Protokół oceny względnego wpływu środowiska i genetyki na wzrost poroża i ciała długowiecznych jeleniowatych

Eric S. Michel; Emily B. Flinn; Stephen Demarais; Bronson K. Strickland; Guiming Wang; Chad M. Dacus

doi:10.3791/56059

Method Article

Protokół oceny względnego wpływu środowiska i genetyki na wzrost poroża i ciała długowiecznych jeleniowatych

DOI:

10.3791/56059

⸱

August 8th, 2017

Eric S. Michel¹^,² , Emily B. Flinn¹ , Stephen Demarais¹ , Bronson K. Strickland¹ , Guiming Wang¹ , Chad M. Dacus³

¹Department of Wildlife, Fisheries and Aquaculture, Mississippi State University, ²Department of Natural Resource Management, South Dakota State University, ³Mississippi Department of Wildlife, Fisheries and Parks

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Różnice fenotypowe między populacjami jeleniowatych mogą być związane z genetyką lub odżywianiem na poziomie populacji; rozpoznanie, które z nich jest trudne w naturze. Niniejszy protokół opisuje, w jaki sposób zaprojektowaliśmy kontrolowane badanie, w którym wyeliminowano różnice w odżywianiu. Odkryliśmy, że zmienność fenotypowa samców jelenia bielika była bardziej ograniczona przez odżywianie niż genetykę.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fenotyp jeleniowatego można zaklasyfikować do jednej z dwóch kategorii: efektywność, która sprzyja przetrwaniu w porównaniu z ekstrawaganckim wzrostem morfometrycznym, oraz luksus, który sprzyja wzrostowi dużego uzbrojenia i rozmiarów ciała. Populacje tego samego gatunku wykazują każdy fenotyp w zależności od warunków środowiskowych. Chociaż poroże i wielkość ciała samca jelenia wirginijskiego (Odocoileus virginianus) różnią się w zależności od regionu fizjograficznego w Mississippi w USA i są silnie skorelowane z regionalnymi różnicami w jakości odżywczej, nie można lekceważyć wpływu genetyki na poziomie populacji z rodzimych stad i wcześniejszych wysiłków na rzecz ponownego zarybiania. Ten protokół opisuje, w jaki sposób zaprojektowaliśmy kontrolowane badanie, w którym kontrolowane są inne czynniki wpływające na fenotyp, takie jak wiek i odżywianie. Sprowadziliśmy dziko żyjące ciężarne samice i sześciomiesięczne jelonki z trzech różnych regionów fizjograficznych w Mississippi w USA do Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial Deer Unit. Jelenie z tego samego regionu zostały wyhodowane w celu uzyskania drugiego pokolenia potomstwa, co pozwoliło nam ocenić reakcje pokoleniowe i efekty matczyne. Wszystkie jelenie jadły tę samą wysokiej jakości (20% surowego białka w granulkach z jelenia) dietę ad libitum. Jednoznacznie oznaczyliśmy każdego noworodka i zarejestrowaliśmy masę ciała, tylną stopę i całkowitą długość ciała. Każdej kolejnej jesieni podawaliśmy osobom sedację poprzez zdalne wstrzyknięcie i pobieraliśmy próbki tych samych morfometrii oraz poroża dorosłych. Odkryliśmy, że wszystkie morfometrie zwiększyły się od pierwszego do drugiego pokolenia, z pełną kompensacją wielkości poroża (zmienność regionalna już nie występuje) i częściową kompensacją masy ciała (pewne dowody na zmienność regionalną) widoczną w drugim pokoleniu. Drugie pokolenie samców, które pochodziło z naszego regionu o najgorszej jakości glebie, wykazało około 40% wzrost rozmiaru poroża i około 25% wzrost masy ciała w porównaniu z ich dziko odławianymi odpowiednikami. Nasze wyniki sugerują, że zmienność fenotypowa dzikich samców jelenia bielika w Missisipi jest bardziej związana z różnicami w jakości żywieniowej niż genetyką na poziomie populacji.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Czynniki środowiskowe, których doświadcza matka podczas ciąży i laktacji, mogą wpływać na fenotyp jej potomstwa, niezależnie od genotypu^1,²^,³. Matki, które zamieszkują środowiska o wysokiej jakości, prawdopodobnie wydadzą potomstwo, które wykazuje luksusowy fenotyp (duże poroże i rozmiar ciała⁴), podczas gdy matki, które zamieszkują środowisko o niskiej jakości, mogą wydać potomstwo, które wykazuje fenotyp wydajności (małe poroże i rozmiar ciała⁴). W związku z tym, utrzymywanie się w środowisku o wysokiej jakości może pozwolić matce na wydanie męskiego potomstwa o dużych cechach fenotypowych, co może bezpośrednio wpływać na możliwości reprodukcyjne potomstwa⁵^,⁶^,⁷^,⁸ i pośrednio wpływać na inkluzywną sprawność matki.

Chociaż odżywianie bezpośrednio wpływa na cechy fenotypowe u wszystkich taksonów (Ursus americanus, Ursus arctos⁹; Liasis fuscusI¹⁰; Larus michahellis¹¹), kilka czynników może wpływać na fenotypy jelenia bielika w Mississippi, USA. Poroże i rozmiar ciała są o około jedną trzecią większe dla niektórych populacji w porównaniu z innymi¹². Ta odmiana jest silnie skorelowana z jakością paszy¹³^,¹⁴; Największe samce znajdują się na obszarach o największej jakości paszy. Jednak historyczne wysiłki na rzecz odtworzenia jelenia bielika w Missisipi mogły doprowadzić do powstania genetycznych wąskich gardeł i/lub efektów założycielskich¹⁵^,¹⁶, co może również częściowo wyjaśniać niektóre z obserwowanych regionalnych różnic w fenotypie jelenia białoogonowego.

