Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie laserowego obrazowania dopplerowskiego i monitorowania do analizy mikrokrążenia rdzenia kręgowego u szczurów

9.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56243

⸱

30 maja 2018

 ,  ,  , 
1China Rehabilitation Research Center, 2Institute of Rehabilitation Science of China, 3Center of Neural Injury and Repair, Beijing Institute for Brain Disorders, 4Beijing Key Laboratory of Neural Injury and Rehabilitation

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy kombinację laserowego obrazowania perfuzji dopplerowskiej (LDPI) i laserowego monitorowania perfuzji dopplerowskiej (LDPM) do pomiaru lokalnych przepływów krwi w rdzeniu kręgowym i nasycenia tlenem (SO2), a także ustandaryzowaną procedurę wprowadzania urazu rdzenia kręgowego u szczura.

Streszczenie

Laserowa dopplerowska przepływomierz (LDF) jest nieinwazyjną metodą pomiaru przepływu krwi (BF), co czyni ją preferowaną do pomiaru zmian mikrokrążenia w rdzeniu kręgowym. W tym artykule naszym celem było wykorzystanie zarówno laserowego obrazowania dopplerowskiego, jak i monitorowania do analizy zmiany BF po urazie rdzenia kręgowego. Zarówno laserowy skaner obrazu dopplerowskiego, jak i sonda/monitor były używane do uzyskania każdego odczytu. Dane z LDPI dostarczyły lokalnego rozkładu BF, który dał przegląd perfuzji wokół miejsca urazu i udostępnił go do analizy porównawczej BF w różnych lokalizacjach. Poprzez intensywny pomiar obszaru sondowania przez pewien okres czasu, użyto połączonej sondy do jednoczesnego pomiaru BF i nasycenia tlenem rdzenia kręgowego, pokazując ogólną perfuzję rdzenia kręgowego i dopływ tlenu. Sam LDF ma kilka ograniczeń, takich jak strumień względny, wrażliwość na ruch i biologiczny sygnał zerowy. Jednak technologia ta została zastosowana w badaniach klinicznych i eksperymentalnych ze względu na prostą konfigurację i szybki pomiar BF.

Wprowadzenie

Tkanka rdzenia kręgowego jest wysoce unaczyniona i niezwykle wrażliwa na niedotlenienie wywołane uszkodzeniem rdzenia kręgowego (SCI). Nasze wcześniejsze badania wykazały, że przepływ krwi w rdzeniu kręgowym był znacznie zmniejszony po wstrząśnieniu mózgu1,2, co może być związane z deficytem funkcji motorycznych. Ostatnie badania wykazały, że integralność naczyń krwionośnych po SCI jest dobrze skorelowana z poprawą funkcji czuciowo-motorycznych3. Doniesiono, że poprawa unaczynienia może uratować istotę białą, pośrednio prowadząc do poprawy funkcji4. W związku z tym utrzymanie perfuzji rdzenia kręgowego po urazie okazało się mieć zasadnicze znaczenie dla zachowania żywotności i funkcjonalności.

Wpływ różnych zabiegów na perfuzję po SCI został zbadany przez wielu badaczy przy użyciu różnych technik w eksperymentalnych modelach SCI5,6,7. Doppler laserowy, jako sprawdzona technika, był niewątpliwie przydatną metodą ilościowego określania perfuzji w kilku badaniach na zwierzętach i ludziach8,9,10,11. Technika ta opiera się na pomiarze przesunięcia dopplerowskiego12 wywołanego przemieszczeniem czerwonych krwinek do światła oświetlającego. Od czasu komercjalizacji tej techniki na początku lat 80. nastąpił ogromny postęp w technologii laserowej, światłowodach i przetwarzaniu sygnałów do pomiaru perfuzji za pomocą laserowych instrumentów dopplerowskich13, co sprawiło, że LDF stał się niezawodną technologią.

W obecnym badaniu, obie metody laserowego pomiaru dopplerowskiego zostały zastosowane do oceny przepływu krwi (BF) w rdzeniu kręgowym szczurów z wstrząsem mózgu. Ze względu na nieinwazyjny charakter technologii i jej prostą konfigurację, nasz protokół zapewnia czułą, szybką i niezawodną metodę pomiaru BF rdzenia kręgowego. Co ważniejsze, metoda ta pozwala na podłużne badanie BF po wstrząsowym SCI bez uśmiercania zwierząt w każdym punkcie czasowym.

