Artykuł metodologiczny

Przezczaszkowa elektryczna stymulacja mózgu u czujnych gryzoni

DOI:

10.3791/56242

⸱

2 listopada 2017

 ,  , 
1Department of Neurology, Albert-Ludwigs-University Freiburg

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje chirurgiczną konfigurację stałego leja elektrody oczaszkowej i wszczepionej elektrody klatki piersiowej u gryzoni. Umieszczając drugą elektrodę w gnieździe, różne rodzaje przezczaszkowej elektrycznej stymulacji mózgu mogą być dostarczane do układu motorycznego u zwierząt czujnych przez nienaruszoną czaszkę.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przezczaszkowa elektryczna stymulacja mózgu może modulować pobudliwość i plastyczność kory mózgowej u ludzi i gryzoni. Najczęstszą formą stymulacji u ludzi jest przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS). Rzadziej stosuje się przezczaszkową stymulację prądem przemiennym (tACS) lub przezczaszkową stymulację hałasem losowym (tRNS), specyficzną formę tACS wykorzystującą prąd elektryczny podawany losowo w określonym zakresie częstotliwości. Wzrost liczby badań nad nieinwazyjną elektryczną stymulacją mózgu u ludzi, zarówno w celach eksperymentalnych, jak i klinicznych, spowodował zwiększone zapotrzebowanie na podstawowe, mechanistyczne badania bezpieczeństwa na zwierzętach. W artykule opisano model przezczaszkowej elektrycznej stymulacji mózgu (tES) przez nienaruszoną czaszkę ukierunkowaną na układ ruchowy u czujnych gryzoni. Protokół zawiera instrukcje krok po kroku dotyczące chirurgicznego zakładania stałego gniazda elektrody oczaszkowej w połączeniu z wszczepioną przeciwelektrodą na klatce piersiowej. Umieszczając elektrodę stymulacyjną w zębodole nausznym, można dostarczyć różne rodzaje stymulacji elektrycznej, porównywalne z tDCS, tACS i tRNS u ludzi. Ponadto przedstawiono praktyczne kroki w zakresie tES u gryzoni alarmowych. Zastosowana gęstość prądu, czas trwania stymulacji i rodzaj stymulacji mogą być dobrane w zależności od potrzeb eksperymentalnych. Omówiono zastrzeżenia, zalety i wady tej konfiguracji, a także aspekty bezpieczeństwa i tolerancji.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przezczaszkowe dostarczanie prądów elektrycznych do mózgu (tES) jest używane od dziesięcioleci do badania funkcji mózgu i modyfikowania zachowania. Ostatnio zainteresowanie naukowe i kliniczne zyskało nieinwazyjne stosowanie prądów stałych lub rzadziej prądów przemiennych (tACS i tRNS) przez nienaruszoną czaszkę za pomocą dwóch lub więcej elektrod (anod) i katody (katod). W szczególności tDCS został wykorzystany w ponad 33 200 sesjach u zdrowych osób i pacjentów z chorobami neuropsychiatrycznymi i okazał się bezpieczną i łatwą, opłacalną aplikacją przyłóżkową, z możliwym potencjałem terapeutycznym, a także długotrwałymi efektami behawioralnymi1. To wyraźnie zaowocowało zwiększonym zapotrzebowaniem i zainteresowaniem naukowców badaniami mechanistycznymi, w tym aspektami bezpieczeństwa. W tym artykule skupiono się na najczęściej stosowanej formie stymulacji, tDCS.

U wszystkich gatunków, tDCS moduluje pobudliwość kory mózgowej i plastyczność synaptyczną. Zmiany pobudliwości zostały zgłoszone jako zależna od polaryzacji zmiana spontanicznego tempa wypalania neuronów u szczurów i kotów2,3,4, lub jako zmiany amplitudy potencjału wywołanego motorycznego (MEP) u ludzi i myszy (obie zwiększone po anodowym i zmniejszone po katodowym tDCS: human5,6; mouse7). Anodowy DCS zwiększał skuteczność synaptyczną synaps kory ruchowej lub hipokampa in vitro przez kilka godzin po stymulacji lub długotrwałym wzmocnieniu (LTP), gdy był stosowany jednocześnie z określonym słabym bodźcem synaptycznym lub gdy był podawany przed stymulacją indukującą plastyczność8,9,10,11,12. Zgodnie z tym, korzyści płynące ze stymulacji dla sukcesu treningu motorycznego lub poznawczego są często ujawniane tylko wtedy, gdy tDCS jest stosowany jednocześnie z training8,13,14,15. Podczas gdy te poprzednie odkrycia przypisuje się głównie funkcjom neuronów, należy zauważyć, że komórki nieneuronalne (glej) mogą również przyczyniać się do funkcjonalnych efektów tDCS. Na przykład, astrocytarny wewnątrzkomórkowy poziom wapnia wzrósł podczas anodowego tDCS u myszy alarmowych16. Podobnie, anodowy tDCS przy obecnych gęstościach poniżej progu neurodegeneracji indukował zależną od dawki aktywację mikrogleju17. Jednak modulacja interakcji neuron-glej przez tDCS wymaga dalszych szczegółowych badań.

