Artykuł metodologiczny

Protokół oceny względnego wpływu środowiska i genetyki na wzrost poroża i ciała długowiecznych jeleniowatych

7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56059

⸱

8 sierpnia 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Wildlife, Fisheries and Aquaculture, Mississippi State University, 2Department of Natural Resource Management, South Dakota State University, 3Mississippi Department of Wildlife, Fisheries and Parks

W tym artykule

Podsumowanie

Różnice fenotypowe między populacjami jeleniowatych mogą być związane z genetyką lub odżywianiem na poziomie populacji; rozpoznanie, które z nich jest trudne w naturze. Niniejszy protokół opisuje, w jaki sposób zaprojektowaliśmy kontrolowane badanie, w którym wyeliminowano różnice w odżywianiu. Odkryliśmy, że zmienność fenotypowa samców jelenia bielika była bardziej ograniczona przez odżywianie niż genetykę.

Streszczenie

Fenotyp jeleniowatego można zaklasyfikować do jednej z dwóch kategorii: efektywność, która sprzyja przetrwaniu w porównaniu z ekstrawaganckim wzrostem morfometrycznym, oraz luksus, który sprzyja wzrostowi dużego uzbrojenia i rozmiarów ciała. Populacje tego samego gatunku wykazują każdy fenotyp w zależności od warunków środowiskowych. Chociaż poroże i wielkość ciała samca jelenia wirginijskiego (Odocoileus virginianus) różnią się w zależności od regionu fizjograficznego w Mississippi w USA i są silnie skorelowane z regionalnymi różnicami w jakości odżywczej, nie można lekceważyć wpływu genetyki na poziomie populacji z rodzimych stad i wcześniejszych wysiłków na rzecz ponownego zarybiania. Ten protokół opisuje, w jaki sposób zaprojektowaliśmy kontrolowane badanie, w którym kontrolowane są inne czynniki wpływające na fenotyp, takie jak wiek i odżywianie. Sprowadziliśmy dziko żyjące ciężarne samice i sześciomiesięczne jelonki z trzech różnych regionów fizjograficznych w Mississippi w USA do Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial Deer Unit. Jelenie z tego samego regionu zostały wyhodowane w celu uzyskania drugiego pokolenia potomstwa, co pozwoliło nam ocenić reakcje pokoleniowe i efekty matczyne. Wszystkie jelenie jadły tę samą wysokiej jakości (20% surowego białka w granulkach z jelenia) dietę ad libitum. Jednoznacznie oznaczyliśmy każdego noworodka i zarejestrowaliśmy masę ciała, tylną stopę i całkowitą długość ciała. Każdej kolejnej jesieni podawaliśmy osobom sedację poprzez zdalne wstrzyknięcie i pobieraliśmy próbki tych samych morfometrii oraz poroża dorosłych. Odkryliśmy, że wszystkie morfometrie zwiększyły się od pierwszego do drugiego pokolenia, z pełną kompensacją wielkości poroża (zmienność regionalna już nie występuje) i częściową kompensacją masy ciała (pewne dowody na zmienność regionalną) widoczną w drugim pokoleniu. Drugie pokolenie samców, które pochodziło z naszego regionu o najgorszej jakości glebie, wykazało około 40% wzrost rozmiaru poroża i około 25% wzrost masy ciała w porównaniu z ich dziko odławianymi odpowiednikami. Nasze wyniki sugerują, że zmienność fenotypowa dzikich samców jelenia bielika w Missisipi jest bardziej związana z różnicami w jakości żywieniowej niż genetyką na poziomie populacji.

Wprowadzenie

Czynniki środowiskowe, których doświadcza matka podczas ciąży i laktacji, mogą wpływać na fenotyp jej potomstwa, niezależnie od genotypu1,2,3. Matki, które zamieszkują środowiska o wysokiej jakości, prawdopodobnie wydadzą potomstwo, które wykazuje luksusowy fenotyp (duże poroże i rozmiar ciała4), podczas gdy matki, które zamieszkują środowisko o niskiej jakości, mogą wydać potomstwo, które wykazuje fenotyp wydajności (małe poroże i rozmiar ciała4). W związku z tym, utrzymywanie się w środowisku o wysokiej jakości może pozwolić matce na wydanie męskiego potomstwa o dużych cechach fenotypowych, co może bezpośrednio wpływać na możliwości reprodukcyjne potomstwa5,6,7,8 i pośrednio wpływać na inkluzywną sprawność matki.

Chociaż odżywianie bezpośrednio wpływa na cechy fenotypowe u wszystkich taksonów (Ursus americanus, Ursus arctos9; Liasis fuscusI10; Larus michahellis11), kilka czynników może wpływać na fenotypy jelenia bielika w Mississippi, USA. Poroże i rozmiar ciała są o około jedną trzecią większe dla niektórych populacji w porównaniu z innymi12. Ta odmiana jest silnie skorelowana z jakością paszy13,14; Największe samce znajdują się na obszarach o największej jakości paszy. Jednak historyczne wysiłki na rzecz odtworzenia jelenia bielika w Missisipi mogły doprowadzić do powstania genetycznych wąskich gardeł i/lub efektów założycielskich15,16, co może również częściowo wyjaśniać niektóre z obserwowanych regionalnych różnic w fenotypie jelenia białoogonowego.

