Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Aktywacja komórek glejowych Müllera w indukowanym laserowo modelu zwyrodnienia i regeneracji siatkówki u danio pręgowanego

9.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56249

⸱

27 października 2017

 ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, University Hospital of Bern, University of Bern, 2Department of Clinical Research, University of Bern, 3Graduate School for Cellular and Biomedical Sciences, University of Bern

W tym artykule

Podsumowanie

Danio pręgowany jest popularnym modelem zwierzęcym do badania mechanizmów degeneracji/regeneracji siatkówki u kręgowców. Protokół ten opisuje metodę wywoływania miejscowego urazu zakłócającego zewnętrzną siatkówkę przy minimalnym uszkodzeniu wewnętrznej siatkówki. Następnie monitorujemy in vivo morfologię siatkówki i odpowiedź glejową Müllera przez cały okres regeneracji siatkówki.

Streszczenie

Fascynującą różnicą między teleostem a ssakami jest dożywotni potencjał siatkówki teleost do neurogenezy i regeneracji siatkówki po poważnych uszkodzeniach. Badanie szlaków regeneracji u danio pręgowanego może przynieść nowe informacje w celu opracowania innowacyjnych strategii leczenia chorób zwyrodnieniowych siatkówki u ssaków. W tym artykule skupiliśmy się na indukcji ogniskowej zmiany na zewnętrznej siatkówce u dorosłych danio pręgowanego za pomocą lasera diodowego o długości fali 532 nm. Zlokalizowany uraz pozwala na zbadanie procesów biologicznych, które zachodzą podczas zwyrodnienia i regeneracji siatkówki bezpośrednio w miejscu uszkodzenia. Za pomocą nieinwazyjnej optycznej koherentnej tomografii (OCT) byliśmy w stanie określić lokalizację uszkodzonego obszaru i monitorować późniejszą regenerację in vivo. Rzeczywiście, obrazowanie OCT daje wysokiej rozdzielczości, przekrojowe obrazy siatkówki danio pręgowanego, dostarczając informacji, które wcześniej były dostępne tylko w przypadku analiz histologicznych. W celu potwierdzenia danych z OCT w czasie rzeczywistym wykonano skrawki histologiczne i zbadano odpowiedź regeneracyjną po indukcji uszkodzenia siatkówki za pomocą immunohistochemii.

Wprowadzenie

Wzrok jest prawdopodobnie najważniejszym zmysłem człowieka, a jego upośledzenie ma duży wpływ społeczno-ekonomiczny. W świecie uprzemysłowionym choroby zwyrodnieniowe siatkówki odpowiadają za większość utraty wzroku i ślepoty w populacji dorosłych1. Barwnikowe zwyrodnienie siatkówki (RP) jest najczęstszą dziedziczną przyczyną ślepoty u osób w wieku od 20 do 60 lat, dotykającą około 1,5 miliona osób na całym świecie2,3. Jest to niejednorodna rodzina dziedzicznych zaburzeń siatkówki charakteryzujących się postępującą utratą fotoreceptorów (PR), a następnie degeneracją nabłonka barwnikowego siatkówki, a następnie glejozą i przebudową neuronów wewnętrznych4. Przebieg choroby można wytłumaczyć stopniową utratą dwóch typów komórek PR, zwykle zaczynając od pręcików, które są odpowiedzialne za widzenie achromatyczne w słabym świetle, oraz czopków, które są niezbędne do widzenia kolorów i ostrości wzroku5. Pojedynczy defekt genu wystarczy, aby spowodować RP. Do tej pory ponad 130 mutacji w ponad 45 genach powiązano z chorobą6. Prowadzi to do różnych fenotypów choroby i jest jednym z powodów, dla których terapia genowa nie daje się uogólnić, a zatem jest skomplikowanym podejściem terapeutycznym. Dlatego istnieje pilna potrzeba opracowania nowych ogólnych podejść terapeutycznych do leczenia zwyrodnień siatkówki w chorobach powodujących ślepotę.

