Artykuł metodologiczny

Ustandaryzowana metoda pomiaru wewnętrznej powierzchni płuc za pomocą pneumonektomii u myszy i implantacji protezy

DOI:

10.3791/56114

⸱

26 lipca 2017

 ,  , 
1Department of Life Sciences, Peking University, 2National Institute of Biological Sciences, Beijing, 3Graduate School of Peking Union Medical College

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wewnętrzna powierzchnia płuc (ISA) jest krytycznym kryterium oceny morfologii i fizjologii płuc w chorobach płuc i regeneracji pęcherzyków płucnych wywołanej urazem. Opisujemy tutaj znormalizowaną metodę, która może zminimalizować błąd systematyczny pomiaru ISA zarówno w modelach myszy do pneumonektomii płuc, jak i implantacji protez.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Morfologia, fizjologia i funkcje oddechowe płuc zmieniają się zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i patologicznych. Wewnętrzna powierzchnia płuc (ISA), reprezentująca zdolność płuc do wymiany gazowej, jest krytycznym kryterium oceny czynności oddechowej. Jednak stronniczość obserwatora może znacząco wpływać na mierzone wartości parametrów morfologicznych płuc. Opisany przez nas protokół minimalizuje odchylenia podczas pomiarów dwóch parametrów morfologicznych wykorzystywanych do obliczania ISA: wewnętrznej objętości płuc (ILV) i średniego przecięcia liniowego (MLI). Wykorzystując ISA jako parametr morfometryczny i funkcjonalny do określenia wyniku regeneracji wyrostka zębodołowego zarówno w modelach myszy do pneumonektomii (PNX), jak i implantacji protez, stwierdziliśmy, że zwiększony ISA po leczeniu PNX był znacznie zablokowany przez implantację protezy do jamy klatki piersiowej1. Oczekuje się, że możliwość dokładnego ilościowego określenia ISA nie tylko poprawi wiarygodność i odtwarzalność badań nad czynnością płuc w modelach regeneracji pęcherzyków płucnych wywołanych kontuzjami, ale także przyczyni się do mechanistycznych odkryć wielu chorób płuc.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podstawową funkcją płuc jest wymiana tlenu i dwutlenku węgla między naczyniami krwionośnymi a atmosferą. Choroby płuc, takie jak dysplazja oskrzelowo-płucna (BPD), przewlekła obturacyjna choroba płuc (POChP) i ostre infekcje dróg oddechowych, powodują zmniejszenie ISA2. Naukowcy badający choroby płuc opracowali kilka metod ilościowych do oceny zmian morfologicznych w płucach, w tym MLI, ILV, liczbę jednostek wymiany gazowej, ISA i zgodność tkanki płucnej2,3. Pionierskie badania Weibel i wsp.4 oraz Duguid et al.5 razem ustaliły, że ISA może być używany jako bezpośrednia miara zdolności wymiany gazowej w płucach człowieka i może być używany jako kryterium do określenia nasilenia rozedmy płuc. W wielu badaniach opublikowanych w ciągu ostatnich pięciu lat wykorzystano parametry morfologiczne płuc (np. ISA i MLI) do oceny zmian morfologicznych i funkcjonalnych w płucach myszy podczas rozwoju6 oraz podczas rekonwalescencji po urazie PNX1,7. ISA oblicza się za pomocą równania 18,9:

figure-introduction-1

, gdzie ILV to wewnętrzna objętość płuc, a MLI to parametr pośredni, który reprezentuje rozmiar obwodowej przestrzeni powietrznej płuc10.