Udostępniamy protokół, którego używaliśmy do kontrolowania jakości odżywczej dziko żyjących jeleni bielików, co pozwoliło nam ocenić, czy fenotyp samca jest ograniczony przez genetykę na poziomie populacji. Protokół ten pozwolił nam również ocenić, czy w naszych populacjach występują opóźnione efekty matczyne. Nasz kontrolowany projekt jest preferowany w stosunku do badań prowadzonych na populacjach żyjących na wolnym wybiegu, które ograniczają się do używania zmiennych środowiskowych jako wskaźnika ograniczeń żywieniowych³^,¹⁷. Nasz kontrolowany projekt pozwala również na utrzymanie innych zmiennych, takich jak potencjalny przewlekły stres związany z interakcjami społecznymi, ponieważ wszystkie osoby są poddawane podobnym praktykom mieszkaniowym i hodowlanym. Dodatkowo, ponieważ odżywianie bezpośrednio wpływa na inne aspekty historii życia, od reprodukcji po przetrwanie¹⁸^,¹⁹, kontrolowanie odżywiania pozwala badaczom ocenić inne zmienne, które wpływają na aspekty historii życia ssaków. Podobne protokoły zostały opisane w celu oceny pytań związanych z aspektami historii życia innych zwierząt kopytnych w Ameryce Północnej (np. ²⁰^,²¹).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oświadczenie etyczne: Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Stanowego Mississippi zatwierdził wszystkie techniki chwytania, obchodzenia się i znakowania zgodnie z protokołami 04-068, 07-036, 10-033 i 13-034.

1. Ustanowienie miejsc chwytania, unieruchomienie i transport dzikich jeleni bielików

Zidentyfikuj nieruchomości publiczne i prywatne, które są zarejestrowane w programie Deer Management Assistance Program²² i ustanów ≥29 miejsc przechwytywania w trzech regionach źródłowych w stanie Missisipi w USA.
1. Zidentyfikuj kilka miejsc schwytania w każdym regionie źródłowym, aby upewnić się, że zakres zmienności genetycznej obecnej w populacji regionalnej zostanie uchwycony.
2. Uwaga: W tym przypadku regiony źródłowe obejmowały Deltę, która obejmuje prawie 17% całkowitej powierzchni lądowej w Mississippi w USA i jest uważana za region glebowy wysokiej jakości, w którym rolnictwo jest głównym zastosowaniem gruntów²³^,²⁴. Wszystkie badane zwierzęta zostały schwytane z tego regionu w obrębie rozmieszczenia O. v. virginianus²⁵. Inne regiony obejmowały region Thin Loess (górny i dolny cienki less łącznie), który obejmuje prawie 14% całkowitej powierzchni lądowej w Mississippi w USA i jest uważany za region glebowy średniej jakości. Rolnictwo jest również głównym sposobem użytkowania gruntów w regionie Thin less, choć nie tak powszechnym jak w Delta²³^,²⁴. Wszystkie badane zwierzęta zostały schwytane z tego regionu w obrębie rozmieszczenia O. v. virginianus²¹. Wreszcie, region glebowy Lower Coastal Plain (LCP) obejmuje prawie 22% Missisipi i jest klasyfikowany jako region glebowy o niskiej jakości. Głównymi zastosowaniami gruntów w LCP są produkcja drewna sosnowego i wypas zwierząt gospodarskich²³^,²⁴. LCP pokrywa się również z rozmieszczeniem geograficznym O. v. osceola; cztery z sześciu populacji źródłowych znajdowały się w promieniu 21 km od tego rozmieszczenia²⁵. Ten podgatunek został opisany jako mniejszy niż O. v. virginianus²⁶.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Populacje źródłowe. Regiony fizjograficzne, w których złapano ciężarne matki i jelonki w Mississippi, USA. Ten rysunek został zmodyfikowany z reference³¹. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Wybierz potencjalne miejsca odłowu, które spełniają następujące kryteria: cechy siedliska sprzyjające przemieszczaniu się jeleni, bliskość dróg dojazdowych oraz rozmieszczenie na badanym obszarze.
UWAGA: Miejsca przechwytywania muszą umożliwiać ukrycie technika chwytania.
1. Miejsca przynęty z około 10 kg łuskanej kukurydzy, aby zachęcić jelenie do odwiedzenia i oceny użycia na podstawie spożycia przynęty oraz jeleni sfotografowanych przez kamery wrażliwe na ruch. Przenieś się w inne miejsca, jeśli jelenie nie pojawią się w miejscach z przynętą w ciągu 5-7 dni.
Podczas wydarzeń związanych z przechwytywaniem usiądź w ukrytym "stojaku".
1. Postaw w odległości około 20 m z wiatrem od stosu przynęty, biorąc pod uwagę dominujący kierunek wiatru, aby jelenie zbliżające się do przynęty były mniej zdolne do wyczucia technika chwytania.
  UWAGA: Zdecydowanie preferowane są podwyższone stojaki i wymagane są szelki bezpieczeństwa. Istnieje kilka odmian stojaków z różnych źródeł komercyjnych, a ich użytkowanie różni się w zależności od osobistych preferencji. Na przykład stojak z blokadą obejmowałby siedzenia z drabinką umożliwiającą dostęp przymocowaną do drzewa za pomocą pasów. Przenośne stojaki wspinaczkowe mogą być wnoszone przez technika chwytania i pozwalają na zwiększenie mobilności, ponieważ technik może wybrać konkretne drzewo po przybyciu na miejsce schwytania. Przenośne stojaki wspinaczkowe są ograniczone do zastosowania na prostych drzewach bez gałęzi na wybraną wysokość.
Użyj pistoletu do strzałek sprzężonego ze strzałką radiotelemetryczną o pojemności 3 cm3, aby dostarczyć mieszaninę chlorowodorku teletaminy (4,4 mg/kg) i chlorowodorku ksylazyny (2,2 mg/kg).
1. Zaplanuj działania związane z chwytaniem tak, aby zbiegły się z typowym cyklem aktywności zmierzchowej jelenia²⁷. Każdą próbę schwytania rozpocznij 2-3 godziny przed zachodem słońca.
2. Kontynuuj przechwytywanie przez 2-3 godziny po zachodzie słońca, używając gogli noktowizyjnych i lasera kolimatorowego do umieszczania strzałów, jeśli jelenie nie zostaną schwytane w ciągu dnia.
3. Strzelaj do jeleni, gdy są bocznie i nieruchome.
  UWAGA: Tylna ćwiartka jelenia jest celem, ponieważ ma znaczną tkankę mięśniową i znajduje się z dala od serca i płuc.
4. Odczekaj około 15 minut, aż rzucane zwierzęta docelowe (sześciomiesięczne jelonki obu płci lub ciężarne dorosłe samice) zostaną całkowicie unieruchomione, zanim zlokalizujesz je za pomocą kierunkowego sprzętu radiotelemetrycznego.
5. Upewnij się, że osoby są uspokojone, sprawdzając, czy nie ma odruchów ocznych (mruganie). Następnie nałóż maść okulistyczną na oczy i zawiąż oczy jelenia, aby zmniejszyć stres.
  UWAGA: Utrata termoregulacji jest konsekwencją unieruchomienia.
6. Użyj termometru doodbytniczego, aby ocenić temperaturę ciała po wyzdrowieniu. Ciepły jeleń z podgrzewanymi kocami, jeśli temperatura zwierzęcia jest niższa niż 37,7 °C. Chłodny jeleń z okładami z lodu, jeśli temperatura zwierzęcia przekracza 40,0 °C.
7. Umieść jelenia w pozycji sterowej na noszach w stylu wojskowym i przetransportuj jelenia z miejsca schwytania do zamkniętej przyczepy.
8. Po umieszczeniu jelenia w przyczepie, odwróć działanie ksylazyny HCl za pomocą 0,125 mg / kg johimbiny HCl²⁸.
9. Przetransportuj wszystkie schwytane jelenie do żądanego obiektu przetrzymywania w niewoli (np. Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial Deer Unit; MSU Deer Unit) i utrzymuj je oddzielnie według regionu źródłowego.

