Artykuł metodologiczny

Eksperymentalna konfiguracja kolumny do badania beztlenowych oddziaływań biogeochemicznych między wodorotlenkami (tlenu) żelaza, pierwiastkami śladowymi i bakteriami

DOI:

10.3791/56240

⸱

19 grudnia 2017

 ,  ,  , 
1Environmental Biogeochemistry and Water Quality Unit, BRGM, 2Risks and Risk Prevention Division, BRGM, 3Egg Safety & Quality Research

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Losy i specjacja arsenu i rtęci w warstwach wodonośnych są ściśle związane z warunkami fizykochemicznymi i aktywnością mikrobiologiczną. Tutaj prezentujemy oryginalną eksperymentalną konfigurację kolumny, która naśladuje warstwę wodonośną i umożliwia lepsze zrozumienie biogeochemii pierwiastków śladowych w warunkach beztlenowych. Przedstawiono dwa przykłady, łączące podejście geochemiczne i mikrobiologiczne.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Losy i specjacja pierwiastków śladowych (TE), takich jak arsen (As) i rtęć (Hg), w warstwach wodonośnych są ściśle związane z warunkami fizykochemicznymi, takimi jak potencjał redoks (Eh) i pH, ale także z aktywnością mikrobiologiczną, która może odgrywać bezpośrednią lub pośrednią rolę w specjacji i/lub mobilności. Rzeczywiście, niektóre bakterie mogą bezpośrednio utleniać As(III) do As(V) lub redukować As(V) do As(III). Podobnie, bakterie są silnie zaangażowane w obieg Hg, albo poprzez jego metylację, tworząc neurotoksynę monometylortęć, albo poprzez jej redukcję do pierwiastkowego Hg°. Losy zarówno As, jak i Hg są również silnie związane ze składem gleby lub warstwy wodonośnej; rzeczywiście, As i Hg mogą wiązać się ze związkami organicznymi lub (oksy)wodorotlenkami, co wpłynie na ich ruchliwość. Z kolei aktywność bakterii, taka jak redukcja (tle)wodorotlenku żelaza lub mineralizacja materii organicznej, może pośrednio wpływać na sekwestrację As i Hg. Obecność siarczanów/siarczków może również silnie wpływać na te konkretne pierwiastki poprzez tworzenie kompleksów, takich jak tio-arseniany z As lub metacynabar z Hg.

W związku z tym postawiono wiele ważnych pytań dotyczących losu i specjacji As i Hg w środowisku oraz sposobu ograniczenia ich toksyczności. Jednak ze względu na ich reaktywność w stosunku do składników warstwy wodonośnej trudno jest jednoznacznie oddzielić zachodzące procesy biogeochemiczne i ich różny wpływ na losy tych TE.

Aby to zrobić, opracowaliśmy oryginalny, eksperymentalny, kolumnowy układ, który naśladuje warstwę wodonośną z obszarami bogatymi w tlenek żelaza As- lub Hg, w przeciwieństwie do obszarów zubożonych w żelazo, umożliwiając lepsze zrozumienie biogeochemii TE w warunkach beztlenowych. Poniższy protokół zawiera instrukcje krok po kroku dotyczące konfiguracji kolumny dla As lub Hg, a także przykład z As w warunkach redukcji żelaza i siarczanów.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zrozumienie i przewidywanie ruchliwości pierwiastków śladowych (TE) oraz biogeochemii w środowisku jest niezbędne do monitorowania, opracowywania i stosowania odpowiednich decyzji dotyczących zarządzania zanieczyszczonymi miejscami. Dotyczy to zwłaszcza toksycznych TE, takich jak arsen (As) i rtęć (Hg). Losy i specjacja tych TE w glebie lub warstwach wodonośnych są ściśle związane z warunkami fizykochemicznymi, takimi jak Eh i pH, ale także z aktywnością mikrobiologiczną, która może odgrywać bezpośrednią rolę w specjacji lub pośrednią rolę w mobilności.