PNX, chirurgiczne usunięcie jednego lub więcej płatów płuc, zostało szeroko opisane jako indukujące regenerację pęcherzyków płucnych u wielu gatunków, w tym u ludzi11, mice1, dogs12, rats13, oraz rabbits14,15. Badanie płuc myszy po czternastu dniach od PNX wykazało, że zarówno ekspansja wcześniej istniejących pęcherzyków płucnych, jak i tworzenie się pęcherzyków płucnych de novo przyczyniają się do przywrócenia ISA, ILV i liczby pęcherzyków płucnych w pozostałych tkankach płucnych1. My i inni wykazaliśmy, że wprowadzenie materiałów takich jak gąbka, wosk lub proteza o niestandardowym kształcie do pustej jamy klatki piersiowej po PNX (tj. implantacji protezy) upośledza regenerację pęcherzyków płucnych. Obecnie jest mocno ugruntowane, że siła mechaniczna działa jako jeden z najważniejszych czynników inicjujących regenerację pęcherzyków płucnych1,16,17. Badania te podkreśliły skuteczność stosowania wartości ISA z płuc leczonych PNX i wszczepionych protezami jako kryterium ilościowej oceny regeneracji wyrostek zębodołowych.

Wiadomo, że stronniczość obserwatora znacząco wpływa na mierzone wartości parametrów morfologicznych płuc (np. MIL i ILV). Standaryzowane protokoły mogą być stosowane w celu wyeliminowania tego błędu systematycznego w określaniu zarówno ILV, jak i MLI, które są dwoma parametrami używanymi do obliczania ISA. W tym miejscu zapewniamy bardzo szczegółowe, ustandaryzowane protokoły pomiaru tych parametrów płuc. Co ważne, możliwość dokładnego ilościowego określenia ISA może poprawić wiarygodność i odtwarzalność badań nad czynnością płuc w modelach regeneracji pęcherzyków płucnych wywołanych urazem i ułatwić mechanistyczne odkrycia w wielu chorobach płuc.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury użyte w tym protokole zostały przeprowadzone zgodnie z zaleceniami zawartymi w Wytycznych dotyczących opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych Narodowego Instytutu Nauk Biologicznych w Pekinie. 8-tygodniowe samce myszy CD-1 były trzymane w specyficznym ośrodku wolnym od patogenów (SPF) do czasu przeprowadzenia eksperymentów. Operacje przeprowadzano przy użyciu całkowicie znieczulonych myszy (tj. bez reakcji na uszczypnięcie palca). Po operacji myszy trzymano w ciepłym, wilgotnym pomieszczeniu z wystarczającą ilością pożywienia i świeżej wody. Myszy zostały uśmiercone przy użyciu przedawkowania środka znieczulającego podawanego w wstrzyknięciu dootrzewnowym.