2. Obiekty w niewoli i ogólne praktyki hodowlane zwierząt badawczych

UWAGA: Jednostka jeleni MSU jest podzielona na pięć zagród o powierzchni od 0,4 do 0,8 ha.

Przykryj z każdej strony każdy długopis ściereczką przeciwsłoneczną, aby działała jako wizualna i fizyczna bariera między pisakami. Tkanina zacieniająca pomaga zmniejszyć obrażenia i zapewnia cień w miesiącach letnich.
Umieść 1-2 podwyższone żaluzje skrzynkowe na jednym końcu każdego pióra, aby ułatwić zdarzenia rzucania podczas zbierania danych.
Umieść dwa karmniki w stylu korytowym na oddzielnych końcach każdej zagrody, aby zmniejszyć konkurencję o pożywienie wśród jeleni. Zapewnij również koryto na wodę w każdym kojcu.
Zapewnij jeleniom wysokiej jakości dietę (20% surowego białka w granulkach z jelenia) ad libitum.
UWAGA: W tym przypadku dodatkowe dostępne pasze w zagrodach obejmowały (Trifolium spp) i kostrzewę (Festuca spp) wraz z samosiewami traw i traw
Jeśli to możliwe, utrzymuj dostępne pasze w zagrodach, stosując mieszaninę herbicydów do zwalczania chwastów szerokolistnych i traw, stosując dawki mieszanki podane na odpowiednich etykietach.
UWAGA: Prawdopodobnie konieczne będzie korzystanie z obiektów poza kampusem w celu zakwaterowania ≥5,5-miesięcznych chłopców. Obiekty te składały się z dwóch zagród o powierzchni 0,7 ha na każdej z trzech posesji, w których stosowano praktyki hodowlane podobne do jednostki jeleni MSU.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Lokalizacje obiektów przechwytujących. Obszar badań, w którym znajdowały się urządzenia satelitarne i jednostka jeleni Uniwersytetu Stanowego Mississippi (MSU). Zacienione obszary oznaczają Oktibbeha (A), Noxubee (B), Attala (C), Scott (D) i Copiah (E), hrabstwa Mississippi, USA. Ten rysunek został zmodyfikowany z reference³⁴. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

