Artykuł metodologiczny

Bioprinting mikroprzepływowy do inżynierii unaczynionych tkanek i organoidów

DOI:

10.3791/55957

⸱

11 sierpnia 2017

 ,  , 
1Division of Engineering in Medicine, Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Renji Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 3Division of Pharmacology, Utrecht Institute for Pharmaceutical Sciences, Utrecht University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dostarczamy uogólniony protokół oparty na strategii mikroprzepływowego biodruku do inżynierii mikrowłóknistego łożyska naczyniowego, gdzie wtórny typ komórek może być dalej umieszczany w przestrzeni śródmiąższowej tej mikrofibrowej struktury w celu wytworzenia unaczynionych tkanek i organoidów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Inżynieria unaczynionych konstruktów tkankowych i organoidów była historycznie wyzwaniem. W tym artykule opisujemy nowatorską metodę opartą na biodruku mikroprzepływowym w celu wygenerowania rusztowania z wielowarstwowymi przeplatającymi się mikrowłóknami hydrożelowymi. Aby uzyskać płynny biodruk, zaprojektowano i zamontowano mikroprzepływową głowicę drukującą z rdzeniem i osłoną, zawierającą kompozytową formułę biotuszu wytłaczaną ze strumienia rdzenia i roztwór sieciujący przenoszony przez przepływ osłony, który został zamontowany na biodrukarce. Mieszając żelatynowy metakryloyl (GelMA) z alginianem, polisacharydem, który ulega natychmiastowemu sieciowaniu jonowemu w obecności wybranych jonów dwuwartościowych, a następnie wtórnemu fotosieciowaniu składnika GelMA w celu uzyskania trwałej stabilizacji, przy użyciu tej strategii biodruku można uzyskać rusztowanie mikrofibrowe. Co ważne, komórki śródbłonka zamknięte w biodrukowanych mikrowłóknach mogą tworzyć struktury przypominające światło przypominające naczynia krwionośne w trakcie hodowli przez 16 dni. Śródbłonkowe rusztowanie mikrofibrowe może być dalej wykorzystywane jako łożysko naczyniowe do budowy unaczynionej tkanki poprzez późniejsze wysiewanie wtórnego typu komórek do przestrzeni śródmiąższowej mikrowłókien. Biodruk mikroprzepływowy zapewnia uogólnioną strategię wygodnej inżynierii unaczynionych tkanek z wysoką dokładnością.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Inżynieria tkankowa ma na celu generowanie funkcjonalnych substytutów tkanek, które mogą być używane do zastępowania, przywracania lub wzmacniania osób uszkodzonych lub chorych w ludzkim ciele1,2,3,4, często poprzez kombinację pożądanych typów komórek, bioaktywnych cząsteczek5,6, oraz biomateriałów7,8,9,10. Ostatnio technologie inżynierii tkankowej są również coraz częściej stosowane do generowania modeli tkanek i narządów in vitro, które naśladują ważne funkcje ich odpowiedników in vivo, do zastosowań takich jak opracowywanie leków, zastępując konwencjonalne, nadmiernie uproszczone płaskie hodowle komórek11,12,13,14,15,16,17,18,19. W obu sytuacjach zdolność do rekapitulacji złożonej mikroarchitektury i hierarchicznej struktury tkanek ludzkich ma kluczowe znaczenie dla umożliwienia funkcjonalności tkanek inżynieryjnych10, a w szczególności poszukiwane są sposoby integracji sieci naczyniowej z tkankami inżynieryjnymi, ponieważ unaczynienie stanowi jedno z największych wyzwań w tej dziedzinie20,21, 22,23.