Podsumowując, badania na zwierzętach wyraźnie poszerzyły nasze zrozumienie modulacyjnego wpływu tDCS na pobudliwość i plastyczność. Istnieje jednak "odwrotna luka translacyjna" obserwowana w wykładniczym wzroście liczby publikacji badań nad tDCS na ludziach, w przeciwieństwie do powolnego i niewielkiego wzrostu badań nad mechanizmami leżącymi u podstaw tES w modelach zwierzęcych in vitro i in vivo. Ponadto modele tES gryzoni są wykonywane z dużą zmiennością w różnych laboratoriach badawczych (od stymulacji przezskórnej do stymulacji naczaszkowej), a zgłaszane procedury stymulacji często nie są w pełni przejrzyste, co utrudnia porównywalność i powtarzalność podstawowych danych badawczych, a także interpretację wyników.

Tutaj szczegółowo opisujemy chirurgiczną implementację przezczaszkowej stymulacji mózgu ukierunkowanej na główną korę ruchową, która umożliwia translację na stan tDCS człowieka przy jednoczesnej minimalizacji zmienności i pozwala na powtarzaną stymulację bez utrudniania zachowania. Dostępny jest protokół krok po kroku dla kolejnych tES u szczurów alarmowych. Omówiono metodologiczne i koncepcyjne aspekty bezpiecznego stosowania tES u gryzoni ostrzegawczych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W przypadku badań na zwierzętach, przed rozpoczęciem eksperymentów należy uzyskać odpowiednie (specyficzne dla danego kraju) zgody. Wszystkie opisane tutaj doświadczenia na zwierzętach są przeprowadzane zgodnie z dyrektywą UE 2010/63/UE, zaktualizowaną niemiecką ustawą o ochronie zwierząt ("Tierschutzgesetz") z lipca 2013 r. oraz zaktualizowanymi niemieckimi przepisami dotyczącymi badań na zwierzętach z sierpnia 2013 r. Protokoły na zwierzętach zostały zatwierdzone przez władze lokalne: "Komisja ds. Doświadczeń na Zwierzętach Rady Regionalnej Fryburga" oraz "Komisja ds. Doświadczeń na Zwierzętach Uniwersyteckiego Centrum Medycznego we Fryburgu".

1. Przygotowanie oprzyrządowania i materiału do operacji

  1. Upewnij się, że elementy wymienione w Rysunek 1 są dostępne i już umieszczone do operacji.
  2. Przygotuj cienką prostokątną platynową płytkę (np. 10 mm x 6 mm x 0,15 mm), która posłuży jako przeciwelektroda umieszczona podskórnie na klatce piersiowej i wybij dwa małe otwory w dwóch przeciwległych rogach płytki.
  3. izolowany o długości ~10 cm za pomocą bezołowiowego lutu cynowego do jednego z rogów (bez otworu) platynowej płytki.
  4. Nałóż niewielką kroplę kleju histoakrylowego na złącze lutownicze w celu izolacji.