Zwyrodnienie siatkówki często wiąże się z utratą PR; dlatego śmierć komórek PR jest cechą charakterystyczną procesów zwyrodnieniowych w siatkówce7. Wykazano już, że śmierć komórki PR stymuluje aktywację i proliferację komórek glejowych Müllera (MC)8. MC, główny typ komórek glejowych w siatkówce kręgowców, był kiedyś uważany za nic innego jak "klej" między neuronami siatkówki. W ostatnich latach wiele badań wykazało, że MC działają jako coś więcej niż tylko wsparcie strukturalne9. Wśród różnych funkcji, MC uczestniczą również w neurogenezie i naprawie10. Rzeczywiście, w odpowiedzi na czynniki dyfuzyjne z degenerującej się siatkówki, MC znacznie zwiększają ekspresję kwaśnego białka fibrylarnego gleju (GFAP). W związku z tym znakowanie GFAP może być stosowane jako marker aktywacji MC jako wtórnej odpowiedzi na uszkodzenie siatkówki i zwyrodnienie11.

Ostatnio opracowaliśmy nowatorską adaptację ogniskowego urazu, używając lasera do wywołania zwyrodnienia siatkówki u danio pręgowanego (Danio rerio). Uraz ogniskowy jest korzystny dla badania pewnych procesów biologicznych, takich jak migracja komórek do uszkodzonego miejsca i dokładny czas zdarzeń, które mają miejsce podczas regeneracji siatkówki12. Co więcej, danio pręgowany stał się ważny w badaniach wizualnych ze względu na podobieństwa między jego układem wzrokowym a innymi kręgowcami. Ogólne cechy morfologiczne i histologiczne siatkówki ludzkiej i teleostowej wykazują niewiele różnic. W związku z tym siatkówki ludzi i danio pręgowanego zawierają te same główne klasy komórek zorganizowane w ten sam warstwowy wzór, w którym fotoreceptory wyczuwające światło zajmują najbardziej zewnętrzną warstwę, podczas gdy neurony projekcyjne siatkówki, komórki zwojowe, znajdują się w najbardziej wewnętrznej warstwie neuronalnej, bliżej soczewki. Interneurony siatkówki, komórki amakrynowe, dwubiegunowe i poziome, lokalizują się pomiędzy warstwami fotoreceptorów i komórek zwojowych13. Co więcej, siatkówka danio pręgowanego jest zdominowana przez czopki, a więc bliższa siatkówce człowieka niż np. intensywnie badana siatkówka gryzoni. Fascynującą różnicą między teleostem a ssakami jest trwała neurogeneza siatkówki ryb i regeneracja siatkówki po uszkodzeniu. U danio pręgowanego MC mogą deróżnicować i pośredniczyć w regeneracji uszkodzonej siatkówki14,15. U kurczaków MC mają również pewną zdolność do ponownego wejścia w cykl komórkowy i odróżnicowania. Po uszkodzeniu siatkówki u dorosłych ryb, MC przyjmują pewne cechy komórek progenitorowych i macierzystych, migrują do uszkodzonej tkanki siatkówki i wytwarzają nowe neurony16. Profilowanie ekspresji genów MC ssaków ujawniło nieoczekiwane podobieństwa do progenitorów siatkówki, a dowody na wewnętrzny potencjał neurogenny MC w siatkówce kurczaka, gryzonia, a nawet człowieka rosną17. Niemniej jednak nie wiadomo jeszcze, dlaczego reakcja regeneracyjna u ptaków i ssaków jest niższa w porównaniu z silną reakcją u ryb. Dlatego zrozumienie endogennych mechanizmów naprawczych u danio pręgowanego może sugerować strategie stymulowania regeneracji siatkówki u ssaków i ludzi. Wykorzystanie endogennego mechanizmu naprawczego MC jako narzędzia terapeutycznego w leczeniu pacjentów ze zwyrodnieniem siatkówki miałoby wyjątkowy wpływ na nasze społeczeństwo.

Tutaj przedstawiamy kroki niezbędne do zastosowania modelu degeneracji/regeneracji w badaniach okulistycznych. Skupiliśmy się najpierw na wywołaniu ogniskowego uszkodzenia w siatkówce neurosensorycznej, następnie na obrazowaniu zdarzeń rozwijających się w miejscu urazu, a na końcu na wizualizacji zajęcia sąsiednich MC. Ogólny protokół jest stosunkowo łatwy do wykonania i otwiera szeroką gamę możliwości późniejszej oceny siatkówki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty są zgodne z Oświadczeniem o wykorzystaniu zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką (ARVO) i respektują odpowiednie przepisy władz rządowych.