Do tej pory opracowano różne podejścia w tym zakresie, próbując przekształcić struktury naczyń krwionośnych w inżynieryjne konstrukcje tkankowe z różnym stopniem powodzenia8. Na przykład samoorganizacja komórek śródbłonka pozwala na generowanie sieci mikronaczyniowych24; Dostarczanie angiogennych czynników wzrostu indukuje długotrwałą neowaskularyzację25,26; Wykorzystanie naczyniowych komórek progenitorowych i perycytów ułatwia wzrost i składanie komórek śródbłonka24,27; Projektowanie właściwości rusztowania umożliwia precyzyjną modulację unaczynienia28,29; Technologia arkuszy komórkowych pozwala na wygodne manipulowanie warstwami naczyń krwionośnych30. Niemniej jednak strategie te nie dają możliwości kontrolowania wzorców przestrzennych naczyń krwionośnych, co często prowadzi do losowego rozmieszczenia naczyń krwionośnych w zmodyfikowanym konstrukcie tkankowym, a tym samym do ograniczonej odtwarzalności. W ciągu ostatnich kilku lat bioprinting stał się klasą technologii wspomagających rozwiązanie tego problemu, ze względu na ich niezrównaną wszechstronność w deponowaniu złożonych wzorów tkanek z wysoką wiernością i odtwarzalnością w sposób zautomatyzowany lub półautomatyczny31,32,33. Ofiarny biodruk34,35,36,37,38, embedded bioprinting39,40,41, oraz bioprinting/biofabrykacja o pustej strukturze42,43,44,45,46,47,48,49,50,51,52,53 wykazały możliwość generowania tkanek naczyniowych lub unaczynionych.

Alternatywnie, niedawno opracowano mikroprzepływową strategię biodruku do wytwarzania rusztowań mikrofibrowych, gdzie hybrydowy biotusz złożony z alginianu i żelatyny metakryloylu (GelMA) był dostarczany przez rdzeń koncentrycznej głowicy drukującej, a roztwór chlorku wapnia (CaCl2) był przenoszony przez zewnętrzny przepływ osłony głowicy drukującej54,55. Koekstruzja dwóch przepływów pozwoliła na natychmiastowe fizyczne usieciowanie składnika alginianowego w celu umożliwienia tworzenia mikrowłókien, podczas gdy późniejsze fotosieciowanie zapewniło trwałą stabilizację wielowarstwowego rusztowania mikrowłóknistego. Warto zauważyć, że komórki śródbłonka zamknięte w biodrukowanych mikrowłóknach namnażają się i migrują w kierunku obrzeży mikrowłókien, przyjmując struktury podobne do światła, które naśladowały łożysko naczyniowe54,55. Te biodrukowane, śródbłonkowe łożyska naczyniowe mogą być następnie wypełnione pożądanymi wtórnymi typami komórek, aby dalej konstruować unaczynione tkanki55. Protokół ten zapewnia zatem szczegółową procedurę takiej mikroprzepływowej strategii biodruku, która jest możliwa dzięki koncentrycznej konstrukcji dyszy, która zapewnia wygodne wytwarzanie unaczynionych tkanek do potencjalnych zastosowań zarówno w inżynierii tkankowej, jak i modelowaniu organoidów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kardiomiocyty noworodków szczurów użyte w tym protokole zostały wyizolowane od 2-dniowych szczurów Sprague-Dawley zgodnie z dobrze ustaloną procedurą56 zatwierdzoną przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Brigham and Women's Hospital.

1. Oprzyrządowanie biodrukarki

  1. Włóż mniejszą igłę (np. 27G, 1 cal) jako rdzeń do środka większej igły (np. 18G, 1/2 cala) jako osłonę, aby zbudować dwuwarstwową, koncentryczną mikroprzepływową głowicę drukującą; upewnij się, że igła rdzeniowa wystaje nieco (~1 mm) dłużej niż zewnętrzna powłoka (Rysunek 1A). Wyrównanie jest zwykle regulowane ręcznie, ale w razie potrzeby przekładki o odpowiednich rozmiarach można tymczasowo umieścić między wewnętrznymi / zewnętrznymi igłami zarówno na końcówce, jak i po stronie lufy, aby pomóc w koncentrycznym wyrównaniu. Uszczelnij połączenie beczek klejem epoksydowym i usuń przekładki wyrównujące od strony końcówki, jeśli ma to zastosowanie.
  2. Włóż kolejną igłę (23G) do cylindra centralnej igły w odwrotnym kierunku. Następnie wygeneruj otwór z boku cylindra zewnętrznej igły i włóż do niego metalowy łącznik o odpowiednim rozmiarze, a następnie uszczelnij klejem epoksydowym.
  3. Podłącz wloty głowicy drukującej do dwukanałowej pompy strzykawkowej w celu wstrzyknięcia biotuszu i roztworu sieciującego, indywidualnie, przez dwie rurki PVC. Zamontuj ekstruder na głowicy biodrukarki za pomocą plastikowego uchwytu wykonanego z poli(metakrylanu metylu) (PMMA).
    UWAGA: Wybór drukarki biologicznej zależy od dostępności. W naszym przypadku z powodzeniem przetestowaliśmy tę konfigurację na kilku dostępnych na rynku biodrukarkach. Jednak każda biodrukarka wyposażona w zmotoryzowany stolik x-y-z powinna w zasadzie umożliwiać integrację tej mikroprzepływowej głowicy drukującej.