3. Zwalczanie pasożytów i chorób

Monitorowanie zwierząt badawczych pod kątem pasożytów glisty (Strongyloides spp.) za pomocą flotacji kałowej z pasożytami mierzonymi w postaci jaj na gram (EPG).
1. Jeśli występuje w wysokich stężeniach, należy zapewnić zwalczanie pasożytów, podając granulowany robak (substancja czynna fenbendazol) w ilości około 0,77 kg granulowanego robaka na 22,7 kg paszy w maju.
2. Jeśli poziom pasożytów utrzymuje się na wysokim poziomie po początkowym leczeniu, należy zastosować preparat do nalewania iwermektyny (5 mg/ml)²⁹, wymieszać w ilości 2 ml/0,45 kg i podać zwierzętom w ilości 0,45 kg paszy poddanej działaniu środka na 45,4 kg masy zwierzęcia.
  UWAGA: Krwotoczna choroba zwierzynieniowa jest czasami śmiertelną chorobą wirusową przenoszoną przez gryzącą muszkę (Culicoides spp.) w miesiącach letnich i jesiennych. Jeśli jest obecny, potraktuj placówkę badawczą środkiem owadobójczym (5% insektycydu o bardzo małej objętości) 2-3 razy w tygodniu od 1 lipca do 1 października, aby zmniejszyć częstość występowania wektorów wśród zwierząt badawczych. Rozpyl ten środek owadobójczy w każdym kojcu i na całym obwodzie obiektu około 90 minut przed oficjalnym zachodem słońca za pomocą zamgławiacza. Preferowane metody zwalczania pasożytów i chorób są unikalne dla każdego obiektu trzymanego w niewoli. Podczas wszelkich badań nad dziką fauną i florą w niewoli należy konsultować się z weterynarzami, aby zapewnić zdrowie i bezpieczeństwo zwierząt.

4. Gromadzenie danych

figure-protocol-3
Rysunek 3: Zbieranie danych o nowonarodzonych jelonkach. Pomiar długości tylnej stopy nowonarodzonego jelonka w Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial Deer Unit w hrabstwie Oktibbeha w stanie Mississippi, USA. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Codziennie przeszukuj ośrodek w niewoli w poszukiwaniu jelonków w okresie porodowym.
1. Unikalnie oznacz nowonarodzone jelonki średnimi plastikowymi kolczykami za pomocą kolczyka do uszu z antybiotykiem nałożonym na męski koniec kolczyka, aby zapobiec potencjalnej infekcji. Umieść kolczyk mniej więcej na środku ucha jelonka.
2. Zmierz masę ciała (z dokładnością do 0,01 kg) za pomocą cyfrowej wagi wiszącej i zmierz długość tylnej stopy oraz całkowitą długość ciała (najbliższą mm).
3. Zbierz próbki włosów i wyślij je do odległego miejsca w celu przypisania przodków (patrz Tabela materiałów).
  UWAGA: Przypisanie rodziców zostało dokonane przy użyciu DNA w oparciu o zastrzeżoną, niestatystyczną bazę danych języka zapytań o niestandardowej strukturze. W porównaniu alleli parami, odległe miejsce przypisania rodzicielstwa przypisało rodzicielstwo, gdy wykluczyło wszystkich oprócz jednego buhaja i jednej matki na podstawie wspólnego allelu od każdego rodzica we wszystkich testowanych loci (B. G. Cassidy, komunikacja osobista). Ta metoda przypisywania rodzicielstwa była również stosowana w poprzednich badaniach przeprowadzonych na jeleniach białoogonowych żyjących w niewoli³⁰^,³¹.
4. Podać podskórnie 2 cm3 toksoidu Clostridium perfringens typu C i D oraz antytoksyny Clostridium perfringens typu C i D oraz podać doustnie 0,3 cm3/kg iwermektyny w glikolu propylenowym (Mississippi State University Veterinarian School, Mississippi, USA) doustnie.
Unieruchomij chemicznie dorosłych samców (≥1,5 roku) w październiku i listopadzie w celu zebrania danych.
1. Unieruchomić dorosłe osoby w kojcu przy użyciu tej samej kombinacji chlorowodorku teletaminy i chlorowodorku ksylazyny, które są używane do chwytania dzikich zwierząt (krok 1.4).
2. Podczas zdarzeń uspokajających idź z technikiem, który będzie rzucał się do końca kojca, w którym znajdują się podwyższone żaluzje. Miej jednego technika w każdej z dwóch rolet.
3. Niech osoba, która odprowadziła technika do osoby niewidomej, wróci na przeciwległy koniec kojca.
  UWAGA: Jelenie odsuwają się od tych techników i umieszczają się przed żaluzjami, gdzie technicy są w stanie oddać etyczne strzały każdemu jeleniowi.
4. Strzelaj do jeleni, gdy są one w pozycji burtowej i nieruchomej (sekcja 1.4).
5. Odczekaj około 15 minut, aż rzucane zwierzęta zostaną całkowicie unieruchomione, zanim się do niego zbliżysz.
6. Upewnij się, że osoby są uspokojone, sprawdzając, czy nie ma odruchów ocznych (mruganie). Nałóż maść okulistyczną na oczy i zawiąż oczy jelenia, aby zmniejszyć stres.
7. Po tym, jak rzutki pomyślnie uspokoją pojedynczego jelenia, monitoruj wskaźniki życiowe jelenia.
  1. Użyj termometru doodbytniczego, aby ocenić temperaturę ciała po wyzdrowieniu. Ciepły jeleń z podgrzewanymi kocami, jeśli temperatura zwierzęcia jest niższa niż 37,7 °C. Chłodny jeleń z okładami z lodu, jeśli temperatura zwierzęcia przekracza 40,0 °C.
8. Załaduj jelenia na wóz w stylu wojskowym i przetransportuj go pojazdem użytkowym do wcześniej określonego obszaru zbierania danych.
9. Po przewiezieniu należy zanotować te same pomiary morfometryczne, które zarejestrowano przy urodzeniu (krok 4.1).
  1. Zmierz masę ciała (z dokładnością do 0,01 kg) za pomocą cyfrowej wagi wiszącej i zmierz długość tylnej stopy oraz całkowitą długość ciała (najbliższy mm).
    UWAGA: Poszczególne jelenie różnie reagują na kombinację leków stosowanych podczas wydarzeń uspokajających, więc należy podać około 0,1-0,3 cm3 mieszaniny HCl teletaminy i HCl ksylazyny (w zależności od masy ciała pojedynczego jelenia), jeśli osobnik wyjdzie z sedacji przed zakończeniem zbierania danych.
10. Wszystkim jeleniom należy podać odpowiednie do wielkości ilości antybiotyku, iwermektyny, szczepionki zamykającej i szczepionki przeciwko leptospirozie po ich przetransportowaniu do obszaru gromadzenia danych (patrz punkty 1 i 3).
Wykonaj trzy pomiary poroża od dorosłych samców za pomocą taśmy mierniczej do pomiaru poroża, podczas gdy zwierzę jest pod wpływem środków uspokajających.
1. Zmierz rozpiętość wewnętrzną (najszersza odległość między belkami głównymi), obwód podstawowy (najmniejsza średnica znajdująca się między zadziorem a zębem G1) oraz długość belki głównej (odległość od podstawy poroża do końca belki głównej) poroża przed usunięciem poroża.
2. Usuń poroże około 3 cm nad zadziorem za pomocą piły szablastej. Nie usuwaj poroża mniejszego niż 3 cm.