Udostępniamy protokół, którego używaliśmy do kontrolowania jakości odżywczej dziko żyjących jeleni bielików, co pozwoliło nam ocenić, czy fenotyp samca jest ograniczony przez genetykę na poziomie populacji. Protokół ten pozwolił nam również ocenić, czy w naszych populacjach występują opóźnione efekty matczyne. Nasz kontrolowany projekt jest preferowany w stosunku do badań prowadzonych na populacjach żyjących na wolnym wybiegu, które ograniczają się do używania zmiennych środowiskowych jako wskaźnika ograniczeń żywieniowych3,17. Nasz kontrolowany projekt pozwala również na utrzymanie innych zmiennych, takich jak potencjalny przewlekły stres związany z interakcjami społecznymi, ponieważ wszystkie osoby są poddawane podobnym praktykom mieszkaniowym i hodowlanym. Dodatkowo, ponieważ odżywianie bezpośrednio wpływa na inne aspekty historii życia, od reprodukcji po przetrwanie18,19, kontrolowanie odżywiania pozwala badaczom ocenić inne zmienne, które wpływają na aspekty historii życia ssaków. Podobne protokoły zostały opisane w celu oceny pytań związanych z aspektami historii życia innych zwierząt kopytnych w Ameryce Północnej (np. 20,21).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Oświadczenie etyczne: Wszystkie techniki odłowu, postępowania i znakowania zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Stanowego Mississippi zgodnie z protokołami 04-068, 07-036, 10-033 oraz 13-034.

1. Wyznaczenie miejsc odłowu, unieruchomienie i transport dzikich jeleni ogoniastych

  1. Zidentyfikuj publiczne i prywatne posesje objęte programem Deer Management Assistance Program22 i wyznacz ≥29 miejsc odłowu w trzech regionach źródłowych w stanie Mississippi, USA.
    1. Wybierz kilka lokalizacji odłowu w każdym regionie źródłowym, aby zapewnić uchwycenie pełnego zakresu zmienności genetycznej występującej w populacji regionalnej.
    2. Uwaga: W tym przypadku regiony źródłowe obejmowały Deltę, która stanowi prawie 17% całkowitego obszaru lądowego stanu Mississippi w USA i jest uważana za region o wysokiej jakości gleb, gdzie dominującym sposobem użytkowania gruntów jest rolnictwo23,24. Wszystkie zwierzęta badawcze zostały odłowione z tego regionu w obrębie zasięgu występowania O. v. virginianus25. Pozostałe regiony obejmowały region Thin Loess (połączone górne i dolne Thin Loess), który stanowi prawie 14% całkowitego obszaru lądowego stanu Mississippi w USA i jest uważany za region o średniej jakości gleb. Rolnictwo jest również głównym sposobem użytkowania gruntów w regionie Thin Loess, choć nie jest ono tak rozpowszechnione jak w Delcie23,24. Wszystkie zwierzęta badawcze zostały odłowione z tego regionu w obrębie zasięgu występowania O. v. virginianus21. Ostatnio, region glebowy Lower Coastal Plain (LCP) obejmuje blisko 22% stanu Mississippi i jest klasyfikowany jako region o niskiej jakości gleb. Głównym przeznaczeniem gruntów w LCP jest produkcja drewna sosnowego oraz wypas zwierząt hodowlanych23,24. LCP pokrywa się również z zasięgiem geograficznym O. v. osceola; cztery z sześciu populacji źródłowych znajdowały się w odległości 21 km od tego obszaru25. Podgatunek ten został opisany jako mniejszy od O. v. virginianus26.

