Artykuł metodologiczny

Bezprzewodowy, dwukierunkowy interfejs do rejestrowania in vivo i stymulacji aktywności neuronalnej u swobodnie zachowujących się szczurów

DOI:

10.3791/56299

⸱

7 listopada 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Behavioral Neuroscience, Experimental and Biological Psychology, Philipps-Universität Marburg, 2Behavioral Neurosciences Institute (INeC), 3Thomas RECORDING GmbH, 4Department of Neurophysics, Philipps-Universität Marburg

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wprowadzono bezprzewodowy, dwukierunkowy system do wielokanałowych zapisów neuronowych i stymulacji u swobodnie zachowujących się szczurów. System jest lekki i kompaktowy, dzięki czemu ma minimalny wpływ na repertuar behawioralny zwierzęcia. Co więcej, ten dwukierunkowy system zapewnia wyrafinowane narzędzie do oceny związków przyczynowo-skutkowych między wzorcami aktywacji mózgu a zachowaniem.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektrofizjologia in vivo to potężna technika badania związku między aktywnością mózgu a zachowaniem w skali milisekundowej i mikrometrowej. Jednak obecne metody opierają się głównie na nagraniach kablowych na uwięzi lub wykorzystują tylko systemy jednokierunkowe, umożliwiające rejestrację lub stymulację aktywności neuronalnej, ale nie w tym samym czasie lub w tym samym celu. W tym artykule opisano nowe bezprzewodowe, dwukierunkowe urządzenie do jednoczesnego wielokanałowego nagrywania i stymulacji aktywności neuronalnej u swobodnie zachowujących się szczurów. System działa za pomocą jednego przenośnego stopnia głównego, który zarówno przesyła zarejestrowaną aktywność, jak i może być kierowany w czasie rzeczywistym w celu stymulacji mózgu za pomocą wielokanałowego oprogramowania opartego na telemetrii. Stopień główny wyposażony jest w przedwzmacniacz oraz akumulator, pozwalający na stabilne długotrwałe nagrania lub stymulację do 1 godziny. Co ważne, stopień głowy jest kompaktowy, waży 12 g (łącznie z baterią), a tym samym ma minimalny wpływ na repertuar behawioralny zwierzęcia, dzięki czemu metoda ma zastosowanie do szerokiego zestawu zadań behawioralnych. Co więcej, metoda ma tę główną zaletę, że wpływ stymulacji mózgu na aktywność neuronalną i zachowanie może być mierzony jednocześnie, dostarczając narzędzia do oceny związków przyczynowych między określonymi wzorcami aktywacji mózgu a zachowaniem. Ta cecha sprawia, że metoda jest szczególnie cenna w dziedzinie głębokiej stymulacji mózgu, umożliwiając precyzyjną ocenę, monitorowanie i dostosowywanie parametrów stymulacji podczas długotrwałych eksperymentów behawioralnych. Możliwość zastosowania systemu została zweryfikowana przy użyciu wzgórka dolnego jako struktury modelowej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fundamentalnym pytaniem w neurobiologii jest to, w jaki sposób aktywność elektryczna w zdefiniowanych obwodach neuronowych generuje określone formy zachowania. Elektrofizjologia in vivo jest potężną techniką pozwalającą odpowiedzieć na to pytanie, dostarczając narzędzia do rejestrowania lub stymulowania aktywności elektrycznej w mózgu, podczas gdy zwierzęta wykonują określone zadania behawioralne. Jednak obecne systemy często opierają się na nagraniach kablowych na uwięzi1,2, co prawdopodobnie ogranicza mobilność i uniemożliwia pełną ekspresję repertuaru behawioralnego zwierzęcia. Co więcej, stosowane są głównie systemy jednokierunkowe, pozwalające na rejestrowanie3,4,5 lub stimulation6,7 aktywności neuronalnej, ale nie w tym samym czasie lub w tym samym celu, co utrudnia rozwikłanie związków przyczynowych między określonymi wzorcami aktywacji mózgu a zachowaniem. Obecnie dostępnych jest tylko kilka bezprzewodowych, dwukierunkowych systemów do preparatów in vivo. Są one jednak zazwyczaj ciężkie (40-50 g) i składają się z dwóch oddzielnych jednostek przenośnych, tj. stopnia głównego i podłączonego plecaka do zasilania bateryjnego8,9,10, co czyni je mniej elastycznymi i zwiększa ryzyko rozłączenia, np. podczas zachowania autopielęgnacji. Żaden z wyżej wymienionych systemów bezprzewodowych nie oferuje wszczepialnych mikroelektrod, które pozwoliłyby uzyskać kompletną, zintegrowaną koncepcję aktywności neuronalnej podczas pełnego etologicznie ważnego zachowania z wysoką odtwarzalnością warunków eksperymentalnych.

Tutaj wprowadzane jest nowe bezprzewodowe, dwukierunkowe urządzenie do rejestracji in vivo i stymulacji aktywności neuronalnej u swobodnie zachowujących się szczurów. System bezprzewodowy Thomas (TWS) działa poprzez pojedynczy zdejmowany stopień głowicy, który może transmitować aktywność wielokanałową za pomocą maksymalnie czterech niezależnych kanałów nagrywania i może być ukierunkowany na elektryczną stymulację mózgu w czasie rzeczywistym. Dodatkowo opracowano przewlekle wszczepialną jednostkę mikroelektrod kompatybilną z TWS, która umożliwia zarówno stymulację neuronalną, jak i rejestrację. Zaprezentowano również graficzny interfejs użytkownika oprogramowania TWS, służący do nagrywania i stymulacji. W niniejszym badaniu opisano walidację i wdrożenie in vivo całego urządzenia.

Aby zweryfikować system TWS, dolny wzgórek został wybrany jako docelowa struktura neuronalna, ponieważ jego elektryczna stymulacja może wywołać jawną reakcję behawioralną. Powszechnie wiadomo, że stymulacja elektryczna wzgórka dolnego wywołuje u szczurów bezwarunkowe reakcje behawioralne "podobne do strachu", takie jak czujność, pozycje boczne, wygięcie pleców, zamrożenie i zachowanie ucieczki (ucieczki). Ten wzorzec reakcji naśladuje reakcje na strach wywołany przez wyzwania środowiskowe, takie jak postrzegane szkodliwe zdarzenie, atak lub zagrożenie dla przetrwania11,12,13. Zakładano, że możliwość wywołania tak jasnego i jednoznacznego zachowania będzie prawdziwym wyzwaniem dla TWS.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie protokoły i eksperymenty były zgodne z aktualnymi wytycznymi europejskimi (2010/63/UE) i zatwierdzone przez władze regionalne (Regierungspräsidium Gießen, MR 20/35 Nr.25/2015).