Ze względu na możliwość oceny BF tkanki i szybkie zmiany perfuzji podczas stymulacji, możliwe jest zastosowanie tego protokołu do oceny mózgowego BF14,15, a także do pomiaru innych tkanek, takich jak wątroba16,17, skin18,19 i bowel20. W szczurzym modelu przejściowej niedrożności tętnicy środkowej mózgu, laserowe odczyty dopplerowskie zostały wykorzystane w celu zapewnienia prawidłowego obniżenia wskaźnika BF do poziomów, których oczekuje się w niedokrwiennym półcieniu mózgu14. U szczurów, które przeszły indukcję krytycznego niedokrwienia kończyn (CLI), zastosowano laserowe skanowanie dopplerowskie w celu obserwacji BF kończyn tylnych przed i po zabiegu CLI oraz w różnych okresach po leczeniu21. Dodatkowo, biodostępność i klirens metaboliczny niektórych leków zależały od wątrobowego BF, który został wykryty przez LDF16. Dlatego LDF może być szeroko stosowany w modelach eksperymentalnych, ocenie farmakodynamicznej i farmakokinetycznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokoły na zwierzętach doświadczalnych były zgodne z wytycznymi ustalonymi przez National Institutes of Health (NIH) i zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Stołecznego Uniwersytetu Medycznego.

Procedury wprowadzania SCI i pomiaru BF rdzenia kręgowego za pomocą laserowego sprzętu dopplerowskiego opisane poniżej zostały wykorzystane w opublikowanym badaniu1.

1. Przygotowanie do operacji

  1. Przygotować pentobarbital roztwór sodu 3% (w/v) w soli fizjologicznej i podawać w dawce 35 mg/kg.
    Uwaga: pentobarbital sodu jest substancją kontrolowaną. Szczegółowa dokumentacja powinna być przechowywana, a roztwory przechowywane w bezpiecznym, zamkniętym miejscu.
  2. Sterylizuj sprzęt i przygotuj obszar operacji.
    1. Wyczyść sprzęt chirurgiczny, wykonując następujące czynności: czyszczenie 75% etanolem, następnie autoklaw w temperaturze 121 °C przez 30 minut, a następnie suszenie w piekarniku o temperaturze 60 °C przez noc. Wysterylizuj obszar operacji 75% alkoholem.

2. Przygotowanie szczura do operacji

  1. Znieczulić szczura wstrzyknięciem dootrzewnowym pentobarbitalu sodu (35 mg/kg). Cała procedura powinna trwać 30 - 40 minut, łącznie z operacją, pomiarami BF i szwami.
  2. Ogol obszar grzbietowy szczura od dolnej części pleców do szyi. Włosy powinny być przycięte tak krótko, jak to możliwe. Umieść szczura na poduszce grzewczej o temperaturze 40 °C, aby utrzymać stałą temperaturę ciała.

3. Laminektomia i wstrząśnienie mózgu rdzenia kręgowego

UWAGA: Aby przeprowadzić laminektomię tylko dla grupy pozorowanej, wykonaj kroki od 3.1 do 3.6.