1. Chirurgia PNX u myszy

  1. W pełni znieczulić myszy fenobarbitalem sodu (120 mg / kg masy ciała) i buprenorfiną (0,1 mg / kg masy ciała) poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe (IP). Wykonaj operację, gdy myszy nie reagują już na szczypanie palców.
  2. Usuń włosy z lewej klatki piersiowej myszy za pomocą chemicznej depilacji (obszar ~3 x 3cm2).
  3. Zabezpiecz każdą mysz na platformie intubacyjnej brzuszną stroną skierowaną w stronę operatora (Rysunek 1A).
  4. Wyciągnij język myszy i oświetl struny głosowe za pomocą laryngoskopu dla małych zwierząt, zawierającego wycięcie do prowadzenia cewników18 (Rysunek 1A).
  5. Rozróżnij struny głosowe, obserwując ruchy strun głosowych podczas oddychania. Delikatnie wprowadzić kaniulę do intubacji dożylnej 20 G do tchawicy pod kątem przednim19.
  6. Umieść myszy w prawej bocznej pozycji leżącej i podłącz kaniulę do respiratora mechanicznego (np. z kontrolowanym ciśnieniem; patrz tabela materiałów). Sprawdź wprowadzenie kaniuli do tchawicy, obserwując ruchy oddechowe klatki piersiowej myszy (Rysunek 1B).
  7. Ustaw ciśnienie wdechowe wentylatora na 12 cm H2O i ustaw częstość oddechów na 120 oddechów na minutę (Rysunek 1B).
  8. Odkaż skórę w obszarze operacyjnym za pomocą betadyny i 70% etanolu.
  9. Wykonaj 2-3 cm nacięcie torakotomii tylno-bocznej w przestrzeni na 5przestrzeni międzyżebrowej, przeciąć skórę i mięśnie nożyczkami Noyes Spring Scissors (krawędź tnąca: 14 mm; średnica końcówki: 0,275 mm) (Rysunek 2B, C). Narzędzia chirurgiczne używane do zabiegu torakotomii są sterylizowane przed użyciem.
    10. Wykonaj 1,5 cm nacięcie w 5. przestrzeni międzyżebrowej, aby odsłonić lewe płuco (Rysunek 2D, E).
  10. Podczas operacji użyj kauteryzatora o wysokiej temperaturze, aby zatrzymać krwawienie.
  11. Podnieś jedną trzecią lewego płata płuca z klatki piersiowej za pomocą kleszczy z końcówką (Ryc. 2F), a następnie użyj bawełnianego wacika, aby wyciągnąć całe lewe płuco (Rycina 2G).
  12. Zidentyfikuj tętnicę płucną i oskrzela lewego płata płuca (Rysunek 2G).
  13. Mocno podwiń oskrzela i naczynia na wnęce jedwabnym szwem chirurgicznym i wytnij lewy płat płuca w odległości 3 - 4 mm od podwiązania (Rysunek 2H, I).
    UWAGA: Należy uważać, aby nie odciąć węzłów szwów na lewej wnęce, co może spowodować powstanie odmy opłucnowej (tj. powietrza lub gazu w jamie klatki piersiowej).
  14. Zamknij ścianę klatki piersiowej 1 szwem, a następnie zszyj kolejno warstwę mięśniową i warstwę skóry, używając 5 - 6 przerwanych szwów. Pozostaw 3 - 4 mm odstęp między każdym szwem (Rysunek 2M, 2N).
    UWAGA: Igłę do szwu chirurgicznego należy trzymać z dala od serca; Nieumyślne nakłucie serca spowoduje natychmiastową śmierć.
  15. Zdezynfekuj obszar operacyjny jodonem powidonu.
  16. Po operacji chirurgicznej umieść mysz na podkładce termicznej o temperaturze 38 °C i podłącz ją do respiratora, aż rozpoczną się spontaniczne ruchy oddechowe (Rysunek 2O).

2. Implantacja protezy

  1. Wykonaj kroki 1.1 - 1.13 procedury PNX (czyli do momentu, w którym lewy płat płuca myszy zostanie usunięty).
  2. Zacisnąć środek protezy silikonowej (wykonanej przez klienta, 12 mm długości, 3 mm grubości, 7 mm szerokości, 0,2 g, kształt elipsoidalny) za pomocą kleszczy (Rysunek 2J). Wysterylizuj protezę silikonową przed założeniem.
  3. Jedną ręką przytrzymaj żebro kleszczami, aby odsłonić klatkę piersiową, a następnie drugą ręką włóż protezę do lewej pustej klatki piersiowej.
    UWAGA: Kąt wsunięcia wynosi około 45 stopni między płaszczyzną czołową protezy a powierzchnią klatki piersiowej (Rysunek 2K, L). Zachowaj ostrożność podczas zakładania protezy. Nadmierna siła spowoduje pęknięcie opłucnej.
  4. Dostosuj orientację protezy za pomocą kleszczy, aby upewnić się, że proteza zajmuje lewą pustą jamę piersiową.
  5. Wykonaj kroki 1.14 - 1.16 procedury PNX myszy.