1. Zwierzęta

  1. Dorosłe szczury Wistar (200-250 g) w grupach po 3-4 osoby w standardowych warunkach laboratoryjnych przez co najmniej tydzień przed operacją, aby umożliwić aklimatyzację.
  2. Dwa dni po zabiegu szczury domowe w parach. Przykryj pojedyncze klatki wysokimi akrylowymi pokrywami. Unikaj konwencjonalnych pokrywek wykonanych z metalowej siatki, ponieważ implanty mogą utknąć, zwiększając ryzyko, że z czasem ulegną uszkodzeniu i/lub stanie się niestabilne.

2. Chirurgia stereotaktyczna

  1. Przed przystąpieniem do zabiegu należy zorganizować i przygotować następujący sprzęt i materiały:
    1. Zaopatrz się w sterylny sprzęt chirurgiczny składający się ze sterylnych nożyczek, kleszczyków z końcami, szpatułek, maszynek do strzyżenia chirurgicznego, wiertła dentystycznego i patyczków kosmetycznych.
    2. Zaopatrz się w leki i chemikalia, w tym izofluran, ksylokainę, chlorowodorek tramadolu, maść do oczu dexpantenolu, 3% nadtlenek wodoru, jod powidonu i 70% etanol.
    3. Uzyskaj materiał mocujący, w tym ze stali nierdzewnej, żywicę akrylową, klej ultrafioletowy i osłonę nasadki.
    4. Otrzymać zespół mikroelektrody, składający się z (i) pojedynczej elektrody rejestrującej (mikroelektroda platynowo-wolframowa w izolacji szkłem kwarcowym, ze stożkowym kształtem końcówki, średnica zewnętrzna: 80 μm, końcówka stożkowa, impedancja przy 1 kHz: 500 kOhm) lub tetrody (4-żyłowa mikroelektroda platynowo-wolframowa w izolacji szkłem kwarcowym, średnica zewnętrzna: 100 μm, końcówka stożkowa, impedancja przy 1 kHz: 500-800 kOhm); (ii) elektroda stymulująca (drut platynowo-irydowy (90% platyny, 10% irydu), średnica rdzenia 125 μm, średnica zewnętrzna 150 μm, impedancja <10 kOhm) podłączona do płytki stykowej oraz (iii) elektroda referencyjna z drutu platynowego (średnica trzonu, 100 μm; Rysunek 1A).
    5. Zaopatrzyć się w uchwyt elektrody przyklejony klejem rozpuszczalnym w wodzie do zespołu mikroelektrod i przetestowany pod kątem funkcjonalności co najmniej 2 godziny wcześniej (Rysunek 1B).
    6. Uzyskaj konwencjonalny system na uwięzi składający się z przedwzmacniacza różnicowego, wzmacniacza głównego i wzmacniacza z filtrem pasmowo-przepustowym do nagrań.
    7. Zaopatrz się w dodatkowe materiały, takie jak rękawiczki, poduszka grzewcza, strzykawki i sól fizjologiczna.
    8. Zaopatrz się w klatki domowe (dł. x szer. x wys.: 42 cm x 26 cm x 38 cm).
  2. Procedura
    UWAGA: Wszczepienie elektrody wykonuje się podczas konwencjonalnej operacji stereotaktycznej w znieczuleniu izofluranowym.
    1. Upewnij się, że eksperymentator ma na sobie rękawiczki, maskę chirurgiczną i fartuch laboratoryjny.
    2. Rozpocznij znieczulenie, umieszczając zwierzę w komorze indukcyjnej (izofluran 4-5%, przepływ tlenu 1 l/min, czas trwania ~5 min).
    3. Przetestuj utratę odruchów (odruchy ogona i palców u stóp) za pomocą kleszczy, aby potwierdzić głębokie znieczulenie.
    4. Umieść głowę zwierzęcia w masce anestezjologicznej zamocowanej wokół górnego siekacza ramy stereotaktycznej i wyreguluj znieczulenie (izofluran 2-3%, przepływ tlenu 0,7-0,8 l/min).
    5. Zamocuj i wyrównaj głowę zwierzęcia w aparacie stereotaktycznym za pomocą nauszników i górnego siekacza.
    6. Ogolić pole operacyjne za pomocą maszynki do strzyżenia lub nożyczek i wysterylizować jodowidonem.
    7. Umieść zwierzę na poduszce grzewczej, aby zapobiec hipotermii i potraktuj oczy maścią do oczu dexpantenol, aby zapobiec ich wysuszeniu.
    8. Wstrzyknąć ksylokainę (0,3-0,4 ml, podskórnie, s.c.) w środek pola operacyjnego.
    9. Ponownie przetestuj pod kątem utraty refleksu.
    10. Wykonaj małe nacięcie (1,5 cm) skalpelem na środku pola operacyjnego, aby odsłonić czaszkę. Delikatnie oddziel skórę i usuń resztki tkanki za pomocą kleszczy, nożyczek i szpatułki.
    11. Ostrożnie oczyść czaszkę za pomocą wacików pokrytych nadtlenkiem wodoru.
    12. Wywierć 4-5 małych otworów (4,7 mm) w czaszce do zamocowania ze stali nierdzewnej.
    13. Podłącz zespół mikroelektrody/uchwyt elektrody do przedwzmacniacza i podłącz do stereotaktycznego mikromanipulatora (Rysunek 1B i 1C).
    14. Wywierć otwór (około 7 mm) w czaszce nad obszarem docelowym, używając współrzędnych z atlasu mózgu w zależności od użytego zwierzęcia. W niniejszym badaniu umieść końcówki elektrod skierowane do wzgórka dolnego, używając następujących współrzędnych, przy czym bregma służy jako odniesienie: przedni/tylny, −8,8 mm; przyśrodkowa/boczna, 1,5 mm; i grzbietowo-brzuszny, 3,5 mm14.
    15. Wchłonąć krew za pomocą wacików.
    16. Wprowadź pionowo jednostkę mikroelektrod, aż końcówki elektrod dotrą do obszaru docelowego.
    17. Umieść uziemiający wzdłuż ze stali nierdzewnej i pod skórą.
    18. Monitoruj aktywność spajków i ostrożnie dostosuj położenie elektrody za pomocą mikromanipulatora, aż dotrzesz do strefy aktywnych neuronów w strukturze docelowej i wykryj aktywność neuronalną ze stosunkiem sygnału do szumu odpowiednim do sortowania spajków.
    19. Przymocuj jednostkę mikroelektrody do czaszki za pomocą kleju ultrafioletowego i przykryj płytkę kontaktową i żywicą akrylową.
    20. Wstrzyknąć sól fizjologiczną (1 ml i.p.) i tramadol (25 mg/kg s.c.), aby zapobiec odwodnieniu i zapewnić pooperacyjne działanie przeciwbólowe.
    21. Odłącz zespół mikroelektrody od uchwytu elektrody za pomocą szczotki nasączonej wodą.
    22. Przerwij znieczulenie, ostrożnie usuń szczura z ramy stereotaktycznej. Odłącz przedwzmacniacz od zespołu mikroelektrod.
    23. Podłącz zabezpieczenie nasadki na wszczepionym zespole mikroelektrody i odłączaj go tylko podczas procedur eksperymentalnych.
    24. Trzymaj zwierzęta w parach w klatce domowej od drugiego dnia po zabiegu.
    25. Codziennie monitoruj zwierzęta pod kątem możliwego zakażenia rany, masy ciała, stanu zdrowia i ogólnego zachowania przez okres 7 dni po zabiegu. Po tym okresie rekonwalescencji należy przeprowadzić elektrofizjologię in vivo i eksperymenty behawioralne.
      UWAGA: Zabieg chirurgiczny trwa od 60 do 90 minut. Podczas operacji odruchy machania ogonem muszą być stale monitorowane, a w razie potrzeby dostosowane znieczulenie.