2. Biodrukowanie mikrowłóknistego łożyska naczyniowego

  1. Wykonać biotusz przy użyciu mieszaniny alginianu (4 w/v%, niska lepkość), żelatyny metakryloylu (GelMA, 1-2 w/v%)57,58 i fotoinicjatora Irgacure 2959 (0,2 - 0,5 wag.) rozpuszczonego w 25 mM kwasie 2-[4-(2-hydroksyetylo)piperazyno-1-ylo]etanosulfonowym kwasie (bufor HEPES, pH 7,4) zawierającym 10% obj. płodowej surowicy bydlęcej (FBS).
  2. Sporządzić roztwór 0,3-M CaCl2 w buforze HEPES zawierającym 10% obj. FBS jako sieciujący płyn nośny.
  3. Bezpośrednio przed biodrukowaniem należy oddzielić ludzkie komórki śródbłonka żyły pępowinowej (HUVEC) od kolb, stosując leczenie trypsyną o stężeniu 0,05 w/v% przez 5 - 10 minut, a następnie ponownie zawiesić komórki w biotuszu w stężeniu 5 - 10 × 106 komórek/ml. Odpipetować zawiesinę powoli od 5 do 10 razy, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie.
  4. Rozpocznij wstrzykiwanie biotuszu/płynu sieciującego za pomocą dwukanałowej pompy strzykawkowej przy tym samym natężeniu przepływu 5 μL/ml. Przepływy mogą działać nieprzerwanie przez maksymalnie 1 minutę, aż się ustabilizują. Następnie zainicjuj ruch głowicy drukującej, sterując biodrukarką z prędkością osadzania około 4 mm/s (Rysunek 1B). Prędkości te mogą wymagać precyzyjnego dostrojenia przy każdej nowej konfiguracji, aby zapewnić optymalne biodrukowanie. Proces biodruku odbywa się zwykle w temperaturze pokojowej (21 - 25 °C), ale temperatura ta może ulec zmianie. Proces biodrukowania powinien pozwolić na szybkie żelowanie jonowe składnika alginianowego i osadzanie rusztowania mikrowłóknistego (Rysunek 1B).
  5. Po biodruku rusztowania należy uzyskać żelowanie chemiczne poprzez dalsze sieciowanie fotosieciowe komponentu GelMA przy około 5 - 10 mW/cm2 światła UV (360 - 480 nm) przez 20 - 30 s (Rysunek 1C).
  6. Po biodrukowaniu i sieciowaniu delikatnie przepłukać rusztowanie solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) w celu usunięcia nadmiaru CaCl2. Hodowla rusztowania mikrowłóknistego obciążonego HUVEC w pożywce do wzrostu komórek śródbłonka (EGM) w inkubatorze w temperaturze 37 °C i 5% obj. CO2 przez okres do 16 dni ze zmienianą pożywką co najmniej co 2 dni. Monitorować morfologię HUVEC pod mikroskopem w okresie hodowli.

3. Konstruowanie unaczynionych tkanek

  1. Gdy HUVEC przeniosą się na obrzeża mikrowłókien w rusztowaniu, tworząc struktury podobne do lumenów (Rysunek 1D), wyjmij rusztowanie i delikatnie umieść je na powierzchni hydrofobowej (np. płyty z polimetylosiloksanu [PDMS]). Użyj kawałka sterylnej bibuły filtracyjnej, aby ostrożnie usunąć całe podłoże z przestrzeni śródmiąższowej rusztowania za pomocą siły kapilarnej.
  2. Natychmiast dodaj kroplę (około 20 - 40 μl) zawiesiny wtórnego typu komórek (np. kardiomiocytów) w pożywce o gęstości 1 - 10 × 106 komórek/ml na wierzchu rusztowania, które powinno naciekać całą przestrzeń śródmiąższową rusztowania (Rysunek 1E). Taką konfigurację należy inkubować w inkubatorze (37 °C, 5% obj. CO2, 95% wilgotności względnej) przez 0,5 - 2 godziny, aby komórki mogły przylegać do poszczególnych mikrowłókien. Monitoruj wielkość kropel w tym okresie, aby upewnić się, że nie obserwuje się zauważalnego parowania.
  3. Delikatnie umyj rusztowania, wstrząsając w kąpieli PBS, aby usunąć wszelkie nieprzylegające komórki i hoduj konstrukt w odpowiednim podłożu, aż uformuje się pożądana unaczyniona tkanka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Strategia biodruku mikroprzepływowego pozwala na bezpośrednie biodrukowanie rusztowań mikrowłóknistych za pomocą biotuszów o niskiej lepkości54,55. Jak pokazano w Rysunek 2A, rusztowanie o rozmiarach 6 × 6 × 6 mm3 zawierające >30 warstw mikrowłókien może zostać wydrukowane biologicznie w ciągu 10 minut. Natychmiastowe sieciowanie jonowe składnika alginianowego z CaCl