figure-protocol-4
Rysunek 4: Zbieranie danych o dorosłych mężczyznach. Usuwanie poroża za pomocą piły szablastej od dorosłego samca jelenia bielika trzymanego w niewoli. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Po zebraniu wszystkich danych od osoby poddanej sedacji, umieść jelenia w odpowiednim kojcu i podaj 0,125 mg / kg johimbiny HCl²⁸ lub 4,0 mg / kg tolazoliny HCl³², aby odwrócić działanie ksylazyny HCl. Monitoruj osoby, aby upewnić się, że pozostają w pozycji mostkowej, dopóki nie wyjdą z sedacji i nie będą w pełni czujne.
UWAGA: Jeśli wystąpią komplikacje i zwierzęta muszą zostać poddane eutanazji, wówczas eutanazja poprzez zwichnięcie mózgu za pomocą ogłuszacza śrubowego i przecięcie żyły szyjnej są etycznymi sposobami pozbycia się zwierzęcia.
Przynieś poroże w wyznaczone miejsce, aby zakończyć mierzenie rozmiaru poroża.
1. Zmierz każdy pojedynczy ząb wystający z belki głównej (G1, G2, G3 itd.) oraz dodatkowe nietypowe punkty za pomocą drutu.
  UWAGA: Punkty, które nie mają pasującego odpowiednika na przeciwległej belce głównej lub nie są zgodne z definicją typowego zestawu poroża, są definiowane przez Boone and Crockett Club³³.
2. Owiń drut wokół miejsca, w którym ząb przecina belkę główną i zaznacz ten punkt jako odniesienie.
3. Zmierz od tego punktu odniesienia do czubka zęba i powtórz dla każdego zęba.
4. Zbierz pozostałe pomiary obwodu, identyfikując najmniejszy punkt między zębami G1 i G2 (obwód H2), zębami G2 i G3 (obwód H3) oraz zębami G3 i G4, jeśli występują (obwód H4).
5. Jeśli ząb G4 nie jest obecny, zmierz odległość między punktem środkowym zęba G3 a końcem belki głównej i zmierz obwód H4 w punkcie środkowym.
6. Zmierz mniej niż cztery obwody, jeśli poroże zawiera mniej niż trzy zęby.
  UWAGA: Na przykład belka główna z dwoma typowymi punktami zawiera tylko trzy pomiary obwodu. Osoby mogą skorzystać z innych wytycznych (Safari Club International) do obliczania rozmiaru poroża; Jednakże w celu prawidłowego porównania dla każdego zwierzęcia należy stosować spójne metody.
7. Po wykonaniu wszystkich pomiarów oblicz wynik poroża podobny do brutto nietypowego wyniku Boone'a i Crocketta³³.
8. Zważyć poroże z dokładnością do 0,1 g za pomocą naukowej wagi cyfrowej i przypisać minimalną krytyczną masę poroża wynoszącą 1 g dla zwierząt pierwszorocznych z porożem krótszym niż 3 cm.
Unieruchomić chemicznie młode osobniki w kojcu w wieku około 5,5 miesiąca przy użyciu tych samych metod dla dorosłych (sekcja 4.2) i oznaczyć młode osobniki dużym plastikowym kolczykiem w uchu (krok 4.1.1).
1. Do unieruchamiania dorosłych osobników żyjących w niewoli należy stosować te same dawki mieszaniny leków, co do unieruchamiania dzikich jeleni (sekcja 1).
2. Należy pobrać te same pomiary, które pobrano po urodzeniu (krok 4.1.2) i zastosować te same środki zapobiegawcze, co osoby dorosłe (punkt 4.2).
  UWAGA: Po zebraniu wszystkich danych przetransportuj każdego młodego samca do losowo przydzielonego obiektu satelitarnego za pomocą przyczepy.