2. Przygotowanie gryzonia do operacji

  1. Przypisz gryzoniowi numer badania i zanotuj to na przygotowanej karcie operacji.
  2. Zważ gryzonia i zanotuj wagę na karcie operacji. Obliczyć dawkę środków znieczulających do wstrzykiwań (np. ketamina 80 mg/kg masy ciała plus ksylazyna 12 mg/kg masy ciała u szczurów).
  3. Wywołać znieczulenie przez dootrzewnowe (i.p.) wstrzyknięcie obliczonej ilości środków znieczulających.
    UWAGA: W przypadku stosowania znieczulenia wziewnego (np. izofluranu) należy umieścić gryzonia w komorze indukcyjnej o ciągłym przepływie ~4% w 1-2 l/min tlenu.
  4. Sprawdź głębokość znieczulenia za pomocą odruchu szczypania palca u nogi, zaczynając 5 minut po wstrzyknięciu. Jeśli odruch szczypania palca u nogi jest nadal obecny, należy osiągnąć przedłużenie i pogłębienie znieczulenia poprzez wstrzyknięcie 30% dawki początkowej.
    1. Jeśli w którymkolwiek momencie eksperymentu odruch szczypania palca u nogi powróci, należy wstrzyknąć 30% początkowej dawki znieczulenia.
    2. Podczas stosowania znieczulenia wziewnego należy poszukać utraty odruchu posturalnego gryzonia w komorze indukcyjnej i sprawdzić głębokość znieczulenia przez brak odruchu szczypania palca u nogi. Jeśli odruchy są nadal obecne, wydłuż czas przebywania w komorze anestezjologicznej. Przez cały czas trwania eksperymentu należy dostosować procentową zawartość izofluranu do głębokości znieczulenia, aż do osiągnięcia stężenia podtrzymującego ~1-1,5% izofluranu.
    3. Gdy częstotliwość oddychania zmniejszy się i pojawi się sapanie, zmniejsz procent; gdy gryzoń odzyska odruch szczypania palca u nogi lub wykazuje spontaniczny ruch, zwiększ procent wziewnego środka znieczulającego.
  5. Gdy tylko zabraknie odruchów, połóż gryzonia na stole laboratoryjnym lub trzymaj go w dłoni.
    UWAGA: W przypadku stosowania znieczulenia wziewnego należy zapewnić ciągły zmniejszony przepływ izofluranu (teraz między 2-3%) za pomocą dyszy podłączonej do nebulizatora.
  6. Usuń włosy z głowy szczura, goląc obszar od ucha do ucha i od poziomu oczu rostralnych do tuż za uszami za pomocą maszynki do strzyżenia. Następnie usuń włosy na klatce piersiowej, goląc obszar między kończynami przednimi od mieczykowatej aż do obojczyków.
    UWAGA: Utrzymywanie skóry w napięciu ułatwia golenie.
  7. Przykryj oczy szczura kroplą maści do oczu, aby chronić rogówkę.
  8. Oznacz ucho szczura zgodnie z przypisanym numerem badania.
    UWAGA: W zależności od długości badania, ślad na ogonie może być wystarczający, w przeciwnym razie preferowane jest standardowe oznakowanie celowe.

3. Zabieg chirurgiczny: wszczepienie elektrody w klatce piersiowej

UWAGA: Ten krok można pominąć, gdy przeciwelektroda jest umieszczona na zewnątrz na ogolonej klatce piersiowej za pomocą kamizelki.

  1. Umieść gryzonia w pozycji leżącej (na klatce piersiowej) na stole operacyjnym.
    UWAGA: W przypadku znieczulenia wziewnego należy trzymać pysk szczura umieszczony w dyszy znieczulającej, dodatkowo zmniejszając stężenie izofluranu do 1,5-2%.
  2. Zdezynfekuj ogoloną skórę głowy sprayem dezynfekującym lub wacikiem nasączonym środkiem antyseptycznym (np. etanolem 70%) i pozostaw do wyschnięcia na powietrzu. Powtórz dwa razy.
  3. Przeciąć skórę skalpelem w jednej linii od poziomu oczu rostralnych do poziomu ucha środkowego.
    UWAGA: Pozwala to na tunelowanie połączeniowego od wszczepionej elektrody klatki piersiowej w kierunku czubka głowy, a także jest pożądanym cięciem dla umieszczenia gniazda elektrody DCS.
  4. Obróć szczura do pozycji leżącej, tak aby klatka piersiowa była odsłonięta.
  5. Zdezynfekować skórę klatki piersiowej zgodnie z opisem w kroku 3.2.
  6. Podnieś boczną skórę prawej klatki piersiowej za pomocą kleszczy tkankowych i wytnij dziurkę na guzik małymi nożyczkami około 0,5 cm przyśrodkowo od prawej pachy. Następnie wykonaj nożyczkami proste cięcie strzałkowe w orientacji czaszkowej.
  7. Uformuj torebkę podskórną, atraumatycznie odłączając skórę od lewego głównego mięśnia piersiowego. Zrób to, kilkakrotnie otwierając małe nożyczki (lub wacik nasączony solą fizjologiczną).
  8. Obróć zwierzę na prawy bok, aby tunelować ścieżkę kablową od lewego potylicznego rogu otwartej skóry głowy wzdłuż szyi, aby wyjść do torby piersiowej, penetrując powięź powierzchowną za pomocą kleszczy homeostatycznych.
  9. Ostrożnie otwórz kleszcze homeostatyczne, aby chwycić koniec elektrody przymocowanego do elektrody platynowej, nie pozwalając na zbłądzenie ostrych drutów. Przeciągnij przez tunel, aż elektroda wejdzie do woreczka, zorientowana punktem lutowniczym w kierunku lewej tylnej kończyny gryzoni. Obróć gryzonia z powrotem do pozycji leżącej.
  10. Przymocuj platynową płytkę sterylnym syntetycznym, plecionym, niewchłanialnym szwem do powięzi piersiowej w dwóch przeciwległych otworach narożnych (dla stabilności zalecane jest 4-5 węzłów).
  11. Podobnie przymocuj do powięzi za pomocą luźnego węzła, tworząc lekką pętlę przed wejściem do tunelu tkankowego.
  12. Zamknij skórę 3-4 szwami skórnymi w zależności od wielkości nacięcia (można użyć tego samego materiału szwowego, co w przypadku elektrody i).