3. Elektrofizjologia in vivo

  1. Sprzęt i procedura
    UWAGA: Zapisy elektrofizjologiczne i stymulacja wykonywane są za pomocą TWS.
    1. Uzyskanie stopnia czołowego ze zintegrowanym przedwzmacniaczem i podłączoną baterią (cztery kanały nagrywania; zakres wejściowy nagrywania analogowego: 0-12 mV pk-pk; wyjście stymulacji: ±625 μA; dł. x szer. x wys.: 24 mm x 22 mm x 12 mm; waga: 6 g bez baterii, 12 g z baterią; czas pracy baterii do 1 godziny). Ten stopień głowicy nadaje się do bezpośredniego podłączenia do wszczepionego mikroelektrody za pomocą miniaturowego złącza wielobiegunowego (Rysunek 2).
    2. Zaopatrz się w baterię (akumulator litowo-jonowy, 3,7-4,2 V DC, 230 mAh, 27 mm x 20 mm x 6 mm, czas pracy 1 h) zamontowaną na górze stopnia głowicy (Rysunek 2C). W razie potrzeby należy użyć zamiennego akumulatora o pojemności 450 mA przez około 2,5 godziny pracy. Upewnij się, że w głowicy zapala się zielone światło, gdy bateria jest do niego podłączona.
    3. Zaopatrz się w urządzenie nadawczo-odbiorcze (odbiornik-nadajnik) podłączone do komputera osobistego za pośrednictwem standardowego portu USB i umożliwiające bezprzewodową pracę na odległość do 5 m (Rysunek 2E).
    4. Zdobądź komputer osobisty z oprogramowaniem TWS do stymulacji elektrycznej i rejestracji aktywności neuronalnej (Rysunek 3 i Rysunek 4).
    5. Zaopatrzyć się w przedwzmacniacz na uwięzi i system akwizycji danych używany podczas operacji (patrz ppkt 2.1.5) do nagrań oraz generator bodźców do stymulacji, w celu porównania skuteczności TWS u obudzonych szczurów tydzień po operacji.
      UWAGA: Zapewniona jest stymulacja elektryczna, a aktywność zewnątrzkomórkowa pojedynczych neuronów jest rejestrowana z tej samej wszczepionej jednostki mikroelektrod przy użyciu obu systemów. Parametry stymulacji (natężenie prądu, puls i częstotliwość) powinny być dostosowane do każdego zwierzęcia w zależności od docelowego obszaru mózgu. W niniejszym badaniu do stymulacji wzgórka dolnego użyto prądu o natężeniu 150-250 μA, 2500 Hz.
  2. Testy behawioralne
    UWAGA: Gdy między transceiverem a stopniem głowy zwierzęcia nie zostanie wprowadzona metalowa bariera, TWS ma zastosowanie do szerokiego zestawu zadań behawioralnych. Jako przykładowe testy behawioralne zostały użyte w otwartym polu do pomiaru ogólnej aktywności behawioralnej oraz na labiryncie elevated plus, standardowym teście do oceny zachowań podobnych do lęku u gryzoni15. Kamera wideo została umieszczona centralnie nad otwartym polem i podniesiona wraz z labiryntem do nagrań behawioralnych.
    1. Przed testami behawioralnymi należy obchodzić się z każdym zwierzęciem przez trzy kolejne dni (5 minut każdego dnia). Przed każdym okresem obsługi podłącz stopień głowy z baterią do wcześniej wszczepionej jednostki mikroelektrody. Nie wykonuj żadnych zapisów ani stymulacji podczas obsługi.
    2. Otwarte pole
      1. Umieść szczura na środku otwartego pola (40 cm x 40 cm x 40 cm; czerwone światło ~30 luksów) i pozwól mu badać aparaturę przez co najmniej 5 minut pod zapisem neuronalnym.
      2. Określ próg ucieczki - minimalne natężenie prądu powodujące bieganie lub skakanie. W niniejszym badaniu należy dostarczyć stymulację o wysokiej częstotliwości 2500 Hz (szerokość impulsu: 100 μs; interwał impulsów: 100 μs) do dolnego wzgórka w odstępach 1-minutowych, zwiększając intensywność prądu o 20-50 μA krokach, aż szczury wykażą zachowanie ucieczki.
      3. Umieść szczura z powrotem w klatce domowej, oczyść otwarte pole (0,1% roztwór kwasu octowego) i wysusz je.
        UWAGA: W celu porównania skuteczności stymulacji TWS z tradycyjnym systemem na uwięzi, opisana powyżej procedura została wykonana przy użyciu obu systemów.
    3. Podwyższony plus labirynt
      UWAGA: Labirynt plus używany w tych eksperymentach był wykonany z szarego akrylu i składał się z dwóch otwartych ramion (50 cm długości x 10 cm szerokości) i dwóch zamkniętych ramion (50 cm długości x 10 cm szerokości, ze ścianami o wysokości 40 cm), które rozciągały się z centralnej platformy wyniesionej 50 cm nad podłogą16.
      1. Umieść szczura w środku labiryntu plus, skierowany w stronę otwartego ramienia i pozwól mu swobodnie eksplorować aparaturę pod ciągłym nagrywaniem przez 5 minut.
      2. Zapisz liczbę wejść oraz czas spędzony w otwartych i zamkniętych ramionach w ciągu 5 minut.
      3. Umieść szczura z powrotem w jego klatce domowej, wyczyść (0,1% roztwór kwasu octowego) i osusz labirynt przed każdym testem.
    4. Perfuzja i histologia
      1. Znieczulić szczura ksylazyną/ketaminą (odpowiednio 150 mg/kg i 100 mg/kg).
      2. Podłącz wszczepiony moduł elektrody do stymacyjnego i zastosuj stymulację elektryczną (natężenie prądu 50 μA, szerokość impulsu: 100 μs; interwał impulsów: 100 μs) przez 90 s w celu wytworzenia niewielkiej zmiany wokół końcówki elektrody.
      3. Odłącz do stymulacji i przepuść zwierzę przez lewą komorę solą fizjologiczną, a następnie 200 ml 4% paraformaldehydu w 0,1 M buforze fosforanu sodu, pH 7,3 (szczegółowy opis patrz odniesienie17).
      4. Wyjąć mózg i zanurzyć go na 4 godziny w świeżym utrwalaczu w temperaturze 4 °C.
      5. Upewnij się, że temperatura głównej komory kriostatu wynosi -20 °C.
      6. Zamroź mózgi na suchym lodzie i pokrój je na szeregowe odcinki koronalne o wielkości 50 μm za pomocą kriostatu.
      7. Zabarwić sekcje kresylofioletem, aby zlokalizować pozycje końcówek elektrod, zgodnie z atlasem Paxinosa i Watsona14.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dane techniczne TWS