Rzeczywiście, niektóre bakterie mogą bezpośrednio utleniać As(III) do As(V) lub redukować As(V) do As(III). Wpływa to na toksyczność As, ponieważ As(III) jest najbardziej toksyczną formą As, oraz na ruchliwość, ponieważ As(III) jest bardziej mobilny niż As(V), który może łatwo adsorbować się na (tle)wodorotlenkach żelaza lub materii organicznej1,2. Podobnie, bakterie są silnie zaangażowane w obieg rtęci, albo poprzez jej metylację, głównie przez bakterie redukujące siarczany i żelazo3,4, tworząc neurotoksynę monometylortęć (łatwo bioakumulowaną w łańcuchu pokarmowym), albo poprzez jej redukcję do lotnego pierwiastkowego Hg (Hg°)5.

Zarówno losy As jak i Hg są również silnie związane ze składem gleby lub warstwy wodonośnej, ponieważ związki takie jak materia organiczna czy (tle)wodorotlenki żelaza mogą wpływać na ich sekwestrację i biodostępność. As(V) dobrze adsorbuje się do (tle)wodorotlenków żelaza6, podczas gdy Hg ma bardzo wysokie powinowactwo do materii organicznej (OM; głównie do grup tiolowych), ale także do koloidalnych wodorotlenków żelaza lub manganu (oksy)wodorotlenków w środowiskach zubożonych w OM7,8,9,10,11.

Aktywność bakterii może następnie wpływać na los TE zaadsorbowanych do (tle)wodorotlenków lub materii organicznej poprzez redukcję (tle)wodorotlenków żelaza lub mineralizację materii organicznej. Bezpośrednia redukcja żelaza przez bakterie jest dominującą ścieżką redukcji żelaza w strefach zubożonych w siarkę12,13, Fe(III) jest używany jako końcowy akceptor elektronów, podczas gdy pośrednio Fe(III) może być zredukowany do Fe(II) przez siarczek utworzony przez bakteryjną redukcję siarczanów14. Co więcej, obecność siarczanu może również modyfikować specjację Hg i As poprzez tworzenie kompleksów, takich jak tio-arseniany15 z As lub metacynabar z Hg.

Tak więc, lepsze zrozumienie wpływu obiegu żelaza i siarczanów na los TE, takich jak Hg i As, mogłoby nam pomóc w lepszym zarządzaniu skażonymi miejscami i utrzymaniu jakości gleby i wody. Dane mogą również przyczynić się do wzmocnienia istniejących modeli mobilności metalowej. Mikrobiologiczna redukcja Fe(III)16,17,18 może powodować desorpcję TE. Teoretycznie pośrednia redukcja (tle)wodorotlenków żelaza przez siarczek wytwarzany w wyniku mikrobiologicznej redukcji siarczanów może również wpływać na ruchliwość TE. Jednak zakres i kinetyka tych reakcji są na ogół badane w systemach jednorodnych wsadowo lub mikrokosmosach wsadowych16,18,19,20. Wadą eksperymentów okresowych jest brak dysocjacji zachodzących zjawisk; W rzeczywistości aktywność opiera się na zasobach obecnych w partii i jest przez nie ograniczana, a daje jedynie końcowy wynik zmian w specjacji i adsorpcji. Zastosowanie podejścia kolumnowego umożliwia odnawianie dopływających mediów i monitorowanie losów TE w czasie i przestrzeni. Warunki te są bardziej realistyczne w porównaniu z warstwą wodonośną, w której rzeczywiste zjawiska są ściśle związane z warunkami ciągłej perkolacji. Co więcej, występowanie niejednorodnego (tle)wodorotlenku żelaza w osadach warstwy wodonośnej jest powszechne21,23, a przestrzenne zmiany w składzie mineralogicznym i chemicznym faz stałych z pewnością napędzają aktywność mikrobiologiczną.

