Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Podstawowe metody badania ekologii rozrodu ryb w akwariach

11.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55964

⸱

20 lipca 2017

 , 
1Laboratory of Fish Behavioral Ecology, Tateyama Station, Field Science Center, Tokyo University of Marine Science and Technology

W tym artykule

Podsumowanie

Opisano szereg podstawowych metod umożliwiających badanie ekologii reprodukcyjnej ryb trzymanych w akwariach. Są to przydatne protokoły do zbierania ryb za pomocą SCUBA, transportu żywych ryb i obserwacji zachowań reprodukcyjnych dziko żyjących ryb trzymanych w akwariach.

Streszczenie

Obserwacje hodowli w niewoli są cenne dla ujawnienia aspektów zachowania ryb i ekologii, gdy ciągłe badania terenowe są niemożliwe. W tym miejscu opisano szereg podstawowych technik umożliwiających obserwację zachowań reprodukcyjnych dziko żyjących ryb gobiidów, jako modelu, trzymanego w akwarium. Metoda koncentruje się na trzech etapach: zbieraniu, transporcie i obserwacjach ekologii rozrodu tarlaka substratu. Istotnymi aspektami zbierania i transportu żywych ryb są (1) zapobieganie urazom ryb oraz (2) staranna aklimatyzacja do akwarium. Zapobieganie szkodom spowodowanym urazami, takimi jak zadrapania lub nagła zmiana ciśnienia wody, jest konieczne podczas zbierania żywych ryb, ponieważ wszelkie uszkodzenia fizyczne mogą negatywnie wpłynąć na przeżycie i późniejsze zachowanie ryb. Staranna aklimatyzacja do akwariów zmniejsza częstość występowania zgonów i łagodzi szok związany z transportem. Obserwacje podczas chowu w niewoli obejmują (1) identyfikację poszczególnych ryb oraz (2) monitorowanie ikry tarłowej bez negatywnego wpływu na ryby lub ikrę, umożliwiając w ten sposób szczegółowe badanie ekologii reprodukcyjnej badanych gatunków. Podskórne wstrzyknięcie widocznego znacznika z elastomeru implantu (VIE) jest precyzyjną metodą późniejszej identyfikacji poszczególnych ryb i może być stosowana w przypadku ryb o szerokim zakresie wielkości, przy minimalnym wpływie na ich przeżywalność i zachowanie. Jeśli badany gatunek jest tarlakiem substratowym, który składa adhezyjne jaja, sztuczne miejsce na gniazdo zbudowane z rury z polichlorku winylu (PVC) z dodatkiem zdejmowanej wodoodpornej płachty ułatwi liczenie i monitorowanie jaj, zmniejszając wpływ badacza na zachowanie ryb związane z trzymaniem gniazda i ochroną jaj. Chociaż ta podstawowa metoda obejmuje techniki, które rzadko są szczegółowo omawiane w artykułach naukowych, mają one fundamentalne znaczenie dla podejmowania eksperymentów, które wymagają hodowli dzikich ryb w niewoli.

Wprowadzenie

Spektakularna ewolucja adaptacyjna jest widoczna w morfologii, ekologii i zachowaniu ryb1. Szczególnie zróżnicowane są cechy ekologiczne związane z reprodukcją, a na większość z nich bezpośredni wpływ może mieć indywidualny fitness2. Aby uzyskać wgląd w presje selekcyjne, które doprowadziły do ewolucji unikalnych cech u różnych gatunków ryb, bezpośrednia obserwacja zachowań reprodukcyjnych i społecznych z wykorzystaniem żywych ryb jest często korzystna dla uzasadnienia hipotez teoretycznych.

Jednak ciągłe obserwacje terenowe ryb mogą wymagać specjalistycznego sprzętu podwodnego i urządzeń, które są trudne do utrzymania. W takich przypadkach pomocne mogą być obserwacje dziko żyjących ryb hodowanych w akwarium3,4,5. Ponadto, efektywne obserwacje zachowań ryb, które w innym przypadku są rzadkie lub trudne do zaobserwowania w warunkach naturalnych, mogą stać się możliwe dzięki manipulowaniu eksperymentami w aquaria6,7,8. Hodowla ryb w dobrych warunkach poprzez minimalizację sztucznego stresu i uszkodzeń fizycznych ma kluczowe znaczenie dla dokładnych badań ekologicznych.

