Opisaliśmy protokół wykonywania częściowej hepatektomii (PHx) i przeszczepu komórek przez śledzionę w NOD. SCID (NOD. CB17-Prkdcscid/J) myszy. W tym protokole wykonuje się nacięcie w celu odsłonięcia i wycięcia lewego płata wątroby, a następnie kolejne nacięcie w celu dośledziony przeszczepu komórek.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wewnątrzśledzionowe przeszczepienia hepatocytów po częściowej hepatektomii w NOD. Myszy SCID
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Częściowa hepatektomia to wszechstronna i powtarzalna metoda badania regeneracji wątroby i wpływu terapii komórkowych w różnych stanach patologicznych. Częściowa hepatektomia ułatwia również zwiększone wszczepianie i proliferację przeszczepionych komórek poprzez przyspieszenie neowaskularyzacji i migracji komórek w kierunku wątroby. W tym miejscu opisujemy prosty protokół wykonywania 30% hepatektomii i przeszczepu komórek w śledzionie nieotyłego NOD z cukrzycą/ciężkim złożonym niedoborem odporności. SCID (NOD. CB17-Prkdcscid/J) mysz.
W tej procedurze wykonuje się dwa małe nacięcia. Pierwsze nacięcie polega na odsłonięciu i wycięciu lewego płata wątroby, a kolejne małe nacięcie wykonuje się w celu odsłonięcia śledziony w celu dośledzionowego przeszczepu komórek. Zabieg ten nie wymaga żadnych specjalistycznych umiejętności chirurgicznych i można go wykonać w ciągu 5-7 minut przy mniejszym stresie i bólu, szybszym powrocie do zdrowia i lepszym przeżyciu. Wykazaliśmy przeszczepienie hepatocytów wyizolowanych z myszy z ekspresji białka zielonej fluorescencji (GFP) (Transgenic C57BL / 6-Tg (UBC-GFP) 30Scha / J), a także komórek hepatocytopodobnych pochodzenia ludzkiego (NeoHep) w częściowo hepatektomicznym NOD. Myszy SCID.
Wprowadzenie
Obecnie, przeszczep hepatocytów jest proponowany jako alternatywa dla przeszczepu całego narządu w leczeniu pacjentów z ciężkimi zaburzeniami wątroby. Uważa się, że może on prowadzić pacjentów do przeszczepu całego narządu1. Oprócz hepatocytów allogenicznych2, hepatocyty ksenogenne3 i hepatocyty pochodzące z komórek macierzystych4 są również badane na modelach zwierzęcych. W tym kontekście, potencjał naprowadzania i wszczepiania przeszczepionych komórek u biorcy jest ważnym kryterium terapii komórkowej w ostrej niewydolności wątroby (AHF).
Do badania transplantacji hepatocytów lub komórek podobnych do hepatocytów5, AHF jest tworzony w modelu zwierzęcym za pomocą procedur chirurgicznych6 lub farmakologicznych7, a następnie przeszczepiania komórek. Aby stworzyć model zwierzęcy AHF za pomocą odczynników farmakologicznych, wiele hepatotoksyn, takich jak d-galaktozamina8, acetaminofen9, tetrachlorek węgla10, tioacetamid11, Concanavalin A12, lipopolisacharyd13, itd., zostały użyte. Z tej listy każdy odczynnik generuje unikalny zestaw cech dla AHF, ale niestety żaden pojedynczy odczynnik nie naśladuje ludzkiego AHF. Co więcej, AHF indukowany przez hepatotoksyny zajmuje dużo czasu, co naraża zwierzęta na przewlekły stres, a powtarzalne wyniki są trudne do uzyskania.
Z drugiej strony, zabieg chirurgiczny częściowej hepatektomii (PHx) jest zależny od umiejętności, a powtarzalne wyniki są łatwe do uzyskania po rozwinięciu wymaganych umiejętności. Aby wywołać AHF za pomocą samej interwencji chirurgicznej, wymagana jest resekcja ponad 70% wątroby; Jednak mniej niż 70% hepatektomia może być nadal wykorzystywana do badania wszczepienia i proliferacji przeszczepionych komórek w wątrobie w celu analizy ich zdolności terapeutycznej podczas uszkodzenia wątroby14. Przeszczepienie hepatocytów po hepatektomii przeprowadzono przez otrzewną15, żyłę ogonową16, żyłę wątrobową17, lub śledzionę18. Obecnie preferowanymi procedurami są infuzja z żył wątrobowych i dośledzionowe przeszczepienie hepatocytów, ponieważ są one łatwiejsze do odtworzenia.