1. Zwierzęta

  1. Utrzymuj szczep TgBAC (gfap:gfap-GFP) zebry 167 (AB) w wieku od 6 do 9 miesięcy w standardowych warunkach w wodzie o temperaturze 26,5 °C i 14/10 h cyklu jasnego/ciemnego18.
  2. Postępuj zgodnie z wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami w zaangażowanych instytucjach dotyczących eksperymentów na zwierzętach po uzyskaniu zgody władz rządowych.

2. Odwracalne znieczulenie ogólnoustrojowe

  1. Przygotować roztwór podstawowy soli metanosulfonianu 3-aminobenzoesanu etylu (trikainy), rozpuszczając 400 mg proszku trikainy w 97,9 ml wody w zbiorniku i 2,1 ml 1 M soli fizjologicznej buforowanej tris (TBS). Doprowadzić do pH 7,0 za pomocą 1 M Tris (pH 9) i przechowywać w temperaturze 4 °C w ciemności do jednego miesiąca.
    UWAGA: Trikaina powinna być przygotowywana w wodzie takiej jak naturalne warunki życia zwierzęcia, najlepiej należy używać oryginalnej wody ze zbiornika.
  2. Rozcieńczyć roztwór podstawowy w stosunku 1:25 w wodzie w zbiorniku i natychmiast zużyć.
  3. Umieść danio pręgowanego na 10-centymetrowej szalce Petriego zawierającej 50 ml roztworu znieczulającego, aż staną się nieruchome i nie będą reagować na bodźce zewnętrzne (około 2 - 5 minut, w zależności od wagi i wieku).
  4. Przenieś każdą rybę ręcznie do wykonanego na zamówienie silikonowego uchwytu na szpilki do obróbki laserowej (Rysunek 1A).
    OSTROŻNOŚĆ! Ryby mogą pozostać znieczulone na zewnątrz zbiornika tylko do 10 minut.
  5. Aby odwrócić znieczulenie po zabiegu i/lub obrazowaniu, umieść danio pręgowanego w pojemniku zawierającym wodę w zbiorniku.
  6. Aby wspomóc regenerację, stwórz przepływ świeżej wody w zbiorniku przez skrzela, przesuwając danio pręgowanego w przód iw tył w wodzie.

3. Laserowe uszkodzenie ogniskowe siatkówki

UWAGA: Laser diodowy o długości fali 532 nm jest używany do tworzenia ogniskowych uszkodzeń świetlnych siatkówki danio pręgowanego. Eksperymentalna konfiguracja lasera umożliwia ustalenie powtarzalnego ogniskowego uszkodzenia siatkówki u dorosłych ryb pręgowanych.

  1. Ustaw moc wyjściową lasera: 70 mW; średnica anteny: 50 μm; czas trwania impulsu: 100 ms.
    OSTROŻNOŚĆ! Stosowanie światła laserowego wymaga odpowiedniego zabezpieczenia osobistego i oznakowania terenu.
  2. Przed zabiegiem nanieść miejscowo 1 - 2 krople 2% hydroksypropylometylocelulozy do oka i użyć soczewki lasera do dna oka o średnicy 2,0 mm, aby skupić wiązkę celującą laserem na siatkówce.
    OSTROŻNOŚĆ! Krople hydroksypropylometylocelulozy są lepkie i mogą powodować problemy z oddychaniem, jeśli dostanie się na skrzela.
  3. Umieść cztery plamki laserowe wokół nerwu wzrokowego na lewym oku i użyj prawego, nieleczonego oka jako kontroli wewnętrznej.