Aby wyjaśnić wpływ tych niejednorodności na zjawiska geo-mikrobiologiczne i los związanego z żelazem TE, stworzyliśmy laboratorium, kolumnę z ciągłym zasilaniem reprezentującą uproszczony model warstwy wodonośnej. Kolumna jest wypełniana, aby utworzyć strefę zubożoną w żelazo przy wejściu do kolumny i strefę bogatą w żelazo u góry. Regularne porty do pobierania próbek umożliwiają nam indywidualne badanie każdej strefy, a także zjawisk związanych z interfejsem. Przykład zastosowania tego eksperymentalnego urządzenia do badania losów i specjacji Hg jest już dostępny24. W tym miejscu podajemy szczegółowy opis konfiguracji eksperymentalnej i drugi przykład jej zastosowania skoncentrowany na zachowaniu As w zanieczyszczonych warstwach wodonośnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie do eksperymentu

  1. Wszystkie materiały (szkło, politetrafluoroetylen (PFTE)) w kontakcie z próbkami należy przepłukać kwasem (5 dni w 20% kwasie azotowym (HNO3) v/v), a następnie 5 dni w kwasie solnym (HCl) 10% v/v). Przed użyciem spłucz kilkakrotnie ultraczystą wodą i wysusz pod okapem z przepływem laminarnym.
  2. Używaj rękawic polietylenowych (lub podobnych) i okapu wyciągowego do wszystkich czynności związanych z chemikaliami.

2. Przygotuj Hg i jako wzbogacone amorficzne tlenki żelaza

  1. Przygotować około 20 g żelazwodzianu (Fe(OH)3): rozpuścić 50 g FeCl3-6H 2O w 500 ml ultraczystej wody (rezystywność >18 MΩ cm-1) pod mieszaniem w szklanym reaktorze z wirnikiem ze stali nierdzewnej lub mieszadłem magnetycznym. Początkowe pH wynosi <2.
  2. Ręcznie dodać roztwór 10 M NaOH w celu wytrącenia żelazwodzianu.
    UWAGA: Około 50 ml będzie potrzebne do wytrącenia wszystkich (tleno)wodorotlenków żelaza. Dostosuj pH do 6 i utrzymuj mieszanie przez 1 godzinę w celu ustabilizowania się.
    1. Dla (tle)wodorotlenków Hg: przygotować 10 ml HgNO3 w 10 g L-1 i dodać 350 μl do roztworu (tle)wodorotlenku.
      UWAGA: Spowoduje to końcową zawartość Hg w mokrych wodorotlenkach (tlenowych) wynoszącą ~4 μg g-1 (tle)wodorotlenków.
    2. Dla (tle)wodorotlenków As-spremied: przygotować 100 ml As2O325 w 10 g L-1 i dodać 70 ml do roztworu tlenku żelaza. W ten sposób uzyska się końcową zawartość As(III) ~70 mg/g (oksy)wodorotlenków.
  3. Pozostawić pod mieszaniem z wirnikiem ze stali nierdzewnej lub mieszadłem magnetycznym na 3 godziny, a następnie odwirować przez 20 minut przy 2 000 x g. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić (oksy)wodorotlenki w 500 ml ultraczystej wody. Powtórz etapy wirowania i płukania dwukrotnie. Odzyskać wilgotne (tleno)wodorotlenki (ciała stałe o wilgotności 85-90% wag.) i przechowywać w temperaturze 4 °C do momentu użycia.
  4. Sterylizować wilgotne tlenki żelaza Hg lub As-spremied promieniowaniem gamma, przy minimalnej pochłoniętej dawce promieniowania 25 kGy.
  5. Kontroluj zawartość (tle)wodorotlenków Hg i As
    1. Określ zawartość Hg w klasie pellet26.
      UWAGA: Znaleźliśmy 3,90 ± 0,08 μg Hg g-1 w ciele stałym. Zatem całkowita ilość rtęci dodanej do każdej kolumny w 18,3 g tlenków żelaza wynosiła 71,4 ± 1,51 μg.
    2. Określ zawartość jako w granulce. Stosować mineralizację gorącym kwasem (8 ml 5 N HCL przez 4 godziny w temperaturze 50 °C) i analizować metodą spektrometrii adsorpcji atomowej (AAS).
      UWAGA: Znaleźliśmy 70 mg jako g-1 w postaci stałej. Zatem całkowita ilość As dodanego do kolumny w 18,3 g tlenków żelaza wynosiła ~1,3 g.

3. Przygotuj matrycę z żelu krzemionkowego i piasku

UWAGA: Luźna matryca z żelu krzemionkowego została użyta do zatrzymania migracji drobnych tlenków żelaza z mieszaniny piasku i tlenku żelaza pod strumieniem wody. Ostateczna matryca żelowa składała się z 6% żelu krzemionkowego, aby nie tworzyć bloku, ale po prostu luźno agregować tlenki.

