Wykazano przydatność metody analitycznej do oznaczania arsenu nieorganicznego w szerokim zakresie matryc żywnościowych. Metoda polega na selektywnej ekstrakcji arsenu nieorganicznego do chloroformu z końcowym oznaczeniem metodą spektrometrii absorpcyjnej z wytwarzaniem wodorków.
Artykuł metodologiczny
Oznaczanie arsenu nieorganicznego w szerokim zakresie matryc spożywczych z wykorzystaniem wytwarzania wodorków - atomowa spektrometria absorpcyjna.
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Europejski Urząd ds. Bezpieczeństwa Żywności (EFSA) podkreślił w swojej opinii naukowej na temat arsenu w żywności, że w celu wsparcia oceny narażenia na arsen nieorganiczny poprzez dietę, muszą zostać wygenerowane informacje o rozmieszczeniu gatunków arsenu w różnych rodzajach żywności. Metoda, wcześniej zwalidowana w badaniu klinicznym, została zastosowana do oznaczania arsenu nieorganicznego w szerokiej gamie matryc żywnościowych, obejmujących ziarna, grzyby i żywność pochodzenia morskiego (łącznie 31 próbek). Metoda opiera się na detekcji metodą wtrysku przepływowego, generacji wodorków i atomowej spektrometrii absorpcyjnej iAs selektywnie ekstrahowanego do chloroformu po wytrawieniu białek stężonym HCl. Metoda charakteryzuje się granicą oznaczalności wynoszącą 10 μg/kg suchej masy, co pozwoliło na ilościowe określenie arsenu nieorganicznego w dużej ilości matryc spożywczych. Podano informacje na temat ocen wydajności przyznanych wynikom uzyskanym tą metodą, które zostały zgłoszone przez różne laboratoria w kilku testach biegłości. Odsetek zadowalających wyników uzyskanych omawianą metodą jest wyższy niż wyników uzyskanych przy użyciu innych podejść analitycznych.
Wprowadzenie
Od stycznia 2016 roku najwyższe dopuszczalne poziomy nieorganicznego arsenu (iAs) w kilku towarach ryżowych zostały uwzględnione w rozporządzeniu Komisji (WE) 1881/2006 ustalającym najwyższe dopuszczalne poziomy dla niektórych zanieczyszczeń w środkach spożywczych1 z 0,10 μg/L dla ryżu przeznaczonego do produkcji żywności dla niemowląt i małych dzieci, 0,20 μg/L dla ryżu mielonego nieparzonego (ryż polerowany lub biały), 0,25 μg/L dla ryżu parboiled i ryżu łuskanego oraz 0,30 μg/L dla wafli ryżowych, wafli ryżowych, krakersów ryżowych i wafli ryżowych. Niniejsza aktualizacja prawodawstwa europejskiego w zakresie zanieczyszczeń w żywności jest zgodna z opinią naukową Europejskiego Urzędu ds. Bezpieczeństwa Żywności (EFSA) w sprawie arsenu w żywności2, w której szacuje się, że narażenie na iAs poprzez dietę dla przeciętnych i wysokich konsumentów w Europie jest takie, że może stanowić zagrożenie dla niektórych konsumentów, mając na uwadze, że przewlekłe narażenie na iAs powoduje raka płuc, skóry i pęcherza moczowego oraz zmiany skórne. W opublikowanym w 2014 r. sprawozdaniu naukowym EFSA na temat narażenia z dietą na arsen nieorganiczny w populacji europejskiej3, stwierdzono, że głównymi czynnikami przyczyniającymi się do iAs w diecie konsumentów w każdym wieku są produkty przetworzone ze zbóż innych niż ryż oraz że również ryż, mleko, produkty mleczne i woda pitna w znacznym stopniu przyczyniają się do przyjmowania iAs, mleko i produkty mleczne są głównymi czynnikami przyczyniającymi się do rozwoju małych dzieci i niemowląt.
W 2010 roku Laboratorium Referencyjne Unii Europejskiej ds. Metali Ciężkich w Pasze i Żywności, EURL-HM, przeprowadziło test biegłości IMEP-107 do oznaczania iAs w ryżu, wykazując, że możliwe jest określenie iAs w ryżu z wystarczającą dokładnością, niezależnie od zastosowanej metody analitycznej4.