4. Obrazowanie in vivo morfologii siatkówki

  1. W dniu 0 wizualizuj siatkówkę danio pręgowanego bezpośrednio po indukcji laserowej, nie reanimując ich ze znieczulenia. We wszystkich innych punktach czasowych należy zastosować znieczulenie ogólne (patrz punkt 2: Odwracalne znieczulenie ogólnoustrojowe). Umieść unieruchomionego danio pręgowanego na specjalnie wykonanym silikonowym uchwycie na szpilkę (Rysunek 1B, B.1).
  2. Aby uzyskać optymalne obrazy, należy przyciąć dostępną w handlu hydrożelową soczewkę kontaktową pasującą do oka danio pręgowanego (Ø = 5,2 mm, r = 2,70 mm, grubość środka = 0,4 mm) za pomocą dziurkacza. Wypełnij wklęsłą powierzchnię soczewki metylocelulozą i umieść ją na rogówce.
  3. Wyposaż system OCT w bezdotykową soczewkę lampy szczelinowej 78D.
  4. Ustaw ostrość obrazu w podczerwieni (IR) w trybie IR + OCT (Rysunek 2A), aby uwidocznić dno oka i wykonaj zdjęcia w podczerwieni, klikając przycisk "Acquire" (Rysunek 2B), aby zlokalizować plamki laserowe na siatkówce za pomocą oprogramowania systemu.
  5. Wizualizuj trójwymiarowy przekrój warstw siatkówki w trybie IR + OCT i rób zdjęcia, klikając przycisk "Acquire" (Rysunek 2B). Obserwuj stopień uszkodzenia zewnętrznej warstwy jądrowej (ONL) (patrz Sekcja 3: Laserowe uszkodzenie ogniskowe siatkówki) na tych obrazach.
  6. Aby odwrócić znieczulenie po zabiegu i/lub obrazowaniu, umieść danio pręgowanego w pojemniku zawierającym wodę w zbiorniku.
  7. Aby wspomóc regenerację, stwórz przepływ świeżej wody w zbiorniku przez skrzela, przesuwając danio pręgowanego w przód iw tył w wodzie.
  8. Wykonaj podobne obrazowanie in vivo morfologii siatkówki w 1., 3., 7., 14. i 6. tygodniu.

5. Barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E)

  1. Eutanazji zegnało przez zanurzenie w zimnym (4 °C) roztworze znieczulającym na lodzie na co najmniej 10 minut i natychmiastowe wyłuszczenie oczu za pomocą małych zakrzywionych kleszczy.
  2. Utrwalić całe oczy w 4% paraformaldehydzie (PFA) w buforowanym roztworze soli fizjologicznej (PBS) w temperaturze 4 °C przez 20 godzin, a następnie odwodnić próbki w serii alkoholi o stopniowanej zawartości alkoholu (ksylen 100% przez 5 minut dwa razy, etanol 100% przez 5 minut dwa razy, etanol 96% przez 3 minuty dwa razy i etanol 70% 3 minuty raz).
    OSTROŻNOŚĆ! PFA może działać drażniąco na oczy, nos i górne drogi oddechowe. PFA jest znanym czynnikiem rakotwórczym dla ludzi i podejrzewa się zagrożenie dla rozrodczości.
  3. Zanurz próbki w parafinie, wytnij odcinki 5 μm na poziomie głowy nerwu wzrokowego i zamontuj je na szkiełkach podstawowych.
  4. Zabarwić odparafinowane skrawki 0,1% kwaśnym roztworem hematoksyliny przez 5 minut i zanurzyć szkiełka dwukrotnie w wodzie destylowanej po zanurzeniu szkiełek w mieszaninie kwasu solnego (2 ml 25% HCl w 250 ml wody destylowanej) i mieszaninie amoniaku (2 ml 25% amoniaku w 250 ml wody destylowanej). Zabarwić skrawki wodnym roztworem eozyny G 0,5% przez 3 minuty po wytworzeniu się hematoksyliny, barwiąc wodą z kranu przez co najmniej 10 minut.
  5. Zamontuj odwodnione szkiełka w podłożu montażowym z żywicy akrylowej i obserwuj szkiełka pod mikroskopem świetlnym.

