Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

In vivo (in vivo) Ocena właściwości mechanicznych i lepkosprężystych języka szczura

8.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56006

⸱

6 lipca 2017

 ,  ,  , 
1Department of Physiology and Pennsylvania Muscle Institute, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 2Center for Sleep & Circadian Neurobiology, University of Pennsylvania

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy zabieg chirurgiczny na znieczulonym modelu szczura w celu określenia napięcia mięśniowego i właściwości lepkosprężystych języka. Zabieg polega na specyficznej stymulacji nerwów podjęzykowych i zastosowaniu biernych krzywych siły/deformacji Lissajous do mięśnia.

Streszczenie

Język jest wysoce unerwionym i unaczynionym hydrostatem mięśniowym na dnie jamy ustnej większości kręgowców. Jego podstawowe funkcje obejmują wspomaganie żucia i rozklejania, a także wyczuwanie smaku i fonetyki. W związku z tym siła i objętość języka może wpływać na zdolność kręgowców do wykonywania podstawowych czynności, takich jak karmienie, komunikowanie się i oddychanie. Pacjenci z bezdechem sennym mają powiększone języki, charakteryzujące się obniżonym napięciem mięśniowym i zwiększoną ilością tłuszczu śródmięśniowego, które można uwidocznić i określić ilościowo za pomocą rezonansu magnetycznego (MRI). Możliwości pomiaru generowania siły i właściwości lepkosprężystych języka stanowią ważne narzędzia do uzyskiwania informacji funkcjonalnych w celu skorelowania z danymi obrazowymi. W tym miejscu przedstawiamy techniki pomiaru wytwarzania siły językowej u znieczulonych szczurów Zuckera poprzez elektryczną stymulację nerwów podjęzykowych oraz określania właściwości lepkosprężystych języka poprzez zastosowanie pasywnych krzywych siły Lissajousa / deformacji.

Wprowadzenie

Język zapewnia niezbędne wsparcie dla przeżuwania, deglutition, wyczuwania smaku i mówienia. Obecność muskulatury zewnętrznej i wewnętrznej, z wyraźnym unerwieniem i anatomią/funkcją, stanowi o wyjątkowości tego hydrostatu mięśniowego. Ostatnie postępy w technikach obrazowania dostarczyły bardziej szczegółowego obrazu jego złożonej anatomii1. Zmniejszona funkcjonalność języka, atrofia języka, dysfagia i wady wymowy są również częstymi objawami stanów miopatycznych, takich jak Parkinson2, stwardnienie zanikowe boczne (ALS)3, dystrofia miotoniczna (MD)4 i inne miopatie.

Zmiany w składzie mięśni związane z powszechnymi stanami chorobowymi wpływają na mechaniczne i lepkosprężyste właściwości języka. Na przykład analiza funkcjonalna siły języka ujawniła zmiany we właściwościach skurczowych związane ze starzeniem się5,6, hypoxia7,8 i otyłość9,10. W przypadku dystrofii mięśniowej zwiększone zwłóknienie prowadzi do większej sztywności mięśni, co przekłada się na mniejszą podatność na deformację, gdy stosowany jest protokół deformacji Lissajousa11. I odwrotnie, zmiany w zawartości tkanki tłuszczowej w mięśniach, takie jak te udokumentowane u otyłych pacjentów, zmieniają zarówno metabolic12, jak i właściwości mechaniczne mięśni szkieletowych13,14 i przewiduje się, że zwiększają podatność mięśni na deformację. Zwiększona ilość tłuszczu na języku koreluje również z rozwojem obturacyjnego bezdechu sennego (OBS) u ludzi17 poprzez zwiększenie objętości języka do punktu częściowego niedrożności górnych dróg oddechowych (bezdechu)15,16. Podobnie jak u ludzi, infiltracja tłuszczu na języku została udokumentowana u otyłych szczurów Zuckera10, co sugeruje, że model ten jest cennym narzędziem do badania wpływu naciekania tłuszczu na fizjologię języka.