3. Pomiar ILV

  1. Przygotuj niestandardowe urządzenie ("rurkę do napełniania"), które składa się z tłoka wyjętego z jednorazowej pipety serologicznej (10 ml), elastycznej rurki o długości 40 cm z adapterem igły, zaworu sterującego natężeniem przepływu i igły 18 G. Po złożeniu zabezpiecz pipetę na płytce taśmą (Rysunek 3A). Odległość między górną częścią pipety a stołem doświadczalnym musi wynosić co najmniej 30 cm.
  2. Przygotować świeży 4% roztwór utrwalający paraformaldehyd (PFA), rozpuszczając 20 g PFA w 500 ml wstępnie podgrzanego 1x buforowanego fosforanem soli fizjologicznej (PBS) w łaźni wodnej o temperaturze 55 °C, wstrząsając ręcznie raz na 10 minut, aż roztwór będzie klarowny. Po schłodzeniu do temperatury pokojowej przefiltrować roztwór filtrem 0,45 μm.
    UWAGA: Podczas obchodzenia się z PFA należy nosić odpowiednie środki ochrony osobistej (PPE).
  3. Ofiaruj myszy za pomocą przedawkowania środka znieczulającego (0,8% fenobarbitalu sodu, 1,000 U/ml heparyny).
  4. Zabezpiecz każdą mysz na styropianowej płytce preparacyjnej i spryskaj ją 70% alkoholem.
  5. Ostrożnie otwórz klatkę piersiową myszy i wytnij mostek za pomocą nożyczek, aby dokładnie odsłonić płaty płuc.
  6. Usuń nadmiar tkanki za pomocą nożyczek, aby odsłonić tchawicę. Upewnij się, że tchawica jest oddzielona od przełyku.
  7. Przeciąć aortę brzuszną i wprowadzić igłę o rozmiarze 25G do prawej komory serca; przed tym wkłuciem podłączyć igłę do strzykawki o pojemności 20 ml. Powoli wepchnij 1x PBS do serca, aby usunąć komórki krwi, aż płuca staną się białe. Zazwyczaj do oczyszczenia naczyń krwionośnych płuc wymagane jest 5 - 10 ml PBS.
  8. Napełnij specjalnie skonstruowaną rurkę do napełniania 4% świeżym PFA i usuń wszystkie pęcherzyki z rurki do napełniania.
  9. Włóż igłę rurki do napełniania o rozmiarze 18 do tchawicy i przypnij tchawicę zaciskami do naczyń, aby uniknąć wycieku płynu.
    10. Napompuj płuca 4% PFA przy stałym ciśnieniu przezpłucnym 25 cm/H2O2,20.
  10. Inkubuj płuca w temperaturze pokojowej przez 2 godziny, aby uzyskać w pełni rozwinięte płuca. Ten etap "prefiksu" ma kluczowe znaczenie dla zachowania morfologii płuc.
    1. Monitorując rurkę do napełniania, zapisz wartość początkowej objętości PFA 4% i zapisz końcową objętość. Wewnętrzna objętość płuc jest równa początkowej objętości PFA wynoszącej 4% minus końcowej objętości PFA wynoszącej 4%.
  11. Podwiązaj tchawicę i za pomocą nożyczek delikatnie wypreparuj płuca (zachowując nienaruszone płuca) z otaczających tkanek łącznych. Bądź bardzo delikatny, aby nie uszkodzić płuc.
  12. Inkubować płuca w stożkowej probówce o pojemności 50 ml wypełnionej 4% PFA przez 12 godzin w temperaturze 4 °C, delikatnie wstrząsając wytrząsarką (50 obr./min). Przystąpić do przetwarzania tkanek i barwienia (patrz punkt 4).