  1. Ustaw zwierzę grzbietem do góry. Wysterylizuj ogoloną część jodem, a następnie 75% alkoholem za pomocą sterylnych wacików. Wykonać nacięcie skóry (4 cm) skalpelem nad miejscem laminektomii obejmującym kręgi piersiowe od T7 do T11.
  2. Wytnij przyczepione mięśnie po obu stronach od T8 do T10, aby odsłonić wyrostki kolczyste, blaszki i stawy międzywyrostkowe.
  3. Użyj skalpela, aby wykonać nacięcia, które rozłączają połączenie między T10 i T11. Dalej odsłaniaj połączenie, ostrożnie, wycinając warstwę mięśni, aby odsłonić kość.
  4. Użyj nożyczek, aby dodatkowo oczyścić mięśnie z blaszki i wokół szypułki za pomocą małych nożyc. Spowoduje to otwarcie małej przestrzeni między kręgami w T10 i T11 (Rysunek 1A). Powoli i delikatnie włóż jeden kleszcz hemostatyczny w tę szczelinę i rozbij szypułkę (Rysunek 1B). Upewnij się, że krzywizna kleszczy jest zawsze ustawiona z boku, z dala od sznurka. Powtórz po drugiej stronie.
  5. Odsłoń rdzeń kręgowy (Rysunek 1C) i ostrożnie podnieś i oderwij blaszkę. Pamiętaj, aby nie pozostawić żadnych wolnych lub postrzępionych fragmentów kości.
  6. Powtórz proces, aby dalej usuwać blaszki T9 i T8.
  7. Przenieś zwierzę na stół ze sprzętem do impaktora i użyj pary kleszczy Adson przymocowanych do stołu, aby ustabilizować kręgosłup zwierzęcia poprzez zaciśnięcie na wyrostku kolczystym T7 i T11, a następnie wyreguluj kleszcze, aby wyprostować kręgosłup (Rysunek 1D).
  8. Umieść zwierzę pod impaktorem, skieruj pręt uderzeniowy do środka odsłoniętego rdzenia kręgowego i opuść pręt na odległość 3-5 mm od powierzchni rdzenia kręgowego.
  9. Ustaw parametry uderzenia, takie jak siła uderzenia (160 KD) i czas przebywania (1 s)
    1. Wywołaj SCI, klikając przycisk "Rozpocznij eksperyment" w interfejsie oprogramowania, a następnie kliknij "tak" w następnym interfejsie, aby automatycznie rozpocząć wpływ. Po uderzeniu oprogramowanie wyświetli rzeczywiste dane uderzenia obok ustawionych parametrów, sprawdź dane, aby upewnić się, że były blisko punktu ustawienia ( Rysunek 1E).
      UWAGA: Typowym znakiem sukcesu eksperymentu był krótki okres mimowolnego wymachu ogonem i ruchem kończyn po uderzeniu. Można również wykonać bodźce do ogona, aby sprawdzić, czy kończyny nie odbijają się. Jednak ocena lokomotoryczna, taka jak skala lokomotoryczna Basso, Beattie i Bresnahana (BBB) 22,23 jest niezbędna do określenia skuteczności wywołanego urazu.

4. Laserowe skanowanie dopplerowskie

  1. Szczegółowe informacje na temat laserowego skanera dopplerowskiego użytego w tym badaniu można znaleźć w Tabeli Materiałów. Aby zeskanować odsłonięty rdzeń kręgowy, umieść grzbietową stroną szczura do góry na czarnym, nieodblaskowym tle.
  2. Ustaw parametry skanowania: Otwórz oprogramowanie do skanowania, kliknij "Pomiar", aby przejść do graficznego interfejsu użytkownika pomiaru i kliknij przycisk "Ustawienia skanera", aby otworzyć interfejs konfiguracji skanera. Aby zeskanować małe obszary, takie jak w tym eksperymencie, wybierz "Wysoka rozdzielczość" w sekcji "Rozmiar skanowania i opcje wyświetlania", aby uzyskać tryb precyzyjnego skanowania o wyższej rozdzielczości (256 × 256 punktów obejmujących od 4 × 10 cm2) (Rysunek 2A). Kliknij opcję "Skanowanie obrazu", aby sprawdzić obwody skanowania (Rysunek 2B).
  3. Kliknij opcję "Wideo i odległość", aby sprawdzić obraz wideo na żywo. Umieść skaner 10-13 cm nad oknem operacyjnym i przesuwaj tło ze zwierzęciem, aby wyśrodkować odsłonięty rdzeń kręgowy na oknie skanowania (Rysunek 2C).
  4. Użyj funkcji "auto distant", aby precyzyjnie dostosować wysokość skanowania, zwróć uwagę, że wysokość skanowania powinna być spójna we wszystkich pomiarach w eksperymencie Rysunek 2C.
  5. Użyj nieodblaskowej osłony z okienkiem, aby odsłonić tylko obszar operacyjny, aby jeszcze bardziej zminimalizować tło i zaznaczyć kierunek zwierzęcia.
  6. Kliknij "Powtórz skanowanie", ustaw liczbę skanów (w tym przypadku używamy 8 powtórzonych skanów), a następnie kliknij "OK", aby otworzyć interfejs powtórnego skanowania. Kliknij przycisk start, aby rozpocząć skanowanie, a cały proces zajmie około 3 - 4 minuty (Rysunek 2D).