Babka karłowata Trimma marinae osiąga 23-25 mm całkowitej długości i występuje w zachodniej części Oceanu Spokojnego, gdzie znajduje się w cichych, osłoniętych zatokach, na głębokości 9-26 m9. W niniejszej pracy T. marinae jest używany jako model do opisania szeregu podstawowych technik zbierania ryb za pomocą niezależnego podwodnego aparatu oddechowego (SCUBA), transportu ryb i ostatecznej aklimatyzacji ryb do akwariów w celu bezpośredniej obserwacji zachowań reprodukcyjnych i ekologii badanych gatunków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Zbieranie i transport żywych ryb

UWAGA: Ten protokół opisuje, jak zbierać ryby posiadające pęcherz gazowy, z głębokości ≥15 m na powierzchnię. Szybki transport na powierzchnię spowoduje rozszerzenie pęcherza gazowego przez zmianę ciśnienia, co może poważnie zaszkodzić lub zabić ryby. Ostrożność jest uzasadniona, ponieważ uszkodzenia wyrządzone rybom podczas tego pierwszego kroku negatywnie wpłyną na ich przetrwanie i późniejsze zachowanie.

  1. Przed nurkowaniem z użyciem SCUBA należy zebrać następujące materiały: ręczną siatkę odpowiednią do chwytania wybranych gatunków pod wodą; podwójne worki polietylenowe, które są wystarczająco duże dla ryb; gumki recepturki (ø 80 mm x 6 mm); butlę tlenową do napełniania worków do zbierania na powierzchni; Elbagin, który jest środkiem przeciwdrobnoustrojowym zawierającym 10% nifurstyrenianu sodu; pudełko z pianki polistyrenowej, w którym umieszcza się worki do zbierania; pipety; oraz W razie potrzeby (patrz krok 1.4), linę o długości odpowiadającej maksymalnej głębokości nurkowania, a także o wadze co najmniej 2 kg.
  2. Podczas nurkowania zbierz wybrane gatunki ryb za pomocą ręcznej siatki; będąc jeszcze pod wodą, umieść złapane ryby w worku polietylenowym i zawiąż usta worka gumką. Jeśli transport ryb do akwarium zajmie ≥1 dzień, zachowaj również wodę z naturalnego środowiska w innych workach, które zostaną wykorzystane do odnowienia wody do akwarystyki.
    UWAGA: Ze względów bezpieczeństwa zadania podwodne muszą być wykonywane przez co najmniej dwie osoby.
  3. Wynurzanie się na powierzchnię od punktu zbiórki z workami z rybami z prędkością nie większą niż 1 m/min: na głębokości 10 m lub większej należy zaprzestać wynurzania się na 1-5 minut co 2 m, a od głębokości 10 m do powierzchni zatrzymywać się na 1-5 minut co 1 m. Gdy złowione ryby nie są w stanie utrzymać swojej wyporności w worku (tj. jeśli unoszą się w górę z rozszerzonym pęcherzem gazowym, jednocześnie próbując płynąć w kierunku dna), albo utrzymują tę samą głębokość przez 1 - 5 minut, albo schodzą na głębokość 1 - 2 m. Gdy wydaje się, że ryby odzyskują pływalność, wznów wynurzanie się na powierzchnię.
    UWAGA: Jeśli istnieje możliwość, że powietrze w butli do nurkowania wyczerpie się podczas wynurzania, przymocuj linę do worka polietylenowego i przymocuj obciążnik o wadze ≥2 kg; Po bezpiecznym wynurzeniu się operatora podwodnego wyciągnij go na powierzchnię z tymi samymi prędkościami, jak określono powyżej.
  4. Na plaży lub łodzi rozpuść 10 ppm Elbagin w wodzie z każdej torby polietylenowej po wynurzeniu.
    UWAGA: Chociaż niektóre ryby mogą nie być w stanie utrzymać swojej pływalności tuż po wydostaniu się na powierzchnię, można oczekiwać, że większość z nich wyzdrowieje w ciągu jednego dnia.
  5. Jeśli gęstość ryb w worku zbiorczym jest duża, podziel ryby na więcej worków, aby zapobiec ich wzajemnemu uszkodzeniu poprzez ocieranie się o siebie podczas transportu. Jeśli ryba jest gatunkiem agresywnym, podziel je pojedynczo między worki.
  6. Napompuj worek zbiorczy tlenem i ponownie zamknij wylot worka za pomocą gumek. Podczas wprowadzania tlenu do worka opuść dyszę do wody w worku, aby zwiększyć zawartość rozpuszczonego tlenu; W pełni rozwinięta torba powinna być wypełniona wodą w 1/4
    7. .
  7. Przechowuj worki zbiorcze z rybami w pudełku z pianki polistyrenowej, aby utrzymać stabilną temperaturę wody i zmniejszyć stres ryb w ciemnościach.
  8. Jeśli transport ryb do akwarium zajmie ≥1 dzień, raz dziennie należy wymienić od 1/4 do 1/3 wody w każdym worku do hodowli ryb, używając wody zatrzymanej z siedliska, do którego dodano 10 ppm Elbagin, i ponownie zapakować każdy z nich w tlen. Każdego dnia usuwaj martwe ryby i odchody z dna za pomocą ręcznej siatki lub pipety.
    UWAGA: Jeśli w grę wchodzi transport samolotem, przed transportem należy odczekać co najmniej 1 dzień na aklimatyzację ryb do ciśnienia powietrza na powierzchni, ponieważ dwustopniowa zmiana ciśnienia (z podwodnego na powierzchniowy i z powierzchni na górny) w krótkim okresie może negatywnie wpłynąć na przeżycie ryb.