Pomiar siły działania języka wymaga delikatnych technik chirurgicznych w celu wyizolowania i obustronnej stymulacji nerwów podjęzykowych17,18. Takie techniki zostały wcześniej opisane w rats5,17,19,20, rabbits21 i humans22,23, ale z ograniczonymi pomocami wizualnymi dla badacza. Ze względu na jej wysoce techniczny charakter, dostępność szczegółowego protokołu znacznie poprawiłaby dostępność i odtwarzalność tej techniki. Celem naszego eksperymentalnego paradygmatu jest zilustrowanie ważnej i wiarygodnej techniki pomiaru siły i właściwości lepkosprężystych języka w modelu szczurzym. Aby to osiągnąć, szczur jest znieczulany, nerwy podjęzykowe są odsłaniane, a tchawica jest kaniulowana, aby zapewnić swobodny dostęp do języka zwierzęcia. Pętla do szwów łączy następnie czubek języka z przetwornikiem siły, zdolnym do kontrolowania zarówno siły, jak i długości, podczas gdy dwie bipolarne elektrody hakowe stymulują nerwy podjęzykowe w celu wywołania skurczu języka. Po zakończeniu pomiaru siły, możliwości kontroli długości przetwornika siły są wykorzystywane do szybkiej zmiany długości języka, zgodnie z protokołem sinusoidalnym o stałej amplitudzie (krzywe Lissajousa), czasie trwania i częstotliwości, co pozwala na określenie jego właściwości lepkosprężystości11,24. Protokół poprowadzi badacza przez kolejne etapy sekcji, umiejscowienie zwierzęcia na platformie doświadczalnej, rozmieszczenie elektrod, a na końcu do pozyskiwania i analizowania danych dotyczących siły i lepkosprężystości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury, w tym te z udziałem zwierząt, zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) Uniwersytetu Pensylwanii (numer protokołu 805822). Opisana procedura ma charakter terminalny i nie wymaga zastosowania warunków aseptycznych ani produktów o czystości farmaceutycznej.