W tym artykule opisaliśmy procedurę 30% częściowej hepatektomii w NOD. SCID (NOD. CB17-Prkdcscid/J) myszy, u których wycięto lewy płat wątroby. Następnie przeszczepia się 0,2 miliona mysich hepatocytów z ekspresją GFP (C57BL/6-Tg (UBC-GFP) 30Scha/J), a także NeoHep19 w śledzionie. Procedura ta prowadzi do wszczepienia przeszczepionych komórek do wątroby. Zabieg ten jest najmniej inwazyjną i mało bolesną techniką.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Procedury przedstawione w tym protokole zostały zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję Etyki Zwierząt Narodowego Instytutu Immunologii w New Delhi. Numer seryjny zatwierdzenia to IAEC#319/13.
Uwaga: Istnieją doskonałe źródła na temat procedur chirurgii ogólnej20 i szczegółowych protokołów chirurgii gryzoni21. Dla osób wykonujących chirurgię na zwierzętach po raz pierwszy zaleca się dokładne przećwiczenie zabiegów chirurgicznych na manekinach przed operacją na zwierzętach.
1. Przygotowanie
- Przed eksperymentem należy przygotować sterylny roztwór soli fizjologicznej buforowany fosforanami (PBS) lub sól fizjologiczną.
- Złóż zestaw chirurgiczny zawierający nożyczki, ząbkowane kleszcze, kleszcze do tkanek, bawełnę, patyczki kosmetyczne, nici nylonowe i różne uchwyty na mikroigły. Autoklaw zestawu chirurgicznego. Należy zachować szczególną ostrożność w przypadku NOD z obniżoną odpornością. Mysz SCID jest zawarta w protokole.
- Wykonać pełną procedurę eksperymentalną, od przygotowania do zakończenia operacji, w gabinecie klasy bezpieczeństwa biologicznego I.
- Zważ skinienie głową. Mysz SCID w wieku 6-8 tygodni przed operacją. W tym badaniu wykorzystano myszy o wadze od 14 do 18 g.
- Ogol górną środkową i hipochondryczną część brzucha myszy za pomocą trymera do włosów. Nałóż krem do depilacji równomiernie w całym obszarze za pomocą szpatułki, aby całkowicie usunąć przycięte włosy. Delikatnie usuń włoski za pomocą kawałka mokrej sterylnej bawełny po 2-5 minutach.
- Umieść mysz w komorze izofluranu i odblokuj zawór butli z tlenem. Utrzymuj przepływ tlenu z szybkością 4 l/min i parowanie izofluranu na poziomie 4%, aby wywołać znieczulenie.
- Upewnij się, że mysz została odpowiednio znieczulona poprzez delikatne szczypanie palców.
- Umieść tablicę chirurgiczną w szafie bezpieczeństwa biologicznego. Umieść zwierzę na desce operacyjnej w taki sposób, aby brzuszna część myszy była skierowana do góry, a przednia część myszy była umieszczona wewnątrz stożka nosowego połączonego z izofluranem i dopływem tlenu.
- Zmniejsz parowanie izofluranu do 2% i utrzymuj je przez cały zabieg chirurgiczny.
- Zdezynfekuj skórę myszy i wysterylizuj ją, przecierając sterylną bawełną nasączoną 70% etanolem.
2. Zabieg chirurgiczny
- Częściowa hepatektomia
- Wykonaj poprzeczne nacięcie o długości około 1 cm w skórze tuż pod mostkiem, prostopadłe do wyrostka mieczykowatego i równolegle do klatki piersiowej, za pomocą prostych nożyczek operacyjnych.
- Delikatnie oddziel skórę przyczepioną do warstwy mięśni brzucha w pobliżu naciętego obszaru za pomocą kleszczy lub sterylnych zwilżonych bawełnianych końcówek, aby odróżnić skórę od warstwy mięśni brzucha. Namocz obszar śródskórny PBS za pomocą sterylnych bawełnianych końcówek, aby uniknąć wysuszenia.
- Gładko odsłoń obszar lewego płata, wykonując poprzeczne nacięcie przez warstwę otrzewnej tuż pod mieczykowatym. Użyj dwóch zwilżonych bawełnianych końcówek, aby odsłonić i podnieść lewy płat wątroby.
