczulenia. Użyj poduszki grzewczej dla małych zwierząt z kontrolą temperatury, aby zapewnić utrzymanie fizjologicznej temperatury ciała przez cały czas trwania operacji. Przed rozpoczęciem zapisów elektrofizjologicznych należy zmienić na alternatywę nieelektryczną (np. podkładkę pod głowę z octanu sodu).
7. Ogol futro wzdłuż grzbietowej strony głowy, aby uzyskać czyste pole operacyjne. Zdezynfekować okolice miejsca nacięcia odpowiednim chirurgicznym środkiem dezynfekującym. Zamocuj zwierzę w ramie stereotaktycznej.
8. Wykonaj skalpelem nacięcie skóry głowy o długości 2 cm w kierunku strzałkowym. Za pomocą skalpela delikatnie zeskrob rozcięgno czaszki i zdezynfekuj czaszkę. Użyj patyczków kosmetycznych nasączonych 3% H₂O₂ , aby usunąć pozostałą tkankę.
9. W razie potrzeby użyj elektrokautera lub termokautera, aby zatamować krwawienie. Należy zatamować krwawienia z kości czaszki i tkanki podskórnej, jeśli krwawienie nie ustanie samoistnie po 1-2 minutach i utrudnia widzenie w kierunku czaszki.
10. Wyreguluj siekacz, aż głowa znajdzie się w płaskiej pozycji czaszki, co oznacza, że bregma i lambda jako stereotaktyczne punkty odniesienia znajdują się w tej samej płaszczyźnie. Jest to najważniejsze dla osiągnięcia wysokiej precyzji chirurgicznej. Użyj standardowego stereotaktycznego narzędzia do wyrównywania szczurów, skalibruj wyznaczoną końcówkę do bregmy pod mikroskopem i wyreguluj siekacz, aż wyznaczone punkty dla bregmy i lambdy na narzędziu dotkną czaszki w tym samym czasie.
    UWAGA: Widok z jednej strony ze skupionym światłem z drugiej może pomóc w określeniu tego warunku. Alternatywnie, weź uchwyt stereotaktyczny z cienką kaniulą i zmierz grzbietowo-brzuszne współrzędne Bregmy i lambdy pod mikroskopem. Wyreguluj siekacz, aż współrzędne grzbietowo-brzuszne Bregmy i lambdy będą takie same.
11. Użyj uchwytu stereotaktycznego z kaniulą, skalibruj do bregmy, a następnie oblicz położenie wszystkich wywierconych otworów w czaszce. Za pomocą uchwytu stereotaktycznego zaznacz pozycje otworów, które mają zostać wywiercone, ostrożnie drapiąc czaszkę lub używając kolorowego markera chirurgicznego. Współrzędne tego zależą od celów, współrzędne w odniesieniu do bregmy są podane dla szlaku hiperbezpośredniego w tabeli 1, w tym sugerowane współrzędne dla elektrod referencyjnych móżdżku.
12. Za pomocą mikrowiertła ostrożnie wywierć wszystkie otwory. W przypadku STN i SNr wywierć wspólny otwór (o wymiarach około 2 mm x 3 mm). Wszystkie inne otwory powinny mieć średnicę około 1 mm.
13. Weź dwie cienkie kaniule (co najmniej 27 G) i zegnij ich końcówki, aby uformować haczykowaty kształt, używając twardej powierzchni lub pęsety. Użyj ich, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia z wywierconych otworów, a następnie ostrożnie wytnij i usuń oponę twardą we wspólnym otworze STN/SNr.
14. Przepłucz wywiercone otwory solą fizjologiczną. Nakładaj kroplę soli fizjologicznej co 15 minut na wywiercone otwory, aby zapobiec wysuszeniu mózgu i opony twardej.
15. Weź mikrowiertło i pasującą mikrośrubę ze stali nierdzewnej (np. M 1,2 mm x 2 mm), wywierć otwór i wkręć mikrośrubę między wywiercone otwory referencyjnych elektrod zewnątrzoponowych nad móżdżkiem, zrób to samo dla elektrod zewnątrzoponowych M1.
16. Wsuń samodzielnie zbudowane elektrody zewnątrzoponowe Ag/AgCl w wywiercone otwory na elektrody referencyjne i elektrody M1. Poprowadź końcówkę elektrody za pomocą cienkiej pęsety i wsuń ją bezpośrednio pod kość czaszki do wywierconego otworu.
17. Zamocuj wszystkie elektrody zewnątrzoponowe za pomocą dwuskładnikowego akrylu dentystycznego. Upewnij się, że nie zakrywasz punktu bregma ani nie wpływasz na wspólny otwór STN/SNr.
18. Włóż przygotowany uchwyt z wolframowymi elektrodami mikrodrutowymi do ramki stereotaktycznej.
19. Skalibruj najbardziej brzuszną elektrodę, która jest przeznaczona do kierowania STN, do bregmy. Dostosuj do obliczonej pozycji nad wspólnym otworem STN/SNr i opuść elektrody w dół do mózgu pod mikroskopowym widzeniem. Upewnij się, że elektrody wolframowe gładko wchodzą do mózgu.