Kilka metod analitycznych zostało zatwierdzonych do oznaczania iAs w produktach spożywczych. Chiny były pierwszym krajem, który wprowadził do swojego ustawodawstwa maksymalny poziom iAs w ryżu. Aby umożliwić wdrożenie prawodawstwa, w 2003 r. opublikowano standardową metodę określania tego, co w normie nazywa się "abio-arsenem"5. Europejski Komitet Normalizacyjny (CEN) opublikował w 2008 r. znormalizowaną metodę EN 15517:2008 służącą do oznaczania iAs w wodorostach6. Obie metody opierają się na wykorzystaniu zoptymalizowanych warunków do generowania arsine tylko z iAs. W ten sposób nie jest konieczne oddzielanie iAs od innych form arsenu, które również mogą wytwarzać wodorek arsenu. Ostateczne oznaczenie odbywa się za pomocą fluorescencji atomowej5 lub przez atomową spektrometrię absorpcyjną z generacją wodorków, HG-AAS6. Trudno jest jednak ustalić dokładne warunki do wytworzenia wodorku arsenu bez cierpienia z powodu interferencji innych związków arsenu, a wszystkie frakcje masowe iAs w algach zgłoszone w IMEP-112 (PT zorganizowanym przez EURL-HM) uzyskane tymi dwiema metodami zostały ocenione jako niezadowalające7. Związki arsenoorganiczne, takie jak kwas monometyloarsnowy (MMA), kwas dimetyloarsynowy (DMA) i arsenocukry obecne w próbkach glonów, mogą również generować lotne wodorki i mogą zakłócać oznaczanie iAs, prowadząc do pozytywnego odchylenia w wynikach8.
Niedawno, CEN opublikował nową standardową metodę, EN 16802:2016, do oznaczania iAs w środkach spożywczych pochodzenia morskiego i roślinnego za pomocą HPLC-ICP-MS9. Nie wszystkie laboratoria są wyposażone w tego typu oprzyrządowanie i potrzebne są niedrogie, proste metody, w szczególności w krajach o mniej rozwiniętej infrastrukturze laboratoryjnej.
W 2012 roku CEN ustandaryzował metodę oznaczania iAs w paszach dla zwierząt za pomocą HG-AAS po ekstrakcji mikrofalowej i separacji off-line iAs przez ekstrakcję do fazy stałej (SPE), EN 16278:201210. Ta metoda, która okazała się odpowiednia do analizy iAs w paszy, może nie mieć czułości wymaganej do określenia iAs w żywności niepochodzącej z morza, która według EFSA wydaje się być głównym czynnikiem dietetycznym w Europe3. Jednak ta sama grupa, która opracowała i zwalidowała normę EN 16278:2012, przetestowała i z powodzeniem zastosowała oraz zwalidowała metodę oznaczania iAs w owocach morza i ryżu w badaniu kolaboracyjnym11,12.
Alternatywna metoda oznaczania iAs w matrycach żywności po selektywnej ekstrakcji iAs do chloroformu i dalszej kwantyfikacji przez HG-AAS, została niedawno zatwierdzona przez Wspólne Centrum Badawcze (JRC) w wspólnym badaniu13. Selektywność metody jest lepsza niż w przypadku bezpośredniego HG-AAS i jest łatwa do wdrożenia bez konieczności stosowania zaawansowanego oprzyrządowania, takiego jak HPLC-ICP-MS. W niniejszej pracy oceniono możliwość zastosowania tej metody do oznaczania iAs w szerokim zakresie matryc żywności: warzywach, zbożach, grzybach i żywności pochodzenia morskiego. Ponadto opisano wyniki laboratoriów, które stosowały tę metodę w testach biegłości organizowanych przez EURL-HM i JRC obejmujących kilka matryc.
Protokół
UWAGA: Wszystkie wykorzystane materiały muszą zostać odkażone 10% (m/v) HNO3 i przepłukane co najmniej dwukrotnie wodą dejonizowaną.
1. Hydroliza
- Odważ dokładnie ok. 0,5 do 1 g liofilizowanej próbki (lub równoważną ilość świeżo homogenizowanej próbki, np. 1 do 4 g) do 50 mL polipropylenowej probówki wirówkowej z nakrętką.
- Dodaj 4,1 mL wody dejonizowanej.
- Mieszaj na wstrząsarce mechanicznym przez około 5 min, aż próbka zostanie całkowicie zwilżona.
- Dodaj 18,4 mL stężonego kwasu solnego (HCl) o stężeniu nie mniejszym niż 37% m/v.
- Mieszaj na wstrząsarce mechanicznej przez 15 min.
- Pozostaw na 12–15 h (na przykład przez noc).
2. Ekstrakcja
- Do zhydrolizowanej próbki dodać 2 mL bromku wodoru (HBr) o stężeniu nie mniejszym niż 48% m/v oraz 1 mL roztworu siarczanu hydrazyny (N2H6SO4) (15 mg/mL).
- Mieszać przez 30 s za pomocą wstrząsarki mechanicznej.
- Dodać 10 mL chloroformu (CHCl3).
- Mieszać przez 5 min za pomocą wstrząsarki mechanicznej.
- Wirować przez 5 min przy 800 x g.