4. Zabieg chirurgiczny: Umieszczenie panewki naczaszkowej tES

  1. Umieść zwierzę w ramce stereotaktycznej.
    UWAGA: W przypadku stosowania znieczulenia wziewnego należy zmniejszyć stężenie środka znieczulającego do podtrzymującego przepływu izofluranu ~1,5-1%, dostosowanego do odruchu szczypania palców u nóg i wzorca oddychania.
  2. Zdezynfekuj ogoloną skórę głowy zgodnie z opisem w kroku 3.2.
  3. Przeciąć skórę skalpelem w jednej linii od poziomu oczu rostralnych do poziomu ucha środkowego.
    UWAGA: Jeśli umieszczenie elektrody w klatce piersiowej zostało wykonane, kroki 4.2 i 4.3 zostały już wykonane.
  4. Zeskrob okostną (tkankę łączną na czaszce) na boki skalpelem i dokładnie zetrzyj bawełnianymi wymiennikami. Przymocuj tkankę łączną w 4 rogach nacięcia za pomocą zacisków buldoga i pozwól im zwisać na boki, aby pole operacyjne było otwarte.
  5. Nałóż 0,9% soli fizjologicznej, aby oczyścić powierzchnię kości i tkankę za pomocą bawełnianych wacików. Następnie oczyść powierzchnię kości za pomocą 3% H2O2. Unikać kontaktu z tkanką. W ten sposób kość zostanie dokładniej oczyszczona, a drobne krwawienie z kości zostanie zatrzymane. Widoczne stają się również resztki okostnej. Usuń te pozostałości bawełnianym wacikiem, wywierając umiarkowany nacisk.
    UWAGA: Usunięcie resztek okostnej zwiększy przyczepność i trwałość zębodołu tES przyklejonego do kości.
    1. W przypadku niepowstrzymanego krwawienia użyj wiertła do kości i dotykaj go przez 1-3 sekundy z lekkim naciskiem na kość. Ta mechaniczna procedura w większości przypadków zatrzyma krwawienie bez znacznego podgrzania. Nigdy nie używaj elektrokoagulacji na kości; Nawet krótkotrwałe stosowanie spowoduje uszkodzenie tkanki mózgowej (elektrokoagulacja powinna być stosowana wyłącznie w przypadku krwawienia z tkanki rany).
  6. Ponieważ mocujące poprawią przyczepność do ustawienia, wybierz wiertło pasujące do rozmiaru. Umieść dwa otwory na zadziory na dwóch różnych płytkach kostnych, wstępnie nawiercając wiertarką ręczną, a następnie lekko wywierając nacisk pionowy za pomocą wiertła do kości. Unikaj bliskiej odległości od żądanego położenia gniazda tES, ponieważ może to utrudnić wkręcenie elektrody (np. w przypadku lewej pierwotnej kory silnikowej tES wybierz prawą przednią i tylną pozycję ciemieniowej).
  7. W przypadku wszczepionej przeciwelektrody należy przebić trzeci otwór znajdujący się w prawej tylnej kości ciemieniowej w celu przyszłego zamocowania tunelizowanego.
  8. Umieść plastikowe w otworach na zadziory i dokręć, aż poczujesz pierwsze tarcie. Następnie wykonaj trzy dodatkowe obroty o 180 °. Sprawdź kleszczykami stabilność i dodaj jeszcze jeden obrót, jeśli nie jest wystarczająco dokręcony.
    UWAGA: W przypadku dorosłych szczurów zapewni to zewnątrzoponowe umieszczenie bez uszkodzenia opony twardej lub mózgu (w zależności od konstrukcji gwintu, liczba zwojów może się różnić). Zastosowanie ze stali nierdzewnej powinno być również wykonalne, ponieważ nawet przy gęstości prądu DCS powyżej progu neurodegeneracji, umieszczenie nie zaburzało lokalizacji zmiany ani zasięgu poniżej.
  9. Włącz lutownicę i podgrzewaj przez około 5 minut. Nawiń wychodzący z tunelu tkankowego potylicznie wokół prawej ciemieniowej, a następnie przetnij go, pozostawiając około 1 cm za uzwojeniem. Ostrożnie zdejmij izolację na końcu za pomocą skalpela.
  10. Przymocuj nawinięty do i kości za pomocą kleju cyjanoakrylowego.