2. Aklimatyzacja ryb do akwarium

  1. Umieść torbę zawierającą ryby w akwarium przez 30 minut, aby wyrównać temperaturę wody.
  2. W ciągu 10 minut stopniowo wymieniaj wodę z worka na wodę akwariową, aby uniknąć szoku spowodowanego nagłą różnicą w składzie chemicznym wody (np. pH, zasolenie).
    UWAGA: Ryba, która jest zszokowana zbyt dużą różnicą w składzie chemicznym wody, może wykazywać nienormalną zmianę koloru ciała i/lub zachowania. Uważnie monitoruj to podczas aklimatyzacji.
  3. Rozpuść 10 ppm Elbagin w wodzie akwariowej.
  4. Następnie, raz dziennie przez 3 dni, wymieniaj 1/3 wody w akwarium, dodając 10 ppm Elbagin do wody zastępczej.
  5. Na koniec zacznij eliminować Elbagin, wymieniając połowę wody w akwarium raz dziennie, aż kolor zniknie.

3. Wstrzykiwanie widocznego znacznika z elastomeru implantu (VIE) w celu identyfikacji poszczególnych ryb

UWAGA: W tej pracy poszczególne ryby są identyfikowane za pomocą znaczników VIE; przykłady można znaleźć w Frederick10, Olsen and Vøllestad11, oraz Leblanc and Noakes12. Ponadto, jeśli badany gatunek jest wystarczająco duży, aby trzymać go w dłoni, stół chirurgiczny użyty w kroku 3.2 nie będzie konieczny.