5. Laserowe monitorowanie dopplerowskie

  1. Użyliśmy monitora skanera z sondą VP3 Blunt end end do monitorowania BF i SO2 w czasie. Podłącz laserową sondę dopplerowską prostopadle do instrumentu stereotaktycznego, aby skonfigurować sprzęt monitorujący.
  2. Połóż szczura na aparacie stereotaktycznym grzbietem do góry, w razie potrzeby podkryj zwierzę małym kawałkiem styropianu, aby wyrównać odsłonięty rdzeń kręgowy.
  3. Opuść sondę do rdzenia kręgowego, aby monitorować BF.
    UWAGA: Krok 5.3 ma kluczowe znaczenie dla powtarzalności pomiaru, ponieważ odczyty danych są wrażliwe na nacisk wywierany na sondę, dlatego należy zachować szczególną ostrożność, aby nie przesadzić ani nie zaniżyć sondy.
    1. Zbadaj nacięcie i usuń nadmiar płynu lub krwi za pomocą sterylnego wacika.
    2. Użyj osi X i Y aparatu, aby ustawić sondę na odległość 2 mm rostral do punktu środkowego odsłoniętego rdzenia kręgowego lub punktu uszkodzenia i ominąć żyłę centralną.
    3. Użyj osi Z, aby powoli opuścić sondę do poziomu, który dotyka powierzchni rdzenia kręgowego. Sonda powinna po prostu dotykać powierzchni rdzenia kręgowego, ale nie tak luźno, aby umożliwić ucieczkę jasnego światła z boku punktu kontaktowego.
  4. Rejestracja danych
    1. Otwórz oprogramowanie do akwizycji danych, kliknij przycisk "nowy eksperyment", aby otworzyć interfejs konfiguracji. W opcji "Ogólne" sprawdź konfigurację systemu i kliknij "Dalej" (Rysunek 3A), w ustawieniach wyświetlania wybierz kanał dla BF i SO2 i kliknij "Dalej" (Rysunek 3B).
    2. Wprowadź informacje o pliku i kliknij "Dalej" ( Rysunek 3C), aby przejść do interfejsu zapisu danych, kliknij przycisk zielonego trójkąta, aby rozpocząć rejestrowanie danych z sondy ( Rysunek 3D).
    3. Gdy sygnał się ustabilizuje, nagrywaj dane przez 8 kolejnych minut. Następnie podnieś sondę i wyjmij zwierzę z aparatu stereotaktycznego, aby zszyć nacięcie i umieścić zwierzę w opiece pooperacyjnej.