  1. Przygotować mieszaninę 10% żelu krzemionkowego, podgrzewając 4 g żelu krzemionkowego w 40 ml roztworu 7% KOH na gorącej płycie, mieszając mieszadłem magnetycznym aż do rozpuszczenia.
  2. Dodać 60 ml ultraczystej wody, a następnie schłodzić roztwór do temperatury ~20 °C. Szybko miareczkować rozcieńczonym kwasem fosforowym (20%) do pH 7,5. Następnie szybko wymieszaj płynny żel krzemionkowy z 320 g sterylnego piasku i wcześniej dodanymi 18,3 g tlenków żelaza z dodatkiem Hg lub As, zanim zastygnie.
  3. Rozdrobnij "galaretowatą" mieszaninę, mieszając ją szpatułką i utrzymuj sterylną przed użyciem w kroku 4.

4. Ustaw kolumnę

  1. Należy używać szklanych kolumn z systemem chłodzenia z płaszczem wodnym (objętość wewnętrzna = 400 ml, wysokość = 30 cm, średnica 3,5 cm) i pięć przegród krzemionkowych ustawionych regularnie (co 5 cm) wzdłuż kolumn, aby umożliwić pobieranie próbek wzdłuż całej kolumny.
  2. Przyciąć rurkę PTFE (PTFE wew. Ø 3 mm), aby zapewnić wystarczającą długość na wlocie i wylocie kolumny. Podłącz dopływ do rurki perystaltycznej, która z kolei jest podłączona do źródła wody/medium.
  3. Wysterylizować wszystkie materiały (szkło, rurki) w autoklawie (1 h w temperaturze 110 °C).
  4. Przymocuj kolumnę pionowo.
  5. Podłącz płaszcz wodny do systemu chłodzenia wodą, aby utrzymać średnią temperaturę 20 °C.
  6. Wypełnij kolumnę od góry w następujący sposób:
    - Warstwa wilgotnej wełny mineralnej w celu uniknięcia strat ciał stałych;
    - 320 g jałowego piasku (piasek Fontainebleau, D50 = 209 μm);
    - 320 g sterylnego piasku zmieszanego z 18,3 g uwodnionych amorficznych tlenków żelaza z dodatkiem Hg lub As (patrz krok 1) i utrwalonych w 6% osnowie z żelu krzemionkowego (patrz krok 2).
  7. Przymocuj kolumnę pionowo i podłącz wznoszący się przepływ ultraczystej sterylnej wodyN2 z bąbelkami o niskiej prędkości (~2 ml h-1).
  8. Przykryj kolumnę folią aluminiową, aby chronić ją przed światłem.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Szkic i zdjęcie ustawienia kolumny. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przykład 1. Wpływ redukcji żelaza w ruchliwości As i specjacji

Kolumna As została bezpośrednio zaszczepiona wodą gruntową z miejsca o stężeniu As, które jest wyższe niż normy pitne (Bracieux, Loire et Cher, Francja). Próbki wód gruntowych pobierano w sterylnych butelkach i przechowywano w temperaturze 5 °C do czasu użycia. Kolumna była zasilana od dołu tą wodą zawierającą naturalną endogenną społeczność mikrobi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymentalna konfiguracja kolumn okazała się wygodnym urządzeniem laboratoryjnym do badania beztlenowych procesów biogeochemicznych w warunkach ciągłych. Systemy kolumn ciągłych umożliwiają pracę w warunkach bliższych rzeczywistym warstwom wodonośnym niż systemy wsadowe gnojowicy lub mikrokosmosy. Systemy ciągłe mogą symulować ruch wód gruntowych przez osady warstwy wodonośnej.