Mapa regionów pochodzenia gleby; Delta, Dolna Nizina Nadmorska, Cienki Less; schemat geograficzny.
Rycina 1: Populacje źródłowe. Regiony fizjograficzne w stanie Mississippi, USA, w których odłowiono ciężarne samice i młode. Rycina została zmodyfikowana na podstawie publikacji31. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Wybierz potencjalne miejsca odłowu spełniające następujące kryteria: charakterystyka siedliska sprzyjająca przemieszczaniu się jeleni, bliskość dróg w celu zapewnienia dostępu oraz rozproszenie w obrębie obszaru badań.
    UWAGA: Miejsca odłowu muszą umożliwiać ukrycie się technika przeprowadzającego odłów.
    1. Zanęć miejsca, używając około 10 kg łuskanej kukurydzy, aby przyciągnąć jelenie, a następnie oceń ich wykorzystanie na podstawie konsumpcji przynęty oraz zdjęć jeleni wykonanych przez kamery z czujnikiem ruchu. Przenieś odłów do alternatywnych miejsc, jeśli jelenie nie pojawią się w zanęconych punktach w ciągu 5-7 dni.
  2. Podczas odłowu przebywaj w ukrytym „stojaku”.
    1. Umieść stojak około 20 m z nawietrznej strony od stosu przynęty, biorąc pod uwagę dominujący kierunek wiatru, aby jelenie zbliżające się do przynęty miały mniejszą możliwość wyczucia zapachu technika.
      UWAGA: Zdecydowanie preferowane są stojaki podwyższone, przy czym wymagane jest stosowanie szelek bezpieczeństwa. Istnieje kilka wariantów stojaków dostępnych z różnych komercyjnych źródeł, a ich wybór zależy od osobnych preferencji. Na przykład stojak stały obejmuje siedzisko z drabiną dostępową przymocowaną do drzewa za pomocą pasów. Przenośne stojaki wspinaczkowe mogą być wnoszone przez technika, co zapewnia większą mobilność, gdyż technik może wybrać konkretne drzewo po dotarciu na miejsce odłowu. Zastosowanie przenośnych stojaków wspinaczkowych jest ograniczone do prostych drzew, pozbawionych gałęzi na wybranej wysokości.
  3. Użyj pistoletu do strzałek z zastosowaniem strzałki do radiotelemetrii o pojemności 3 cc, aby podać mieszaninę teletaminy HCl (4,4 mg/kg) i ksylazyny HCl (2,2 mg/kg).
    1. Zaplanuj działania związany z odłowem tak, aby zbiegały się z typowym cyklem aktywności zmierzchowej jeleni27. Rozpocznij każdą próbę odłowu na 2-3 h przed zachodem słońca.
    2. Kontynuuj odłów przez 2-3 h po zachodzie słońca, używając gogli noktowizyjnych i czerwonego punktu laserowego do precyzyjnego celowania, jeśli jelenie nie zostały odłowione w ciągu dnia.
    3. Oddaj strzał do jeleni, gdy są ustawione bokiem i pozostają w bezruchu.
      UWAGA: Celem jest tylna ćwiartka jelenia, ponieważ posiada ona znaczną ilość tkanki mięśniowej i znajduje się z dala od serca i płuc.
    4. Odczekaj około 15 min, aż zwierzęta poddane znieczaleniu strzałką (półroczne jelęta obu płci lub dorosłe samice w ciąży) zostaną całkowicie unieruchomione, przed ich zlokalizowaniem za pomocą sprzętu do kierunkowej radiotelemetrii.
    5. Potwierdź sedację osobników, sprawdzając odruchy rogówkowe (mruganie). Następnie zastosuj maść okulistyczną do oczu i załóż jeleniom opaskę na oczy, aby zredukować stres.
      UWAGA: Utrata termoregulacji jest następstwem unieruchomienia.
    6. Użyj termometru rektalnego do oceny temperatury ciała po wybudzeniu. Ogrzej jelenie za pomocą podgrzewanych koców, jeśli temperatura zwierzęcia spadnie poniżej 37,7 °C. Schłodź jelenie okładami z lodu, jeśli temperatura zwierzęcia przekroczy 40,0 °C.
    7. Umieść jelenia w pozycji brzusznej na noszach typu wojskowego i przetransportuj go z miejsca odłowu do zamkniętej przyczepy.
    8. Po umieszczeniu jelenia w przyczepie, odwróć działanie ksylazyny HCl, podając 0,125 mg/kg johimbiny HCl28.
    9. Przetransportuj wszystkie odłowione jelenie do wybranego ośrodka chowu w niewoli (np. Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial Deer Unit; MSU Deer Unit) i utrzymuj je w separacji w zależności od regionu pochodzenia.

2. Zaplecze hodowlane i ogólne zasady utrzymania zwierząt laboratoryjnych

UWAGA: Jednostka Badawcza Jeleni MSU jest podzielona na pięć zagród o powierzchni od 0.4 do 0.8 ha.

  1. Każdą stronę każdego wybiegu należy osłonić tkaniną zacieniającą, aby stworzyć barierę wizualną i fizyczną między wybiegami. Tkanina zacieniająca pomaga ograniczyć liczbę obrażeń i zapewnia cień w miesiącach letnich.
  2. Na jednym końcu każdego wybiegu należy umieścić 1-2 podwyższone czatownie skrzynkowe, aby ułatwić podawanie leków za pomocą strzałek podczas gromadzenia danych.
  3. Na przeciwległych końcach każdego wybiegu należy umieścić dwa karmniki korytowe, aby zmniejszyć konkurencję o pokarm wśród jeleni. W każdym wybiegu należy również zapewnić koryto z wodą.
  4. Jeleniom należy zapewnić wysokiej jakości dietę (pellet dla jeleni z 20% białka surowego) ad libitum.
    UWAGA: W tym przypadku dodatkowe dostępne pasze na wybiegach obejmowały koniczynę (Trifolium spp) i kostrzawę (Festuca spp) wraz z samosiewnymi trawami i roślinami zielnymi.
  5. Jeśli występują, należy utrzymywać dostępne pasze na wybiegach, stosując mieszankę herbicydów do zwalczania chwastów szerokolistnych i traw, zgodnie z dawkami podanymi na odpowiednich etykietach.
    UWAGA: Prawdopodobnie konieczne będzie wykorzystanie obiektów poza kampusem do pomieszczenia samców w wieku ≥5,5 miesiąca. Obiekty te składały się z dwóch wybiegów o powierzchni 0,7 ha na każdej z trzech posesji, z praktykami hodowlanymi podobnymi do tych w MSU Deer Unit.

Mapa stanów USA z zaznaczonymi hrabstwami stanu Mississippi; schemat rozkładu geograficznego.
Rysunek 2: Lokalizacje obiektów hodowlanych. Obszar badań, na którym znajdowały się obiekty satelitarne oraz Jednostka Jeleniowa (Deer Unit) Uniwersytetu Stanowego w Mississippi (MSU). Zacieniowane obszary oznaczają hrabstwa Oktibbeha (A), Noxubee (B), Attala (C), Scott (D) i Copiah (E) w stanie Mississippi, USA. Rysunek został zmodyfikowany na podstawie źródła34. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