System bezprzewodowy oferuje 4 niezależne kanały nagrywania i 1 kanał stymulacji. Aktywność zewnątrzkomórkowa została wychwycona przez jednordzeniową elektrodę rejestrującą i przekazana do sygnału wejściowego o wysokiej impedancji systemu bezprzewodowego. Zarejestrowany sygnał został wstępnie wzmocniony (x200) przez sprzężony z prądem przemiennym, różnicowy przedwzmacniacz wejściowy i przefiltrowany pasmowoprzepustowy (stała szerokość pasma sygnału, 500 Hz ... 5 kHz) w celu zarejestrowania tylko aktywności wielu jednostek, ponieważ w niniejszym badaniu głównym zainteresowaniem była rejestracja aktywności jednostek, a nie lokalnych potencjałów pola. Zintegrowany programowalny wzmacniacz główny zapewnia regulowane programowo wzmocnienie dla czterech kanałów nagrywania (x1, x2, x4, x8, x16, x32, x64). Kompletny łańcuch sygnałowy systemu bezprzewodowego oferował ogólne wartości wzmocnienia x200, x400, x800, x1600, x3200, x6400 i x12800. Po wzmocnieniu i filtrowaniu sygnał analogowy został zdigitalizowany przez przetwornik analogowo-cyfrowy, modulowany na nośnej wysokiej częstotliwości i transmitowany przez radiowe urządzenie nadawczo-odbiorcze z wykorzystaniem pasma ISM 2,4 - 2,5 GHz. Ten sam typ nadajnika-odbiornika został użyty po drugiej stronie toru transmisyjnego. Ten drugi transceiver był podłączony do komputera osobistego przez port USB. Tor transmisyjny został wykorzystany do dwukierunkowej transmisji danych w celu przesyłania zewnątrzkomórkowych zarejestrowanych sygnałów od zwierzęcia do komputera i odwrotnie parametrów kontrolnych dla wzmocnienia sygnału i stymulacji z komputera do zwierzęcia.

Korzystając z TWS, udało się zarejestrować aktywność mózgu wielu jednostek i zmodyfikować zachowanie zwierzęcia poprzez stymulację wzgórka dolnego, podczas gdy szczur poruszał się swobodnie na otwartym polu. Transceiver został umieszczony w odległości do 5 m od zwierzęcia i był podłączony do komputera przez port USB (patrz Rysunek 2). Porównanie jakości zarejestrowanego sygnału uzyskanego przez system przewodowy i bezprzewodowy przedstawiono na rysunku Rysunek 5. TWS rejestruje aktywność wielu jednostek z podobną jakością sygnału jak przewodowy system nagrywania. Mikrostymulator jest prawdziwym stymulatorem bezprzewodowym, który aktualizuje parametry stymulacji w czasie rzeczywistym, tzn. sygnał stymulacji, którego parametry są definiowane za pomocą oprogramowania TWS, jest przekazywany do elektrody stymulacyjnej podłączonej do stopnia głowicy w ciągu kilku milisekund po naciśnięciu przycisku stymulacji. W związku z tym możliwa była zmiana parametrów stymulacji bez wyjmowania zwierzęcia z klatki. Ta funkcja ma tę zaletę, że można zminimalizować czas na eksperymenty stymulacyjne.