- Przenieść fazę chloroformową (dolną fazę) za pomocą pipety do drugiej polipropylenowej probówki wirówkowej o pojemności 50 mL.
- Do pozostałej fazy kwasowej dodać ponownie 10 mL chloroformu i powtórzyć ekstrakcję. Po zakończeniu procesu powinno zostać zebrane około 20 mL chloroformu. Należy uważać, aby uniknąć kontaminacji krzyżowej z fazy kwasowej.
3. Oczyszczanie fazy chloroformowej
- Odwirować połączone fazy chloroformowe przez 5 min przy 80 x g. Czas lub prędkość wirowania można zwiększyć, jeśli jest to konieczne dla uzyskania wyraźnego rozdzielenia obu faz.
- Usunąć za pomocą pipety 1 mL wszystkie pozostałości fazy kwasowej znajdujące się na chloroformie. Krok ten jest kluczowy. Jakiekolwiek pozostałości fazy kwasowej w fazie chloroformowej doprowadzą do zawyżenia wyników iAs, ponieważ wszystkie pozostałe formy arsenu w próbce znajdują się w fazie kwasowej.
- Przefiltrować roztwór przez hydrofobową membranę PTFE (średnica 25 mm), aby usunąć pozostałe ciała stałe lub pozostałości fazy kwasowej obecne w fazie chloroformowej, a następnie zebrać fazę chloroformową do polipropylenowej probówki wirówkowej o pojemności 50 mL.
4. Worekstrakcja
- Dodaj 10 mL 1 M HCl, aby przeprowadzić reekstrakcję iAs z fazy chloroformowej zebranej po etapie filtracji.
- Wstrząsaj przez 5 min za pomocą wstrząsarki mechanicznej.
- Wiruj przez 5 min przy 80 x g.
- Pobierz pipetą fazę kwasową (faza górna) i przelej ją do szklanego zlewka o pojemności 250 mL (np. Pyrex) w celu mineralizacji.
- Powtórz reekstrakcję i połącz zebrane fazy HCl.
5. Mineralizacja próbek
Uwaga: Krok ten pozwala na eliminację zakłóceń i uprzednie zagęszczenie próbek, w których frakcja masowa iAs jest bliska lub poniżej granicy oznaczalności; jest on często pomijany przez laboratoria, które w końcowym etapie oznaczenia stosują ICP-MS zamiast HG-AAS.
- Zawiesić 20 g azotanu magnezu sześciowodnego [Mg(NO3)26H2O] oraz 2 g tlenku magnezu (MgO) w 10 mL wody dejonizowanej. Dodać 2,5 mL tej zawiesiny do zlewki szklanej. Wstrząsać zawiesiną podczas dodawania, aby uniknąć wytrącania osadu.
- Dodać 10 mL stężonego HNO3 o stężeniu co najmniej 65% m/v i odparować do suchości w łaźni piaskowej (lub na płycie grzejnej), unikając rozbryzgów. Aby zweryfikować, czy próbki są całkowicie suche, należy umieścić zlewkę pod szkiełkiem zegarkowym i sprawdzić, czy nie tworzy się kondensacja.
- Przykryć zlewki szkiełkami zegarkowymi i umieścić je w piecu muflowym w temperaturze początkowej nieprzekraczającej 150 ºC, a następnie stopniowo zwiększać temperaturę do 425 ± 25 °C z szybkością 50 °C/h. Utrzymywać temperaturę 425 °C przez 12 h. Ten etap jest krytyczny. Aby uniknąć rozbryzgów, należy ściśle przestrzegać szybkości wzrostu temperatury.
- Pozostawić popiół do ostygnięcia do temperatury pokojowej.
- Dodać 0,5 mL wody dejonizowanej, aby zwilżyć popiół, a następnie dodać 5 mL 6 M HCl. Należy zadbać o odzyskanie całego popiołu ze ścianek zlewki szklanej. Całkowicie rozpuścić popiół, w razie potrzeby wstrząsając.
- Dodać 5 mL środka preredukującego, przygotowanego przez rozpuszczenie 5 g jodku potasu (KI) i 5 g kwasu askorbinowego w 10 mL wody dejonizowanej, i odczekać 30 min, aby uzyskać ilościową redukcję iAs do As(III).
- Przefiltrować roztwór przez papier Whatman nr 1 lub odpowiednik i zebrać go do 50 mL polipropylowej probówki wirówkowej. Przepłukać zlewkę szklaną dwukrotnie za pomocą 6 M HCl. Zebrać płukanki do probówki 25 mL i dopełnić do objętości końcowej za pomocą 6 M HCl.