4. Mapowanie elektrofizjologiczne i zapisy

UWAGA: Do tego kroku niezbędna jest klatka Faradaya i wielokanałowy system zapisu elektrofizjologicznego z oprogramowaniem do nagrywania zdolnego do filtrowania online i sortowania impulsów online. Najlepiej używać systemu, który współpracuje z przedwzmacniaczem umieszczonym w pobliżu głowy zwierząt, aby ograniczyć szumy elektryczne i artefakty do absolutnego minimum. Oprócz wolframowych elektrod mikrodrutowych, do wykonywania zapisów szlaku hiperbezpośredniego niezbędna jest co najmniej jedna elektroda zewnątrzoponowa i jedna elektroda odniesienia. Zaleca się umieszczanie elektrod zewnątrzoponowych i referencyjnych parami, tak aby się nie stykały, co pomaga w przypadku nieprawidłowego działania i pozwala na różne rodzaje odniesień w analizie danych.

1. Umieść mobilną klatkę Faradaya nad ramą stereotaktyczną. Jeśli dostępna jest tylko nieruchoma klatka Faradaya, ostrożnie przenieś ramkę stereotaktyczną do klatki Faradaya, upewniając się, że głębokie elektrody mózgowe nie są opuszczane do mózgu, dopóki ramka stereotaktyczna nie znajdzie się w swojej ostatecznej pozycji.
2. Podłącz elektrody do stopnia głównego zestawu elektrofizjologicznego. Upewnij się, że elektrody referencyjne są podłączone do odpowiednich kanałów referencyjnych.
3. Skonfiguruj oprogramowanie do nagrywania: Filtr pasmowo-przepustowy (0,05-8,000 Hz) i wzmocnij (wzmocnij 1,500-2,000x) surowy sygnał danych. Użyj internetowego filtra LFP i spajków z odpowiednimi ustawieniami (filtr pasmowoprzepustowy 0,05-250 Hz dla LFP, filtr pasmowoprzepustowy 300-8,000 Hz dla MUA). W przypadku wszystkich filtrów należy użyć filtra typu Butterworth.
4. Skonfiguruj próg wartości szczytowej, jeśli ma to zastosowanie, dla sortowania wartości szczytowych online. Większość programów do nagrywania pozwala na ustawienie progu skoku, który jest wartością amplitudy, powyżej której sygnał jest oznaczany przez oprogramowanie jako skok. Próg ten można wyznaczyć matematycznie jako współczynnik lub odchylenie standardowe średniej amplitudy przefiltrowanego sygnału szczytowego lub preferować można go określić poprzez oględziny segmentów danych <500 ms i ustawić jako linię powyżej szumu sygnału w graficznym interfejsie użytkownika.
   UWAGA: Intencją ustawienia progu spajków jest zliczenie skoków i sortowanie jednostek w celu dostarczenia informacji o tym, ile neuronów jest obecnie rejestrowanych i jak kształtują się ich kolce.
5. Powoli opuść elektrody wolframowe na 1 mm grzbietu celu, który jest STN dla szlaku hiperbezpośredniego. W razie potrzeby poczekaj, aż sygnał się ustabilizuje.