1. Procedury chirurgiczne

Kroki procedury chirurgicznej na języku zwierzęcia, z użyciem instrumentów, ilustrujące rozszerzenie i naprawę tkanek.
Rycina 1: Procedury chirurgiczne.
(A) Wyznaczenie planu chirurgicznego. Czerwona przerywana linia wskazuje obszar nacięcia. Dwie czarne linie wskazują położenie żuchwy, natomiast dolna czarna linia zaznacza położenie klatki piersiowej. Niebieska linia wskazuje kość gnykową. (B) Obnażenie brzuszca tylnego mięśnia dwubrzuśczastego (strzałki) po rozcięciu tępym tkanki tłuszczowej, gruczołów podjęzykowych i podżuchwowych. (C) Resekcja brzuszca tylnego mięśnia dwubrzuśczastego (zielona przerywana linia) w celu odsłonięcia nerwu językowego dolnego (biała strzałka). (D) Nerw językowy dolny (biała strzałka) zostaje uwolniony z otaczającej go powięzi. (E) Tchawica zostaje odsłonięta poprzez delikatne rozsuwanie otaczających ją mięśni gładkich (zielone strzałki wskazują kierunek przyłożonej siły) i uniesiona (F) w celu przygotowania do intubacji. Gwiazdka wskazuje miejsce przyczepu języka do kości gnykowej. Zielona przerywana linia zaznacza miejsce nacięcia do intubacji. Biała strzałka wskazuje luźny węzeł przygotowany do zamocowania kaniuli po jej wprowadzeniu. (G) Nacięcie tchawicy w celu kaniulacji. (H) Kaniula tchawicza zostaje wprowadzona i zamocowana za pomocą węzła kwadratowego. (I) Nałożenie szwu na język. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Znieczulenie i przygotowanie do zabiegu
    1. Umieścić szczura w komorze indukcyjnej z 4% znieczuleniem izofluranem.
    2. Położyć zwierzę na plecach nad źródłem ciepła i podtrzymywać znieczulenie 1 - 3% izofluranem za pomocą maski nosowej, zapewniając częstość oddechów na poziomie co najmniej 70 na minutę.
    3. Ogolić obszar szyi za pomocą trymera oraz kremu do depilacji. Podczas stosowania kremu do depilacji rozprowadzić go aplikatorem z bawełnianą końcówką do momentu usunięcia sierści. Przedłużona ekspozycja na krem do depilacji może spowodować podrażnienie skóry.
    4. Oczyścić pole operacyjne 70% alkoholem (Rycina 1A).
    5. Sprawdzić wzorzec oddechowy i odruchy zwierzęcia (brak odruchu na ucisk palca) przed wykonaniem pierwszego nacięcia. Ciągłe monitorowanie i ocena głębokości znieczulenia są niezbędne (rejestrować częstość oddechów i brak odruchów co 10 min); zwierzę musi znajdować się w głębokiej, chirurgicznej płaszczyźnie znieczulenia przez cały czas trwania procedury.
  2. Identyfikacja nerwów językowo-gardłowych
    1. Otworzyć pole operacyjne za pomocą nożyczek chirurgicznych, wycinając i usuwając skórę zgodnie z oznaczeniem czerwoną przerywaną linią na Rycina 1A.
    2. Wykonać tępą dyssekcję przez tkankę tłuszczową, ślinianki podjęzykowe i podżuchwowe oraz warstwę mięśniową otaczającą tchawicę.
      UWAGA: Należy zachować ostrożność podczas dyssekcji. W miarę możliwości stosować tępą dyssekcję i uważać, aby nie uszkodzić naczyń krwionośnych szyi.
    3. Zidentyfikować tylny brzuszek mięśnia dwbrzuszkowego (PD) bocznie względem tchawicy (Rycina 1B - białe strzałki). Nerw językowo-gardłowy przebiega pod tym mięśniem (Rycina 1C - biała strzałka). Za pomocą elektrokoagulacji wyciąć PD proksymalnie względem kości gnykowej (Rycina 1C - linia przerywana).
      UWAGA: Nie dopuścić do wyschnięcia nerwu ani otaczających go tkanek. Nanieść kroplę oleju mineralnego na nerw w celu jego ochrony. Aby uniknąć skurczu mięśni spowodowanego propagacją pola stymulacji z elektrod, ostrożnie wypalić tkankę mięśniową w potencjalnych miejscach kontaktu wokół nerwu.