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Konstrukcja współosiowej głowicy drukującej stanowi kluczowy krok w kierunku udanego biodruku mikroprzepływowego, aby umożliwić jednoczesne dostarczanie zarówno biotuszu z rdzenia, jak i środka sieciującego z osłony. Chociaż w tym protokole przykładowa głowica drukująca została stworzona przy użyciu igły 27G jako rdzenia i igły 18G jako powłoki, można ją łatwo rozszerzyć do różnych kombinacji przy użyciu różnych rozmiarów igieł. Jednak zmiana rozmiarów igieł, która powoduje zmianę ilości przepływu dostarczanego w każdej ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy przyznają National Cancer Institute nagrody National Institutes of Health Pathway to Independence Award (K99CA201603).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sól sodowa kwasu alginowego z alg brunatnychSigma-AldrichA0682BioReagent, testowana hodowla komórek roślinnych, niska lepkość, proszek
Żelatyna typu A ze skóry świniSigma-AldrichG2500Moc żelu 300
Irgacure 2959 (2-hydroksy-4'-(2-hydroksyetoksy)-2-metylopropiofenon)Sigma-Aldrich41089698%
bufor HEPESSigma-AldrichH08871 M, pH 7,0 - 7,6, sterylnie filtrowany, BioReagent, odpowiedni do hodowli komórkowych
Surowica bydlęca płodu Thermo Fisher Scientific10438026Kwalifikowane, inaktywowane termicznie, zatwierdzone przez USDA regiony
Dwuwodny chlorek wapniaSigma-AldrichC5080BioXtra, ≥ 99,0%
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiThermo Fisher Scientific10010023pH 7,4 Ludzkie
komórki śródbłonka żyły pępowinowejAngio-ProteomiecAP-0001Ludzkie komórki śródbłonka żyły pępowinowej (HUVEC)Ludzkie komórki śródbłonka
wyrażające GFPAngio-ProteomiecAP-0001GFPLudzkie komórki śródbłonka żyły pępowinowej wyrażające GFP (GFPHUVEC)
Pożywka do wzrostu komórek śródbłonkaLonzaCC-3162EGM-2 BulletKit
Dulbecco' s Zmodyfikowany Orzeł Średni Thermo Fisher Scientific12430054HEPES
Sylgard 184EllsworthAdhesives 184 SIL ELAST KIT 0,5 kgPrzezroczysty 0,5 kg System
lamp utwardzających UVExcelitas TechnologiesOmniCure S2000Punktowy system utwardzania światłem UV z inteligentnym czujnikiem UV
żyły pępowinowej Zestaw elastomerów silikonowych o wysokiej zawartości glukozy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Langer, R., Vacanti, J. P. Tissue Engineering. Science. 260 (5110), 920-926 (1993).
  2. Khademhosseini, A., Vacanti, J. P., Langer, R. Progress in Tissue Engineering. Sci. Am. 300 (5), 64-71 (2009).
  3. Langer, R. Tissue Engineering: Status and Challenges. E-Biomed: J.Regen. Med. 1 (1), 5-6 (2004).
  4. Atala, A., Kasper, F. K., Mikos, A. G. Engineering Complex Tissues. Sci. Transl. Med. 4 (160), 112(2012).
  5. Biondi, M., Ungaro, F., Quaglia, F., Netti, P. A. Controlled Drug Delivery in Tissue Engineering. Adv. Drug Del. Rev. 60 (2), 229-242 (2008).
  6. Tayalia, P., Mooney, D. J. Controlled Growth Factor Delivery for Tissue Engineering. Adv. Mater. 21 (32-33), 3269-3285 (2009).
  7. Hubbell, J. A. Biomaterials in Tissue Engineering. Nat. Biotechnol. 13 (6), 565-576 (1995).
  8. Place, E. S., Evans, N. D., Stevens, M. M. Complexity in Biomaterials for Tissue Engineering. Nat. Mater. 8 (6), 457-470 (2009).
  9. Rice, J. J., et al. Engineering the Regenerative Microenvironment with Biomaterials. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 57-71 (2012).