  1. Określ pozycję wtrysku i kolor znacznika dla każdej osoby. Najbezpieczniejszą opcją jest wybór miejsca wstrzyknięcia w grubej, muskularnej, grzbietowej lub ogonowej części ciała i unikanie wstrzykiwania go w jamę brzuszną, gdzie może zostać przekłute narządy wewnętrzne.
    UWAGA: System numeracji jest opisany w Rysunek 1: jeśli badany gatunek jest wystarczająco duży, aby można go było wstrzyknąć w 8 możliwych pozycji, system ten pozwoli na identyfikację 154 osobników za pomocą jednego koloru. Na rynku dostępnych jest dziesięć kolorów identyfikatorów VIE. Wybierz wyróżniający się kolor na podstawie koloru ciała ryby.
  2. W przypadku ryb, które są mniejsze niż można je trzymać w dłoni, przygotuj stół chirurgiczny w następujący sposób (patrz również Kinkel et al.13) (Rysunek 2).
    1. Wytnij miękką gąbkę o wymiarach 5 cm dł. x 5 cm szer., która jest co najmniej 5 - 10 mm niższa niż wysokość szalki Petriego.
    2. Wytnij rowek w gąbce o głębokości około 5 - 10 mm i dostosuj jego szerokość do przybliżonej szerokości ciała ryby. Przytnij płytę z polichlorku winylu (PCV) (grubość 0,3 mm) do 5 cm dł. x 5 cm szer. i zagnij ją w fałd koszowy (lub w kształcie litery M).
    3. Umieść ryflowaną płytę PCV na wierzchu rowkowanej gąbki, a następnie umieść gąbkę na szalce Petriego (ø 160 mm, głębokość 30 mm). Użyj wody ze zbiornika rekuperacyjnego, aby napełnić szalkę Petriego, aż płyta PCV zostanie odpowiednio zanurzona.
  3. Znaczniki info pods należy przygotować zgodnie z instrukcją oznaczania info pods. Wymieszać materiały elastomerowe i dodać mieszaninę do strzykawki o pojemności 3 ml z igłą o rozmiarze 29 rozmiarów, zgodnie z zestawem.
  4. Przygotuj dwa zbiorniki na wodę do użycia podczas wykonywania iniekcji znaczników: jeden do znieczulenia i jeden do rekonwalescencji; dostosuj ich temperaturę i stężenie zasolenia, aby pasowały do wody w akwarium hodowlanym. Użyj pompy powietrza z kamieniem napowietrzającym, aby delikatnie rozprowadzić wodę w zbiorniku rekuperacyjnym.
  5. Przygotować płyn znieczulający, mieszając 2-metylochinolinę z równą objętością 99,5% etanolu; dodać go do zbiornika anestezjologicznego, aby osiągnąć stężenie 18 ppm.
    UWAGA: Optymalne stężenie płynu znieczulającego będzie zależało od gatunku i wielkości ciała osobników. Dlatego należy wcześniej sprawdzić optymalne stężenie dla badanego gatunku.
  6. Przenieś poszczególne ryby do zbiornika anestezjologicznego i pozwól im się znieczulić: to znaczy poczekaj, aż ryby nie zareagują na dotyk lub wibracje wody po stuknięciu w zewnętrzną stronę zbiornika. Ponieważ kolor ciała zmienia się po znieczuleniu u wielu ryb, uważnie monitoruj również kolor ciała i oceniaj, czy ryba jest znieczulona na podstawie jego zmian. Ponieważ istnieje pewna możliwość, że ryby mogą wyskoczyć ze zbiornika anestezjologicznego, przykryj go przezroczystą akrylową deską, przynajmniej do momentu, gdy ryby zaczną się powoli poruszać.
    UWAGA: Dostosuj czas potrzebny do znieczulenia i/lub dostosuj stężenie płynu znieczulającego, w zależności od badanego gatunku i jego wielkości ciała. Jeśli ruch wieczka zostanie kiedykolwiek zatrzymany przez znieczulenie, ryba będzie narażona na wysokie ryzyko śmierci.
  7. Ponieważ ryby słabną, jeśli ich ciało zostanie ogrzane, trzymaj palce w stosunkowo zimnej wodzie podczas znieczulania ryby.
  8. Podnieś rybę ze zbiornika anestezjologicznego i szybko ją zmierz lub zapisz niezbędne dane (długość całkowita, płeć itp.). Jeśli wydaje się, że ryba dochodzi do siebie podczas pomiaru, natychmiast przenieś ją z powrotem do zbiornika anestezjologicznego.
  9. Przenieś rybę na stół chirurgiczny. Umieść rybę brzuszną stroną do dołu w rowku PCV. Jeśli rozmiar ciała jest bardzo mały, podczas wykonywania wstrzyknięcia należy użyć mikroskopu dwuokularowego. Jeśli badany gatunek jest wystarczająco duży, aby trzymać go w dłoni, wstrzyknąć znacznik VIE podczas jego trzymania.
  10. Ustawić skośną stronę igły na zewnątrz i skierowaną w stronę głowy ryby. Wprowadzić igłę podskórnie, mniej więcej równolegle do ciała i jak najbliżej tuż pod skórą. Dostosuj głębokość wsunięcia w zależności od wielkości ciała ryby i łatwości, aby ostatecznie zobaczyć znacznik.
  11. Należy wstrzyknąć znacznik VIE podczas wyjmowania igły i przerwać wstrzyknięcie, zanim skos igły dotrze do punktu wejścia igły (będzie to łatwe do zauważenia w przypadku wstrzyknięcia znacznika w stosunkowo szerokim obszarze).
  12. Po zakończeniu wstrzykiwania znacznika należy natychmiast przenieść rybę do zbiornika regeneracyjnego. Jeśli powrót do zdrowia wydaje się zbyt powolny, delikatnie rozprowadź wodę ręcznie.
  13. Po wyzdrowieniu zwróć ryby do akwarium hodowlanego i kontynuuj dodawanie 10 ppm Elbagin do wody przez 3 dni.
    UWAGA: W warunkach słabej widoczności dla znaczników VIE, światło z filtrem UVA ułatwi ich rozpoznanie.