Oprogramowanie TWS zostało specjalnie zaprojektowane, aby umożliwić sterowanie wszystkimi funkcjami systemu bezprzewodowego (np. nagrywanie i stymulacja) za pomocą jednego graficznego interfejsu użytkownika (Rysunek 3 i Rysunek 4). Do mikrostymulacji wykorzystano sygnał stymulacyjny, który został opracowany przy użyciu graficznego interfejsu użytkownika oprogramowania TWS. Stymulator TWS był używany w trybie stymulacji prądem stałym ze zrównoważonym ładunkiem. Wzorzec stymulacji był przesyłany bezprzewodowo do stymulatora prądu stałego zintegrowanego z modułem bezprzewodowym stopnia głównego. Prąd stymulacyjny zastosowano pomiędzy roboczą mikroelektrodą umieszczoną w interesującym nas celu (jak na przykład wzgórek dolny w niniejszym badaniu) a większą odległą przeciwelektrodą, która służyła jako elektroda masowa lub referencyjna TWS. W zależności od impedancji elektrody stymulacyjnej i podatności napięciowej stymulatora stałoprądowego, możliwe jest zastosowanie maksymalnego zakresu prądu stymulacji wynoszącego ±625 μA, chociaż w obecnych doświadczeniach wymagany był znacznie niższy próg prądowy. W tym przypadku zastosowano dwufazową stymulację prądem stałym zrównoważoną ładunkiem o prądach szczytowych do 300 μA. W przypadku stymulacji dwufazowej, pierwszy impuls służy do wywołania efektu fizjologicznego, a drugi impuls zwykle odwraca procesy elektrochemiczne zachodzące podczas impulsu stymulacji18. Stopień główny TWS dostarcza wzorce stymulacji w czasie rzeczywistym ustawiane za pomocą graficznego interfejsu użytkownika oprogramowania TWS (patrz Rysunek 4).

Oprogramowanie TWS jest podzielone na trzy główne sekcje: (i) główne okno z kontrolkami do nagrywania i stymulacji, (ii) okno generatora bodźców ze wszystkimi opcjami ustawień parametrów sygnału stymulacji oraz (iii) okno odtwarzacza do odtwarzania nagranych plików danych. Okno główne pozwala użytkownikowi na wyświetlanie zarejestrowanych sygnałów z maksymalnie 4 kanałów nagrywania, ustawienie wzmocnienia dla wszystkich kanałów oraz rozpoczęcie/zatrzymanie nagrywania wyświetlanych sygnałów. Dane sygnału są przechowywane w pliku na dysku twardym komputera. Ścieżkę do pliku ustawia się w menu konfiguracji. Oprócz parametrów nagrywania, główne okno pozwala na rozpoczęcie i zatrzymanie procesu stymulacji. Stały prąd stymulacyjny, który przepływa przez elektrodę stymulacyjną w mózgu zwierzęcia, jest wyświetlany w czasie rzeczywistym na ekranie głównego okna. Parametry sygnału stymulacji są wstępnie dostosowywane w oknie ustawień parametrów bodźca. Możliwe jest zdefiniowanie jedno- lub dwufazowych ciągów impulsów stymulacji oraz ustawienie wszystkich powszechnie używanych parametrów impulsów stymulacji, takich jak na przykład szerokość impulsu, amplituda impulsu, czas między impulsami, itp. (szczegóły patrz Rysunek 4). Funkcja impulsu stymulacji, która wynika z wcześniej wybranych wartości parametrów, jest pokazana na wyświetlaczu graficznym w oknie generatora stymulacji.

Oprogramowanie TWS zostało zaprojektowane zgodnie z aspektami użyteczności. Użyteczność oprogramowania jest istotnym czynnikiem gwarantującym płynny przebieg eksperymentu z bezprzewodową stymulacją/nagrywaniem oraz bezpieczne i komfortowe środowisko pracy. Pomaga również poprawić powtarzalność eksperymentu.

Pojedyncze urządzenie rejestrujące dane i stymulację elektryczną

Aktywność wielokomórkowa zewnątrzkomórkowa została sukcesywnie zarejestrowana w wzgórku dolnym z tej samej wszczepionej elektrody za pomocą TWS i konwencjonalnego systemu rejestracji na uwięzi. Rysunek 5 pokazuje reprezentatywne surowe dane zarejestrowane za pomocą obu systemów, podczas gdy zwierzę swobodnie poruszało się na otwartym polu. Bezpośrednie porównanie sygnałów sugeruje podobne przebiegi skoków i poziomy szumów (Rysunek 5A i 5B). Demonstracja formy kolca jest przedstawiona w A' i B'.

Ponieważ szczury nie próbowały usunąć stopnia głowy TWS po operacji i w kolejnych dniach, założono, że nie przeszkadzało to znacząco ich ruchom i nie powodowało dyskomfortu. W ten sposób, korzystając z TWS, uniknięto powszechnego problemu w nagraniach szczurów na uwięzi, takiego jak usuwanie i żucie złączy i. Rzeczywiście, szczury ze stopniem głowy TWS były w stanie eksplorować otwarte pole, a także labirynt (patrz film 1) wykazując normalne zachowania związane z krzyżowaniem, hodowlą i pielęgnacją.

Dodatkowo, parametry stymulacji używane z TWS lub konwencjonalnym systemem na uwięzi wywoływały ten sam wynik behawioralny, tutaj zachowanie ucieczki. Zaczynając od 100 μA, amplituda prądu stymulacji była stopniowo zwiększana, aż do osiągnięcia progu ucieczki - minimalnego natężenia prądu powodującego bieganie lub skakanie - i wywołania zachowania ucieczki. Indywidualne progi ucieczki 4 szczurów były podobne przy użyciu obu systemów (Rysunek 5C).