4. Osadzanie tkanek, cięcie oraz barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E)

  1. Po utrwaleniu użyj nożyczek sprężynowych Noyes, aby przyciąć serce i nadmiar tkanki łącznej z płuc. Delikatnie oddziel poszczególne płaty płuc, odcinając oskrzela łączące płaty płuc z tchawicą.
  2. Dokładnie przemyć płaty płuc 3 - 4 razy w 50 ml 1x PBS (30 min/pranie) na wytrząsarce orbitalnej (50 obr./min).
  3. Po ostatnim płukaniu należy kriochronić płaty płuc, zanurzając je w 30% roztworze sacharozy (w 1x PBS) w temperaturze 4 °C, aż tkanka opadnie na dno stożkowych probówek o pojemności 50 ml (około 12 godzin).
  4. Przed zatopieniem i kriosekcją tkanek należy usunąć próbki płata płuc z probówek za pomocą kleszczy, zachować płaty dodatkowe do analizy histologicznej, wklepać pozostały roztwór sacharozy z powierzchni próbek płata dodatkowego, a następnie dokładnie zanurzyć próbkę na szalce Petriego zawierającej związek o optymalnej temperaturze cięcia (O.C.T) na około 30 minut.
  5. Zamroź próbki płata akcesoriów osadzonego w OCT w ciekłym azocie za pomocą krioform. Ustaw największą powierzchnię płata równolegle do dna formy.
  6. Podczas kriosekcji należy przygotować łącznie trzy skrawki o grubości 10 μm dla każdej próbki do analizy histologicznej. Odrzucić pierwszy 1 mm tkanki, pobrać jeden odcinek o grubości 10 μm, odrzucić 0,5 mm tkanki, pobrać kolejny odcinek, odrzucić 0,5 mm tkanki i pobrać trzeci (końcowy) odcinek.
  7. Suszyć sekcje na powietrzu przez 1 godzinę przed wykonaniem barwienia H&E.
  8. Wykonaj barwienie H&E
    1. Umyj skrawki w 3 - 4 podmianach wody z kranu, a następnie zabarwij je świeżą hematoksyliną przez 2 minuty; opłucz sekcję pod bieżącą wodą z kranu; zanurz sekcję dwa razy w 1% roztworze HCl-70% etanolu, aby usunąć nadmiar hematoksyliny.
    2. Zabarwić skrawki w świeżej eozynie przez 3 minuty; odwodnić skrawki dwoma kolejnymi 30-sekundowymi praniami w 95% etanolu i dwoma 30-sekundowymi praniami w 100% etanolem; oczyść skrawki ksylenem przez 30 s, powtórzyć etap oczyszczania raz w świeżym ksylenie; zamontuj szkiełka z medium montażowym za pomocą szklanych szkiełek nakrywkowych.

5. Kwantyfikacja MLI

  1. Uzyskaj cyfrowe obrazy barwionych sekcji płatów akcesoriów H&E (powiększenie 20x) za pomocą mikroskopu jasnego pola.
  2. Aby określić ilościowo MLI, wybierz losowo łącznie 15 nienakładających się widoków (1 000 μm x 1 000 μm) z odpowiednich obszarów (bez tętnic i żył, głównych dróg oddechowych i wyrostków zębodołowych) z 3 sekcji.
  3. Umieść siatkę z 10 równomiernie rozmieszczonymi liniami pionowymi i 10 równomiernie rozłożonymi liniami poziomymi o określonej długości (1 000 μm) w wybranych obszarach widzenia za pomocą narzędzia linijki; każda linia jest w ten sposób oddalona od siebie o 100 μm (Rysunek 4B).
  4. Wartość jednego punktu przecięcia należy zdefiniować jako długość liniową między dwoma sąsiednimi nabłonkami wyrostka zębodołowego. Zmierz wartości wszystkich punktów przecięcia wzdłuż każdej linii o długości 1 000 μm.
  5. Dla każdej siatki należy określić ilościowo wartości wszystkich punktów przecięcia między 10 poziomymi liniami o długości 1 000 μm i 10 pionowymi liniami o długości 1 000 μm.
    UWAGA: MLI jest średnią wartością długości przecięcia z łącznie 15 siatek analizowanych spośród 3 przekrojów przygotowanych dla każdego z płatów akcesoriów.

6. Obliczanie ISA

  1. Oblicz ISA, korzystając z równania 1 (patrz Wprowadzenie). Patrz sekcja 3 w celu pomiaru ILV i patrz sekcja 5 w celu ilościowego określenia MLI.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przeprowadziliśmy tutaj eksperyment z grupą leczoną PNX i grupą implantacji protez (Proteza-implantowana). Te grupy są takie same, jak grupy użyte we wcześniej opublikowanym badaniu z naszej grupy badawczej14.