6. Immunohistochemia dla aktywacji MC

  1. Podgrzewać odparafinowane skrawki w buforze do odzyskiwania antygenu (Tris-EDTA + 0,05% detergentu niejonowego, pH 9,0) przez 3 minuty w odpowiednim parowarze lub kuchence mikrofalowej przez 10 - 15 minut i myć trzykrotnie TBS po 5 minut.
  2. Zakreśl skrawki silikonowym pisakiem i dodaj 100 μl roztworu blokującego (TBS + 10% koziej normalnej surowicy + 1% albuminy surowicy bydlęcej, pH 7,6) w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę.
  3. Barwienie przeciwciałem poliklonalnym królika przeciwko kwasowemu białku fibrylarnemu fibrylarnemu (GFAP) i mysim przeciwciałem monoklonalnym syntetazy antyglutaminy (GS), oba w rozcieńczeniu 1:200 (40 μl na próbkę). Inkubować szkiełko w wilgotnej komorze w temperaturze 4 °C przez noc. Umyj trzy razy za pomocą TBS + 0,1 % Tween 20 przez 5 minut każdy.
  4. Zakończ wizualizację z odpowiednimi przeciwciałami drugorzędowymi. W protokole tym wykorzystano kozie przeciwciało drugorzędowe anty-królicze IgG H&L zielone dla GFAP i kozie przeciwciało anty-mysie IgG H&L jaskrawoczerwone dla GS, oba w rozcieńczeniu 1:500 w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę.
  5. Zamontuj szkiełka z medium montażowym zawierającym DAPI i obserwuj szkiełka pod mikroskopem fluorescencyjnym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

OCT w czasie rzeczywistym: Aby przeanalizować rolę MC w naprawie siatkówki, zastosowano model uszkodzenia laserowego indukującego wyraźnie odgraniczoną strefę uszkodzenia w siatkówce danio pręgowanego. Miejsce uszkodzenia obrazowano za pomocą OCT in vivo po raz pierwszy (Dzień 0) w ciągu 60 minut po urazie (Rysunek 3). Aby skompensować optykę oka ryby, na rogówce umieszczono specjalnie wykonaną soczewkę kontaktową. Bezpośrednio po za...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Regeneracja/zwyrodnienie siatkówki u danio pręgowanego badano różnymi podejściami, takimi jak śmierć komórek za pośrednictwem cytotoksyn22, uraz mechaniczny23 i uraz termiczny24. Zastosowaliśmy laser diodowy o długości fali 532 nm, aby uszkodzić siatkówkę danio pręgowanego. W związku z tym nasz model ma kilka zalet. Na przykład, szybko stworzyliśmy dobrze zdefiniowany obszar urazu zlokalizowany w zewnętrznej siatkówce, a konkretnie w warstwie PR. Co ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Martinowi Zinkernagelowi, doktorowi nauk medycznych, doktorowi medycyny i dr Miriam Reisenhofer za jej naukowy wkład w stworzenie modelu oraz Federice Bisignani za doskonałą pomoc techniczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kwaśny roztwór hematoksylinySigma-Aldrich, Buchs, Szwajcaria2852
AlbuminaSigma-Aldrich, Buchs, SzwajcariaA07030
Albumina surowicy bydlęcej (BSA)Sigma-Aldrich, Buchs, Szwajcaria5470
Dako PenDako, Glostrup, DaniaS2002
Podłoże montażowe DAPIVector Labs, Burlingame, CA, USAH-1200
Eozyna G roztwór wodny 0,5%Carl Roth, Arlesheim, SzwajcariaX883.2
EtanolSigma-Aldrich, Buchs, Szwajcaria2860
Kwas etylenodiaminotetraoctowy (EDTA)Sigma-Aldrich, Buchs, SzwajcariaED
EukittSigma-Aldrich, Buchs, Szwajcaria3989
Koza anty-królicza IgG H& L Alexa Fluor® 488Life Technologies, Zug, SzwajcariaA11008
Kozia anty-mysia IgG H& L Alexa Fluor® 594Life Technologies, Zug, SzwajcariaA11020
Kozia normalna surowicaDako, Glostrup, DaniaX0907
Hydrożelowe soczewki kontaktoweJohnson & Johnson AG, Zug, Szwajcarian.a.1-DayAcuvue Wilgotna
hydroksypropylometyloceluloza 2%OmniVision, Neuhausen, Szwajcarian.a.Methocel2%
Ethyl 3-aminobenzoesan metanosulfonianSigma-Aldrich, Buchs, SzwajcariaA5040Tricaine, MS-222
Visulas 532sCarl Zeiss Meditec AG, Oberkochen, Niemcyn.d.532nm Laser
Mouse przeciwciało monoklonalne anty-GSMillipore, Billerica, MA, USAMAB302
HRA + OCT System obrazowaniaHeidelberg Engineering, Heidelberg, Niemcyn.a.Spectralis
Heidelberg Eye ExplorerHeidelberg Engineering, Heidelberg, Niemcyn.a.Wersja1.9.10.0
Paraformaldehyd (PFA)Sigma-Aldrich, Buchs, SzwajcariaP5368
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)Sigma-Aldrich, Buchs, SzwajcariaP5368
Królicze przeciwciało poliklonalne anty-GFAPInvitrogen, Waltham, MA, USA180063
Silikonowy uchwyt na szpilkiHuco Vision AG Szwajcarian.a.Odpowiednio wycięte ręcznie z silikonowej maty szpilkowej tacki do sterylizacji.
Lampa szczelinowa BM900Haag-Streit AG, Koeniz, Szwajcarian.a.Adapter
do lampy szczelinowejIridex Corp., Mountain View, CA, USAn.d.Szkiełka
Superfrost PlusGehard Menzel GmbH, Brunszwik, Niemcy10149870
TgBAC (gfap:gfap-GFP) zf167 (AB) strainKIT, Karlsruhe, Niemcy15204http://zfin.org/ZDB-ALT-100308-3
Sól fizjologiczna buforowana Tris (TBS)Sigma-Aldrich, Buchs, SzwajcariaP5912
Tween 20Sigma-Aldrich, Buchs, SzwajcariaP1379
Bezdotykowa soczewka lampy szczelinowej 78DVolk Optical, Mentor, OH, USAV78C
XyleneSigma-Aldrich, Buchs, Szwajcaria534056
Soczewka laserowa dna okaInstrumenty okularowe, Bellevue, WA, USAOFA2-0
2100 RetrieverAptum Biologics Ltd., Southampton, Wielka BrytaniaParowiecR2100-EU