5. Produkcja potomstwa w pierwszym i drugim pokoleniu

Klasyfikuj sześciomiesięczne dziko żyjące jelonki i potomstwo urodzone w ośrodku zamkniętym z dzikich matek jako osobniki pierwszego pokolenia.
W sezonie lęgowym umieść dwa samce po 7-16 samic, aby uzyskać średni stosunek płci hodowlanej jeden samiec do ośmiu samic.
UWAGA: Wybieraj samce hodowlane z obiektów satelitarnych na podstawie wyglądu fizycznego, ponieważ najzdrowsze samce (największe poroże i rozmiar ciała) najprawdopodobniej będą obsługiwać samice przez cały sezon lęgowy bez uszczerbku na obrażeniach spowodowanych agresywną naturą samców w sezonie lęgowym.
1. Zezwalaj jeleniom na rozmnażanie się tylko z innymi osobnikami z tego samego regionu źródłowego (np. samce Delta rozmnażają samice Delta, samce Thin Loess rozmnażają samice Thin less, a samce LCP rozmnażają samce LCP).
Klasyfikuj jelenie poczęte przez rodziców w pierwszym pokoleniu jako potomstwo w drugim pokoleniu. Wychowuj te osobniki w niewoli od urodzenia i karm je taką samą wysokiej jakości dietą, jak ich rodzice.
UWAGA: Samice mogą rodzić potomstwo przez wiele lat, ale zazwyczaj z różnymi reproduktorami każdego roku. Zbierz te same dane o potomstwie w drugim pokoleniu, co o osobnikach w pierwszym pokoleniu i osobnikach schwytanych w środowisku naturalnym.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Indywidualny wiek, jakość odżywcza i genetyka wpływają na fenotyp samca jelenia białoogonowego. Nasz projekt badania pozwolił nam kontrolować jakość odżywiania spożywanego przez jelenie i pozwolił nam określić wiek każdego jelenia w celu przeprowadzenia ważnych porównań w klasach wiekowych. Kontrolując odżywianie i wiek za pomocą naszego projektu badania, byliśmy w stanie lepiej zrozumieć, czy genetyka na poziomie populacji ograniczała fenotyp mężczyzn z dwóch badanych populacji. Poprawa ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Z naszym protokołem wiąże się kilka kroków; Istnieją jednak cztery kluczowe kroki, które należy podjąć, aby zapewnić sukces tego protokołu. Po pierwsze, podczas chwytania dzikich jeleni musi istnieć kilka miejsc schwytania w jednym regionie źródłowym (krok 1.1.1). Posiadanie wielu miejsc schwytania gwarantuje, że wszelka zmienność genetyczna związana z regionem źródłowym będzie reprezentowana wśród jeleni. Po drugie, jelenie muszą być trzymane oddzielnie według regionu źródłowego w okresie lęgowym (kroki 1.4.9 i 5.2.1). ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Departamentowi Dzikiej Przyrody, Rybołówstwa i Parków Mississippi (MDWFP) za wsparcie finansowe z wykorzystaniem środków z Federalnej Ustawy o Pomocy w Odbudowie Dzikiej Przyrody (W-48-61). Dziękujemy biologom z MDWFP: W. McKinleyowi, A. Blaylockowi, A. Gary'emu i L. Wilfowi za ich szerokie zaangażowanie w gromadzenie danych. Dziękujemy również S. Tuckerowi jako koordynatorowi placówki oraz wielu doktorantom i technikom za ich pomoc w zbieraniu danych. Ten manuskrypt jest wkładem WFA427 Centrum Badań nad Lasami i Dziką Przyrodą Uniwersytetu Stanowego Mississippi.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
Name	Company	Comments
Łuskana kukurydza
Podwyższony stojak
Uprząż
Roleta
Model 196 Projektor	Pneu-Dart, Pensylwania, USA
Rzutki radiotelemetryczne 3cc	(Pneu-Dart, Pensylwania, USA)
Różne rozmiary Rzutki	(Pneu-Dart, Pensylwania, Stany Zjednoczone)
Teletamine HCl	(Telazol, Fort Dodge Animal Health, Iowa, USA)
Ksylazyna HCl	(West Texas Rx Pharmacy, Amarillo, Teksas, USA)
Yhoimbine HCl
Tolazoline HCl
Military Style Gurney
Termometr
Tkanina
20% surowego białka Granulki jelenia	(Purina AntlerMax Professional High Energy Breeder 59UB, Purina, Missouri, USA)
Karmniki
Koniczyna komercyjna	(Durana Clover, Pennington Seed Co., Georgia, USA)
Kostrzewa handlowa	(Kostrzewa Max-Q, Pennington Seed Co., Georgia, USA)
Koce
Okłady
Zwalczanie chwastów szerokolistnych (2, 4-DB Herbacide, Butyrac 200)
Zwalczanie trawy	(Poast Herbacide, BASF Co.)
Granulowany robak	Safeguard Co.,	substancja czynna fenbendazol
Pasożyt Pour-on Treatment	(Ivomec, Merial Co.)
Środek owadobójczy	Riptide, McLaughlin Gormley King Co.)
Średnie i duże plastikowe kolczyki	(Allflex, Teksas, USA)
Zdalna lokalizacja, która przypisała rodziców	DNA Solutions Animal Solutions Manager (DNA Solutions, Oklahoma, USA)
Cyfrowa waga wisząca	(Moultrie, EBSCO Industries, Inc.)
Taśma miernicza
Clostridium perfringens typu C i D Toxoid Essential 3	(Kolorado Serum Co.)
Clostridium perfringens Antytoksyna typu C i D pochodzenia końskiego	(Colorado Serum Co.)
Iwermektyna w glikolu
Antybiotyk	(Nuflor, Schuering-Plough Animal Health Corp., New Jersey, USA)
Iwermektyna	(Norbrook Labratories, LTD., Down, Irlandia Północna, Wielka Brytania)
Szczepionka Clostidial	(Vision 7 with SPUR, Ivesco LLC, Iowa, USA)
Szczepionka przeciw leptospirozie	(Leptoferm-5, Pfizer, Inc., Nowy Jork, USA)
Przyczepa do transportu
Piła szablasta	(DEWALT, Maryland, USA)
Naukowa skala cyfrowa	(Global Industrail, Global Equipment Company Inc)
Taśma miernicza z poroża
Zamgławiacz
Plastikowe kolczyki do uszu	(Allflex, Teksas, USA)
Plastikowy kolczyk do uszu	(Allflex, Teksas, USA)