- Umieść jedną z bawełnianych końcówek po stronie brzucha cięcia, a drugą bawełnianą końcówkę umieść po stronie membrany. Delikatnie dociśnij końcówkę umieszczoną w kierunku przepony i popchnij drugą końcówkę, aby unieść lewy płat wątroby.
- Wsuń nylonową nić z pętlą przez uniesiony lewy płat i przesuń pętlę w kierunku podstawy lewego płata w pobliżu wnęki za pomocą mikrokleszczyków lub bawełnianych końcówek. Delikatnie dociśnij nylonową pętlę nici do podstawy lewego płata.
- Zawiąż dwa końce nylonowej nici nad górną częścią lewego płata za pomocą uchwytu na igłę do mikrochirurgii i mikrokleszczyków. Zrób dwa dodatkowe węzły po drugiej stronie.
- Wytnij zawiązany płat za pomocą nożyczek. Nie próbuj ciąć bardzo blisko gwintu. W przypadku, gdy zabieg trwa dłużej niż 5 minut, utrzymuj jamę otrzewnej i narządy wilgotne sterylnym PBS, aby uniknąć wysuszenia z powodu utraty płynu.
- Zszyj otrzewną przez ciągłe szycie za pomocą szwu Catgut 4-0. Następnie jak najszybciej zamknij skórę poprzez nieciągłe szycie.
- Przeszczep komórek
Uwaga: Hepatocyty wykazujące ekspresję GFP wyizolowano od transgenicznych myszy GFP (C57BL / 6-Tg (UBC-GFP) 30 Scha / J), zgodnie z procedurą opisaną przez Lee i wsp. 22 oraz Shen et al. 23 Komórki hepatocytopodobne (NeoHep) pochodzenia ludzkiego różniące się od monocytów24 były również używane do przeszczepów. Jednak w protokole mogą być również wykorzystywane komórki pochodzące z innych źródeł.- Zawieś 0,2 miliona żywych komórek w około 50 μl zmodyfikowanego podłoża Dulbecco firmy Iscove (IMDM) i odessaj je do strzykawki insulinowej o pojemności 1 ml z igłą 30G. Utrzymuj strzykawkę w chłodnym miejscu, umieszczając ją na lodzie.
- Umieść mysz w taki sposób, aby lewa boczna część była skierowana do góry w stronę osoby wykonującej operację. Zidentyfikuj obszar śledziony i poprzecznie rozetnij skórę w pobliżu okolicy hipochondrii, a następnie wykonaj krótkie nacięcie przez warstwę otrzewnej, aby odsłonić śledzionę.
- Delikatnie unieś śledzionę i przytrzymaj ją na zewnątrz jamy za pomocą dwóch zwilżonych bawełnianych końcówek PBS.
- Ostrożnie chwyć śledzionę dwiema bawełnianymi końcówkami w jednej ręce i umieść igłę strzykawki dokładnie pionowo do śledziony. Delikatnie przekłuć śledzionę i bardzo powoli wepchnąć igłę do środka; Igła nie powinna być głębsza niż 2 mm.
- Powoli wcisnąć tłok strzykawki, aby wstrzyknąć komórki do śledziony. Po przeszczepieniu należy trzymać igłę strzykawki stabilnie i powoli wyjmować ją ze śledziony, aby uniknąć krwawienia lub utraty komórek.
- Po umieszczeniu śledziony z powrotem w jamie otrzewnej za pomocą bawełnianych końcówek, zamknij warstwę otrzewnej poprzez ciągłe szycie szwem 4-0 Catgut. Zszyj skórę w sposób nieciągły tym samym szwem. Unikaj używania klipsów do zamykania ran; Zamiast tego zamknij go szwem 4-0. Klipsy do ran ograniczają naturalny ruch myszy, a często klipsy poluzowują się i szybko wysuwają.
3. Opieka pooperacyjna
- Po zamknięciu skóry należy przetrzeć okolice obu miejsc szwów roztworem jodu (betadyny) za pomocą sterylnego bawełnianego patyczka.
- Dawkę antybiotyku cefotaksymu należy wstrzyknąć w postaci 600 mg/kg masy ciała (zwykle 12 mg cefotaksymu w 100 μl soli fizjologicznej/myszy) dootrzewnowo za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml.