figure-results-1
Ilustracja 1: zespół mikroelektrody TWS. (1) nagrywająca pojedyncza elektroda/tetroda, (2) elektroda stymulacyjna (3) płytka przyłączeniowa włókna elektrody, (4) elastyczne połączeniowe, (5) przewód uziemiający, (6) płytka złącza, (7) złącze męskie lub żeńskie do systemu TWS (A); Zespół mikroelektrod TWS podłączony do przedwzmacniacza (8) i uchwytu (9); (B) gotowy do zamocowania w ramie stereotaktycznej (C). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Widok z góry modułu TWS montowanego na scenie czołowej (A) bez zasilania akumulatorowego. Wymiary całkowite: wysokość 12,5 m, głębokość 24 mm (19,3 mm+4,7 mm), szerokość 22,1 mm, waga: 5,96 g. Widok z dołu (B) przedstawiający złącze zespołu elektrody; zasilacz akumulatora, wys. 9 mm, gł. 26 mm, szer. 20 mm, ważący 6 g (C); przegląd komponentów TWS użytych w tym badaniu: (1) jednostka główna ze zbiornikiem zamontowanym na czaszce zwierzęcia, (2) jednostka nadawczo-odbiorcza podłączona do portu USB komputera, (3) oprogramowanie TWS (D); zdjęcie szczura poruszającego się swobodnie i pokazującego stopień głowy TWS podłączony do uprzednio wszczepionego zespołu mikroelektrod (E) oraz oprogramowanie TWS pokazujące przykładowe nagrane sygnały (F). Stopień główny TWS dostarcza wzorce stymulacji w czasie rzeczywistym ustawiane za pomocą graficznego interfejsu użytkownika oprogramowania TWS. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Graficzny interfejs użytkownika oprogramowania TWS, ekran nagrywania. Na ekranie przedstawiono wydajność nagrywania TWS z pojedynczą bipolarną elektrodą rejestrującą, wszczepioną w wzgórek dolny. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Graficzny interfejs użytkownika oprogramowania TWS. ekran stymulacji (A) i specyfikacje parametrów stymulacji (B). Parametry sygnału stymulacji (C), takie jak szerokość impulsu (PxW), amplituda impulsu (PxA), opóźnienie międzyimpulsowe (IPD), czas między impulsami (TBP), impuls na pociąg (PPT) i czas między pociągami (TBT), są regulowane za pomocą graficznego interfejsu użytkownika oprogramowania TWS. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 5: Jakościowe porównanie sygnału wielopunktowego nagrywanego poza siecią za pomocą TWS (A) do konfiguracji nagrywania przewodowego (B). Oba nagrania uzyskano z tej samej jednostki mikroelektrody TWS (impedancja 0,5MOhm) wszczepionej w wzgórek dolny. Odległość osiowa między dwoma stykami elektrody rejestrującej wynosiła około 400 μm. Szerokość pasma nagrywania systemu przewodowego i TWS była identyczna (500 Hz ... 5 kHz), sygnały były próbkowane z częstotliwością 40 kHz (system przewodowy) i 32 kHz (TWS). Oba systemy rejestrowały aktywność wielu jednostek o podobnej jakości sygnału. Nie ma wyraźnej różnicy w szybkości wypalania między nagraniami TWS a nagraniami przewodowymi. Przebieg potencjału czynnościowego neuronu z obu nagrań jest pokazany w A' i B'. Podobne parametry stymulacji były konieczne, aby 4 szczury osiągnęły próg ucieczki za pomocą systemu na uwięzi (TS) lub TWS (C). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-6
Film 1: Przykładowy szczur wykazujący normalne zachowanie eksploracyjne podczas testu plus labirynt. TWS pozwala zwierzęciu wejść w otwarte i zamknięte ramiona bez zaplątania się przewodów w aparaturę badawczą, ale jest na tyle mały i lekki, że tylko w minimalnym stopniu przeszkadza w samym zadaniu. Kliknij tutaj, aby obejrzeć ten film. (Kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać.)

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaprezentowano tu szeroko dostępny bezprzewodowy system rejestracji i stymulacji do badań elektrofizjologicznych i behawioralnych u swobodnie poruszających się zwierząt. TWS został zwalidowany w testach behawioralnych przy użyciu wzgórka dolnego jako struktury modelowej. Podejście TWS ma kilka zalet w porównaniu z istniejącymi. Po pierwsze, system wykorzystuje pojedynczą przenośną stopę czołową TWS wyposażoną w przedwzmacniacz i akumulator, co pozwala na stabilne, długotrwałe nagrania do 1 godziny przy tej samej baterii i bezprzewodowej odległości pracy do 5 m. Po drugie, stopień głowy TWS jest lekki i kompaktowy, waży 12 g wraz z baterią i został opracowany, aby zapobiec wyjmowaniu stopnia głowy przez szczura i gryzieniu przewodów. Był dobrze tolerowany przez zwierzęta, ponieważ nie zaobserwowano wpływu na repertuar behawioralny zwierzęcia z i bez stopnia głowy TWS, dzięki czemu system ma zastosowanie do szerokiego zestawu zadań behawioralnych. Po trzecie, system przesyła w czasie rzeczywistym. Po czwarte, dzięki jednoczesnemu dwukierunkowemu rejestrowaniu i stymulacji aktywności neuronalnej, system zapewnia wyrafinowane narzędzie do oceny związków przyczynowo-skutkowych między określonymi wzorcami aktywacji mózgu a zachowaniem, przezwyciężając w ten sposób niedociągnięcia systemów jednokierunkowych. Cecha ta sprawia, że metoda ta jest szczególnie cenna w dziedzinie głębokiej stymulacji mózgu, która zwykle wymaga precyzyjnej oceny, monitorowania i dostosowywania parametrów stymulacji podczas długotrwałych eksperymentów behawioralnych. Na koniec opracowano przewlekle wszczepialny mikroelektrod ze zintegrowaną elektrodą rejestrującą, stymulacyjną i referencyjną, którą można łatwo wszczepić podczas konwencjonalnej operacji stereotaktycznej. Z tego punktu widzenia TWS jest zintegrowanym systemem bezprzewodowym, który zwiększa powtarzalność eksperymentów stymulacyjnych i rejestrujących. Wykazano, że jakość nagrania TWS jest podobna do jakości nagrania uzyskanej przy użyciu dostępnego na rynku przewodowego systemu nagrywania (patrz rysunek 5).

Powszechnie wiadomo, że stymulacja elektryczna wzgórka dolnego u szczura wywołuje wyraźne zachowanie ucieczki charakteryzujące się bieganiem lub skakaniem, które naśladuje reakcje na strach wywołany wyzwaniami środowiskowymi 11,12,13. Zachowanie to zostało wywołane w niniejszym badaniu poprzez stymulację wzgórka dolnego za pomocą TWS lub tradycyjnego systemu na uwięzi. W celu przetestowania skuteczności stymulacji TWS, progi ucieczki – minimalne natężenie prądu powodujące bieganie lub skakanie – porównano przy użyciu obu systemów. Szczury ze stopniem głowy TWS są w stanie szybko biegać, skakać i wychodzić z otwartego pola, czyli wykazują typowe zachowania ucieczkowe, z większą swobodą ruchów. Co ważne, progi ucieczki były zbliżone w porównaniu z tradycyjnym systemem na uwięzi. Wspólnie, dość wymagający paradygmat został wykorzystany do przetestowania odporności TWS, którą opanował w bezproblemowy sposób.