UWAGA: Gdy przewidywane stężenie iAs w próbce jest zbliżone do granicy oznaczalności metody (0,010 mg/kg) lub poniżej niej, albo przeciwnie, jest wysokie, etapy mineralizacji 5.5-5.7 należy zmodyfikować, stosując objętości podane w Table 1, co pozwoli na uzyskanie niższej granicy oznaczalności. Przerozpuszczone i preredukowane próbki są stabilne przez 24 h w temperaturze 4 °C. W całym procesie analitycznym należy zastosować co najmniej dwie próbki ślepe odczynnikowe.
6. Kalibracja
UWAGA: W celach ilościowych należy zastosować zewnętrzną krzywą kalibracyjną As(III) w zakresie 0,5 - 10 µg/L. Do sporządzenia krzywej kalibracyjnej poprzez kolejne rozcieńczenia należy użyć dostępnego w handlu certyfikowanego roztworu wzorcowego As(V) o stężeniu 10 mg/L.
- Przygotować roztwór wzorcowy As(V) o stężeniu 10 mg/L, odmierzając pipetą 1 mL roztworu wzorcowego 1 0 mg/L do kolby miarowej o pojemności 10 mL i dopełniając do kreski 6 M HCl.
- Przygotować roztwór wzorcowy As(V) o stężeniu 0,1 mg/L, odmierzając pipetą 1 mL roztworu wzorcowego As(V) o stężeniu 10 mg/L do kolby miarowej o pojemności 10 mL i dopełniając do kreski 6 M HCl.
- Przygotować roztwór wzorcowy As(V) o stężeniu 25 µg/L, odmierzając pipetą 25 mL roztworu wzorcowego As(V) o stężeniu 0,1 mg/L do kolby miarowej o pojemności 100 mL i dopełniając do kreski 6 M HCl.
- Przygotować krzywą kalibracyjną dla As(III) w następujący sposób: odmierzyć pipetą z roztworu wzorcowego As(V) o stężeniu 25 µg/L objętości podane w Table 2 do kolb miarowych o pojemności 50 mL, do każdej kolby dodać 10 mL roztworu przedredukującego, odczekać 30 min, a następnie dopełnić do kreski 6 M HCl. Można zastosować inne objętości, pod warunkiem zachowania opisanych powyżej proporcji.
- Przygotować próbę ślepą kalibracyjną w następujący sposób: odmierzyć pipetą 10 mL 6 M HCl oraz 10 mL roztworu przedredukującego do kolby miarowej o pojemności 50 mL. Odczekać 30 min, a następnie dopełnić do kreski 6 M HCl.
- Standardy oznaczone jako QC1 i QC2 w Table 2 wykorzystać jako kontrolę jakości: QC1 zapewnia poprawność ilościowego oznaczania na niskim poziomie stężenia, a QC2 gwarantuje stabilność odpowiedzi przy wysokich stężeniach, bez istotnego dryfu w czasie.
7. Oznaczenie
- Do celów detekcji i ilościowego oznaczenia należy użyć spektrometru absorpcji atomowej wyposażonego w automatyczny podawacz próbek, system generowania wodorków z wtryskiem przepływowym oraz kwarcową celę ogrzewaną termoelektrycznie, zgodnie z warunkami instrumentalnymi dla oznaczania iAs metodą FI-HG-AAS wyszczególnionymi w Tabeli 3.
8. Kwantyfikacja
- Oblicz ułamek masowy iAs w analizowanych próbkach (wyrażony w mg/kg), korzystając z następującego równania:
Gdzie:
CProszę podać tekst źródłowy do tłumaczenia.Stężenie w ekstrakcie (µg/L), obliczone na podstawie krzywej kalibracyjnej
CBIStężenie w próbce ślepej odczynnika (µg/L), wyekstrapolowane z krzywej kalibracyjnej
V: objętość końcowa etapu mineralizacji próbki (5.7), zazwyczaj V = 25 ml
w: Masa próbki (w gramach)
Wyniki
Metodę zastosowano do oznaczenia ułamka masowego iAs w kilku produktach spożywczych zakupionych na różnych hiszpańskich targach. Wyniki uzyskane tą metodą dla szeregu różnych matryc zostały sklasyfikowane w Tabeli 4 zgodnie z kategoriami przyjętymi przez EFSA3 w raporcie, w którym oceniono ekspozycję dietetyczną na nieorganiczny arsen w populacji europejskiej na podstawie danych zgłoszonych przez Oficjalne Laboratoria Kontrolne (OCL). Wyniki przedstawione w Tabeli 4 stanowią średnią z trzech powtórzeń ± odchylenie standardowe powtarzalności (SR) dla poszczególnych kategorii żywności, obliczone podczas badania kolaboracyjnego, w którym zwalidowano niniejszą metodę13. Wyniki pokazane w Tabeli 4 są zgodne z innymi wynikami wcześniej opublikowanymi dla podobnych matryc11,12,14.