    4. Używając precyzyjnej pęsety, oddzielić nerw językowo-gardłowy od otaczającej go powięzi. Za pomocą haczyka upewnić się, że co najmniej 3 mm nerwu jest dostępne do podłączenia elektrody bipolarnej (Rycina 1D).
    5. Używając mikroklamry hemostatycznej, zmiażdżyć nerw językowo-gardłowy tak dystalnie od kości gnykowej (Rycina 1D - biała strzałka), jak to możliwe, aby uniknąć wstecznej propagacji bodźca. Zmiażdżyć nerw, wywierając na niego nacisk mikroklamrą hemostatyczną przez 5 s. W momencie uchwycenia nerwu przez hemostatykę widoczne powinno być krótkie drgnienie u nasady języka.
    6. Powtórzyć procedurę po drugiej stronie.
  3. Intubacja tchawicy
    1. Odsłonić tchawicę, delikatnie oddzielając otaczające mięśnie gładkie poprzez tępą dyssekcję (Rycina 1E - zgodnie z zielonymi strzałkami).
      UWAGA: Zachować ostrożność i stosować preferencyjnie tępą dyssekcję. Porównać średnicę kaniuli z średnicą tchawicy. Kaniula powinna pasować prawidłowo do tchawicy i pozostać stabilnie włożona po zaszyciu, zgodnie z opisem w krokach od 1.3.2 do 1.3.5.
    2. Delikatnie unieść tchawicę za pomocą pęsety do wiązania szwów i przełożyć pod nią nici 4-0, blisko klatki piersiowej. Zawiązać początkowy luźny węzeł między 6. a 7. obrączką od krtani (Rycina 1F - biała strzałka). Węzeł ten zostanie zaciśnięty po wprowadzeniu kaniuli, aby utrzymać ją na miejscu.
    3. Wsunąć trzon pipety transferowej (nasmarować pipetę olejem mineralnym, aby ułatwić włożenie) pod tchawicę, aby ją unieść i ułatwić wprowadzenie kaniuli (kaniula IV 14 g x 3.25").
    4. Wyciąć małe nacięcie między 4. a 5. obrączką od krtani (Rycina 1G - biała strzałka). Po pierwszym nacięciu otwór będzie miał tendencję do rozszerzania się, dlatego należy zachować ostrożność przy wykonywaniu pierwszego cięcia, aby uniknąć całkowitego przecięcia tchawicy.
      UWAGA: Przed wykonaniem nacięcia tchawicy upewnić się, że kaniula jest gotowa, a podawanie znieczulenia jest włączone.
    5. Rozpocząć podawanie znieczulenia przez kaniulę i delikatnie wprowadzić ją w nacięcie, przesuwając ostrożnie wewnątrz tchawicy na długość około 5 obrączek. Zabezpieczyć kaniulę na miejscu szwem, aby stworzyć szczelne połączenie (Rycina 1H).
      UWAGA: Upewnić się, że żadna ciecz nie dostanie się do naciętej tchawicy, aby uniknąć uduszenia. Po nacięciu tchawicy zwierzę będzie oddychać powietrzem z otoczenia. Dlatego ważne jest szybkie wprowadzenie kaniuli, aby utrzymać podawanie znieczulenia. Podczas/w przypadku przemieszczania zwierzęcia monitorować prawidłowe położenie kaniuli w tchawicy.
    6. Delikatnie zdjąć zwierzę z maski nosowej.
      UWAGA: Stosowanie anestetyków dożylnych zamiast izofluranu może uprościć procedurę poprzez wyeliminowanie konieczności intubacji tchawicy i oczyszczenie przestrzeni eksperymentalnej z nadmiaru przewodów.
  4. Zszywanie języka
    1. Namoczyć 20 cm kawałek nici 5/0 (zalecamy jedwab, czarny pleciony) w PBS.
    2. Trzymając otwartą pyszczek szczura, delikatnie uchwycić czubek języka pęsetą do wiązania szwów.
    3. Przełożyć nić przyśrodkowo przez czubek języka (Rycina 1I - biała strzałka), dbając o to, aby język pozostawał wilgotny od soli fizjologicznej, aby uniknąć potencjalnego uszkodzenia tkanek.
    4. Związać pętlę o szerokości około 4 cm (średnica może ulec zmianie w zależności od odległości między zwierzęciem a przetwornikiem siły).
      UWAGA: Upewnić się, że nić i język są mokre, aby ułatwić wprowadzenie i uniknąć niepotrzebnych uszkodzeń tkanek.