TWS nadaje się również do eksperymentów z przewlekłą stymulacją elektryczną, ponieważ wszczepiona jednostka mikroelektrody pozwala na przewlekłe użytkowanie. TWS pozwala na bardzo precyzyjną regulację parametrów prądu stymulacji w taki sposób, aby dokładnie wykryć częstotliwość i ilość prądu stymulacji, co jest skuteczne w wywołaniu reakcji behawioralnej. Dodatkowo, to samo zwierzę zostało pobudzone tym samym progiem prądu 3 dni później i wywołano tę samą pożądaną reakcję behawioralną. Sugeruje to, że tkanka wokół końcówki elektrody stymulacyjnej nie została uszkodzona przez prąd stymulacyjny, który zwykle wymaga zwiększonych amplitud prądu stymulacji przy powtarzających się stymulacjach w celu wywołania tej samej reakcji behawioralnej.

Co więcej, możliwe jest znaczne skrócenie czasu eksperymentu, ponieważ mikrostymulator TWS aktualizuje parametry stymulacji w czasie rzeczywistym, gdy eksperymentator zmienia je w graficznym interfejsie użytkownika. Inne stymulatory elektryczne19 używane w badaniach przedklinicznych muszą zostać przeprogramowane w celu aktualizacji parametrów bodźca. W takich przypadkach urządzenie jest programowane poprzez przywiązanie zwierzęcia za pomocą kabla do jednostki programującej. Nie jest to wymagane w przypadku korzystania z TWS.

Na koniec akumulator jest przymocowany do górnej części stopnia głównego TWS i elektrycznie połączony ze stopniem głównym za pomocą dwupinowego złącza magnetycznego w celu łatwej wymiany akumulatora. Zaletą jest to, że podczas eksperymentu możliwa jest wymiana baterii bez odłączania stopnia głowy TWS od wszczepionej elektrody, co jest znacznie wygodniejsze dla zwierzęcia. W niniejszym badaniu wykorzystano akumulator, którego czas pracy wynosi zaledwie 1 godzinę. W przypadku, gdy eksperyment trwa dłużej niż 1 godzinę, zaleca się posiadanie dodatkowo naładowanego akumulatora. TWS można podłączyć do wymiennych akumulatorów o pojemności (i) 230 mA na 1 godzinę pracy lub (ii) 450 mA na około 2,5 godziny pracy. Oba typy akumulatorów można w pełni naładować w 15 minut.