- Dzienne dawki przeciwbólowego meloksykamu należy podawać zwierzęciu w postaci 1 mg/kg masy ciała (zwykle 12 μg meloksykamu w 100 μl soli fizjologicznej/myszy) dootrzewnowo, przez okres do trzech dni po zabiegu.
- Po zakończeniu zabiegu należy zatrzymać przepływ gazu izofluranowego i umieścić mysz z powrotem w indywidualnie wentylowanej klatce.
4. Eutanizacja i charakterystyka
- Po eksperymentalnych punktach końcowych (1 dzień i 10 dni po operacji) należy poddać myszy eutanazji zgodnie z instytucjonalnymi wytycznymi etyki zwierząt.
- Zbierz krew, wykrwawiając zwierzęta w sposób nieustanny, przebijając splot końcowy oka.
- Odizolować surowicę od krwi.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Proliferacja hepatocytów po 30% częściowej hepatektomii: Proliferację hepatocytów w pozostałej części wątroby po 30% hepatektomii zbadano za pomocą immunohistochemicznego (IHC) barwienia na marker proliferacji komórkowej Ki-67. Jeden dzień po hepatektomii myszy zostały uśpione, wycięto pozostałe płaty wątroby i przygotowano skrawki parafinowe. Skrawki zbarwiono przeciwciałem Ki-67, a następnie zastosowano znakowanie wtórnym przeciwciałem sprzężonym z peroksydazą chrzanową (HRP). Jako substrat dla HRP uży...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Częściowa hepatektomia jest uznaną techniką badania regeneracji wątroby, a nadmierna hepatektomia jest zgłaszana w celu naśladowania modelu AHF. Wśród zwierzęcych modeli AHF gryzonie, zwłaszcza myszy, są najlepiej zbadanym modelem. Aby uzyskać model uszkodzenia wątroby u myszy, odnotowano do 70% hepatektomii z dobrym wskaźnikiem przeżycia25,26. Jednak u nagich myszy i myszy z innymi osobami z niedoborem odporności 70% hepatektomia została uznana za śmiertelną, a ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez grant otrzymany od Departamentu Biotechnologii Rządu Indii dla Narodowego Instytutu Immunologii w New Delhi. Obecny adres dr Bhattacharjee to Oddział Gastroenterologii, Hepatologii i Żywienia, Szpital Dziecięcy w Los Angeles.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| System znieczulenia gazowego | Ugo Basile; Włochy | 211000 | |
| Maszyna ważąca | Goldtech ; Indie | Lokalne zaopatrzenie | |
| Szafa bezpieczeństwa biologicznego (klasa I) | Kartos międzynarodowy; Indie | Lokalne zaopatrzenie | |
| Maszynka do strzyżenia włosów | Panasonic; Japonia | ER-GY10 | |
| Nożyczki operacyjne proste z ostrymi / ostrymi ostrzami Major | Surgicals; Indie | zaopatrzeniowe | |
| z ząbkami | Główne zabiegi chirurgiczne; Indie | Lokalne | |
| zaopatrzenie Mikro uchwyty igieł proste i zakrzywione | Mercjan ; Anglia | BS-13-8 | |
| Strzykawka insulinowa 1 ml z igłami 30G *5/16 | Furgonetka Dispo; Indie | ||
| 1 ml strzykawka z igłą 26 G * 1/2 BD | ; Stany Zjednoczone | REF 303060 | |
| Nici nylonowe | potężny; Indie | (1-0) Zamówienia lokalne | |
| MERSUTURES 4-0 Sterylizowane chirurgiczne szwy igłowe | Ethicon, Johnson & Johnson, Indie | NW 5047 | |
| TRUGUT 76 cm 4-0 wchłanialny szew chirurgiczny | Szwy India Pvt. Ltd; Indie | SN 5048 | Sterylizowany chirurgiczny szew igłowy Catgut Chromowe |
| patyczki bawełniane | Pure Swabs Pvt Ltd ; Indie | Lokalne zaopatrzenie | |
| Taśma chirurgiczna | 3M Indie ; Indie | 1530-1 | Taśma chirurgiczna z mikroporami |
| Microtome | Histo-Line Laboratories, Włochy | MRS3500 | |
| Shandon Cryotome E Cryostat | Thermo Electron Corporation; Amerykański | ||
| konfokalny laserowy mikroskop skaningowy | Carl Zeiss ; Niemcy | LSM 510 META | |