Szczególnie istotne są wyniki uzyskane dla iAs w różnych rodzajach ryżu, ponieważ w europejskim ustawodawstwie dotyczącym substancji zanieczyszczających w żywności określono dla nich limity maksymalne1. Najwyższe wartości uzyskano dla ryżu brązowego, a najniższe dla ryżu białego, co jest zgodne z ustaleniami OCLs3. Najwyższe poziomy stwierdzono w przypadku wodorostów Hizikia fusiforme, których spożywanie jest odradzane przez wiele organów nadzorczych, zgodnie ze wskazaniami w raporcie EFSA.
Wyniki laboratoriów, które uczestniczyły w testach sprawności (PT) organizowanych przez EURL-HM oraz JRC i stosowały tę metodę do oznaczania iAs, zostały porównane z wynikami laboratoriów stosujących inne metody. Większość pozostałych metod opierała się na HPLC-ICP-MS (około 50% ocenionych wyników) oraz na HG-AAS bez uprzedniego oddzielenia iAs od innych form arsenu (25% całkowitej liczby), Rycina 1. Inne zastosowane podejścia (około 15% ocenionych wyników) opierały się na atomizacji elektrotermicznej (ETAAS), detekcji fluorescencyjnej oraz ICP sprzężonym ze spektroskopią emisyjną (ICP-AES), z generowaniem wodorków lub bez niego; zostały one ocenione wspólnie pod nazwą „Inne metody”, ponieważ poszczególne liczby byłyby zbyt małe, aby posiadały jakiekolwiek znaczenie statystyczne.
Niektóre z laboratoriów, które zastosowały ocenianą metodę, wprowadziły pewne modyfikacje do oryginalnego protokołu i zamiast FI-HG-AAS wykorzystały ICP-MS. Często laboratoria te pominęły etap opalania na sucho (Krok 5 w protokole) i wprowadzili bezpośrednio fazę 1 M HCl do ICP-MS. Oceniane PT obejmowały różne matryce: ryż15,16, pszenicę, szpinak, algi17 oraz czekoladę18.
Wydajność laboratoriów wyrażono za pomocą wyniku z (z-score):
Gdzie:
xlab to wynik pomiaru zgłoszony przez uczestnika PT
Xref to wartość przypisana (wykorzystywana do oceny laboratoriów). We wszystkich PT omówionych w niniejszej pracy wartość przypisana została ustalona przez grupę eksperckich laboratoriów w dziedzinie analizy iAs przy użyciu różnych metod analitycznych.
σ to odchylenie standardowe dla oceny biegłości, ustalone przez organizatora PT z uwzględnieniem aktualnego stanu wiedzy w danej dziedzinie analizy. W PT rozważanych w niniejszej pracy σ wynosiło 15% wartości przypisanej dla ryżu i pszenicy, 22% dla alg oraz 25% dla szpinaku i czekolady.
Interpretacja wyniku z score jest przeprowadzana zgodnie z normą ISO 17043:201019:
|wynik| ≤ 2 wynik satysfakcjonujący (S)
2 < |wynik| < 3 wynik wątpliwy (Q)
|wynik| ≥ 3 wynik niesatysfakcjonujący (U)
Siedemdziesiąt pięć procent wyników uzyskanych za pomocą opisanej powyżej metody uzyskało satysfakcjonujący wynik z-score. Oznaczenie ułamka masowego iAs w algach okazało się, zgodnie z oczekiwaniami, trudne, biorąc pod uwagę złożony rozkład form arsenu w macierzach pochodzenia morskiego. Dwie z trzech wartości raportowanych w IMEP-112 dla iAs w algach, uzyskane tą metodą, otrzymały niesatysfakcjonujący wynik z-score. Podobne trudności zaobserwowano w wynikach uzyskanych za pomocą innych metod. Z wyłączeniem wyników raportowanych dla iAs w algach, 85% wyników uzyskanych za pomocą ocenianej metody było satysfakcjonujących.
Rysunek 1: Porównanie wyników (wyrażonych jako wyniki z) laboratoriów biorących udział w PT (IMEP-107, IMEP-112, EURL-HM-20 oraz IRMM-PT-43) przy zastosowaniu metody opisanej w niniejszej pracy oraz innych powszechnie stosowanych metod. S: satysfakcjonujący, Q: wątpliwy i U: niezadowalający. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
| Przewidywana frakcja masowa iAs niższa niż 0,010 mg/kg | Przewidywana frakcja masowa iAs wyższa niż zakres objęty krzywą kalibracyjną | |
| Objętość 6 mol L-1 HCl użyta do ponownego rozpuszczenia popiołów (mL) | 2 | 10 |
| Objętość czynnika redukującego (mL) | 2 | 10 |
| Objętość końcowa (mL) | 10 | 50 |
Tabela 1: Modyfikacje protokołu przy analizie próbek, w których spodziewane są bardzo niskie lub bardzo wysokie stężenia iAs.