bezpieczeństwanaziemnadoodbytniczyzacieniającakorytowez lodupropylenowym

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bernardo, J. Maternal effects in animal ecology. Amer Zool. 36 (2), 83-105 (1996).
Forchhammer, M. C., Clutton-Brock, T. H., Lindstrom, J., Albon, S. D. Climate andpopulation density induce long-term cohort variation in a northern ungulate. J Anim Ecol. 70 (5), 721-729 (2001).
Freeman, E. D., Larsen, R. T., Clegg, K., McMillan, B. R. Long-lasting effects of maternal condition in free-ranging cervids. PLoS ONE. 8 (3), 5873(2013).
Geist, V. Environmentally guided phenotype plasticity in mammals and some of its consequences to theoretical and applied biology. Alternative life-history styles of animals. Burton, M. N. , Kluwer Academic Publishers. Dordrect. 153-176 (1989).
Clutton-Brock, T. H., Guinness, F. E., Albon, S. D. Reproductive success in stags. Red Deer: Behavior and ecology of two sexes. , The University of Chicago Press. Chicago. 151-152 (1982).
Coltman, D. W., Festa-Bianchet, M., Jorgenson, J. T., Strobeck, C. Age-dependent sexual selection in bighorn rams. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 269 (1487), 165-172 (2002).
Festa-Bianchet, M. The cost of trying: Weak interspecific correlations among life-history components in male ungulates. Can J Zool. 90 (9), 1072-1085 (2012).
Kie, J. G., et al. Reproduction in North American elk Cervus elaphus.: Paternity of calves sired by males of mixed age classes. Wildlife Biol. 19 (3), 302-310 (2013).
Welch, C. A., Keay, J., Kendall, K. C., Robbins, C. T. Constraints on frugivory by bears. Ecology. 78 (4), 1105-1119 (1997).
Madsen, T., Shine, R. Silver spoons and snake body sizes: Prey availability early in life influences long-term growth rates of free-ranging pythons. J Anim Ecol. 69 (6), 952-958 (2000).
Saino, N., Romano, M., Rubolini, D., Caprioli, M., Ambrosini, R., Fasola, M. Food supplementation affects egg albumen content and body size asymmetry among yellow-legged gull siblings. Behav Ecol Sociobiol. 64 (11), 1813-1821 (2010).
Strickland, B. K., Demarais, S. Age and regional differences in antlers and mass of white-tailed deer. J Wildl Manage. 64 (4), 903-911 (2000).
Jones, P. D., Demarais, S., Strickland, B. K., Edwards, S. L. Soil region effects on white-tailed deer forage protein content. Southeast Nat. 7 (4), 595-606 (2008).
Strickland, B. K., Demarais, S. Influence of landscape composition and structure on antler size of white-tailed deer. J Wildl Manage. 72 (5), 1101-1108 (2008).
DeYoung, R. W., Demarais, S., Honeycutt, R. L., Rooney, A. P., Gonzales, R. A., Gee, K. L. Genetic consequences of white-tailed deer (Odocoileus virginianus) restoration in Mississippi. Mol Ecol. 12 (12), 3237-3252 (2003).
Sumners, J. A., et al. Variable breeding dates among populations of white-tailed deer in the southern United States: The legacy of restocking. J Wildl Manage. 79 (8), 1213-1225 (2015).
Mech, D. L., Nelson, M. E., McRoberts, R. E. Effects of maternal and grandmaternal nutrition on deer mass and vulnerability to wolf predation. J Mammal. 72 (1), 146-151 (1991).
Therrien, J. F., Còtê, S., Festa-Bianchet, D. M., Ouellet, J. P. Maternal care in white-tailed deer: trade-off between maintenance and reproduction under food restriction. Anim Behav. 75 (1), 235-243 (2008).
Parker, K. L., Barboza, P. S., Gillingham, M. P. Nutrition integrates environmental responses of ungulates. Funct Ecol. 23 (1), 57-69 (2009).
Monteith, K. L., Schmitz, L. E., Jenks, J. A., Delger, J. A., Bowyer, R. T. Growth of male white-tailed deer: consequences of maternal effects. J Mammal. 90 (3), 651-660 (2009).
Tollefson, T. N., Shipley, L. A., Myers, W. L., Keisler, D. H., Nairanjana, D. Influence of summer and autumn nutrition on body condition and reproduction in lactating mule deer. J Wildl Manage. 74 (5), 974-986 (2010).
Guynn, D. C., Mott, S. P., Cotton, W. D., Jacobson, H. A. Cooperative management of white-tailed deer on private lands in Mississippi. Wildl Soc Bull. 11 (3), 211-214 (1983).
Pettry, D. E. Soil resource areas of Mississippi. Mississippi Agricultural and Forestry Experiment Station. , Mississippi State. Information Sheet 1278 (1977).
Snipes, C. E., Nichols, S. P., Poston, D. H., Walker, T. W., Evans, L. P., Robinson, H. R. Current agricultural practices of the Mississippi Delta. Office of Agricultural Communications. , Mississippi State. Bulletin 1143 (2005).
Baker, R. H. Origin, classification, and distribution of the white-tailed deer. White-tailed deer: ecology and management. Halls, L. K. , Stackpole, Pennsylvania. 1-18 (1984).
Barbour, T., Allen, G. M. The white-tailed deer of eastern United States). J Mammal. 3 (2), 65-80 (1922).
Rouleau, I., Crête, M., Ouellet, J. P. Contrasting the summer ecology of white-taileddeer inhabiting a forested and an agricultural landscape. Ecoscience. 9 (4), 459-469 (2002).
Kreeger, T. J. Handbook of wildlife chemical immobilization. , International Wildlife Veterinary Services. Laramie. (1996).
Pound, J. M., Miller, J. A., Oethler, D. D. Depletion rates of injected and ingested Ivermectin from blood serum of penned white-tailed deer, Odocoileus virginianus (Zimmermann) (Artiodactyla: Cervidae). J Medl Entomol. 41 (1), 65-68 (2004).
Jones, P. D., Demarais, S., Strickland, B. K., DeYoung, R. W. Inconsistent relation of male body mass with breeding success in captive white-tailed deer. J Mammal. 92 (3), 527-533 (2011).
Michel, E. S., Flinn, E. B., Demarais, S., Strickland, B. K., Wang, G., Dacus, C. M. Improved nutrition cues switch from efficiency to luxury phenotypes for a long-lived ungulate. Ecol Evol. 6 (20), 7276-7285 (2016).
Miller, B. F., Muller, L. I., Doherty, T., Osborn, D. A., Miller, K. V., Warren, R. J. Effectiveness of antagonists for tiletamine-zolazepam/xylazine immobilization in female white-tailed deer. J Wildl Dis. 40 (3), 533-537 (2004).
Nesbitt, W. H., Wright, P. L., Buckner, E. L., Byers, C. R., Reneau, J. Measuring and scoring North American big game trophies. 3rd edn. , Boone and Crockett Club. Missoula. (2009).
Michel, E. S., Demarais, S., Strickland, B. K., Smith, T., Dacus, C. M. Antler characteristics are highly heritable but influenced by maternal factors. J Wildl Manage. 80 (8), 1420-1426 (2016).
Severinghaus, C. W. Tooth development and wear as criteria of age in white-tailed deer. J Wildl Manage. 13 (2), 195-216 (1949).
Gee, K. L., Webb, S. L., Holman, J. H. Accuracy and implications of visually estimating age of male white-tailed deer using physical characteristics from photographs. Wild Soc Bull. 38, 96-102 (2014).
Storm, D. J., Samuel, M. D., Rolley, R. E., Beissel, T., Richards, B. J., Van Deelen, T. R. Estimating ages of white-tailed deer: Age and sex patterns of error using tooth wear-and-replacement and consistency of cementum annuli. Wild Soc Bull. 38 (1), 849-865 (2014).
Montero, D., Izquierdo, M. S., Tort, L., Robaina, L., Vergara, J. M. High stocking density produces crowding stress altering some physiological and biochemical parameters in gilthead seabream, Sparus aurata., juveniles. Fish Physiol Biochem. 20 (1), 53-60 (1999).
Charbonnel, N., et al. Stress demographic decline: a potential effect mediated by impairment of reproduction and immune function in cyclic vole populations. Physiol Biochem Zool. 81 (1), 63-73 (2008).
Crews, D., Gillette, R., Scarpino, S. V., Manikkam, M., Savenkova, M. I., Skinner, M. K. Epigenetic transgenerational inheritance of altered stress responses. Proc Natl Acad Sci. 109 (23), 9143-9148 (2012).
Maher, J. M., Werner, E. E., Denver, R. J. Stress hormones mediate predator-induced phenotypic plasticity in amphibian tadpoles. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 280 (1758), 20123075(2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Protokół oceny względnego wpływu środowiska i genetyki na wzrost poroża i ciała długowiecznych jeleniowatych