  10. Zhang, Y. S., Xia, Y. Multiple Facets for Extracellular Matrix Mimicking in Regenerative Medicine. Nanomedicine. 10 (5), 689-692 (2015).
  11. Huh, D., Hamilton, G. A., Ingber, D. E. From 3D Cell Culture to Organs-on-Chips. Trends Cell Biol. 21 (12), 745-754 (2011).
  12. Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic Organs-on-Chips. Nat. Biotechnol. 32 (8), 760-772 (2014).
  13. Esch, E. W., Bahinski, A., Huh, D. Organs-on-Chips at the Frontiers of Drug Discovery. Nat. Rev. Drug Discov. 14 (4), 248-260 (2015).
  14. Zhang, Y. S., Khademhosseini, A. Seeking the Right Context for Evaluating Nanomedicine: From Tissue Models in Petri Dishes to Microfluidic Organs-on-a-Chip. Nanomedicine. 10, 685-688 (2015).
  15. Zhang, C., Zhao, Z., Abdul Rahim, N. A., Van Noort, D., Yu, H. Towards a Human-on-Chip: Culturing Multiple Cell Types on a Chip with Compartmentalized Microenvironments. Lab Chip. 9 (22), 3185-3192 (2009).
  16. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-Chip: A Focus on Compartmentalized Microdevices. Ann. Biomed. Eng. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  17. Sung, J. H., et al. Microfabricated Mammalian Organ Systems and Their Integration into Models of Whole Animals and Humans. Lab Chip. 13 (7), 1201-1212 (2013).
  18. Wikswo, J. P. The Relevance and Potential Roles of Microphysiological Systems in Biology and Medicine. Exp. Biol. Med. 239 (9), 1061-1072 (2014).
  19. Yum, K., Hong, S. G., Healy, K. E., Lee, L. P. Physiologically Relevant Organs on Chips. Biotechnol. J. 9 (1), 16-27 (2014).
  20. Nomi, M., Atala, A., Coppi, P. D., Soker, S. Principals of Neovascularization for Tissue Engineering. Mol. Aspects Med. 23 (6), 463-483 (2002).
  21. Jain, R. K., Au, P., Tam, J., Duda, D. G., Fukumura, D. Engineering Vascularized Tissue. Nat. Biotechnol. 23 (7), 821-823 (2005).
  22. Rouwkema, J., Rivron, N. C., Van Blitterswijk, C. A. Vascularization in Tissue Engineering. Trends Biotechnol. 26 (8), 434-441 (2008).
  23. Bae, H., et al. Building Vascular Networks. Sci. Transl. Med. 4 (160), 123(2012).
  24. Rouwkema, J., Khademhosseini, A. Vascularization and Angiogenesis in Tissue Engineering: Beyond Creating Static Networks. Trends Biotechnol. 34 (9), 733-745 (2016).
  25. Perets, A., et al. Enhancing the Vascularization of Three-Dimensional Porous Alginate Scaffolds by Incorporating Controlled Release Basic Fibroblast Growth Factor Microspheres. J. Biomed. Mater. Res. A. 65 (4), 489-497 (2003).
  26. Davies, N. H., Schmidt, C., Bezuidenhout, D., Zilla, P. Sustaining Neovascularization of a Scaffold through Staged Release of Vascular Endothelial Growth Factor-A and Platelet-Derived Growth Factor-BB. Tissue Eng. A. 18 (1-2), 26-34 (2012).
  27. Sorrell, J. M., Baber, M. A., Caplan, A. I. Influence of Adult Mesenchymal Stem Cells on in Vitro Vascular Formation. Tissue Eng. A. 15 (7), 1751-1761 (2009).
  28. Quint, C., et al. Decellularized Tissue-Engineered Blood Vessel as an Arterial Conduit. Proct. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (22), 9214-9219 (2011).
  29. Choi, S. -W., Zhang, Y., Macewan, M. R., Xia, Y. Neovascularization in Biodegradable Inverse Opal Scaffolds with Uniform and Precisely Controlled Pore Sizes. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 145-154 (2013).