| Stężenie w krzywa kalibracyjna (µg/L) | Aliquota (ml) |
| 0.5 | 1 |
| 1 | 2 (QC1) |
| 2.5 | 5 |
| 5 | 10 (QC2) |
| 7.5 | 15 |
| 10 | 20 |
| Wszystkie roztwory wzorcowe kalibracyjne As(III) należy przygotowywać na świeżo przed każdą kalibracją. | |
Tabela 2: Alikwoty pobierane z roztworu wzorcowego As(V) o stężeniu 25 µg/L w celu sporządzenia krzywej kalibracyjnej dla As(III) w końcowej objętości 50 mL.
| Analiza z wtryskiem przepływowym Generowanie wodorków | · Próbka do pętli: 0,5 mL (Należy dostosować, jeśli objętość rekonstytucji końcowego roztworu przedredukcyjnego jest inna niż 25 mL). |
| · Reduktor: 0,2% (m/v) NaBH44 w 0,05% (m/v) NaOH; szybkość przepływu 5 ml/min. | |
| · Roztwór HCl 10% (v/v), szybkość przepływu 10 ml/min. | |
| · Gaz nośny: argon, natężenie przepływu 100 ml/min. | |
| Absorpcja atomowa spektrometr | · Długość fali: 193,7 nm |
| · Pasmo przepustowości widmowej: 0,7 nm | |
| · System lampy wyładowczej bezelektrodowej 2 | |
| · Ustawienie prądu lampy: 400 mA | |
| · Temperatura komórki: 900 °C |
Tabela 3: Warunki instrumentalne stosowane do oznaczania ilości iAs metodą HG-AAS.
| Żywność | i-As (µg/kg masa świeża) | |
| Zboża i produkty zbożowe | ||
| Ryż | Biały | 113 ± 18 |
| 73 ± 12 | ||
| 56 ± 9 | ||
| Brązowy | 197 ± 32 | |
| 125 ± 20 | ||
| 275 ± 44 | ||
| Parboiled | 134 ± 21 | |
| 159 ± 25 | ||
| Podłoża krzemowe | 162 ± 26 | |
| 127 ± 20 | ||
| Warzywa i produkty warzywne | ||
| Suszone grzyby | *Boletus edulis* | 174 ± 10 |
| Galocybe gambosa | 74 ± 4 | |
| *Marasmius oreades* | 104 ± 6 | |
| *Cantharellus lutescens* | 16 ± 1 | |
| Lentinula edodes | 96 ± 6 | |
| Wodorosty | Hizikia fusiforme | 97000 ± 14550 |
| 44943 ± 6742 | ||
| Fucus vesiculosus | 288 ± 43 | |
| 433 ± 65 | ||
| Ryby i inne owoce morza | ||
| Mięso ryb | Ług płaskogłowy | 53 ± 12 |
| 21 ± 5 | ||
| Węgorz europejski | 72 ± 16 | |
| 42 ± 9 | ||
| Rak sungai | 33 ± 7 | |
| 20 ± 4 | ||
| Tuńczyk | 11 ± 2 | |
| 5 ± 1 | ||
| Mięczaki | Małż | 243 ± 54 |
| 133 ± 29 | ||
| Małż | 32 ± 32 | |
| 139 ± 31 | ||
Tabela 4: Wyniki uzyskane dla szeregu różnych matryc z zastosowaniem opisaną metodą.
Dyskusja
Krytycznym krokiem w opisanym protokole jest oczyszczenie fazy chloroformowej (krok 3.2), ponieważ wszelkie reszty fazy kwasowej pozostające w fazie chloroformu doprowadzą do przeszacowania wyników iAs, ponieważ wszystkie inne formy arsenu w próbce są obecne w fazie kwasowej. Ma to szczególne znaczenie podczas analizy próbek morskich ze względu na obecność wielu gatunków organicznych, które mogą odpowiadać za większość frakcji masowej arsenu obecnej w próbce. Zastosowanie hydrofobowej membrany PTFE (3.3) ma ogromne znaczenie. Jeżeli podczas ekstrakcji iAs do chloroformu tworzy się emulsja, prędkość wirowania (3.1) może być zwiększona. Można również zastosować inne tradycyjne podejścia do eliminacji emulsji. Kolejnym krytycznym etapem jest mineralizacja (krok 5.3). Tempo wzrostu temperatury musi być ściśle przestrzegane, aby uniknąć wszelkich prognoz, które zmniejszyłyby odzysk iAs, prowadząc do niekontrolowanego negatywnego odchylenia i mogłyby być niebezpieczne dla analityka.