In This Article

Summary

Abstract

Introduction

Protocol

Results

Discussion

Disclosures

Acknowledgements

Materials

References

Reprints and Permissions

Tags

Related Articles

Related Articles

The cost of trying: Weak interspecific correlations among life-history components in male ungulates.

Reproduction in North American elk Cervus elaphus.: Paternity of calves sired by males of mixed age classes.

Silver spoons and snake body sizes: Prey availability early in life influences long-term growth rates of free-ranging pythons.

Food supplementation affects egg albumen content and body size asymmetry among yellow-legged gull siblings.

Age and regional differences in antlers and mass of white-tailed deer.

Influence of landscape composition and structure on antler size of white-tailed deer.

Variable breeding dates among populations of white-tailed deer in the southern United States: The legacy of restocking.

Maternal care in white-tailed deer: trade-off between maintenance and reproduction under food restriction.

Nutrition integrates environmental responses of ungulates.

Growth of male white-tailed deer: consequences of maternal effects.

Influence of summer and autumn nutrition on body condition and reproduction in lactating mule deer.

Inconsistent relation of male body mass with breeding success in captive white-tailed deer.

Antler characteristics are highly heritable but influenced by maternal factors.

Accuracy and implications of visually estimating age of male white-tailed deer using physical characteristics from photographs.

Estimating ages of white-tailed deer: Age and sex patterns of error using tooth wear-and-replacement and consistency of cementum annuli.

High stocking density produces crowding stress altering some physiological and biochemical parameters in gilthead seabream, Sparus aurata., juveniles.