4. Liczenie jaj kleju dennego

  1. Aby stworzyć sztuczne gniazdo tarłowe, do którego ryby mogą składać adhezyjne jaja, należy przeciąć nieprzezroczystą rurę PVC (ø 5 cm, 6 cm długości) na pół, prostopadle do średnicy.
    UWAGA: Powyższy rozmiar rury jest odpowiedni do tarła stosunkowo małych babek T. marinae. W związku z tym dostosuj rozmiar i kształt rury PVC zgodnie z potrzebami badanego gatunku.
  2. Wydrukuj siatkę o wymiarach 5 mm x 5 mm na wodoodpornym arkuszu i wytnij ją tak, aby pasowała do wewnętrznej części rury PVC.
  3. Przymocuj wodoodporną blachę do wewnętrznej strony rury PVC za pomocą gumki recepturki.
    UWAGA: Jeśli samice mają trudności z przymocowaniem jaj do wodoodpornego prześcieradła, a jaja spadają z prześcieradła, wykonaj arkusz teksturowany papierem ściernym.
  4. Przykryj dno akwarium warstwą piasku o grubości 1-2 cm. Włóż około jednej trzeciej rury PVC ukośnie w piasek, stroną przymocowaną do arkusza do dołu.
  5. Po udanym tarle przez rybę usuń arkusz z masą jajową z rury PVC i umieść go na szalce Petriego z wodą akwariową. Zamocuj nowy arkusz wewnątrz rury PVC i umieść go z powrotem na dnie akwarium. Na koniec policz jajka, fotografując masę jaj.
    1. Alternatywnie, jeśli po tarle mają być przeprowadzone obserwacje rodzicielskiej opieki nad jajami, należy uważać, aby nie wyjmować jaj z wody. Zamiast tego użyj szalki Petriego, aby zebrać jaja i arkusz wraz z wodą akwariową, szybko sfotografuj masę jajową, a następnie ostrożnie ponownie przymocuj arkusz z masą jajową z powrotem do tej samej rury PCV, zanim przywrócisz wszystko do pierwotnej pozycji na dnie akwarium. Na koniec policz jajka za pomocą obrazka.
  6. Policz jaja za pomocą ImageJ (Rysunek 3). Te automatyczne i ręczne metody liczenia komórek są szczegółowo wyjaśnione w następujący sposób: Podstawowe liczenie komórek (Uniwersytet w Chicago, Integrated Light Microscopy Core Facility, http://digital.bsd.uchicago.edu/image_j.php); Analiza cząstek (http://imagej.net/Particle_Analysis); Licznik komórek (https://imagej.net/Cell_Counter).
    1. W przeciwnym razie, jeśli jaja są składane gęsto, oszacuj liczbę jaj, obliczając stosunek powierzchni do gęstości: policz jaja w wydrukowanej siatce 5 x 5 mm2, aby obliczyć gęstość jaj, zmierz powierzchnię pokrytą jajami za pomocą ImageJ i oszacuj całkowitą liczbę jaj od góry gęstości na jednostkę i powierzchnię. Powyższa metoda pomiaru pola powierzchni za pomocą ImageJ jest wyjaśniona w następujący sposób: Skala zestawu... (Oddział Usług Badawczych, https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html); Wyjaśnia, jak zdefiniować skalę przestrzenną obrazu; Używanie ImageJ do pomiaru powierzchni (Keene State College, Academic Technology, https://dept.keene.edu/at/2011/04/15/by-matthew-ragan/).