Najważniejszym etapem w ramach protokołu jest przygotowanie (tle)wodorotlenków żelaza TE-żelaza oraz mieszaniny z ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była współfinansowana przez BRGM, grant podoktorski od Conseil Général du Loiret i Instytutu Carnota. Wyrażamy również wdzięczność za wsparcie finansowe udzielone projektowi PIVOTS przez Centrum Regionalne w Val de Loire.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kolumny szklaneBeaucaverre, FrancjaKolumny na specjalne zamówienieskładały się z 3 oddzielnych części, rdzenia kolumny głównej z płaszczem chłodzącym i 5 portów do pobierania próbek (rozmiar GL14 z oliwką) oraz górnej i dolnej części, która pasuje do korpusu kolumny głównej i jest utrzymywana na miejscu za pomocą silikonowego złącza i (RIN F 40x38 i SVL 42). UWAGA: Ten projekt został omówiony bezpośrednio z firmą. Polecamy znaleźć lokalnego szklarza.
Septa Średnica PTFE/silikonu 20 mmSigma-Aldrich508608
Rurka PTFE ID 3 mmVWR228-0745
Pompa perystaltycznaDominique Dutsher SAS66493
Rurka pompy perystaltycznej LMT 55VWR224-2250Tygon® LMT 55 
Piasek fontainbleau D50=209 &mikro; mSIBELCO, Francja
N2 do bulgotaniaAir Liquide, Francja
Napromieniowanie gammaIonisos, Dagneux, Francja
Automatyczny analizator rtęci (AMA 254)Analizy zalotów, Francja
Varian SpectrAA 300 ZeemanAgilent
Nazwa Company<strong>Numer katalogowyUwagi
Chemicals
HNO3 Supra purVWR1.00441.1000Producent: Merck
HCL 30% Supra purVWR1.00318.1000Producent: Merck
Hg(NO3)2Merck516953
As2O3Merck202673
FeCl3-6H2OMerck207926
żel krzemionkowySigma-Aldrich336815-500G