Bibliografia

  1. Haddad, S., Chen, C. A., Santangelo, S. L., Seddon, J. M. The genetics of age-related macular degeneration: a review of progress to date. Surv. Ophthalmol. 51 (4), 316-363 (2006).
  2. Stefano Ferrari, S., Di Iorio, E., Barbaro, V., Ponzin, D., Sorrentino, F. S., Parmeggiani, F. Retinitis Pigmentosa: Genes and Disease Mechanisms. Curr Genomics. 12 (4), 238-249 (2011).
  3. Berson, E. L. Retinitis pigmentosa. The Friedenwald Lecture. Invest Ophthalmol Vis Sci. 34 (5), 1659-1676 (1993).
  4. Strettoi, E. A Survey of Retinal Remodeling. Front Cell Neurosci. 9, 494(2015).
  5. Hartong, D. T., Berson, E. L., Dryja, T. P. Retinitis pigmentosa. Lancet. 368, 1795-1809 (2006).
  6. Wang, D. Y., Chan, W. M., Tam, P. O., Baum, L., Lam, D. S., Chong, K. K., Fan, B. J., Pang, C. P. Gene mutations in retinitis pigmentosa and their clinical implications. Clin Chim Acta. 351 (1-2), 5-16 (2005).
  7. Pierce, E. A. Pathways to photoreceptor cell death in inherited retinal degenerations. BioEssays. 23, 605-618 (2001).
  8. Tackenberg, M. A., Tucker, B. A., Swift, J. S., Jiang, C., Redenti, S., Greenberg, K. P., Flannery, J. G., Reichenbach, A., Young, M. J. Muller cell activation, proliferation and migration following laser injury. Mol. Vis. , 1886-1896 (2009).
  9. Newman, E., Reichenbach, A. The Müller cell: a functional element of the retina. Trends Neurosci. 19 (8), 307-312 (1996).
  10. Kubota, R., Hokoc, J. N., Moshiri, A., McGuire, C., Reh, T. A. A comparative study of neurogenesis in the retinal ciliary marginal zone of homeothermic vertebrates. Brain Res Dev Brain Res. 134, 31-41 (2002).
  11. Zhao, T. T., Tian, C. Y., Yin, Z. Q. Activation of Müller cells occurs during retinal degeneration in RCS rats. Adv Exp Med Biol. 664, 575-583 (2010).
  12. DiCicco, R. M., Bell, B. A., Kaul, C., Hollyfield, J. G., Anand-Apte, B., Perkins, B. D., Tao, Y. K., Yuan, A. Retinal Regeneration Following OCT-Guided Laser Injury in Zebrafish. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (10), 6281-6288 (2014).
  13. Bilotta, J., Saszik, S. The zebrafish as a model visual system. Int. J. Dev. Neurosci. , 621-629 (2001).
  14. Fausett, B. V., Goldman, D. A role for alpha1 tubulin-expressing Müller glia in regeneration of the injured zebrafish retina. J Neurosci. 26 (23), 6303-6313 (2006).
  15. Yurco, P., Cameron, D. A. Responses of Müller glia to retinal injury in adult zebrafish. Vision Res. 45, 991-1002 (2005).
  16. Ashutosh, P. J., Roesch, K., Cepko, C. L. Development and neurogenic potential of Müller gial cells in the vertebrate retina. Prog Retin Eye Res. 28 (4), 249-262 (2009).
  17. Xia, X., Ahmad, I. Unlocking the Neurogenic Potential of Mammalian Müller Glia. Int J Stem Cells. 9 (2), 169-175 (2016).