Procedury implantacji mysich PNX i protez są pokazane w Rysunek 2. 8-tygodniowe samce myszy CD-1 są używane do operacji i do oceny ilościowej. W grupie leczonej PNX i grupie z ws...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym protokole podajemy szczegółowe opisy dotyczące pomiaru parametrów płucnych po implantacji PUX lewego płuca myszy i protezie. ISA jest obecnie uważany za kluczowy wskaźnik oceny funkcji oddechowej w wielu chorobach płuc oraz w regeneracji pęcherzyków płucnych wywołanej urazem. Jednakże, chociaż społeczność badaczy pulmonologów jest zgodna co do użyteczności ISA jako użytecznego wskaźnika, do tej pory niewiele uwagi poświęcono standaryzacji pomiaru ILV i MLI, dwóch parametrów używanych do obliczania ISA. Oczywiście, ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować Narodowemu Instytutowi Nauk Biologicznych w Pekinie za pomoc. Prace te były wspierane przez Miejską Fundację Nauk Przyrodniczych w Pekinie (nr Z17110200040000).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Niedrogi zestaw do kauteryzacjiFine Science Tools18010-00
Nożyczki NoyesFine Science Tools15012-12
Kleszcze o standardowym wzorzeFine Science Tools11000-12
Castroviejo Micro IgłyFine Science Tools12060-01
Klipsy do naczyńFine Science Tools18374-44
I. V. Kaniula-20 miernikJinhuan Medical Product Co., LTD.29P0601
Szew chirurgicznyJinhuan Medical Product Co., LTD.F602
Platforma do intubacji myszyPenn-Century, IncModel MIP
Laryngoskop dla małych zwierzątPenn-Century, IncModel LS-2-M
TOPO Wentylator dla małych zwierzątKent ScientificRSP1006-05L
Podkładka termicznaSprzęt StuartSBH130D
Sól sodowa pentobarbitaluSigmaP3761
Sól sodowa heparynySigmaH3393
Roztwór hematoksylinySigmaGHS132
Roztwór eozyny Y, alkoholikSigmaHT110116
10 ml PipetaThermo Scientific 170356
ParaformaldehydSigmaP6148
O.C.TCompound Tissue-Tek4583
maszyna do kriosekcjiLeicaCM1950
Jednorazowe formy bazoweFisher HealthCare22-363-553
Igła o rozmiarze 18Becton Dickinson305199
Jod powidonuFisher Scientific19-027132
70% etanoluFisher ScientificBP82011
Zestawy infuzyjne dla osób pojedynczych użyjWeigaoSFDA 2012 3661704
Sól fizjologiczna buforowana fosforanemGibco10010023
Taśmy3M Scotch8915
Podkładka bawełnianaVindaDr.P
Proteza silikonowaWykonany
mikroskopBrightfield OlympusVS120
Linijka narzędzieAdobe Przeglądarka Photoshop
na zamówienie