Jak wspomniano powyżej, niektóre laboratoria stosowały ocenianą metodę przy użyciu ICP-MS zamiast FI-HG-AAS. W takim przypadku etap spopielania na sucho (krok 5 w protokole) nie jest potrzebny i do ICP-MS można wprowadzić fazę 1 M HCl. W przypadku HG-AAS, ze względu na wyższą granicę wykrywalności, potrzebny jest etap wstępnego zatężania, który eliminuje również ewentualne zakłócenia.
Odsetek zadowalających wyników uzyskanych metodą opisaną w tej pracy, zarówno z wynikami podanymi dla glonów, jak i bez nich, jest porównywalny z HPLC-ICP-MS i wyższy niż w przypadku HG-AAS. Ta ostatnia technika (HG-AAS) jest powszechnie dostępna, ale podatna na zakłócenia powodowane przez organiczne formy arsenu, zwłaszcza w towarach spożywczych o złożonym wzorcu rozmieszczenia gatunków arsenu. Najniższy odsetek zadowalających wyników charakteryzuje te uzyskane za pomocą "Innych metod", ale należy pamiętać, że obejmuje on kilka podejść analitycznych, z których każde jest reprezentowane przez niewielką ilość wyników, Rysunek 1. Metoda przedstawiona w tym artykule stanowi alternatywę dla bardziej wyrafinowanej/droższej metody HPLC-ICP-MS, która nadal charakteryzuje się podobną wydajnością nawet w złożonych matrycach. Często stosowanie technik z łącznikami, takich jak HPLC-ICP-MS, wymaga wysoko wykwalifikowanych operatorów i kosztownych struktur infrastrukturalnych. Metoda przedstawiona w tym artykule może być zastosowana przez każdego analityka przeszkolonego w zakresie podstaw chemii analitycznej.
Istnieje kilka głównych wad związanych z tą metodą. Jest to czasochłonne, ponieważ należy wykonać kilka kroków w celu oddzielenia iAs od innych gatunków arsenu i wstępnej koncentracji iAs do nawet poziomu sub-ppm. Oznacza to użycie chloroformu. Istnieje tendencja do unikania stosowania związków chloru w laboratoriach, ze względu na negatywne skutki zdrowotne, jakie mogą one mieć. Niemniej jednak, jeśli przestrzegane są dobre praktyki laboratoryjne, a próbki są przetwarzane w dygestoriach, można uniknąć tych negatywnych skutków. MMA będzie ingerować w określanie IAS. Należy o tym pamiętać podczas analizy próbek, w których może być obecne MMA, takich jak glony, ryby i inne owoce morza. Jednak MMA jest zwykle obecny w niewielkich ilościach, które byłyby objęte niepewnością związaną z wynikami uzyskanymi dla MSR.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy dziękują dr F. Cordeiro z JRC za użyteczne dyskusje na temat statystycznego przetwarzania danych. Wyróżniono laboratoria eksperckie w zakresie analizy iAs w matrycach biologicznych, które dostarczyły wyników do wykorzystania jako wartość przypisaną w PT oraz laboratoria, które brały udział w badanych PT.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Woda dejonizowana | Dowolna dostępna | 18,2 MΩ cm | |
| stężony kwas solny (HCl). | Nie | mniej niż 37 % m/v, c(HCl) = 12 mol/l, o gęstości a ok. & (HCl) 1,15 g/l | |
| Stężony kwas azotowy (HNO3) | Dowolny dostępny | Nie mniej niż 65 % m/v, c(HNO3) = 14 mol/L, o gęstości a ok. ρ 1,38 g/l | |
| Chloroform | Wszelkie dostępne | Działa szkodliwie przez drogi oddechowe i po połknięciu. Działa drażniąco na skórę. Nosić odpowiednią odzież ochronną i rękawice. | |
| Bromek wodoru (HBr) | Dowolny Nie | mniej niż 48 % m/v | |
| Siarczan hydrazyny (N2H6SO4) | Wszelkie dostępne | Działa szkodliwie po połknięciu. Powoduje oparzenia. Może powodować raka. | |
| Azotan magnezu sześciowodny [Mg(NO3)6H2O] | Dowolny dostępny | ||
| Tlenek magnezu (MgO) | Dowolny dostępny | ||
| Jodek potasu (KI) | Dowolny dostępny | ||
| Kwas askorbinowy (C6H8O6) | Dowolny dostępny | ||
| Wodorotlenek sodu (NaOH) | Dowolny dostępny | ||
| borowodorek sodu (NaBH4) | Dowolny dostępny | ||
| roztwór wzorcowy arsenu (V) | Dowolny dostępny | 1,000 mg/L Stosować certyfikowane roztwory wzorcowe dostępne na rynku | |
| Wirówka | Dowolna dostępna | ||
| Wytrząsarka mechaniczna | Dowolna dostępna | ||
| Kąpiel piaskowa | Dowolna dostępna | ||
| Piec muflowy | Dowolna dostępna | ||
| Probówki wirówkowe z polipropylenu (PC) | Dowolna dostępna | 50 ml z nakrętką | |
| Filtry strzykawkowe z hydrofobową membraną PTFE | Dowolna dostępna | średnicy 25 mm | |
| Dowolna dostępna | Wysoka forma 250 mL, wytrzymuje 500 stopni C | ||
| Okulary zegarkowe | Dowolne dostępne | ||
| Kolby miarowe | Dowolne dostępne | 10, 25, 100 lub 200, Klasa A. | |
| Lejki z tworzywa sztucznego | Dowolna dostępna | ||
| papierowa lub równoważna Whatman n° 1 | Dowolny dostępny | ||
| Spektrometr absorpcji atomowej wyposażony w system wtrysku przepływu (FI-AAS) | Dowolny dostępny |
Bibliografia
- European Commission. Commission Regulation (EC) 1881/2006 setting maximum levels for certain contaminants in foodstuffs. , OJ, L364/5 (2006).