  30. Sakaguchi, K., Shimizu, T., Okano, T. Construction of Three-Dimensional Vascularized Cardiac Tissue with Cell Sheet Engineering. J. Controlled Release. 205, 83-88 (2015).
  31. Zhang, Y. S., et al. 3D Bioprinting for Tissue and Organ Fabrication. Ann. Biomed. Eng. 45 (1), 148-163 (2017).
  32. Malda, J., et al. 25th Anniversary Article: Engineering Hydrogels for Biofabrication. Adv. Mater. 25 (36), 5011-5028 (2013).
  33. Murphy, S. V., Atala, A. 3d Bioprinting of Tissues and Organs. Nat. Biotechnol. 32 (8), 773-785 (2014).
  34. Miller, J. S., et al. Rapid Casting of Patterned Vascular Networks for Perfusable Engineered Three-Dimensional Tissues. Nat. Mater. 11 (9), 768-774 (2012).
  35. Bertassoni, L. E., et al. Hydrogel Bioprinted Microchannel Networks for Vascularization of Tissue Engineering Constructs. Lab Chip. 14 (13), 2202-2211 (2014).
  36. Kolesky, D. B., et al. 3d Bioprinting of Vascularized, Heterogeneous Cell-Laden Tissue Constructs. Adv. Mater. 26 (19), 3124-3130 (2014).
  37. Lee, V. K., et al. Creating Perfused Functional Vascular Channels Using 3d Bio-Printing Technology. Biomaterials. 35 (28), 8092-8102 (2014).
  38. Zhang, Y. S., et al. Bioprinted Thrombosis-on-a-Chip. Lab Chip. 16, 4097-4105 (2016).
  39. Bhattacharjee, T., et al. Writing in the Granular Gel Medium. Science Advances. 1 (8), 1500655(2015).
  40. Highley, C. B., Rodell, C. B., Burdick, J. A. Direct 3d Printing of Shear-Thinning Hydrogels into Self-Healing Hydrogels. Adv. Mater. 27 (34), 5075-5079 (2015).
  41. Hinton, T. J., et al. Three-Dimensional Printing of Complex Biological Structures by Freeform Reversible Embedding of Suspended Hydrogels. Science Advances. 1 (9), 1500758(2015).
  42. Jia, W., et al. Direct 3d Bioprinting of Perfusable Vascular Constructs Using a Blend Bioink. Biomaterials. 106, 58-68 (2016).
  43. Zhang, Y., et al. In Vitro Study of Directly Bioprinted Perfusable Vasculature Conduits. Biomaterials Science. 3 (1), 134-143 (2015).
  44. Gao, Q., He, Y., Fu, J. -Z., Liu, A., Ma, L. Coaxial Nozzle-Assisted 3D Bioprinting with Built-in Microchannels for Nutrients Delivery. Biomaterials. 61, 203-215 (2015).
  45. Cornock, R., Beirne, S., Thompson, B., Wallace, G. G. Coaxial Additive Manufacture of Biomaterial Composite Scaffolds for Tissue Engineering. Biofabrication. 6 (2), 025002(2014).
  46. Duan, B., Hockaday, L. A., Kang, K. H., Butcher, J. T. 3D Bioprinting of Heterogeneous Aortic Valve Conduits with Alginate/Gelatin Hydrogels. J. Biomed. Mater. Res. A. 101 (5), 1255-1264 (2013).
  47. Skardal, A., et al. Photocrosslinkable Hyaluronan-Gelatin Hydrogels for Two-Step Bioprinting. Tissue Eng. A. 16 (8), 2675-2685 (2010).
  48. Li, S., et al. Direct Fabrication of a Hybrid Cell/Hydrogel Construct by a Double-Nozzle Assembling Technology. J. Bioact. Compatible Polym. 24 (3), 249-265 (2009).
  49. Visser, J., et al. Biofabrication of Multi-Material Anatomically Shaped Tissue Constructs. Biofabrication. 5 (3), 035007(2013).
  50. Boyd, D. A., Adams, A. A., Daniele, M. A., Ligler, F. S. Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape. Journal of visualized experiments: JoVE. (83), e50958(2014).
  51. Daniele, M. A., Adams, A. A., Naciri, J., North, S. H., Ligler, F. S. Interpenetrating Networks Based on Gelatin Methacrylamide and Peg Formed Using Concurrent Thiol Click Chemistries for Hydrogel Tissue Engineering Scaffolds. Biomaterials. 35 (6), 1845-1856 (2014).