  11. Nałóż niewielką ilość bezołowiowego lutu cynowego na złącze i na nieosłonięte przewody przeciwelektrody i połącz oba, krótko ściskając obie wstępnie przylutowane części razem, dotykając końcówki lutowniczej, aż lut cynowy się stopi (około 2-3 s). Natychmiast wyjmij grot lutowniczy, aby uniknąć nadmiernego nagrzewania się metalu, co prowadzi do późniejszego uszkodzenia tkanki.
  12. Podnieś wykonane na zamówienie gniazdo elektrody tES (Rysunek 1B, w kolorze czerwonym) za pomocą wygiętych, ząbkowanych kleszczyków i nałóż cienką warstwę kleju cyjanoakrylowego na dolną krawędź gniazda. W przypadku umieszczenia powyżej kory ruchowej i użycia nasadki o średnicy 4 mm, należy umieścić środkowy punkt gniazda w odległości 2 mm z przodu i 2 mm z boku od bregmy. W tej pozycji wewnętrzna przyśrodkowa granica zębodołu powinna kończyć się bezpośrednio na szwie strzałkowym, a granica ogonowa powinna kończyć się na wysokości bregmy. Krótko dociśnij panewkę do kości (większość klejów cyjanoakrylowych twardnieje pod wpływem nacisku).
    UWAGA: Umieszczenie źródła światła bezpośrednio nad gniazdem może ułatwić umieszczenie oprawy.
  13. Upewnij się, że kość w obszarze gniazda jest wolna od kleju (sprawdzając światłem, ponieważ klej jest odblaskowy). W przypadku rozlania kleju wyjmij gniazdo, zeskrob klej skalpelem i powtórz krok 4.12.
  14. Po umieszczeniu zębodołu na miejscu, a obszar przyszłej stymulacji jest wolny od kleju, najpierw uszczelnij boczną granicę zębodołu do sąsiedniej tkanki za pomocą małej kropli kleju cyjanoakrylowego, aby uniknąć mostka płynu, który mógłby prowadzić do przetaczania prądu w tym miejscu. Nie nakładaj zbyt dużej ilości kleju, ponieważ może on wpłynąć do obszaru stymulacji (jeśli tak się stanie, wróć do kroku 4.12).
    UWAGA: Utrzymanie obszaru stymulacji wolnego od kleju ma kluczowe znaczenie, ponieważ zmniejszenie obszaru stymulacji może znacznie zwiększyć gęstość prądu (A/m²).
  15. Przykryj wszystkie klejem cyjanoakrylowym.
  16. Wymieszaj dwuskładnikowy dentystyczny cement akrylowy w małej silikonowej tubce lub szklance. Gdy tylko stanie się lepki, nałóż go szpatułką dentystyczną, aby uszczelnić pozostałe granice zębodołu do kości. Unikaj przepływu dentystycznego cementu akrylowego do obszaru stymulacji.
  17. Na koniec pokryj całą czaszkę,, przeciwelektrody i gniazdo do 1/3 gniazda dentystycznym cementem akrylowym. Upewnij się, że cement ma odpowiednią lepkość: jeśli jest zbyt płynny, spłynie do otaczającej tkanki; Jeśli jest zbyt twardy, trudno jest go równomiernie rozprowadzić.
  18. Kiedy cała kość jest pokryta, a cement stwardniał, usuń zaciski buldoga; skóra powinna po prostu dotknąć nagromadzonego cementu, aby szycie nie było potrzebne. (Jeśli początkowe cięcie zostało wybrane zbyt długie, a tkanka łączna lub mięsień jest widoczna, należy założyć szew zgodnie z opisem w kroku 3.12).
  19. Nałóż jedną warstwę jodu za pomocą bawełnianego wacika wokół granicy przeciętej skóry i podskórnie wstrzyknij karprofen (5 mg/kg masy ciała rozpuszczony w 5-7,5 ml 0,9% soli fizjologicznej do leczenia bólu i wymiany płynów).
    UWAGA: Jeśli używasz znieczulenia wziewnego, wyłącz je teraz.
  20. Umieść gryzonia w pudełku grzewczym w celu odzyskania sił po znieczuleniu, dopóki gryzoń się nie obudzi i nie zostanie przywrócona stabilność postawy.
    UWAGA: Codziennie sprawdzaj rozwój masy ciała zwierzęcia, stan rany i kryteria ogólnego samopoczucia zgodnie z zaleceniami instytucji.