2. Układ doświadczalny

Metoda chirurgiczna w mózgu szczura; wprowadzanie elektrod, eksperyment stymulacji nerwowej, szczegółowa konfiguracja.
Rycina 2: Pozycjonowanie i unieruchomienie zwierzęcia.
(A) Mysz jest ustawiona na platformie eksperymentalnej. Szczęka jest unieruchomiona, a pysk utrzymywany w pozycji otwartej poprzez zastosowanie pionowego naciągu (zielona strzałka). Pętla szewna jest połączona z przetwornikiem siły (biała strzałka). (B) Elektrody są podłączone. (C) Każda elektroda, zamocowana na mikromanipulatorze, jest stabilnie połączona z nerwem. Wstawka przedstawia zakończenie elektrody hakowej. (D) Optymalna długość języka jest mierzona za pomocą suwmiarki, od miejsca przyczepu na poziomie kości gnykowej do czubka języka. Na tym zdjęciu elektrody zostały usunięte dla zwiększenia przejrzystości. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Uwaga: Umieść zwierzę w pozycji grzbietnej na podgrzewanej tacy urządzenia, stosując następujące środki zabezpieczające, aby uniknąć poruszania się podczas eksperymentu.

  1. Przymocuj nos szczura do tacy za pomocą metalowej opaski skręcanej w plastikowej otoczce, bezpośrednio połączonej z podgrzewaną platformą (Rysunek 2A, 2B).
  2. Utrzymaj pysk szczura otwarty, przykładając napięcie pionowe (użyj trzystronnego wirnika przymocowanego do monofilamentowej żyłki testowej o wytrzymałości 9 kg i utrzymaj w miejscu za pomocą uchwytu do kamery) (Rysunek 2A - zielona strzałka).
    UWAGA: Alternatywną metodą stabilizacji szczura jest zastosowanie jałowego otwieracza do pyska gryzoni lub jego niestandardowej modyfikacji. Niezbędne jest utrzymanie pyska w pozycji otwartej i stabilnej, aby uniknąć ruchów szyi, które mogłyby wpłynąć na jakość pomiarów.
  3. Podłącz pętlę szwu do przetwornika siły (Rysunek 2A - biała strzałka).
  4. Za pomocą taśmy chirurgicznej unieruchom kończyny i brzuch szczura, aby ograniczyć ruchy podczas stymulacji.
  5. Przyłoż dwie bipolarne elektrody stymulujące w kształcie haczyków do odsłoniętych nerwów językowych dolnych, proksymalnie względem miejsca zmiażdżenia (Rysunek 2C).
    1. Użyj bipolarnych elektrod stymulujących wykonanych niestandardowo z pary igłowych elektrod stalowych klasy chirurgicznej o rozmiarze 29 G, utrzymywanych w odległości 2 mm od siebie za pomocą plastikowego wspornika (w tym przypadku zastosowano dwie pipety serologiczne 1 mL sklejone taśmą).
    2. Zagnij końcówki elektrod igłowych w kształt haczyka na tyle mały, aby zapewnić stabilny kontakt z nerwem (średnica ~1 mm) (Rysunek 2C - wstawka).
    3. Podłącz dwa przewody każdej elektrody do piętrowego podwójnego zacisku z gniazdem bananowym x gniazdem BNC, a następnie podłącz do modułu stymulatora systemu Muscle Test System in situ (Tabela 3) za pomocą rozdzielacza BNC.
      UWAGA: Upewnij się, że zwierzę jest stabilne, a szyja i język są wyrównane względem dźwigni przetwornika siły. Kontynuuj monitorowanie częstości oddechów i upewnij się, że unieruchomienia nie utrudniają oddychania.