3. Kontrola pasożytów i chorób

  1. Monitoruj zwierzęta badawcze pod kątem obecności nicieni (Strongyloides spp), stosując metodę flotacji kału, a liczbę pasożytów określając jako liczbę jaj na gram (EPG).
    1. W przypadku wystąpienia wysokich poziomów zakażenia, zastosuj kontrolę pasożytów poprzez podanie odrobaczacza w formie peletu (składnik aktywny: fenbendazol) w proporcji około 0,77 kg peletu odrobaczającego na 22,7 kg paszy w ciągu maja.
    2. Jeśli poziomy pasożytów pozostaną wysokie po wstępnym leczeniu, zastosuj iwerমেktynę w formie preparatu do aplikacji skórnej (pour-on) (5 mg/mL)29, wymieszaną w proporcji 2 mL/0,45 kg, i podaj zwierzętom w dawce 0,45 kg przetworzonej paszy na 45,4 kg masy ciała zwierzęcia.
      UWAGA: Epizootyczna choroba krwotoczna to czasami śmiertelna choroba wirusowa przenoszona przez meszki (Culicoides spp) w miesiącach letnich i jesiennych. W przypadku jej wystąpienia, należy traktować obiekt badawczy insektycydem (5% insektycyd ultra-low volume) 2-3 razy w tygodniu od 1 lipca do 1 października, aby zmniejszyć występowanie wektorów wśród zwierząt badawczych. Insektycyd należy rozpylać za pomocą zamgławiacza w każdym wybiegu oraz wokół obwodu obiektu około 90 min przed oficjalnym zachodem słońca. Preferowane metody kontroli pasożytów i chorób są specyficzne dla każdego obiektu hodowlanego. Podczas wszelkich badań nad dziką fauną w niewoli należy konsultować się z lekarzami weterynarii, aby zapewnić zdrowie i bezpieczeństwo zwierząt.

4. Gromadzenie danych

Badanie anatomii jelenia, pomiar długości nogi za pomocą centymetra, badania terenowe, biologia dzikiej przyrody.
Rysunek 3: Gromadzenie danych dotyczących nowonarodzonych jeleni. Pomiar długości stopy tylnej u nowonarodzonego jelenia w Rusty Dawkins Memorial Deer Unit Uniwersytetu Stanowego Missisipi w hrabstwie Oktibbeha, Missisipi, USA. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Codziennie przeszukuj obiekt hodowlany w poszukiwaniu koźląt w sezonie wycieleń.
    1. Oznacz nowonarodzone koźlęta za pomocą plastikowych kolczyków średniej wielkości, używając kolczykarza, przy czym na męską końcówkę kolczyka należy nanieść antybiotyk, aby zapobiec ewentualnej infekcji. Umieść kolczyk mniej więcej w centrum ucha koźlęcia.
    2. Zważ masę ciała (z dokładnością do 0,01 kg) za pomocą cyfrowej wagi wiszącej oraz zmierz długość stopy tylnej i całkowitą długość ciała (z dokładnością do mm).
    3. Pobierz próbki sierści i wyślij je do zewnętrznego ośrodka w celu ustalenia pokrewieństwa (patrz Tabela Materiałów).
      UWAGA: Ustalenie pokrewieństwa przeprowadzono na podstawie DNA, korzystając z zastrzeżonej, niestatystycznej, niestandardowej bazy danych w języku SQL. W porównaniu parowym alleli zewnętrzny ośrodek ustalał pokrewieństwo w przypadku wykluczenia wszystkich poza jednym ojcem i jedną matką na podstawie wspólnego allelu od każdego z rodziców we wszystkich badanych loci (B. G. Cassidy, komunikacja osobista). Ta metoda ustalania pokrewieństwa była stosowana również w poprzednich badaniach przeprowadzonych na białogonie w niewoli30,31.
    4. Podaj podskórnie 2 cc toksoidu oraz antytoksyny przeciwko Clostridium perfringens typów C i D, a następnie podaj doustnie każdemu koźlęciu 0,3 cc/kg iwermektyny w glikolu propylenowym (Mississippi State University Veterinarian School, Mississippi, USA).
  2. W październiku i listopadzie przeprowadź chemiczną immobilizację dorosłych samców (≥1,5 roku) w celu zebrania danych.
    1. Zimmobilizuj dorosłe zwierzęta w zagrodach, stosując tę samą kombinację HCl teletaminy i HCl ksylazyny, która była używana do odłowu zwierząt dzikich (krok 1.4).
    2. Podczas sedacji przeprowadź technika, który będzie strzelał z dmuchawki, na koniec zagrody, gdzie znajdują się podwyższone czatownie. W każdej z dwóch czatowni powinien znajdować się jeden technik.
    3. Osoba, która odprowadziła technika do czatowni, powinna wrócić na przeciwległy koniec zagrody.
      UWAGA: Jelenie oddalają się od tych osób i ustawiają przed czatowniami, gdzie technicy są w pozycji umożliwiającej wykonanie etycznych strzałów w każde zwierzę.
    4. Oddaj strzał do jelenia, gdy stoi on bokiem i pozostaje w bezruchu (sekcja 1.4).
    5. Odczekaj około 15 min, aż zwierzęta po zastrzyku zostaną całkowicie unieruchomione, zanim do nich podejdziesz.
    6. Potwierdź sedację osobników, sprawdzając odruchy oka (mruganie). Nałóż maść oftalmiczną na oczy i załóż jelenieom opaskę na oczy, aby zmniejszyć stres.
    7. Po pomyślnej sedacji jelenia przez techników monitoruj parametry życiowe zwierzęcia.
      1. Użyj termometru rektalnego do oceny temperatury ciała po wybudzeniu. Ogrzewaj jelenia za pomocą podgrzewanych koców, jeśli temperatura zwierzęcia jest niższa niż 37,7 °C. Chłodź jelenia okładami z lodu, jeśli temperatura zwierzęcia przekracza 40,0 °C.
    8. Umieść jelenia na noszach typu wojskowego i przetransportuj go pojazdem użytkowym UTV do wyznaczonego obszaru zbierania danych.
    9. Po transporcie dokonaj tych samych pomiarów morfometrycznych, które wykonano przy narodzinach (krok 4.1).
      1. Zważ masę ciała (z dokładnością do 0,01 kg) za pomocą cyfrowej wagi wiszącej oraz zmierz długość stopy tylnej i całkowitą długość ciała (z dokładnością do mm).
        UWAGA: Poszczególne jelenie różnie reagują na kombinację leków stosowanych podczas sedacji, dlatego podaj około 0,1-0,3 cc mieszaniny HCl teletaminy i HCl ksylazyny (w zależności od masy ciała jelenia), jeśli osobnik zacznie się budzić przed zakończeniem zbierania danych.
    10. Podaj wszystkim jeleniom odpowiednie do ich wielkości dawki antybiotyku, iwermektyny, szczepionki przeciw Clostridium oraz szczepionki przeciw leptospirozie po ich przetransportowaniu do obszaru zbierania danych (patrz sekcje 1 i 3).
  3. Wykonaj trzy pomiary poroża u dorosłych samców za pomocą miary do poroża, gdy zwierzę jest pod wpływem sedacji.
    1. Przed usunięciem poroża zmierz rozstaw wewnętrzny (największa odległość między głównymi belkami), obwód podstawy (najmniejsza średnica znajdująca się między naroślą a pierwszym odgałęzieniem G1) oraz długość głównej belki (odległość od podstawy poroża do czubka głównej belki).
    2. Usuń poroże około 3 cm powyżej narośli za pomocą piły szablowej. Nie usuwaj poroża na wysokości mniejszej niż 3 cm.