5. Procedura przezczaszkowej stymulacji elektrycznej

UWAGA: Ponieważ znieczulenie wpływa na efekty tES, zaleca się przeprowadzanie stymulacji u czujnych gryzoni, kiedy tylko jest to możliwe. Pozwól gryzoniowi dojść do siebie przez co najmniej 5 dni (gojenie się rany głowy i klatki piersiowej) przed rozpoczęciem eksperymentów. Eksperymenty można przeprowadzać we wcześniejszych punktach czasowych po operacji, przy użyciu zewnętrznej przeciwelektrody mocowanej za pomocą kamizelki, ponieważ rana w klatce piersiowej jest najbardziej drażliwa; Ale zwierzęta muszą być przyzwyczajone do kamizelki elektrodowej przez kilka dni i może dojść do zakłóceń w zadaniach behawioralnych.

  1. Napełnij do połowy gniazdo elektrody tES 0.9% solą fizjologiczną i usuń pęcherzyki powietrza.
  2. Przed katodowymi sesjami tDCS należy zawsze sprawdzić chlorowanie, a w razie potrzeby (np. błyszcząca srebrna powierzchnia) ponownie chlorować elektrodę Ag/AgCl. Przed sesjami anodowego tDCS usuń ewentualny nadmiar osadów AgCl z poprzednich stymulacji papierem ściernym, aby zapewnić dobrą przewodność podczas stymulacji. Wkręć nakrętkę elektrody tES (Rysunek 1B, szary element).
    UWAGA: Brak ponownego chlorowania elektrody między katodowymi sesjami tDCS doprowadzi do wyczerpania chlorowania podczas stymulacji i do nagromadzenia toksyn w wyniku reakcji elektrochemicznej. Spowoduje to uszkodzenie tkanek. Ponowne chlorowanie nie jest konieczne w ciągu jednej sesji, jeśli czas trwania stymulacji jest krótszy niż 20 minut.
  3. Podłącz do dwóch złączy na głowicy (w przypadku stymulacji anodowej anodowy jest podłączony do złącza na nakrętce, w przypadku stymulacji katodowej jest odwrotnie).
    UWAGA: W przypadku korzystania z przeciwelektrody umieszczonej na zewnątrz, należy pokryć przeciwelektrodę żelem przewodzącym i umieścić na klatce piersiowej gryzonia. Najłatwiej jest, jeśli elektroda jest wstępnie zamocowana w małej kamizelce dla gryzoni, którą gryzoń może nosić podczas stymulacji.
  4. Umieść gryzonia w klatce eksperymentalnej, z podłączonymi do krętlika nad klatką, który pozwala na swobodny ruch.
  5. Włącz stymulator i dostosuj parametry stymulacji (intensywność stymulacji, czas trwania, czas narastania i opuszczania).
  6. Jeśli nie używasz dostępnego na rynku urządzenia do stymulacji z alarmem bezpiecznego wyłączania i rozłączania, dołącz do obwodu miernik, aby sprawdzić stały przepływ prądu.
    UWAGA: Dzięki tej konfiguracji stymulacja może być stosowana podczas wykonywania lub trenowania zadań behawioralnych.
  7. Sprawdź, czy podczas stymulacji nie ma oznak stresu lub dyskomfortu gryzonia.
  8. Po zakończeniu stymulacji należy odłączyć, odkręcić nasadkę elektrody na głowicy, a następnie wyczyść i osusz gniazdo wacikiem. Przywróć gryzonia do środowiska domowego lub w razie potrzeby wykonaj procedurę behawioralną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisana implementacja zestawu do niezawodnego powtarzania tES u czujnych gryzoni może być łatwo zintegrowana z eksperymentami mechanistycznymi, badaniami dawka-odpowiedź lub eksperymentami obejmującymi zadania behawioralne. Do tej pory porównywalność danych z badań na zwierzętach z wykorzystaniem (nieinwazyjnego) tES jest utrudniona ze względu na zmienność konfiguracji stymulacji tES między laboratoriami oraz różnice w parametrach stymulacji (np. różne gęstości prądu stosowane pr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten opisuje typowe materiały i etapy zabiegu do chirurgicznego wykonania trwałej konfiguracji tES, a także do późniejszej stymulacji u czujnych gryzoni. Podczas przygotowywania doświadczenia z tES u gryzoni należy wziąć pod uwagę kilka aspektów metodologicznych (bezpieczeństwo i tolerancja tES, parametr wyniku) oraz aspektów koncepcyjnych (porównywalność z kondycją ludzką, przewidywane efekty stymulacji na określony obszar mózgu). Z metodologicznego punktu widzenia chirurgiczne ustawienie czaszkowego gniazda tES...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Niemiecką Fundację Badawczą (DFG RE 2740/3-1). Dziękujemy Frankowi Huethemu i Thomasowi Güntherowi za własną produkcję niestandardowego zestawu tES i stymulatora prądu stałego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Softasept NB. Braun Melsungen AG,
Melsungen, Niemcy		3887138środek antyseptyczny
Etanol 70 %Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, NiemcyT913.1
FST Fine science tools, Heidelberg, Niemcy11071-10
Kleszczyki do tęczówki, 10 cm, proste, ząbkowaneWorld Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA15914
Rękojeść skalpela #3, 13cmWorld Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA500236
Standardowe ostrze skalpela #10World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA500239
Waciki celulozowe ZellettenLohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland133495 x 4 cm 
IsofluraneAbbVie Deutschland GmbH & CoN01AB06
Nożyczki do irysa, 11.5 cm, StraightWorld Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA501758małe nożyczki
wacik / patyczki kosmetyczneCarl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, NiemcyEH12.1Rotilabo
Kelly, 14cm, StraightWorld Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL,Stany Zjednoczone501241Płytka elektrody zaciskowej (
platynowa)wykonana na zamówienieWissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Deutschland10x6 mm, grubość 0,15 mm
izolowane żyły miedziane (średnica ~1 mm)Reichelt elektronik GmbH & Co. KG, Sande, NiemcyPrzewód elektrodowyBL
LITZE Stacja lutownicza Weller EC 2002 MWeller Tools GmbH, Besigheim, Niemcy
Iso-Core EL 0,5 mmFELDER GMBH Lö ttechnik, Oberhausen, Niemcy20970510bezołowiowy lut
MERSILENE Nici z włókna poliestrowegoJohnson & Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, NiemcyR871Hniewchłanialny szew pleciony, 4-0
HistoacrylB. Braun Melsungen AG,
Melsungen, Niemcy		9381104cyjanoakrylan
Ketamin 10%Medistar GmbH, Niemcynie dotyczyśrodków znieczulających
Rompun 2% (ksylazyna)Bayer GmbH, Niemcynie dotyczyśrodków znieczulających
Kleszczyki łukowe Kleszczyki hemostatyczne EC2002M1D