3. Wyznaczenie optymalnej długości (L0) i maksymalnej siły izometrycznej

  1. Stopniowo reguluj długość języka i stosuj izometryczne stymulacje pojedyncze (twitch), aż do uzyskania maksymalnej siły.
    1. Zdefiniuj L0 jako długość, przy której izometryczna siła skurczu pojedynczego (Tabela 1) jest maksymalna, i zapisz tę wartość w celu późniejszej normalizacji pomiarów siły, ponieważ zmienia się ona dla każdego zwierzęcia. Za pomocą suwmiarki zmierz długość języka od miejsca przyczepu na poziomie kości gnykowej (Rysunek 2D) do koniuszka języka.
      UWAGA: Prawidłowe rozmieszczenie elektrod jest niezbędne do zapewnienia optymalnego kontaktu z nerwami. Optymalne rozmieszczenie powinno generować podobne i addytywne siły podczas stymulacji jednego z dwóch nerwów lub obu jednocześnie.
  2. Przed rozpoczęciem eksperymentu podłącz obie elektrody do stymulatora i przeprowadź próbną stymulację tężcową (Tabela 1). Podczas tego skurczu monitoruj zwierzę, aby upewnić się, że pozycja jest stabilna, i sprawdź, czy nie występują niepożądane widoczne skurcze mięśni szyi.
  3. Zmierz siłę izometryczną, stosując stymulację pojedynczą, po której po 20 s następuje stymulacja tężcowa. Powtórz stymulacje 3 razy, zachowując 4 min przerwy na regenerację między cyklami stymulacji (cykl obejmuje jeden skurcz pojedynczy i jedną stymulację tężcową), a następnie zapisz maksymalne siły skurczu pojedynczego i tężcowego.
  4. Przez cały czas utrzymuj język w stanie wilgotnym, aplikując kilka kropli PBS pomiędzy skurczami.
    UWAGA: Jeśli mięśnie szyi ulegają skurczowi, ostrożnie zmień położenie elektrod tak, aby nie dotykały one żadnej otaczającej tkanki mięśniowej, a w razie potrzeby wypal tkankę stykającą się z elektrodami.