Procedura weterynaryjna u zwierząt dzikich z użyciem elektronarzędzia do usuwania poroża, metoda konserwatorska.
Rysunek 4: Gromadzenie danych od samców dorosłych. Usuwanie poroża za pomocą piły szablowej u uwięzionego dorosłego samca jelenia białogoniwego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Po zebraniu wszystkich danych od uspokojonego osobnika, umieść jelenia w odpowiednim boksie i podaj 0,125 mg/kg johimbiny HCl28 lub 4,0 mg/kg tolazoliny HCl32, aby odwrócić działanie ksylazyny HCl. Monitoruj osobniki, aby upewnić się, że pozostają w pozycji stereotypowej, aż wyjdą z sedacji i odzyskają pełną przytomność.
    UWAGA: W przypadku wystąpienia powikłań wymagających eutanazji zwierząt, etycznymi metodami uśmiercenia zwierzęcia są dyslokacja mózgu za pomocą pistoletutłokowego oraz przerwanie żyły szyjnej.
  2. Przenieś poroże na wyznaczony obszar, aby dokończyć pomiary jego rozmiaru.
    1. Zmierz każdy odgałęźnik wystający z głównej belki (G1, G2, G3, itp.) oraz dodatkowe punkty nietypowe przy użyciu drutu.
      UWAGA: Punkty, które nie mają odpowiednika na przeciwległej głównej belce lub nie są zgodne z definicją typowego zestawu poroża, są definiowane przez Boone and Crockett Club33.
    2. Owiń drut w miejscu, w którym odgałęźnik przecina się z główną belką, i zaznacz ten punkt jako punkt odniesienia.
    3. Zmierz odległość od tego punktu odniesienia do czubka odgałęźnika i powtórz czynność dla każdego odgałęźnika.
    4. Zbierz pozostałe pomiary obwodu, identyfikując najwęższy punkt między odgałęźnikami G1 i G2 (obwód H2), G2 i G3 (obwód H3) oraz G3 i G4, jeśli występuje (obwód H4).
    5. Jeśli odgałęźnik G4 nie występuje, zmierz odległość między punktem środkowym odgałęźnika G3 a końcem głównej belki i zmierz obwód H4 w punkcie środkowym.
    6. Zmierz mniej niż cztery obwody, gdy poroże posiada mniej niż trzy odgałęźniki.
      UWAGA: Na przykład główna belka z dwoma typowymi punktami obejmuje tylko trzy pomiary obwodu. Można stosować inne wytyczne (Safari Club International) do obliczania rozmiaru poroża; jednak w celu poprawnego porównania należy stosować spójne metody dla każdego zwierzęcia.
    7. Po wykonaniu wszystkich pomiarów oblicz wynik punktowy poroża analogicznie do całkowitej punktacji nietypowej wg Boone and Crockett33.
    8. Zważ poroże z dokładnością do 0,1 g za pomocą naukowej wagi cyfrowej i przypisz minimalną krytyczną masę poroża wynoszącą 1 g dla zwierząt pierwszego roku życia z porożem krótszym niż 3 cm.
  3. Unieruchom chemicznie młode osobniki w boksach w wieku około 5,5 miesiąca, stosując te same metody co u dorosłych (rozdział 4.2) i oznakuj je dużym plastikowym kolczykiem (krok 4.1.1).
    1. Aby unieruchomić dorosłe osobniki w niewoli, zastosuj takie same dawki mieszanki leków, jakich użyto do unieruchomienia jeleni dzikich (rozdział 1).
    2. Zbierz te same pomiary, które wykonano przy narodzinach (krok 4.1.2), i podaj te same środki profilaktyczne co u dorosłych (rozdział 4.2).
      UWAGA: Po zebraniu wszystkich danych przetransportuj każdego młodego samca do losowo przypisanej placówki satelitarnej za pomocą przyczepy.