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Liu, Z., et al. MAPK-Mediated YAP Activation Controls Mechanical-Tension-Induced Pulmonary Alveolar Regeneration. Cell Rep. 16 (7), 1810-1819 (2016).
  2. Thurlbeck, W. M. Internal surface area and other measurements in emphysema. Thorax. 22 (6), 483-496 (1967).
  3. Knudsen, L., Weibel, E. R., Gundersen, H. J. G., Weinstein, F. V., Ochs, M. Assessment of air space size characteristics by intercept (chord) measurement: an accurate and efficient stereological approach. J Appl Physiol. 108 (2), 412-421 (2010).
  4. Weibel, E. R. Morphometry of the Human Lung. , Springer-Verlag. Berlin Heidelberg. (1963).
  5. Duguid, J. B., Young, A., Cauna, D., Lambert, M. W. The internal surface area of the lung in emphysema. J Pathol Bacteriol. 88, 405-421 (1964).
  6. Branchfield, K., et al. Pulmonary neuroendocrine cells function as airway sensors to control lung immune response. Science. 351 (6274), 707-710 (2016).
  7. Ding, B. -S., et al. Endothelial-derived angiocrine signals induce and sustain regenerative lung alveolarization. Cell. 147 (3), 539-553 (2011).
  8. Dunnill, M. S. Quantitative methods in the study of pulmonary pathology. Thorax. 17 (4), 320-328 (1962).
  9. Weibel, E. R., Gomez, M. Architecture of the human lung. Use of quantitative methods establishes fundamental relations between size and number of lung structures. Science. 137 (3530), 577-585 (1962).
  10. Thurlbeck, W. M. The internal surface area of nonemphysematous lungs. Am Rev Respir Dis. 95 (5), 765-773 (1967).
  11. Butler, J. P., et al. Evidence for adult lung growth in humans. N Engl J Med. 367 (16), 244-247 (2012).
  12. Hsia, C. C. W., Herazo, L. F., Fryder-Doffey, F., Weibel, E. R. Compensatory lung growth occurs in adult dogs after right pneumonectomy. J Clin Invest. 94 (1), 405-412 (1994).
  13. Thurlbeck, S. W. M. Pneumonectomy in Rats at Various Ages. Am Rev Respir Dis. 120 (5), 1125-1136 (1979).
  14. Cagle, P. T., Langston, C., Thurlbeck, W. M. The Effect of Age on Postpneumonectomy Growth in Rabbits. Pediatr Pulmonol. 5 (2), 92-95 (1988).
  15. Langston, C., et al. Alveolar multiplication in the contralateral lung after unilateral pneumonectomy in the rabbit. Am Rev Respir Dis. 115 (1), 7-13 (1977).
  16. Cohn, R. Factors Affecting The Postnatal Growth of The Lung. Anatomical Record. 75 (2), 195-205 (1939).
  17. Hsia, C. C., Wu, E. Y., Wagner, E., Weibel, E. R. Preventing mediastinal shift after pneumonectomy impairs regenerative alveolar tissue growth. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 281 (5), L1279-L1287 (2001).
  18. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. J Vis Exp. (73), e50318(2013).
  19. Liu, S., Cimprich, J., Varisco, B. M. Mouse pneumonectomy model of compensatory lung growth. J Vis Exp. (94), (2014).
  20. Silva, M. F. R., Zin, W. A., Saldiva, P. H. N. Airspace configuration at different transpulmonary pressures in normal and paraquat-induced lung injury in rats. Am J Respir Crit Care Med. 158 (4), 1230-1234 (1998).
  21. Yilmaz, C., et al. Noninvasive quantification of heterogeneous lung growth following extensive lung resection by high-resolution computed tomography. J Appl Physiol. 107 (5), 1569-1578 (2009).
  22. Voswinckel, R., et al. Characterisation of post-pneumonectomy lung growth in adult mice. Eur Respir J. 24 (4), 524-532 (2004).
  23. Ravikumar, P., et al. Regional Lung Growth and Repair Regional lung growth following pneumonectomy assessed by computed tomography. J Appl Physiol. 97, 1567-1574 (2004).
  24. Gibney, B. C., et al. Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging. EJNMMI Res. 2 (1), (2012).
  25. Muñoz-Barrutia, A., Ceresa, M., Artaechevarria, X., Montuenga, L. M., Ortiz-De-Solorzano, C. Quantification of lung damage in an elastase-induced mouse model of emphysema. Int J Biomed Imaging. 2012, (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Internal Lung Surface AreaMouse PneumonectomyProsthesis ImplantationInternal Lung VolumeMean Linear InterceptLung Morphology AnalysisMechanical VentilationLung Inflation FixationHistological Section AnalysisAlveolar Regeneration Model

Powiązane artykuły