6. W celu mapowania elektrofizjologicznego należy przesunąć elektrody brzusznie w krokach co 100 μm. Na każdym kroku oceń wzór wypalania, szybkość wystrzeliwania i kształt kolców. Porównaj je z typowymi przykładami podanymi w Rysunek 2. Zwykle gęste jądra wykazują szybkie i ciągłe wystrzeliwanie przez kilka stopni grzbietowo-brzusznych, podczas gdy struktury bogate w błonnik wykazują niskie tempo wypalania i mniej jednorodną aktywność kolców w kolejnych krokach brzusznych.
7. W przypadku szlaku hiperbezpośredniego upewnij się, że najbardziej brzuszna elektroda znajduje się wewnątrz STN.
   UWAGA: STN osiąga się, gdy wykryty zostanie znaczny wzrost MUA w brzusznej części Zona incerta. Brzusznie do STN, skoki zatrzymują się prawie całkowicie, ponieważ elektroda dotarła do wewnętrznej kapsułki. Gdy najbardziej brzuszna elektroda znajduje się w STN, konfiguracja mikroelektrod wolframowych zapewnia, że tylna, druga elektroda jest w SNr. Maksymalne dostrojenie brzuszne w małych przyrostach może być konieczne, aby zarejestrować typowe MUA w STN i SNr w tym samym czasie. Należy zauważyć, że częstotliwość MUA zależy od liczby faktycznie zarejestrowanych neuronów i od poziomu aktywacji mózgu.
8. Gdy elektrody znajdą się w żądanych strukturach, skonfiguruj filtrowanie online i sortowanie impulsów (patrz Rysunek 4), a następnie rozpocznij rejestrację danych. Typowe przykłady różnych stanów synchronizacji kory mózgowej, które można zidentyfikować w nagraniach LFP, są pokazane w Rysunek 3.

5. Koniec eksperymentu

1. Po zakończeniu nagrań powoli wyjmij elektrody z mózgu i natychmiast przepłucz je solą fizjologiczną. Elektrody mogą być ponownie użyte po dokładnym przepłukaniu i oględzinach. Elektrody wyładowcze.
2. Poddać zwierzęta eutanazji poprzez wstrzyknięcie IP, w którym nadmierna dawka uretanu (2,5 g/kg masy ciała).
   UWAGA: Uretan powinien być używany tylko do zabiegów końcowych.
3. Jeśli wymagana jest histologiczna weryfikacja położenia elektrody lub inne procedury barwienia histologicznego, należy usunąć mózg z czaszki i odpowiednio przetworzyć tkankę.
   UWAGA: W zależności od zamierzonych metod barwienia może być konieczna perfuzja przezsercowa. Do pośmiertnej weryfikacji położenia elektrody w większości przypadków wystarczające jest standardowe barwienie Nissl, aby uwidocznić trajektorię elektrody np. w koronalnych odcinkach mózgu. Dalsze podejścia ułatwiające weryfikację celu histologicznego obejmują wykorzystanie indukowanych elektrycznie zmian w tkance mózgowej poprzez przyłożenie prądu elektrycznego przez elektrody rejestrujące lub zastosowanie biokompatybilnego barwnika przed wprowadzeniem elektrody^16,17.

Wyniki

Przy użyciu zastosowanych tutaj elektrod rejestrujących możliwe jest próbkowanie LFP z pierwotnej kory ruchowej, jądra podwzgórzowego oraz części siateczkowatej istoty czarnej, a także MUA z STN i SNr. Początkowo LFP i aktywność wielojednostkowa są rejestrowane wspólnie w sygnale szerokopasmowym. Następnie LFP i MUA są rozdzielane za pomocą filtrów pasmowo-przepustowych (0.05-250 Hz dla LFP i 300-4,000 Hz dla MUA).