5. Uzyskiwanie potomstwa pierwszej i drugiej generacji

  1. Sześciomiesięczne jelenie schwytane na wolności oraz potomstwo urodzone w ośrodku hodowlanym z matek schwytanych na wolności zaklasyfikuj jako osobniki pierwszego pokolenia.
  2. W sezonie rozpłodowym umieść dwóch samców z 7-16 samicami, aby uzyskać średni stosunek płci w stadzie rozpłodowym wynoszący jeden samiec na osiem samic.
    UWAGA: Samce do rozpłodu wybieraj z ośrodków satelitarnych na podstawie wyglądu zewnętrznego, ponieważ najzdrowsze osobniki (z największymi porożami i największą masą ciała) z największym prawdopodobieństwem będą obsługiwać samice przez cały sezon rozpłodowy, nie ulegając obrażeniom wynikającym z agresywnej natury samców w tym okresie.
    1. Dopuszczaj do rozrodu jedynie jelenie pochodzące z tego samego regionu źródłowego (np. samce z obszaru Delta kopulują z samicami z obszaru Delta, samce z obszaru Thin Loess z samicami z obszaru Thin Loess, a samce z obszaru LCP z samicami z obszaru LCP).
  3. Jeleniach poczęte od rodziców pierwszego pokolenia zaklasyfikuj jako potomstwo drugiego pokolenia. Hoduj te osobniki w niewoli od narodzin i karm taką samą wysokiej jakości dietą jak ich rodziców.
    UWAGA: Samice mogą wydawać potomstwo przez wiele lat, zazwyczaj jednak od różnych ojców w każdym roku. Zbierz w odniesieniu do potomstwa drugiego pokolenia takie same dane, jakie gromadzono dla osobników pierwszego pokolenia oraz osobników schwytanych na wolności.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Indywidualny wiek, jakość żywienia oraz genetyka wpływają na fenotyp samców jelenia ogoniatego. Projekt naszego badania pozwolił nam kontrolować jakość pożywienia spożywanego przez jelenie oraz zidentyfikować wiek każdego osobnika, co umożliwiło wiarygodne porównania w obrębie poszczególnych roczników. Dzięki kontroli żywienia i wieku w projekcie badania mogliśmy lepiej zrozumieć, czy genetyka na poziomie populacyjnym ogranicza fenotyp samców z dwóch badanych populacji. Poprawa żywienia m...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Z naszym protokołem wiąże się kilka kroków; Istnieją jednak cztery kluczowe kroki, które należy podjąć, aby zapewnić sukces tego protokołu. Po pierwsze, podczas chwytania dzikich jeleni musi istnieć kilka miejsc schwytania w jednym regionie źródłowym (krok 1.1.1). Posiadanie wielu miejsc schwytania gwarantuje, że wszelka zmienność genetyczna związana z regionem źródłowym będzie reprezentowana wśród jeleni. Po drugie, jelenie muszą być trzymane oddzielnie według regionu źródłowego w okresie lęgowym (kroki 1.4.9 i 5.2.1). ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Departamentowi Dzikiej Przyrody, Rybołówstwa i Parków Mississippi (MDWFP) za wsparcie finansowe z wykorzystaniem środków z Federalnej Ustawy o Pomocy w Odbudowie Dzikiej Przyrody (W-48-61). Dziękujemy biologom z MDWFP: W. McKinleyowi, A. Blaylockowi, A. Gary'emu i L. Wilfowi za ich szerokie zaangażowanie w gromadzenie danych. Dziękujemy również S. Tuckerowi jako koordynatorowi placówki oraz wielu doktorantom i technikom za ich pomoc w zbieraniu danych. Ten manuskrypt jest wkładem WFA427 Centrum Badań nad Lasami i Dziką Przyrodą Uniwersytetu Stanowego Mississippi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Łuskana kukurydza
Podwyższony stojak
Uprząż
Roleta
Model 196 ProjektorPneu-Dart, Pensylwania, USA
Rzutki radiotelemetryczne 3cc(Pneu-Dart, Pensylwania, USA)
Różne rozmiary Rzutki (Pneu-Dart, Pensylwania, Stany Zjednoczone)
Teletamine HCl (Telazol, Fort Dodge Animal Health, Iowa, USA)
Ksylazyna HCl (West Texas Rx Pharmacy, Amarillo, Teksas, USA)
Yhoimbine HCl
Tolazoline HCl
Military Style Gurney
Termometr
Tkanina
20% surowego białka Granulki jelenia (Purina AntlerMax Professional High Energy Breeder 59UB, Purina, Missouri, USA)
Karmniki
Koniczyna komercyjna (Durana Clover, Pennington Seed Co., Georgia, USA)
Kostrzewa handlowa (Kostrzewa Max-Q, Pennington Seed Co., Georgia, USA)
Koce
Okłady
Zwalczanie chwastów szerokolistnych (2, 4-DB Herbacide, Butyrac 200)
Zwalczanie trawy (Poast Herbacide, BASF Co.)
Granulowany robakSafeguard Co.,  substancja czynna fenbendazol
Pasożyt Pour-on Treatment (Ivomec, Merial Co.)
Środek owadobójczyRiptide, McLaughlin Gormley King Co.) 
Średnie i duże plastikowe kolczyki (Allflex, Teksas, USA)
Zdalna lokalizacja, która przypisała rodzicówDNA Solutions Animal Solutions Manager (DNA Solutions, Oklahoma, USA)
Cyfrowa waga wisząca (Moultrie, EBSCO Industries, Inc.) 
Taśma miernicza
Clostridium perfringens typu C i D Toxoid Essential 3 (Kolorado Serum Co.)
Clostridium perfringens Antytoksyna typu C i D pochodzenia końskiego(Colorado Serum Co.)
Iwermektyna w glikolu
Antybiotyk(Nuflor, Schuering-Plough Animal Health Corp., New Jersey, USA)
Iwermektyna (Norbrook Labratories, LTD., Down, Irlandia Północna, Wielka Brytania)
Szczepionka Clostidial(Vision 7 with SPUR, Ivesco LLC, Iowa, USA)
Szczepionka przeciw leptospirozie (Leptoferm-5, Pfizer, Inc., Nowy Jork, USA)
Przyczepa do transportu
Piła szablasta (DEWALT, Maryland, USA)
Naukowa skala cyfrowa (Global Industrail, Global Equipment Company Inc)
Taśma miernicza z poroża
Zamgławiacz
Plastikowe kolczyki do uszu (Allflex, Teksas, USA)
Plastikowy kolczyk do uszu(Allflex, Teksas, USA)
bezpieczeństwanaziemnadoodbytniczyzacieniającakorytowez lodupropylenowym