4. Wyznaczanie właściwości wiskoelastycznych (krzywe Lissajous)

  1. Pozostawić język w spoczynku przez 3–5 min po określeniu siły izometrycznej. Wykonać krzywe Lissajous, zaczynając od L0w związku z czym nie należy zmieniać położenia zwierzęcia ani przetwornika siły.
  2. Bez stymulowania nerwów językowo-gardłowych, należy zastosować cykle pasywnego rozciągania (Tabela 2) wraz ze zwiększaniem przemieszczenia (d) t. j. 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40, 50% L0 (wyższe amplitudy mogą wymagać sterownika dwutrybowego z większym zakresem wychylenia niż w modelu 305C-LR). Na przykład amplituda 40% L0 spowoduje odkształcenie języka od +20%L0 do -20%L0.
    1. Należy zastosować stałą częstotliwość sinusoidalną 2 Hz z 10 powtórzeniami w każdym cyklu, przy całkowitym czasie trwania 5 s w każdym cyklu. Zmiany częstotliwości sinusoidalnej były stosowane w przeszłości w przypadku tkanek takich jak przepona.24 i mogłyby zostać przyjęte w celu zmodyfikowania protokołu eksperymentalnego.
    2. Zachować 30 s przerwy między każdym cyklem i zapewnić, aby język pozostawał wilgotny przez cały czas trwania procedury.
      UWAGA: Podczas procedury należy utrzymywać język w stanie zwilżenia, dodając kilka kropli PBS. Należy upewnić się, że stabilizator utrzymujący żuchwę pozostaje stabilnie na swoim miejscu podczas rozciągania, szczególnie gdy przemieszczenie osiągnie wartość 40% lub więcej.
  3. Niezwłocznie po zakończeniu eksperymentu, gdy zwierzę wciąż znajduje się w głębokiej płaszczyźnie znieczulenia chirurgicznego, uśmierć je zgodnie z zatwierdzonym protokołem IACUC dotyczącym zwierząt. Wypreparuj język do dalszej obróbki (t.j. mrożenie do przygotowania skrawków lub przechowywanie do analiz biochemicznych).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wykresy skurczu mięśni i wykres 3D przedstawiający korelację siła-przemieszczenie w eksperymencie tężcowym.
Rycina 3: Reprezentatywne wyniki.
(A) Przykłady poprawnych zapisów siły skurczu pojedynczego i tężca. Odpowiadająca im stymulacja jest przedstawiona czerwoną linią. (B) Przykład niepowodzenia w wywoła...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przewiduje się, że zmiany w metabolizmie i/lub składzie języka, np. naciek tłuszczu na języku w wyniku otyłości, spowodują wymierne zmiany parametrów ocenianych przez nasz protokół. Kwantyfikacja siły działającej na język jest bardzo interesująca, ponieważ brak równowagi między aktywnością wystającą i truzyjną lub ogólne osłabienie języka może spowodować niedrożność górnych dróg oddechowych15. Techniki ćwiczeń mające na celu zwiększenie siły języka zostały z powodzeniem zastosowane u szcz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez dwa granty National Institutes of Health: HL089447 ("Otyłość i OBS: Zrozumienie znaczenia tłuszczu na języku i funkcji metabolicznych") oraz HL094307 ("Zrozumienie związku między otyłością a tłuszczem na języku")

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
SurgiSuite (podgrzewana taca chirurgiczna)Kent ScientificSurgiSuite-LGZawiera podgrzewaną platformę
Zestaw oświetlenia i powiększenia LED KentScientificSURGI-5003
RC2 Kontroler obwodu gryzoniVetEquip922100
IsofluraneButler Schein Zaopatrzenie zdrowotne dla zwierząt29405
Alkohol PrepWebcol6818
Aplikatory z bawełnianą końcówkąMediChoiceWOD1002
Maszynka do strzyżenia włosówConair
Płyn do depilacjiNair
Taśma medycznaTranspore3M
D-PBSCorning21-030-CM
Nożyczki operacyjneWorld Precision Instrumenty503717-12
Kleszcze hemostatyczneMerit97-458Zamiast tego można użyć dowolnych kleszczyków do tkanek
Kleszcze do mikropreparacji, kątowe, ząbkowane, 10,2 cm, SSWorld Instrumenty precyzyjne504479
Kleszcze do wiązania szwówNarzędzia do nauki18025-10
mikrohaczykNarzędzia do nauki o nauce10062-12
MicrohemostatFine Science Tools12075-14
Kauteryzacja termicznaWPI501292Jednorazowe kauteryzacje są dostępne po niższych kosztach Kaniula
IV 14g x 3,25"BDB-D382268HDo kaniulacji tchawicy
Pleciony jedwab niewchłanialny rozmiar 4-0Aparat HarvardSP104Do stabilizacji kaniuli
tchawicyPleciony niewchłanialny jedwab 5/0 szewSurgik LC, USAESILRC15387550Do szycia języka
Metalowa opaska zaciskowa pokryta tworzywem sztucznym (lub przewód elektryczny)Do mocowania nosa szczura do platformy
Kij
3-kierunkowy obrotowy i testowa żyłka Trilene 9 kgBerkleyDo zabezpieczania szczęki i utrzymywania otwartych ust
Kij kamery z regulowanym kątemDo podtrzymywania 3-kierunkowego obrotu i utrzymywania otwartych ust.
in situ System testowania mięśniAuroraScientific 809CTen system jest przeznaczony dla myszy i został zmodyfikowany poprzez rozszerzenie platformy. Alternatywnie można zastosować system 806D specyficzny dla szczurów.
Dźwignia Dual-Mode Muscle (przetwornik siły)Aurora Scientific305C-LR309C oferuje większe możliwości wychylania niż 305C-LR. Link, aby uzyskać więcej informacji i specyfikacji: http://aurorascientific.com/products/muscle-physiology/dual-mode-muscle-levers/
Elektrody igłowe (stal chirurgiczna, rozmiar 29)AD InstrumentsMLA1204300C jest zalecany do stosowania u myszy.
Stojaki magnetyczneWorld Precision InstrumentsM10Służy do wytwarzania bipolarnych elektrod hakowych stymulujących
Latawiec Ręczny mikromanipulatorŚwiatowe instrumenty precyzyjneKITE-R i KITE-LWymagają stalowej płyty
Podwójny słupek wiążący do układania w stosy z podnośnikiem bananowym x BNC JackMcMaster Carr6704K13
Suwmiarka cyfrowa z kompozytów z włókna węglowegoVWR36934-152
do kamery