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bikson, M., et al. Safety of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence Based Update 2016. Brain Stimul. 9 (5), 641-661 (2016).
  2. Bindman, L. J., Lippold, O. C., Redfearn, J. W. The action of brief polarizing currents on the cerebral cortex of the rat (1) during current flow and (2) in the production of long-lasting after-effects. J Physiol. 172, 369-382 (1964).
  3. Gartside, I. B. Mechanisms of sustained increases of firing rate of neurones in the rat cerebral cortex after polarization: role of protein synthesis. Nature. 220 (5165), 382-383 (1968).
  4. Purpura, D. P., McMurtry, J. G. Intracellular activities and potential changes during polarization of motor cortex. Neurophysiol. 28 (1), 166-185 (1965).
  5. Nitsche, M., Paulus, W. Excitability changes induced in the human motor cortex by weak transcranial direct current stimulation. J Physiol. 527 (Pt 3), 633-639 (2000).
  6. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
  7. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. Eur J Neuro. 31 (4), 704-709 (2010).
  8. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
  9. Ranieri, F., et al. Modulation of LTP at rat hippocampal CA3-CA1 synapses by direct current stimulation. J Neurophysiol. 107 (7), 1868-1880 (2012).
  10. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimul. 10 (November), 51-58 (2016).
  11. Sun, Y., et al. Direct current stimulation induces mGluR5-dependent neocortical plasticity. Ann Neurol. 80 (2), 233-246 (2016).
  12. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Sci Rep. 6, 22180(2016).
  13. Reis, J., Fritsch, B. Modulation of motor performance and motor learning by transcranial direct current stimulation. Curr opin Neurology. 24 (6), 590-596 (2011).
  14. Buch, E. R., et al. Effects of tDCS on motor learning and memory formation a consensus and critical position paper. Clin Neurophysiol. 128 (4), 589-603 (2017).
  15. Reis, J., Fischer, J. T., Prichard, G., Weiller, C., Cohen, L. G., Fritsch, B. Time- but not sleep-dependent consolidation of tDCS-enhanced visuomotor skills. Cerebral cortex. 25 (1), 109-117 (2015).
  16. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Comm. 7, 11100(2016).
  17. Gellner, A. -K., Reis, J., Fritsch, B. Glia: A Neglected Player in Non-invasive Direct Current Brain Stimulation. Front Cell Neurosci. 10, 188(2016).
  18. Takano, Y., Yokawa, T., Masuda, A., Niimi, J., Tanaka, S., Hironaka, N. A rat model for measuring the effectiveness of transcranial direct current stimulation using fMRI. Neurosci Lett. 491 (1), 40-43 (2011).
  19. Islam, N., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. Anodal polarization induces protein kinase C gamma (PKC gamma)-like immunoreactivity in the rat cerebral cortex. Neurosci Res. 21, 169-172 (1994).
  20. Islam, N., Aftabuddin, M., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. Increase in the calcium level following anodal polarization in the rat brain. Brain Res. 684 (2), 206-208 (1995).
  21. Rohan, J. G., Carhuatanta, K. A., McInturf, S. M., Miklasevich, M. K., Jankord, R. Modulating Hippocampal Plasticity with In Vivo Brain Stimulation. J Neurosci. 35 (37), 12824-12832 (2015).
  22. Wachter, D., et al. Transcranial direct current stimulation induces polarity-specific changes of cortical blood perfusion in the rat. Exp Neurol. 227 (2), 322-327 (2011).