Bibliografia

  1. Bernardo, J. Maternal effects in animal ecology. Amer Zool. 36 (2), 83-105 (1996).
  2. Forchhammer, M. C., Clutton-Brock, T. H., Lindstrom, J., Albon, S. D. Climate andpopulation density induce long-term cohort variation in a northern ungulate. J Anim Ecol. 70 (5), 721-729 (2001).
  3. Freeman, E. D., Larsen, R. T., Clegg, K., McMillan, B. R. Long-lasting effects of maternal condition in free-ranging cervids. PLoS ONE. 8 (3), 5873(2013).
  4. Geist, V. Environmentally guided phenotype plasticity in mammals and some of its consequences to theoretical and applied biology. Alternative life-history styles of animals. Burton, M. N. , Kluwer Academic Publishers. Dordrect. 153-176 (1989).
  5. Clutton-Brock, T. H., Guinness, F. E., Albon, S. D. Reproductive success in stags. Red Deer: Behavior and ecology of two sexes. , The University of Chicago Press. Chicago. 151-152 (1982).
  6. Coltman, D. W., Festa-Bianchet, M., Jorgenson, J. T., Strobeck, C. Age-dependent sexual selection in bighorn rams. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 269 (1487), 165-172 (2002).
  7. Festa-Bianchet, M. The cost of trying: Weak interspecific correlations among life-history components in male ungulates. Can J Zool. 90 (9), 1072-1085 (2012).
  8. Kie, J. G., et al. Reproduction in North American elk Cervus elaphus.: Paternity of calves sired by males of mixed age classes. Wildlife Biol. 19 (3), 302-310 (2013).
  9. Welch, C. A., Keay, J., Kendall, K. C., Robbins, C. T. Constraints on frugivory by bears. Ecology. 78 (4), 1105-1119 (1997).
  10. Madsen, T., Shine, R. Silver spoons and snake body sizes: Prey availability early in life influences long-term growth rates of free-ranging pythons. J Anim Ecol. 69 (6), 952-958 (2000).
  11. Saino, N., Romano, M., Rubolini, D., Caprioli, M., Ambrosini, R., Fasola, M. Food supplementation affects egg albumen content and body size asymmetry among yellow-legged gull siblings. Behav Ecol Sociobiol. 64 (11), 1813-1821 (2010).
  12. Strickland, B. K., Demarais, S. Age and regional differences in antlers and mass of white-tailed deer. J Wildl Manage. 64 (4), 903-911 (2000).
  13. Jones, P. D., Demarais, S., Strickland, B. K., Edwards, S. L. Soil region effects on white-tailed deer forage protein content. Southeast Nat. 7 (4), 595-606 (2008).
  14. Strickland, B. K., Demarais, S. Influence of landscape composition and structure on antler size of white-tailed deer. J Wildl Manage. 72 (5), 1101-1108 (2008).
  15. DeYoung, R. W., Demarais, S., Honeycutt, R. L., Rooney, A. P., Gonzales, R. A., Gee, K. L. Genetic consequences of white-tailed deer (Odocoileus virginianus) restoration in Mississippi. Mol Ecol. 12 (12), 3237-3252 (2003).
  16. Sumners, J. A., et al. Variable breeding dates among populations of white-tailed deer in the southern United States: The legacy of restocking. J Wildl Manage. 79 (8), 1213-1225 (2015).
  17. Mech, D. L., Nelson, M. E., McRoberts, R. E. Effects of maternal and grandmaternal nutrition on deer mass and vulnerability to wolf predation. J Mammal. 72 (1), 146-151 (1991).
  18. Therrien, J. F., Còtê, S., Festa-Bianchet, D. M., Ouellet, J. P. Maternal care in white-tailed deer: trade-off between maintenance and reproduction under food restriction. Anim Behav. 75 (1), 235-243 (2008).
  19. Parker, K. L., Barboza, P. S., Gillingham, M. P. Nutrition integrates environmental responses of ungulates. Funct Ecol. 23 (1), 57-69 (2009).
  20. Monteith, K. L., Schmitz, L. E., Jenks, J. A., Delger, J. A., Bowyer, R. T. Growth of male white-tailed deer: consequences of maternal effects. J Mammal. 90 (3), 651-660 (2009).
  21. Tollefson, T. N., Shipley, L. A., Myers, W. L., Keisler, D. H., Nairanjana, D. Influence of summer and autumn nutrition on body condition and reproduction in lactating mule deer. J Wildl Manage. 74 (5), 974-986 (2010).
  22. Guynn, D. C., Mott, S. P., Cotton, W. D., Jacobson, H. A. Cooperative management of white-tailed deer on private lands in Mississippi. Wildl Soc Bull. 11 (3), 211-214 (1983).