  52. Daniele, M. A., Boyd, D. A., Adams, A. A., Ligler, F. S. Microfluidic Strategies for Design and Assembly of Microfibers and Nanofibers with Tissue Engineering and Regenerative Medicine Applications. Adv. Healthcare Mater. 4 (1), 11-28 (2015).
  53. Daniele, M. A., Radom, K., Ligler, F. S., Adams, A. A. Microfluidic Fabrication of Multiaxial Microvessels Via Hydrodynamic Shaping. RSC Advances. 4 (45), 23440-23446 (2014).
  54. Colosi, C., et al. Microfluidic Bioprinting of Heterogeneous 3D Tissue Constructs Using Low Viscosity Bioink. Adv. Mater. 28 (4), 677-684 (2015).
  55. Zhang, Y. S., et al. Bioprinting 3D Microfibrous Scaffolds for Engineering Endothelialized Myocardium and Heart-on-a-Chip. Biomaterials. 110, 45-59 (2016).
  56. Khademhosseini, A., et al. Microfluidic Patterning for Fabrication of Contractile Cardiac Organoids. Biomed. Microdevices. 9 (2), 149-157 (2007).
  57. Yue, K., et al. Synthesis, Properties, and Biomedical Applications of Gelatin Methacryloyl (GelMA) Hydrogels. Biomaterials. 73, 254-271 (2015).
  58. Loessner, D., et al. Functionalization, Preparation and Use of Cell-Laden Gelatin Methacryloyl-Based Hydrogels as Modular Tissue Culture Platforms. Nat. Protocols. 11 (4), 727-746 (2016).
  59. Aung, A., Theprungsirikul, J., Lim, H. L., Varghese, S. Chemotaxis-Driven Assembly of Endothelial Barrier in a Tumor-on-a-Chip Platform. Lab Chip. 16, 1886-1898 (2016).
  60. Shin, S. R., et al. A Bioactive Carbon Nanotube-Based Ink for Printing 2d and 3d Flexible Electronics. Adv. Mater. 28 (17), 3280-3289 (2016).
  61. Shin, S. R., et al. Aptamer-Based Microfluidic Electrochemical Biosensor for Monitoring Cell Secreted Cardiac Biomarkers. Anal. Chem. 88, 10019-10027 (2016).
  62. Zhang, Y. S., et al. Google Glass-Directed Monitoring and Control of Microfluidic Biosensors and Actuators. Sci. Rep. 6, 22237(2016).
  63. Colosi, C., et al. Rapid Prototyping of Chitosan-Coated Alginate Scaffolds through the Use of a 3d Fiber Deposition Technique. J. Mater. Chem. B. 2 (39), 6779-6791 (2014).
  64. Zhu, W., et al. Direct 3D Bioprinting of Prevascularized Tissue Constructs with Complex Microarchitecture. Biomaterials. 124, 106-115 (2017).
  65. Yu, Y., Zhang, Y., Martin, J. A., Ozbolat, I. T. Evaluation of Cell Viability and Functionality in Vessel-Like Bioprintable Cell-Laden Tubular Channels. J. Biomech. Eng. 135 (9), 091011-091011 (2013).
  66. Zhang, Y., Yu, Y., Chen, H., Ozbolat, I. T. Characterization of Printable Cellular Micro-Fluidic Channels for Tissue Engineering. Biofabrication. 5 (2), 025004(2013).
  67. Zhang, Y., Yu, Y., Ozbolat, I. T. Direct Bioprinting of Vessel-Like Tubular Microfluidic Channels. J. Nanotechnol. Eng. Med. 4 (2), 020902(2013).
  68. Dolati, F., et al. In Vitro Evaluation of Carbon-Nanotube-Reinforced Bioprintable Vascular Conduits. Nanotechnology. 25 (14), 145101(2014).
  69. Hansen, C. J., et al. High-Throughput Printing Via Microvascular Multinozzle Arrays. Adv. Mater. 25 (1), 96-102 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Microfluidic BioprintingVascularized TissueOrganoid EngineeringCore Sheath PrintheadGelMA Alginate BioinkIonic PhotocrosslinkingEndothelial Cell EncapsulationLumen Like StructuresSecondary Cell SeedingConfocal Microscopy

Powiązane artykuły