- EFSA Panel on Contaminants in the Food Chain (CONTAM). Scientific Opinion on Arsenic in Food. EFSA J. 7 (10), 1351(2009).
- European Food Safety Authority. Dietary exposure to inorganic arsenic in the European population. EFSA J. 12 (3), 3597(2014).
- de la Calle, M. B., et al. Does the determination of inorganic arsenic in rice depend on the method? TrAC. 30 (4), 641-651 (2011).
- GB/T5009.11-2003. Determination of total arsenic and abio-arsenic in foods. , (2003).
- European Committee for Standardisation. EN 15517:2008 "Determination of trace elements-Determination of inorganic As in seaweed by hydride generation atomic absorption spectrometry (HG-AAS) after digestion". , (2008).
- de la Calle, M. B., et al. Is it possible to agree on a value for inorganic arsenic in food? The outcome of IMEP-112. Anal Bioanal Chem. 404 (8), 2475-2488 (2012).
- Schmeisser, E., Goessler, W., Kienzl, N., Francesconi, K. Volatile analytes formed from arsenosugars: determination by HPLC-HG-ICPMS and implications for arsenic speciation analyses. Anal. Chem. 76 (2), 418-423 (2004).
- EN 16802:2016. Foodstuffs. Determination elements and their chemical species. Determination of inorganic arsenic in foodstuffs of marine and plant origin by anion-exchange HPLC-ICP-MS. , BSI Standards Publication. (2016).
- European Committee for Standardisation. Animal feeding stuffs – Determination of inorganic arsenic by hydride generation atomic absorption spectrometry (HG-AAS) after microwave extraction and separation by solid phase extraction (SPE). , (2012).
- Rasmussen, R. R., Qian, Y., Sloth, J. J. SPE HG-AAS method for the determination of inorganic arsenic in rice. Results from method validation studies an a survey on rice products. Anal Bioanal Chem. 405 (24), 7851-7857 (2013).
- Rasmussen, R. R., Hedegaard, R. V., Larsen, E. H., Sloth, J. J. Development and validation of a method for the determination of inorganic arsenic in rice. Results from method validation studies and a survey on rice products. Anal Bioanal Chem. 403, 2825-2834 (2012).
- Fiamegkos, I. Accuracy of a method based on atomic absorption spectrometry to determine inorganic arsenic in food: Outcome of the collaborative trial IMEP-41. Food Chem. 213, 169-179 (2016).
- Llorente-Mirandes, T., Barbero, M., Rubio, R., López-Sánchez, J. F. Occurrence of inorganic arsenic in edible Shiitake (Lentinula edodes) Products. Food Chem. 158, 207-215 (2014).
- de la Calle, M. B., Linsinger, T., Emteborg, H., Charoud-Got, J., Verbist, I. Report of the seventh interlaboratory comparison organised by the European Union-Reference Laboratory for Heavy Metals in Feed and Food. IMEP-107: Total and inorganic As in rice. , EUR 24314 EN (2010).
- Cordeiro, F., Cizek-Stroh, A., de la Calle, B. Determination of total and inorganic arsenic in rice. IRMM-PT-43 Proficiency Test Report. , EUR 28100 EN (2016).
- de la Calle, M. B., et al. IMEP-112: Total and inorganic arsenic in wheat, vegetable food and algae. , EUR 24937 EN (2011).
- Fiamegkos, I. Determination of total As, Cd, Pb, Hg and inorganic arsenic in chocolate. EURL-HM-20 Proficiency test Report. , JRC 98502 (2015).
- ISO-Geneva (CH), International Organization for Standardization. ISO 17043: Conformity assessment - General requirements for proficiency testing. , (2010).
Przedruki i uprawnienia