W celu popraw...

Dyskusja

W niniejszej pracy zademonstrowano metodę jednoczesnego rejestrowania zewnątrzkomórkowych sygnałów elektrofizjologicznych z wielu miejsc danej sieci na przykładzie szlaku hiperbezpośredniego zwojów korowo-podstawnych, który łączy M1 z STN i SNr u gryzoni.

Krytycznym krokiem w rejestrowaniu małych struktur podkorowych, takich jak STN, jest precyzyjne wprowadzenie elektrod rejestrujących do celu. W prezentowanej metodzie zadbanie o dwa kluczowe kroki zapewnia wysoką dokładność celowania. Podczas...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Niestandardowe elektrody zewnątrzoponowe Ag/AgCl	Goodfellow GmbH D-61213 Bad Nauheim, Niemcy info@goodfellow.com	AG005127 identyfikatora produktu dla drutu 99,99% srebrnego	Elektrody Ag/AgCl pozwolą na lepszą jakość sygnału, ale mogą być używane tylko w ostrych eksperymentach. Możliwa wymiana: Elektrody ze stali nierdzewnej
Uchwyt stereotaktyczny z blokiem akrylowym	David Kopf Instruments, 7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA	ID produktu Model 1770 Standardowy uchwyt elektrody	Upewnij się, że blok akrylowy ma wgłębienia, które pasują do konfiguracji elektrody dla pożądanego celu. Bloki akrylowe można łatwo modyfikować za pomocą pilnika, aby uzyskać pożądaną konfigurację. Możliwa wymiana: Własnoręcznie skonstruowane uchwyty elektrod
Elektrody mikrodrutowe wolframowe 1,5 MΩ impedancja	Microprobes.com 18247-D Flower Hill Way  Gaithersburg, Maryland, 20879 USA	ID produktu WE3ST31.5A5-250um	1.5 MΩ jest niezbędne do jednoczesnego nagrywania MUA i LFP. Możliwa wymiana: Można zastosować mikroelektrody z różnych materiałów. Elektrody muszą być proste, wytrzymałe i jak najcieńsze.
Narzędzie do wyrównywania szczurów	David Kopf Instruments, 7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA	ID produktu Model 944 Narzędzie do wyrównywania szczurów	Umożliwia dokładną orientację mózgu w celu dopasowania do atlasów stereotaktycznych. Możliwa zamiana: Uchwyt stereotaktyczny z kaniulą
Dwuskładnikowy akrylowy dentystyczny	Associated Dental Products Ltd. Kemdent Works, Purton, Swindon Wiltshire, SN5 4HT, Wielka Brytania	Simplex Rapid Powder Clear 225g, Kod produktu: ACR803; Simplex Rapid Liquid 150ml, Kod produktu: ACR920	W zależności od zastosowanych elektrod, superglue może być łatwą alternatywą, jeśli elektrody są małe i lekkie. Możliwa zamiana: Superglue (na bazie cyjanoaklanu)
Klatka Faradaya	Samodzielna budowa		Właściwa klatka Faradaya będzie najlepszą ochroną przed artefaktami elektromagnetycznymi, ale wszystko, co można uformować w kształt pudełka lub nałożyć na ramę i jest wykonane z materiału przewodzącego, może pomóc. Możliwa zamiana: Folia aluminiowa lub siatka miedziana
Konfiguracja elektrofizjologiczna z oprogramowaniem do nagrywania i możliwością sortowania skoków online	OmniPlex® Neural Data Acquisition System Plexon Inc 6500 Greenville Avenue, Suite 700 Dallas, Teksas 75206 USA		Oprogramowanie do sortowania offline to potencjalna alternatywa, wiele skryptów i programów można znaleźć za darmo w społeczności open source.