  23. Koo, H., et al. After-effects of anodal transcranial direct current stimulation on the excitability of the motor cortex in rats. Rest Neurol Neurosci. 34 (5), 859-868 (2016).
  24. Liebetanz, D., et al. After-effects of transcranial direct current stimulation (tDCS) on cortical spreading depression. Neurosci Lett. 398 (1-2), 85-90 (2006).
  25. Fregni, F., et al. Effects of transcranial direct current stimulation coupled with repetitive electrical stimulation on cortical spreading depression. Exp Neurol. 204 (1), 462-466 (2007).
  26. Cambiaghi, M., et al. Flash visual evoked potentials in mice can be modulated by transcranial direct current stimulation. Neurosci. 185, 161-165 (2011).
  27. Dockery, C. A., Liebetanz, D., Birbaumer, N., Malinowska, M., Wesierska, M. J. Cumulative benefits of frontal transcranial direct current stimulation on visuospatial working memory training and skill learning in rats. Neurobiol Learn Mem. 96 (3), 452-460 (2011).
  28. Faraji, J., Gomez-Palacio-Schjetnan, A., Luczak, A., Metz, G. A. Beyond the silence: Bilateral somatosensory stimulation enhances skilled movement quality and neural density in intact behaving rats. Behav Brain Res. 253, 78-89 (2013).
  29. Pikhovych, A., et al. Transcranial Direct Current Stimulation Modulates Neurogenesis and Microglia Activation in the Mouse Brain. Stem Cells In. , 1-10 (2016).
  30. Rueger, M. A., et al. Multi-session transcranial direct current stimulation (tDCS) elicits inflammatory and regenerative processes in the rat brain. PloS one. 7 (8), e43776(2012).
  31. Liebetanz, D., Koch, R., Mayenfels, S., König, F., Paulus, W., Nitsche, M. A. Safety limits of cathodal transcranial direct current stimulation in rats. Clinical Neurophysiol. 120 (6), 1161-1167 (2009).
  32. Yoon, K. J., Oh, B. -M., Kim, D. -Y. Functional improvement and neuroplastic effects of anodal transcranial direct current stimulation (tDCS) delivered 1 day vs. 1 week after cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1452, 61-72 (2012).
  33. Spezia Adachi, L. N., et al. Exogenously induced brain activation regulates neuronal activity by top-down modulation: conceptualized model for electrical brain stimulation. Exp Brain Res. 233 (5), 1377-1389 (2015).
  34. Jackson, M. P., et al. Safety parameter considerations of anodal transcranial Direct Current Stimulation in rats. Brain, behavior, and immunity. , (2017).
  35. Ordek, G., Groth, J. D., Sahin, M. Differential effects of ketamine/xylazine anesthesia on the cerebral and cerebellar cortical activities in the rat. J Neurophysiol. 109 (5), 1435-1443 (2013).
  36. Sykes, M., et al. Differences in Motor Evoked Potentials Induced in Rats by Transcranial Magnetic Stimulation under Two Separate Anesthetics: Implications for Plasticity Studies. Front Neural Circ. 10, 80(2016).
  37. Zhang, D. X., Levy, W. B. Ketamine blocks the induction of LTP at the lateral entorhinal cortex-dentate gyrus synapses. Brain Res. 593 (1), 124-127 (1992).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Protok tESrozmieszczenie gniazd elektrodprzeciwelektroda klatki piersiowejprzygotowanie chirurgicznerodzaje stymulacji elektrycznejcelowanie w kor ruchowparametry stymulacjitolerancja bezpiecze stwa

Powiązane artykuły