Bibliografia

  1. Sanders, I., Mu, L. A three-dimensional atlas of human tongue muscles. Anat Rec (Hoboken). 296 (7), 1102-1114 (2013).
  2. Ciucci, M. R., et al. Tongue force and timing deficits in a rat model of Parkinson disease. Behav Brain Res. 222 (2), 315-320 (2011).
  3. Easterling, C., Antinoja, J., Cashin, S., Barkhaus, P. E. Changes in tongue pressure, pulmonary function, and salivary flow in patients with amyotrophic lateral sclerosis. Dysphagia. 28 (2), 217-225 (2013).
  4. Wang, Z. J., Huang, X. S. Images in clinical medicine. Myotonia of the tongue. N Engl J Med. 365 (15), e32(2011).
  5. Ota, F., Connor, N. P., Konopacki, R. Alterations in contractile properties of tongue muscles in old rats. Ann Otol Rhinol Laryngol. 114 (10), 799-803 (2005).
  6. Schwarz, E. C., Thompson, J. M., Connor, N. P., Behan, M. The Effects of Aging on Hypoglossal Motoneurons in Rats. Dysphagia. 24 (1), 40(2008).
  7. Pae, E. -K., Wu, J., Nguyen, D., Monti, R., Harper, R. M. Geniohyoid muscle properties and myosin heavy chain composition are altered after short-term intermittent hypoxic exposure. J Appl Physiol. 98 (3), 889-894 (2005).
  8. Fuller, D. D., Fregosi, R. F. Fatiguing contractions of tongue protrudor and retractor muscles: influence of systemic hypoxia. J Appl Physiol. 88 (6), 2123-2130 (2000).
  9. Ray, A. D., Farkas, G. A., Pendergast, D. R. In-situ mechanical characteristics of the tongue are not altered in the obese Zucker rat. Sleep. 32 (7), 957(2009).
  10. Brennick, M. J., et al. Tongue fat infiltration in obese versus lean Zucker rats. Sleep. 37 (6), 1095-1102 (2014).
  11. Stedman, H. H., Sweeney, H. L., Shrager, J. B., Maguire, H. C., Panettieri, R. A., Petrof, B., Narusawa, M., Leferovich, J. M., Sladky, J. T., Kelly, A. M. The mdx mouse diaphragm reproduces the degenerative changes of Duchenne muscular dystrophy. Nature. 352 (6335), 536-539 (1991).
  12. Goodpaster, B. H., Wolf, D. Skeletal muscle lipid accumulation in obesity, insulin resistance, and type 2 diabetes. Pediatr Diabetes. 5 (4), 219-226 (2004).
  13. Loro, E., et al. IL-15Rα is a determinant of muscle fuel utilization, and its loss protects against obesity. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 309 (8), R835-R844 (2015).
  14. Rahemi, H., Nigam, N., Wakeling, J. M. The effect of intramuscular fat on skeletal muscle mechanics: implications for the elderly and obese. J R Soc Interface. 12 (109), 20150365(2015).
  15. Kim, A. M., et al. Tongue fat and its relationship to obstructive sleep apnea. Sleep. 37 (10), 1639-1648 (2014).
  16. Kim, A. M., et al. Metabolic activity of the tongue in obstructive sleep apnea. A novel application of FDG positron emission tomography imaging. Am J Respir Crit Care Med. 189 (11), 1416-1425 (2014).
  17. Gilliam, E. E., Goldberg, S. J. Contractile properties of the tongue muscles: effects of hypoglossal nerve and extracellular motoneuron stimulation in rat. J Neurophysiol. 74 (2), 547-555 (1995).
  18. Sokoloff, A. J. Localization and contractile properties of intrinsic longitudinal motor units of the rat tongue. J Neurophysiol. 84 (2), 827-835 (2000).
  19. Becker, B. J., Russell, J. A., Connor, N. P. Effects of aging on evoked retrusive tongue actions. Arch Oral Biol. 60 (6), 966-971 (2015).
  20. Connor, N. P., et al. Tongue muscle plasticity following hypoglossal nerve stimulation in aged rats. Muscle Nerve. 47 (2), 230-240 (2013).
  21. Seo, J., et al. Nerve cuff electrode using embedded magnets and its application to hypoglossal nerve stimulation. J Neural Eng. 13 (6), 066014(2016).
  22. Friedman, M., et al. Targeted hypoglossal nerve stimulation for the treatment of obstructive sleep apnea: Six-month results. Laryngoscope. 126 (11), 2618-2623 (2016).
  23. Heiser, C., Maurer, J. T., Steffen, A. Functional outcome of tongue motions with selective hypoglossal nerve stimulation in patients with obstructive sleep apnea. Sleep Breath. 20 (2), 553-560 (2016).
  24. Syme, D. A. Passive viscoelastic work of isolated rat, Rattus norvegicus, diaphragm muscle. J Physiol. 424, 301-315 (1990).
  25. Connor, N. P., et al. Effect of tongue exercise on protrusive force and muscle fiber area in aging rats. J Speech Lang Hear Res. 52 (3), 732-744 (2009).
  26. Schaser, A. J., Stang, K., Connor, N. P., Behan, M. The effect of age and tongue exercise on BDNF and TrkB in the hypoglossal nucleus of rats. Behav Brain Res. 226 (1), 235-241 (2012).
  27. Puhan, M. A., et al. Didgeridoo playing as alternative treatment for obstructive sleep apnea syndrome: randomised controlled trial. BMJ. 332 (7536), 266-270 (2006).
  28. Guimarães, K. C., Drager, L. F., Genta, P. R., Marcondes, B. F., Lorenzi-Filho, G. Effects of oropharyngeal exercises on patients with moderate obstructive sleep apnea syndrome. Am J Respir Crit Care Med. 179 (10), 962-966 (2009).
  29. Ueda, H., Almeida, F. R., Chen, H., Lowe, A. A. Effect of 2 jaw exercises on occlusal function in patients with obstructive sleep apnea during oral appliance therapy: a randomized controlled trial. Am J Orthod Dentofacial Orthop. 135 (4), 430(2009).
  30. Strollo, P. J., et al. Upper-airway stimulation for obstructive sleep apnea. N Engl J Med. 370 (2), 139-149 (2014).
  31. Perrier, P., Payan, Y., Zandipour, M., Perkell, J. Influences of tongue biomechanics on speech movements during the production of velar stop consonants: A modeling study. J Acoust Soc Am. 114 (3), 1582-1599 (2003).
  32. Connor, N. P., et al. Tongue muscle plasticity following hypoglossal nerve stimulation in aged rats. Muscle & nerve. 47 (2), 230-240 (2013).
  33. Brady, J. P., et al. AlphaB-crystallin in lens development and muscle integrity: a gene knockout approach. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (12), 2924-2934 (2001).
  34. Spassov, A., et al. Differential expression of myosin heavy chain isoforms in the masticatory muscles of dystrophin-deficient mice. Eur J Orthod. , ciq113(2010).
  35. Lever, T. E., et al. Videofluoroscopic Validation of a Translational Murine Model of Presbyphagia. Dysphagia. 30 (3), 328-342 (2015).
  36. Gantois, I., et al. Ablation of D1 dopamine receptor-expressing cells generates mice with seizures, dystonia, hyperactivity, and impaired oral behavior. Proc Natl Acad Sci. 104 (10), 4182-4187 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wytwarzanie si y j zykastymulacja nerwu j zykowegodeformacja si y Lissajousmechanika j zyka szczuraanaliza wydajno ci mi nicykle pasywnego rozci ganiapomiar si y izometrycznejodpowied na stymulacj tetanicznzaburzenia oddychania podczas snu
In vivo (in vivo) Ocena właściwości mechanicznych i lepkosprężystych języka szczura
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.