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Oremland, R. S., Stolz, J. F. The Ecology of Arsenic. Science. 300 (5621), 939(2003).
  2. Silver, S., Phung, L. T. Genes and enzymes involved in bacterial oxidation and reduction of inorganic arsenic. Appl Environ Microbiol. 71 (2), 599-608 (2005).
  3. Compeau, G. C., Bartha, R. Sulfate-Reducing Bacteria: Principal Methylators of Mercury in Anoxic Estuarine Sediment. Appl. Environ. Microbiol. 50, (1985).
  4. Fleming, E. J., Mack, E. E., Green, P. G., Nelson, D. C. Mercury Methylation from Unexpected Sources: Molybdate-Inhibited Freshwater Sediments and an Iron-Reducing Bacterium. Appl. Environ. Microbiol. 72 (1), 457-464 (2006).
  5. Barkay, T., Miller, S., Summers, A. Bacterial mercury resistance from atoms to ecosystems. FEMS Microbiol Rev. 27 (2-3), 355-384 (2003).
  6. Dixit, S., Hering, J. G. Comparison of arsenic(V) and arsenic(III) sorption onto iron oxide minerals: Implications for arsenic mobility. Environ. Sci. Technol. 37, (2003).
  7. Andersson, H. A. The Biochemistry of Mercury in the Environnment. Nriagu, J. O. , Elsevier. Amsterdam. 79-112 (1979).
  8. Khwaja, A., Bloom, P. R., Brezonik, P. L. Binding Constants of Divalent Mercury in Soil Humic Acids and Soil Organic. Environ. Sci. Technol. 40, (2006).
  9. Neculita, C. M., Zagury, G. J., Deschenes, L. Mercury Speciation in Highly Contaminated Soils from Chlor-Alkali Plants Using Chemical Extractions. J Environ Qual. 34 (1), (2005).
  10. Schuster, E. The behaviour of mercury in the soil with special emphasis on complexation and adsorption processes - a review of the literature. Water Air Soil pollut. 56 (56), 667-680 (1991).
  11. Wallschläger, D., Desai, M. V. M., Spengler, M., Windmöller, C. C., Wilken, R. D. How humic substances dominate mercury geochemistry in contaminated floodplain soils and sediments. J. Environ. Qual. 27 (5), (1998).
  12. Lovley, D. R. Dissimilatory Fe(III) and Mn(IV) reduction. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 55 (2), 259-287 (1991).
  13. Lovley, D. R., Kashefi, K., Vargas, M., Tor, J. M., Blunt-Harris, E. L. Reduction of humic substances and Fe(III) by hyperthermophilic microorganisms. Chem. Geol. 169 (3-4), 289-298 (2000).
  14. Hansel, C. M., et al. Structural constraints of ferric (hydr)oxides on dissimilatory iron reduction and the fate of Fe(II). Geochimica Cosmochimica Acta. 68, 3217-3229 (2004).
  15. Thamdrup, B., Fossing, H., Jørgensen, B. B. Manganese, iron and sulfur cycling in a coastal marine sediment Aarhus bay, Denmark. Geochim.Cosmochim. Acta. 58 (23), 5115-5129 (1994).
  16. Planer-Friedrich, B., London, J., McCleskey, R. B., Nordstrom, D. K., Wallschläger, D. Thioarsenates in Geothermal Waters of Yellowstone National Park: Determination, Preservation, and Geochemical. Environ. Sci. Technol. 41 (15), 5245-5251 (2007).
  17. Burnol, A., et al. Decoupling of arsenic and iron release from ferrihydrite suspension under reducing conditions: a biogeochemical model. Geochem. Trans. 8 (1), 12(2007).
  18. Kocar, B. D., et al. Integrated biogeochemical and hydrologic processes driving arsenic release from shallow sediments to groundwaters of the Mekong delta. Appl. Geochem. 23 (11), (2008).
  19. Harris-Hellal, J., Grimaldi, M., Garnier-Zarli, E., Bousserrhine, N. Mercury mobilization by chemical and microbial iron oxide reduction in soils of French Guyana. Biogeochem. 103 (1), (2011).
  20. Islam, F. S., et al. Role of metal-reducing bacteria in arsenic release from Bengal delta sediments. Nature. 430, (2004).
  21. Schultz-Zunkel, C., Rinklebe, J., Bork, H. R. Trace element release patterns from three floodplain soils under simulated oxidized-reduced cycles. Ecol. Eng. 83, 485-495 (2015).
  22. Nickson, R. T., et al. Mechanisms of arsenic release to groundwater, bangladesh and West Bengal. App. Geochem. 15, 403-413 (2000).
  23. Varsanyi, I., et al. Arsenic, iron and organic matter in sediments and groundwater in the Pannonian basin, Hungary. App. Geochem. 21, 949-963 (2006).
  24. Hellal, J., et al. Mercury mobilization and speciation linked to bacterial iron oxide and sulfate reduction: A column study to mimic reactive transfer in an anoxic aquifer. J. Contam. Hydrol. 180, 56-68 (2015).
  25. Battaglia-Brunet, F., Dictor, M. C., Garrido, F., Crouzet, C., Morin, D., Dekeyser, K., Clarens, M., Baranger, P. An arsenic(III)-oxidizing bacterial population: selection, characterization, and performance in reactors. J Appl. Microbiol. 93 (2002), 656-667 (2002).
  26. Salvato, N., Pirola, C. Analysis of mercury traces by means of solid sample atomic absorption spectrometry. Microchim Acta. 123 (1), 63-71 (1996).
  27. Huguet, L. Caractérisation biogéochimique et potentiel de méthylation du mercure de biofilms en milieu tropical (retenue de Petit Saut et estuaire du Sinnamary, Guyane Française). . , Université Henry Poincaré - Nancy 1, Pages. (2009).
  28. Mamindy-Pajany, Y., et al. Arsenic in Marina Sediments from the Mediterranean Coast: Speciation in the Solid Phase and Occurrence of Thioarsenates. Soil Sed. Contam. 22, 984-1002 (2013).
  29. dos Santos Afonso, M., et al. Reductive dissolution of iron(III) (hydro)oxides by hydrogen sulfide. Langmuir. 8, 1671-1675 (1992).
  30. Postma, D., et al. Redox zonation: equilibrium constraints on the Fe(III)/SO4-reduction interface. Geochem Cosmochim. Acta. 60, 3169-3175 (1996).
  31. Kumar, N., et al. Sulfur and oxygen isotope tracing in zero valent iron based In situ remediation system for metal contaminants. Chemosphere. 90, 1366-1371 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Oksyhydroksydy elazaredukcja siarczan wredukcja elazaspecjacja arsenucykl rt ciprzep yw perystaltycznyskaningowa mikroskopia elektronowa

Powiązane artykuły