| Mikroskop jasnego | pola Olympus, Japonia | LX51 | |
| Automatyczny analizator | Tulip, Alto Santracruz, Indie | Screen Maaster 3000 | Analizator biochemiczny do testu funkcjonalnego wątroby |
| Cytometr przepływowy | BD ; Stany Zjednoczone | BD FACSverse | Ocena obecności komórek po przeszczepie |
| Krem do depilacji Veet | Reckitt Benckiser , Indie | ||
| FORANE | Abbott ; Izofluran amerykański | USP 99.9% | |
| Taxim | AlKem ; Indie | cefotaksym sodu do wstrzykiwań | |
| roztwór powidonu i jodu | Wygraj Medicare; Indie | Betadine | |
| Paraformaldehyd | Himedia; Indie | GRM 3660 | |
| Zmodyfikowane technologie Dulbecco's Medium (IMDM) | Life firmy Iscove, naukowe Thermo Fisher; US | 12200-036 | |
| Sacharoza | Sigma ; US | S0389 | |
| Tissue-Tek | Sakura; US | 25608-930 | Związek O.C.T |
| DAPI | Himedia; Indie | MB 097 | |
| anty-albumina koza poliklonalna | Thermo Scientific, Pierce, USA | PA126081 | |
| anty-koneksyna 32 / GJB1 Poliklonalna | abcam, Wielka Brytania | ab64609-500 | |
| anty-GFP poliklonalny królik | Biotechnologia Santa Cruz; US | SC 8334 | |
| Alexa Fluor 594 oślak anty-koza | Sondy molekularne, Thermo Fisher Scientific ; US | A11058 | |
| Alexa Fluor 488 osł anty-owce | Sondy molekularne, Thermo Fisher Scientific ; US | A11015 | |
| Alexa Fluor 594 kurczak anty królik | Sondy molekularne, Thermo Fisher Scientific ; US | A21442 | |
| Kozia przeciw królikowi IgG HRP | Invitrogen, Thermo Fisher Scientific; Stany Zjednoczone | 65-6120 | |
| przeciwciało anty-Ki67 | abcam, UK | ab15580 | |
| Roztwór do demaskowania antygenu, laboratoria Vector na bazie kwasu cytrynowego | , US | H-3300 | |
| ProLong Diamond anti-fade | mountant Life technologies, Thermo Fisher naukowy; US | P36966 | |
| SGOT (ASAT) KIT | System kliniczny koralowców, Indie | ||
| SGPT (ALAT) KIT | System kliniczny koralowców, Indie | ||
| Zestaw fosfatazy alkalicznej (DEA) | System kliniczny koralowców, indyjski | ||
| roztwór hematoksyliny, | Sigma Mayera; US | MHS16 | |
| Eozyna Y roztwór alkoholowy | Sigma ; Amerykański | HT110132 | |
| mocowanie DPX | Sigma; US | 6522 | |
| Melonex (środek przeciwbólowy) | Intas Pharmaceuticals Ltd; Indie | Wstrzyknięcie meloksykamu | |
| System ciekłych substratów wzmocniony DAB tetrachlorowodorek | Sigma ; Amerykański | D3939 |
Bibliografia
- Nussler, A., et al. Present status and perspectives of cell-based therapies for liver diseases. J. Hepatol. 45 (1), 144-159 (2006).
- Ponder, K. P., et al. Mouse hepatocytes migrate to liver parenchyma and function indefinitely after intrasplenic transplantation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 88 (4), 1217-1221 (1991).
- Kokudo, N., Horimoto, H., Ishida, K., Takahashi, S., Nozawa, M. Allogeneic hepatocyte and fetal liver transplantation and xenogeneic hepatocyte transplantation for Nagase's analbuminemic rats. Cell Transplant. 5 (5 Suppl 1), S21-S22 (1996).
- Christ, B., Bruckner, S., Stock, P. Hepatic transplantation of mesenchymal stem cells in rodent animal models. Methods Mol. Biol. 698, 315-330 (2011).
- Fox, I. J., Roy-Chowdhury, J. Hepatocyte transplantation. J. Hepatol. 40 (6), 878-886 (2004).
- Glanemann, M., et al. Transplantation of monocyte-derived hepatocyte-like cells (NeoHeps) improves survival in a model of acute liver failure. Ann. Surg. 249 (1), 149-154 (2009).
- Rahman, T. M., Hodgson, H. J. Animal models of acute hepatic failure. Int. J. Exp. Pathol. 81 (2), 145-157 (2000).