  23. Pettry, D. E. Soil resource areas of Mississippi. Mississippi Agricultural and Forestry Experiment Station. , Mississippi State. Information Sheet 1278 (1977).
  24. Snipes, C. E., Nichols, S. P., Poston, D. H., Walker, T. W., Evans, L. P., Robinson, H. R. Current agricultural practices of the Mississippi Delta. Office of Agricultural Communications. , Mississippi State. Bulletin 1143 (2005).
  25. Baker, R. H. Origin, classification, and distribution of the white-tailed deer. White-tailed deer: ecology and management. Halls, L. K. , Stackpole, Pennsylvania. 1-18 (1984).
  26. Barbour, T., Allen, G. M. The white-tailed deer of eastern United States). J Mammal. 3 (2), 65-80 (1922).
  27. Rouleau, I., Crête, M., Ouellet, J. P. Contrasting the summer ecology of white-taileddeer inhabiting a forested and an agricultural landscape. Ecoscience. 9 (4), 459-469 (2002).
  28. Kreeger, T. J. Handbook of wildlife chemical immobilization. , International Wildlife Veterinary Services. Laramie. (1996).
  29. Pound, J. M., Miller, J. A., Oethler, D. D. Depletion rates of injected and ingested Ivermectin from blood serum of penned white-tailed deer, Odocoileus virginianus (Zimmermann) (Artiodactyla: Cervidae). J Medl Entomol. 41 (1), 65-68 (2004).
  30. Jones, P. D., Demarais, S., Strickland, B. K., DeYoung, R. W. Inconsistent relation of male body mass with breeding success in captive white-tailed deer. J Mammal. 92 (3), 527-533 (2011).
  31. Michel, E. S., Flinn, E. B., Demarais, S., Strickland, B. K., Wang, G., Dacus, C. M. Improved nutrition cues switch from efficiency to luxury phenotypes for a long-lived ungulate. Ecol Evol. 6 (20), 7276-7285 (2016).
  32. Miller, B. F., Muller, L. I., Doherty, T., Osborn, D. A., Miller, K. V., Warren, R. J. Effectiveness of antagonists for tiletamine-zolazepam/xylazine immobilization in female white-tailed deer. J Wildl Dis. 40 (3), 533-537 (2004).
  33. Nesbitt, W. H., Wright, P. L., Buckner, E. L., Byers, C. R., Reneau, J. Measuring and scoring North American big game trophies. 3rd edn. , Boone and Crockett Club. Missoula. (2009).
  34. Michel, E. S., Demarais, S., Strickland, B. K., Smith, T., Dacus, C. M. Antler characteristics are highly heritable but influenced by maternal factors. J Wildl Manage. 80 (8), 1420-1426 (2016).
  35. Severinghaus, C. W. Tooth development and wear as criteria of age in white-tailed deer. J Wildl Manage. 13 (2), 195-216 (1949).
  36. Gee, K. L., Webb, S. L., Holman, J. H. Accuracy and implications of visually estimating age of male white-tailed deer using physical characteristics from photographs. Wild Soc Bull. 38, 96-102 (2014).
  37. Storm, D. J., Samuel, M. D., Rolley, R. E., Beissel, T., Richards, B. J., Van Deelen, T. R. Estimating ages of white-tailed deer: Age and sex patterns of error using tooth wear-and-replacement and consistency of cementum annuli. Wild Soc Bull. 38 (1), 849-865 (2014).
  38. Montero, D., Izquierdo, M. S., Tort, L., Robaina, L., Vergara, J. M. High stocking density produces crowding stress altering some physiological and biochemical parameters in gilthead seabream, Sparus aurata., juveniles. Fish Physiol Biochem. 20 (1), 53-60 (1999).
  39. Charbonnel, N., et al. Stress demographic decline: a potential effect mediated by impairment of reproduction and immune function in cyclic vole populations. Physiol Biochem Zool. 81 (1), 63-73 (2008).
  40. Crews, D., Gillette, R., Scarpino, S. V., Manikkam, M., Savenkova, M. I., Skinner, M. K. Epigenetic transgenerational inheritance of altered stress responses. Proc Natl Acad Sci. 109 (23), 9143-9148 (2012).
  41. Maher, J. M., Werner, E. E., Denver, R. J. Stress hormones mediate predator-induced phenotypic plasticity in amphibian tadpoles. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 280 (1758), 20123075(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Jele ogonobia ywielko poro amasa cia ajako ywieniowagenetyka populacyjnakontrolowane rodowiskopomiary morfometryczneprotok sedacjiusuwanie poro agromadzenie danych

Powiązane artykuły