6. Szwy i opieka pooperacyjna

  1. Zszyj nacięcie: Włóż igłę do szwu w mięsień po obu stronach nacięcia. Przeciągnij nić, ściągając tkanki razem, zakrywając w ten sposób odsłonięty rdzeń kręgowy w miejscu usuniętych blaszek. Za pomocą uchwytu na igłę przeciągnij całą nić, uformuj trzy kwadratowe węzły i przytnij nić jak najbliżej węzłów.
  2. Zszyj skórę 3 - 4 węzłami kwadratowymi w taki sam sposób, jak zszywa nacięcie, a następnie przytnij nici w odległości około 1 cm od węzłów.
  3. Umieść szczura na boku w klatce, unikając kontaktu między miejscem operacji a dnem klatki. Klatki należy umieszczać na poduszkach grzewczych.
  4. Monitoruj zwierzę, dopóki nie obudzi się ze znieczulenia, aby upewnić się, że nie ma krwawienia pooperacyjnego i że szwy pozostają zamknięte.
  5. Podskórnie wstrzykiwać sól sodową penicyliny benzylowej szczurom przez 3 dni po zabiegu, 120 mg/kg dziennie. Buprenorfinę należy wstrzykiwać dootrzewnowo (0,05 mg/kg) bezpośrednio po zabiegu i co 6 godzin po operacji przez 1 dzień.
  6. Aby upewnić się, że zwierzęta mają dostęp do wystarczającej ilości pożywienia i wody, zamontuj butelki z przedłużonymi dziobkami i umieść jedzenie blisko zwierzęcia w klatce.
    UWAGA: Przeprowadziliśmy skalę oceny BBB, aby ocenić funkcję lokomotoryczną kończyn tylnych zwierzęcia 24 godziny po urazie, aby wykluczyć zwierzęta z wynikiem BBB powyżej 0, upewniając się w ten sposób, że zwierzę zostało sparaliżowane przez indukowany uraz.
  7. Po operacji należy ręcznie opróżnić pęcherz moczowy, delikatnie uciskając brzuch dwa razy dziennie, jeśli to konieczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Metodą LDPI zmierzono BF w rdzeniu kręgowym, a następnie określono jego wartość wzdłuż osi rostralno-kaudalnej rdzenia poprzez wyekstrahowanie profili liniowych (Rysunek 4). Rysunek 5A oraz Rysunek 5B przedstawiają obrazowanie przepływu w rdzeniu kręgowym odpowiednio w grupie pozorowanej oraz grupie z SCI. Rysunek 5C i Rysunek 5D przedstawia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Podczas wykonywania tego protokołu należy zwrócić uwagę na kilka szczegółów. Po pierwsze, proces znieczulenia i operacji powinien być przeprowadzony tak szybko i elegancko, jak to możliwe, aby zminimalizować wprowadzany stres u zwierzęcia. Aby zmniejszyć zakłócenia wyników, utrzymuj zwierzę w stosunkowo spokojnym i stabilnym stanie. Po drugie, należy zwrócić większą uwagę na krwawienie podczas pomiaru za pomocą laserowego sprzętu dopplerowskiego, ponieważ krew może potencjalnie zakłócać odczyt. Wreszcie, podczas rejestro...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Laserowy skaner linii dopplerowskiejMoor InstrumentsmoorLDLS2
Laserowy monitor dopplerowskiMoor InstrumentsmoorVMS-LDF
Sonda do monitoraMoor InstrumentsVP3Sonda z końcem igły
ImpaktorPrecyzyjne systemy i oprzyrządowanieIH-0400
Fenobarbital soduSigma-AldrichP3761
BuprenorphineSigma-AldrichB-908
StrzykawkaBecton Dickinson Medica (s) Pte.Ltd 300841
Igły do szwów chirurgicznych z gwintemShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd18T0329 (numer partii) /4-0
SkalpelFabryka instrumentów do operacji Shanghai Medical Instrument Co., Ltd.J11030 4 #
Ostrze skalpelaFabryka przyrządów operacyjnych Shanghai Medical Instrument Co., Ltd.J12130 20 #
Kleszcze okulistyczneFabryka przyrządów operacyjnych Shanghai Medical Instrument Co., Ltd.JD1040
Kleszcze hemostatyczneFabryka przyrządów operacyjnych Shanghai Medical Instrument Co., Ltd.J31050
Penicylina benzylowa sodowaNorth China Pharmaceutical Co., LtdF6072116 (numer partii)
75% alkoholProdukty do dezynfekcji Dezhou Anjie Gaoke Co., Ltd150421R (numer partii)
JodShandong Lierkang Medical Technology Co., Ltd20170102 (numer partii)
Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Szczurów, Akademia Medyczna Millitery SciencesSprague-Dawly (szczep szczura)