- Zhang, L., et al. Granulocyte colony-stimulating factor treatment ameliorates liver injury and improves survival in rats with D-galactosamine-induced acute liver failure. Toxicol. Lett. 204 (1), 92-99 (2011).
- Gardner, C. R., et al. Role of nitric oxide in acetaminophen-induced hepatotoxicity in the rat. Hepatology. 27 (3), 748-754 (1998).
- Nardo, B., et al. Successful treatment of CCL4-induced acute liver failure with portal vein arterialization in the rat. Transplant Proc. 38 (4), 1187-1189 (2006).
- Sathyasaikumar, K. V., et al. Fulminant hepatic failure in rats induces oxidative stress differentially in cerebral cortex, cerebellum and pons medulla. Neurochem. Res. 32 (3), 517-524 (2007).
- Wu, J., et al. Laennec protects murine from concanavalin A-induced liver injury through inhibition of inflammatory reactions and hepatocyte apoptosis. Biol. Pharm. Bull. 31 (11), 2040-2044 (2008).
- Kaur, G., Tirkey, N., Chopra, K. Beneficial effect of hesperidin on lipopolysaccharide-induced hepatotoxicity. Toxicology. 226 (2-3), 152-160 (2006).
- Rupertus, K., et al. Major but not minor hepatectomy accelerates engraftment of extrahepatic tumor cells. Clin. Exp. Metastasis. 24 (1), 39-48 (2007).
- Selden, C., Casbard, A., Themis, M., Hodgson, H. J. Characterization of long-term survival of syngeneic hepatocytes in rat peritoneum. Cell Transplant. 12 (6), 569-578 (2003).
- Tang, T. H., et al. The role of donor hepatocytes and/or splenocytes pre-injection in reducing islet xenotransplantation rejection. Hepatobiliary. Pancreat. Dis. Int. 2 (3), 344-350 (2003).
- Goto, Y., Ohashi, K., Utoh, R., Yamamoto, M., Okano, T. Hepatocyte transplantation through the hepatic vein: a new route of cell transplantation to the liver. Cell Transplant. 20 (8), 1259-1270 (2011).
- Gabelein, G., et al. Intrasplenic or subperitoneal hepatocyte transplantation to increase survival after surgically induced hepatic failure? Eur. Surg. Res. 41 (3), 253-259 (2008).
- Bhattacharjee, J., et al. Autologous NeoHep Derived From Chronic Hepatitis B Virus Patients' Blood Monocytes by Upregulation of cMET Signaling. Stem Cells Transl. Med. , (2016).
- Basic surgical skills. Emergency and Essential Surgical Care (EESC) programme. , http://www.who.int/surgery/publications/s16383e.pdf (2017).
- Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. J. Vis. Exp. (47), (2011).
- Lee, S. M., Schelcher, C., Demmel, M., Hauner, M., Thasler, W. E. Isolation of human hepatocytes by a two-step collagenase perfusion procedure. J. Vis. Exp. (79), (2013).
- Shen, L., Hillebrand, A., Wang, D. Q., Liu, M. Isolation and primary culture of rat hepatic cells. J. Vis. Exp. (64), (2012).
- Bhattacharjee, J., et al. Autologous NeoHep Derived from Chronic Hepatitis B Virus Patients' Blood Monocytes by Upregulation of c-MET Signaling. Stem Cells Transl. Med. 6 (1), 174-186 (2017).
- Hori, T., et al. Simple and sure methodology for massive hepatectomy in the mouse. Ann. Gastroenterol. 24 (4), 307-318 (2011).
- Hori, T., et al. Simple and reproducible hepatectomy in the mouse using the clip technique. World J. Gastroenterol. 18 (22), 2767-2774 (2012).
- Vidal, I., Richert, L. The nude mouse as model for liver deficiency study and treatment xenotransplantation. Int. J. Hepatol. , 1400147(2012).
- Mitchell, C., Willenbring, H. A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat. Protoc. 3 (7), 1167-1170 (2008).
- Ahmed, S. U., et al. Generation of subcutaneous and intrahepatic human hepatocellular carcinoma xenografts in immunodeficient mice. J. Vis. Exp. (79), e50544(2013).
- Krikri, A., et al. Laparoscopic vs. open abdominal surgery in male pigs: marked differences in cortisol and catecholamine response depending on the size of surgical incision. Hormones (Athens). 12 (2), 283-291 (2013).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