      UWAGA: Jeśli jajka są przezroczyste, wodoodporny arkusz jest bardziej odpowiedni do metody automatycznego liczenia, ponieważ ImageJ może rozpoznać kontur jaj pojedynczo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zgodnie z powyższymi metodami, w kwietniu 2014, 2015 i 2016 roku, odpowiednio 41, 15 i 96 osobników T. marinae zostało zebranych u wybrzeży Amami Oshima w prefekturze Kagoshima w Japonii (Tabela 1). W każdym z tych przypadków 25 (61%), 14 (93%) i 91 (95%) osobników przeżyło do momentu złożenia ikry w akwarium. Jak zgłoszono w pracy Fukuda et al.3, tylko jedna ryba padła przed końcem okresu obserwacji w 2014 roku, a tarło ryb wydaw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ekologia reprodukcyjna wielu ryb często ujawniała się poprzez hodowlę eksperymentalną. Zwłaszcza zmiana płci 6,8,14, wybór partnera15,16 i konkurencja wewnątrzgatunkowa 7,17 były częstymi tematami szczegółowych badań na rybach hodowanych w akwarium. Co więcej, niektóre wyniki zaobserwowane w akwariach zostały póź...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy S. Yokoyamie za pomoc w zbieraniu ryb. Jesteśmy również wdzięczni W. Kawamurze za pomocne rady dotyczące metod chowu. Badanie to było wspierane przez Japońskie Towarzystwo Promocji Nauki (KAKENHI) poprzez granty (nr 24370006 i 16K07507) przyznane T.S.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Siatka ręcznaNissoAQ-17Wybierz dla docelowej wielkości gatunku.
Torba polietylenowaSan-U Fish Farm8194
GumkaESCO Co. LTD.78-0420-64ø 80 mm x 6 mm
Butla tlenowaN/AN/AButla Oxgen do skafandrów sprzętu do nurkowania.
ElbaginJaponia Pet Design Co., Ltd.75950Pafurazine F (dostarczany przez tę samą firmę) jest lekiem równoważnym z Elbaginem.
Pudełko z pianki polistyrenowejN/AN/A
PipetaAS ONE1-8625-04
LinaMizukami Kinzoku Co., LTD.
WagaNIEDOTYCZYWaga dla kombinezonów do nurkowania.
Zbiornik na wodęN/AN/A
Pompa powietrzaKOTOBUKI4972814 062115
Kamień napowietrzającyKOTOBUKI4972814 232204
2-Metylochinolina Wako170-00376
Etanol (99,5)Wako057-00456
Widoczny zestaw znaczników elastomerowych do implantówNorthwest Marine TechnologyN/Ahttp://www.nmt.us/products/vie/vie.shtml
Miękka gąbkaN/A/A
PVCogrubości 0,3 mm jest łatwa w użyciu.
Szalka PetriegoNIEDOTYCZYNie dotyczy Duża płytka, taka jak  ø 160 mm i głębokość 30 mm, jest wygodna do wstrzykiwania znacznika VIE.
Przezroczysta płyta akrylowaNIEDOTYCZY N/A
światło z filtrem UVA Rura N/A/A
PVCN/AN/Aø 5 cm
Arkusz wodoodpornySOMAR Corp.3EKW03Folia do zwykłej kserokopiarki.
PiasekN/AN/A
Mikroskop stereoskopowyN/AN/A
KameraN/AN/A N/A
95301601 N N