  18. Brand, M., Granato, M., Nüsslein-Volhard, C. Keeping and raising zebrafish. Zebrafish: A Practical Approach. Nüsslein-Volhard, C., Dahm, R. , IRL Press. 7-38 (2002).
  19. Riepe, R. E., Norenburg, M. D. Müller cell localisation of glutamine synthetase in rat retina. Nature. 268 (5621), 654-655 (1977).
  20. Derouiche, A., Rauen, T. Coincidence of L-glutamate/L-aspartate transporter (GLAST) and glutamine synthetase (GS) immunoreactions in retinal glia: evidence for coupling of GLAST and GS in transmitter clearance. J Neurosci Res. 42 (1), 131-143 (1995).
  21. Bignami, A., Dahl, D. The radial glia of Müller in the rat retina and their response to injury. An immunofluorescence study with antibodies to the glial fibrillary acidic (GFA) protein. Exp Eye Res. 28 (1), 63-69 (1979).
  22. Sherpa, T., Fimbel, S. M., Mallory, D. E., Maaswinkel, H., Spritzer, S. D., Sand, J. A., Li, L., Hyde, D. R., Stenkamp, D. L. Ganglion cell regeneration following whole-retina destruction in zebrafish. Dev Neurobiol. 68 (2), 166-181 (2008).
  23. Cameron, D. A., Carney, L. H. Cell mosaic patterns in the native and regenerated inner retina of zebrafish: implications for retinal assembly. J Comp Neurol. 416 (3), 356-367 (2000).
  24. Raymond, P. A., Barthel, L. K., Bernardos, R. L., Perkowski, J. J. Molecular characterization of retinal stem cells and their niches in adult zebrafish. BMC Dev Biol. 6, 36(2006).
  25. Bailey, T. J., Davis, D. H., Vance, J. E., Hyde, D. R. Spectral-domain optical coherence tomography as a noninvasive method to assess damaged and regenerating adult zebrafish retinas. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53 (6), 3126-3138 (2012).
  26. Koinzer, S., Saeger, M., Hesse, C., Portz, L., Kleemann, S., Schlott, K., Brinkmann, R., Roider, J. Correlation with OCT and histology of photocoagulation lesions in patients and rabbits. Acta Ophthalmol. 91 (8), e603-e611 (2013).
  27. Wan, J., Zheng, H., Chen, Z. L., Xiao, H. L., Shen, Z. J., Zhou, G. M. Preferential regeneration of photoreceptor from Müller glia after retinal degeneration in adult rat. Vision Res. (2), 223-234 (2008).
  28. Thomas, J. L., Thummel, R. A novel light damage paradigm for use in retinal regeneration studies in adult zebrafish. J Vis Exp. (80), e51017(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

siatk wka danio pr gowanegouszkodzenie laseroweoptyczna koherentna tomografiaregeneracja siatk wkiimmunohistochemiabarwienie H Eznieczulenie trikainsoczewka laserowa do dna okakwa ny bia kowy glia owy bia kowy GFAP
Aktywacja komórek glejowych Müllera w indukowanym laserowo modelu zwyrodnienia i regeneracji siatkówki u danio pręgowanego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.