Bibliografia

  1. Jing, Y. L., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
  2. Jing, Y. L., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. J Spinal Cord Med. , 1-8 (2016).
  3. Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133 (Pt 4), 1026-1042 (2010).
  4. Gerzanich, V., et al. De novo expression of Trpm4 initiates secondary hemorrhage in spinal cord injury. Nat Med. 15 (2), 185-191 (2009).
  5. Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005(2013).
  6. Garcia-Lopez, P., Martinez-Cruz, A., Guizar-Sahagun, G., Castaneda-Hernandez, G. Acute spinal cord injury changes the disposition of some, but not all drugs given intravenously. Spinal Cord. 45 (9), 603-608 (2007).
  7. Brown, A., Nabel, A., Oh, W., Etlinger, J. D., Zeman, R. J. Perfusion imaging of spinal cord contusion: injury-induced blockade and partial reversal by β2-agonist treatment in rats. Journal of Neurosurgery-Spine. 20 (2), 164-171 (2014).
  8. Olive, J. L., McCully, K. K., Dudley, G. A. Blood flow response in individuals with incomplete spinal cord injuries. Spinal Cord. 40 (12), 639-645 (2002).
  9. Yamada, T., et al. Spinal cord blood flow and pathophysiological changes after transient spinal cord ischemia in cats. Neurosurgery. 42 (3), 626-634 (1998).
  10. Gordeeva, A. E., et al. Vascular Pathology of Ischemia/Reperfusion Injury of Rat Small Intestine. Cells Tissues Organs. , (2017).
  11. Liu, M., et al. Insulin treatment restores islet microvascular vasomotion function in diabetic mice. J Diabetes. , (2016).
  12. Drain, L. The laser Doppler technique. , Wiley, USA. (1980).
  13. Rajan, V., Varghese, B., van Leeuwen, T. G., Steenbergen, W. Review of methodological developments in laser Doppler flowmetry. Lasers Med Sci. 24 (2), 269-283 (2009).
  14. Dohare, P., et al. The neuroprotective properties of the superoxide dismutase mimetic tempol correlate with its ability to reduce pathological glutamate release in a rodent model of stroke. Free Radic Biol Med. 77, 168-182 (2014).
  15. Bai, H. Y., et al. Pre-treatment with LCZ696, an orally active angiotensin receptor neprilysin inhibitor, prevents ischemic brain damage. Eur J Pharmacol. 762, 293-298 (2015).
  16. Vertiz-Hernandez, A., et al. L-arginine reverses alterations in drug disposition induced by spinal cord injury by increasing hepatic blood flow. J Neurotrauma. 24 (12), 1855-1862 (2007).
  17. Garcia-Lopez, P., Martinez-Cruz, A., Guizar-Sahagun, G., Castaneda-Hernandez, G. Acute spinal cord injury changes the disposition of some, but not all drugs given intravenously. Spinal Cord. 45 (9), 603-608 (2007).
  18. Li, Z., et al. Post pressure response of skin blood flowmotions in anesthetized rats with spinal cord injury. Microvasc Res. 78 (1), 20-24 (2009).
  19. Boyle, N. H., et al. Scanning laser Doppler is a useful technique to assess foot cutaneous perfusion during femoral artery cannulation. Critical Care. 3 (4), 95-100 (1999).
  20. Emmanuel, A. V., Chung, E. A. L., Kamm, M. A., Middleton, F. Relationship between gut-specific autonomic testing and bowel dysfunction in spinal cord injury patients. Spinal Cord. 47 (8), 623-627 (2009).
  21. Sheu, J. J., et al. Combination of cilostazol and clopidogrel attenuates rat critical limb ischemia. J Transl Med. 10, 164(2012).
  22. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection. Experimental Neurology. 139 (2), 244-256 (1996).
  23. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A Sensitive and Reliable Locomotor Rating-Scale for Open-Field Testing in Rats. Journal of Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
  24. Oberg, P. A. Tissue motion--a disturbance in the laser-Doppler blood flow signal? Technol Health Care. 7 (2-3), 185-192 (1999).
  25. Tenland, T., Salerud, E. G., Nilsson, G. E., Oberg, P. A. Spatial and temporal variations in human skin blood flow. Int J Microcirc Clin Exp. 2 (2), 81-90 (1983).
  26. Kernick, D. P., Tooke, J. E., Shore, A. C. The biological zero signal in laser Doppler fluximetry - origins and practical implications. Pflugers Arch. 437 (4), 624-631 (1999).
  27. Rudolph, A. M., Heymann, M. A. The circulation of the fetus in utero. Methods for studying distribution of blood flow, cardiac output and organ blood flow. Circ Res. 21 (2), 163-184 (1967).
  28. Dubory, A., et al. Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury. Jove-Journal of Visualized Experiments. (99), e52536(2015).
  29. Kuliga, K. Z., et al. Dynamics of Microvascular Blood Flow and Oxygenation Measured Simultaneously in Human Skin. Microcirculation. 21 (6), 562-573 (2014).
  30. Li, Z. Y., et al. Post pressure response of skin blood flowmotions in anesthetized rats with spinal cord injury. Microvascular Research. 78 (1), 20-24 (2009).
  31. Muck-Weymann, M. E., et al. Respiratory-dependent laser-Doppler flux motion in different skin areas and its meaning to autonomic nervous control of the vessels of the skin. Microvasc Res. 52 (1), 69-78 (1996).
  32. Stefanovska, A., Bracic, M., Kvernmo, H. D. Wavelet analysis of oscillations in the peripheral blood circulation measured by laser Doppler technique. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 46 (10), 1230-1239 (1999).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Pomiar przepływu krwimonitorowanie saturacji tlenemmodel uszkodzenia rdzenia kręgowegoprocedura chirurgiczna u szczuraanaliza obrazowania perfuzyjnegonieinwazyjny przepływ krwiocena mikrokrążeniatechnika dopplerowskiej flowmetrii
Wykorzystanie laserowego obrazowania dopplerowskiego i monitorowania do analizy mikrokrążenia rdzenia kręgowego u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.