Bibliografia

  1. Helfman, G., Collette, B. B., Facey, D. E., Bowen, B. W. The Diversity of Fishes: Biology, Evolution, and Ecology. , Wiley-Blackwell. Oxford. (2009).
  2. Davies, N. B., Krebs, J. R., West, S. A. An Introduction to Behavioural Ecology. , 4th ed, Wiley-Blackwell. Oxford. (2012).
  3. Fukuda, K., Manabe, H., Sakurai, M., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. Monogamous mating system and sexuality in the gobiid fish, Trimma marinae (Actinopterygii: Gobiidae). J Ethol. 35 (1), 121-130 (2017).
  4. Manabe, H., Matsuoka, M., Goto, K., Dewa, S., Shinomiya, A., Sakurai, M., Sunobe, T. Bi-directional sex change in the gobiid fish Trimma sp.: does size-advantage exist? Behaviour. 145 (1), 99-113 (2008).
  5. Sakurai, M., Nakakoji, S., Manabe, H., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. Bi-directional sex change and gonad structure in the gobiid fish Trimma yanagitai. Ichthyol Res. 56 (1), 82-86 (2009).
  6. Sunobe, T., Nakazono, A. Sex change in both directions by alteration of social dominance in Trimma okinawae (Pisces: Gobiidae). Ethology. 94 (4), 339-345 (1993).
  7. Wong, M. Y., Munday, P. L., Buston, P. M., Jones, G. P. Monogamy when there is potential for polygyny: tests of multiple hypotheses in a group-living fish. Behav Ecol. 19 (2), 353-361 (2008).
  8. Kuwamura, T., Suzuki, S., Tanaka, N., Ouchi, E., Karino, K., Nakashima, Y. Sex change of primary males in a diandric labrid Halichoeres trimaculatus: coexistence of protandry and protogyny within a species. J Fish Biol. 70 (6), 1898-1906 (2007).
  9. Winterbottom, R. Two new species of the Trimma tevegae species group from the Western Pacific (Percomorpha: Gobiidae). Aqua J Ichthyol Aquat Biol. 10, 29-38 (2005).
  10. Frederick, J. L. Evaluation of fluorescent elastomer injection as a method for marking small fish. Bull Mar Sci. 61 (2), 399-408 (1997).
  11. Olsen, E. M., Vøllestad, L. A. An evaluation of visible implant elastomer for marking age-0 brown trout. N Am J Fish Manag. 21 (4), 967-970 (2001).
  12. Leblanc, C. A., Noakes, D. L. Visible implant elastomer (VIE) tags for marking small rainbow trout. N Am J Fish Manag. 32 (4), 716-719 (2012).
  13. Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. Intraperitoneal injection into adult zebrafish. J Vis Exp. (42), e2126(2010).
  14. Reavis, R. H., Grober, M. S. An integrative approach to sex change: social, behavioural and neurochemical changes in Lythrypnus dalli (Pisces). Acta Ethol. 2 (1), 51-60 (1999).
  15. Milinski, M., Bakker, T. C. Female sticklebacks use male coloration in mate choice and hence avoid parasitized males. Nature. 344, 330-333 (1990).
  16. Basolo, A. L. Phylogenetic evidence for the role of a pre-existing bias in sexual selection. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 259 (1356), 307-311 (1995).
  17. Milinski, M. Optimal forging: the influence of intraspecific competition on diet selection. Behav Ecol Sociobiol. 11 (2), 109-115 (1982).
  18. Manabe, H., Ishimura, M., Shinomiya, A., Sunobe, T. Field evidence for bidirectional sex change in the polygynous gobiid fish Trimma okinawae. J Fish Biol. 70 (2), 600-609 (2007).
  19. Stammler, K. L., Corkum, L. D. Assessment of fish size on shelter choice and intraspecific interactions by round gobies Neogobius melanostomus. Environ Biol Fishes. 73 (2), 117-123 (2005).
  20. Matsumoto, Y., Tawa, A., Takegaki, T. Female mate choice in a paternal brooding blenny: the process and benefits of mating with males tending young eggs. Ethology. 117 (3), 227-235 (2011).
  21. McCormick, M. I. Behaviorally induced maternal stress in a fish influences progeny quality by a hormonal mechanism. Ecology. 79 (6), 1873-1883 (1998).
  22. Knaepkens, G., Bruyndoncx, L., Coeck, J., Eens, M. Spawning habitat enhancement in the European bullhead (Cottus gobio), an endangered freshwater fish in degraded lowland rivers. Biodivers Conserv. 13 (13), 2443-2452 (2004).
  23. Shiogaki, M., Dotsu, Y. The life history of the gobiid fish, Zonogobius boreus. Bulletin of the Faculty of Fisheries, Nagasaki University. 37, 1-8 (1974).
  24. Meunier, B., Yavno, S., Ahmed, S., Corkum, L. D. First documentation of spawning and nest guarding in the laboratory by the invasive fish, the round goby (Neogobius melanostomus). J Great Lakes Res. 35 (4), 608-612 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Znakowanie VIEidentyfikacja rybiniekcja podskórnaprotokół znieczuleniastół operacyjnymonitorowanie ikryobserwacja akwariowatransport dzikich rybaklimatyzacja ryb
Podstawowe metody badania ekologii rozrodu ryb w akwariach
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.