Podsumowując, w niniejszej pracy opisano działanie TWS przeznaczonego do stymulacji neuronalnej i rejestracji od swobodnie zachowujących się małych zwierząt. Zaprezentowano również w pełni zintegrowany zestaw wszczepialnych mikroelektrod, stopnia głównego, odbiornika i oprogramowania. Jakość bezprzewodowego nagrywania i stymulacji jest podobna do jakości systemu nagrywania na uwięzi, z tą zaletą, że jest wygodniejsza, lżejsza i bezpieczniejsza dla zwierzęcia. Dlatego TWS może być używany do zastąpienia systemu na uwięzi, ponieważ nie ogranicza mobilności zwierzęcia i zapewnia elastyczną metodę kontrolowania stymulacji i rejestracji neuronalnej w okolicznościach, w których inne podejścia byłyby trudne lub niemożliwe. Dlatego TWS może być ważnym narzędziem do badania, w jaki sposób aktywność elektryczna w zdefiniowanych obwodach neuronowych generuje pewne formy zachowania, co jest podstawowym pytaniem w neurobiologii.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Współautorzy, Uwe Thomas i Sascha Thomas, są właścicielami firmy "Thomas RECORDING GmbH", która opracowuje produkty wykorzystywane w tym badaniu i związane z ogólnym tematem badawczym opisanym w tym artykule. Ponadto współautor Dirk Hoehl otrzymuje dochody od firmy "Thomas RECORDING GmbH". Mogą odnieść korzyści finansowe z tej okoliczności, jeśli firma odniesie sukces w marketingu swoich produktów, które są związane z tymi badaniami. Sprzęt "Thomas RECORDING" wykorzystany w tym badaniu został dedykowany dla Wydziału Neuronauki Behawioralnej, Psychologii Eksperymentalnej i Biologicznej - Philipps Universität Marburg bez żadnych opłat.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została wsparta grantem badawczym z Niemieckiej Federacji Stowarzyszeń Badań Przemysłowych (AiF; numer grantu: KF2780403JL3).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Thomas Wireless System (TWS) wersja 2.0Thomas RECORDING GmbHAN001165Thomas Wireless System (TWS) wersja 2.0 to przenośny wielokanałowy system telemetryczny z laptopem, preinstalowanym systemem operacyjnym Microsoft Windows i oprogramowaniem sterującym TWS. TWS zawiera: niski poziom szumów 4-kanałowy pre– i programowalny wzmacniacz główny o stałej szerokości pasma, jednokanałowej stałej– Stymulator prądu do aplikacji dwufazowych impulsów prądowych, programowalny programowo mikrostymulator, wszczepialny system łączników i podstawowa jednostka czołowa do montażu na zwierzęciu. System jest dostarczany z transceiverem z portem USB do laptopów lub komputerów stacjonarnych, oprogramowaniem sterującym działającym pod kontrolą systemu operacyjnego Microsoft Windows. System TWS może być wykorzystywany do zewnątrzkomórkowej stymulacji neuronalnej i rejestracji u swobodnie zachowujących się małych zwierząt (np. szczurów, świnek morskich). System ten można dostosować do stosowania również u większych zwierząt (np. naczelnych).
Oprogramowanie dla systemu bezprzewodowego Thomas (TWS)Firma Thomas RECORDING GmbHdołączona do AN001165Oprogramowanie dla systemu bezprzewodowego Thomas działa pod kontrolą systemu operacyjnego Microsoft Windows i zapewnia graficzny interfejs użytkownika (GUI) dla systemu bezprzewodowego Thomas (TWS). TWS GUI oferuje pełną kontrolę nad funkcjami TWS, nagrywaniem 4-kanałowym i stymulacją 1-kanałową.
Wszczepialna tetroda do nagrywania (4 kanały) i stymulacji (pojedynczy kanał)Thomas RECORDING GmbHAN001132Wszczepialna tetroda do nagrywania (4 kanały) i stymulacji (pojedynczy kanał) do użytku z systemami bezprzewodowymi Thomas (TWS).
Specyfikacja tetrody do nagrywania: materiał z włókna tetrodowego: włókno platynowo-wolframowe izolowane włóknem kwarcowym, średnica zewnętrzna włókna tetrodowego: 100 i mikro; m, kształt końcówki D, impedancja 0,5-0,8MOHm; Elektroda referencyjna: kształt końcówki: D; Impedancja: 300-500kOhm; Materiał: izolowana platyną / wolframem kwarcowym; Specyfikacja elektrody stymulacyjnej: materiał włókna: platyna / iryd, średnica: 125&mikro; m, izolowany lakierem, kształt końcówki : D, impedancja: < 10kOhm, wymiary elektrody mogą być określone przez użytkownika końcowego
Wszczepialna mikroelektroda do nagrywania (pojedynczy kanał) i stymulacji (pojedynczy kanał)Thomas RECORDING GmbHAN001118Wszczepialna mikroelektroda do nagrywania (pojedynczy kanał) i stymulacji (pojedynczy kanał) do użytku z systemami bezprzewodowymi Thomas (TWS).
Specyfikacja elektrody rejestrującej: materiał włókna elektrody: włókno platynowo-wolframowe izolowane włóknem kwarcowym, średnica zewnętrzna włókna elektrody: 80µ M/250 i mikro; m (proszę określić), kształt końcówki D, impedancja 0,5-0,8MOHm; Elektroda referencyjna: kształt końcówki: D; Impedancja. 300-500kOhm; Materiał: izolowana platyną / wolframem kwarcowym; Specyfikacja elektrody stymulacyjnej: materiał włókna: platyna / iryd, średnica: 125&mikro; m, izolowany lakierem, kształt końcówki : D, impedancja: < 10kOhm
Uchwyt do implantacji elektrodThomas RECORDING GmbHAN000838Specjalny gięty metalowy pręt do implantacji mikroelektrod do standardowych uchwytów elektrod. Pręt służy do przytrzymywania elektrody wszczepialnej. Elektroda wszczepialna jest mocowana do pręta za pomocą specjalnego kleju rozpuszczalnego w wodzie Thomas RECORDING (AN001080). (Uchwyt elektrody nie jest dołączony)
Zapasowy zasilacz akumulatorowy do systemu bezprzewodowego Thomas (3,7V/230mAh)Thomas RECORDING GmbHAN001208Wymienny akumulator (akumulator) do systemu bezprzewodowego Thomas o pojemności 230mA na czas pracy około 1h. (wymiary: 27mm x 20mm x 6mm, waga ok. 6g)
Zapasowy zasilacz akumulatorowy do systemu bezprzewodowego Thomas (3,7V/450mAh)Thomas RECORDING GmbHAN001209Wymienny akumulator (akumulator) do systemu bezprzewodowego Thomas o pojemności 450mA na czas pracy powyżej 1h. (wymiary: 48mm x 30mm x 4mm, waga ok. 11g)
Ładowarka akumulatora do akumulatora Thomas Wireless System (TWS)RECORDING GmbHAN001207Ładowarka sieciowa do akumulatorów akumulatorowych Thomas Wirless System (TWS) (AN001209 i AN001209)
Klej rozpuszczalny w wodzieThomas RECORDING GmbHAN001080Thomas RECORDING Rozpuszczalny w wodzie klej elektrodowy to specjalnie dobrany produkt do stosowania z wszczepialnymi mikroelektrodami w badaniach neuronaukowych. Jego unikalne właściwości zapewniają sztywne połączenie między elektrodą a urządzeniem montażowym, chociaż można go łatwo usunąć ciepłą wodą. Rozpuszczalny w wodzie klej elektrodowy Thomas RECORDING może być używany od razu po wyjęciu z pudełka, bez czasochłonnego przygotowania. Rozpuszczalny w wodzie klej elektrodowy Thomas RECORDING nie jest szkodliwy dla ludzi, zwierząt ani środowiska. Ilość: 1 pudełko po 10 gramów
Miniaturowy przedwzmacniacz różnicowyThomas RECORDING GmbHAN000329Miniaturowy przedwzmacniacz różnicowy, model MDPA-2 to 2-kanałowy, różnicowy przedwzmacniacz wejściowy, który jest przeznaczony do nagrań o niskim poziomie szumów z pobudliwej tkanki. Jest przeznaczony do rejestracji zewnątrzkomórkowej w połączeniu z implantacją wszczepialnych mikroelektrod do swobodnie poruszających się zwierząt za pomocą systemu bezprzewodowego Thomas Wireless System (TWS). 2-kanałowy miniaturowy przedwzmacniacz różnicowy (MDPA-2) jest podłączony do wszczepialnych mikroelektrod w celu zapewnienia początkowego dziesięciokrotnego stopnia wzmocnienia. Idealnie byłoby, gdyby elektrody platynowo-wolframowe Thomas RECORDING z izolacją kwarcowym i szkłem kwarcowym zapewniały optymalne wyniki nagrywania przy wysokich amplitudach sygnału i niskim poziomie szumów. MDPA-2 posiada dodatkowe wejścia elektrod wspólnego uziemienia i odniesienia.
połączeniowyThomas RECORDING GmbHAN000330połączeniowy do podłączenia przedwzmacniacza różnicowego Thomas Miniature (MDPA-2) do wzmacniacza głównego i zasilacza akumulatorowego.
Akumulator do miniaturowego przedwzmacniaczaThomas RECORDING GmbHAN000328Akumulator do miniaturowego przedwzmacniacza różnicowego (MDPA-2).
Ładowarka akumulatorów (USA)Thomas RECORDING GmbHAN000167Ładowarka akumulatora do AN000328 zasilającego (amerykański łącznik gniazdka sieciowego)
(UE)Thomas RECORDING GmbHAN000168Ładowarka akumulatora do AN000328 zasilającego (złącze gniazdka sieciowego UE)
Przedwzmacniacz różnicowy/wzmacniacz główny/filtr pasmowo-przepustowyThomas RECORDING GmbHAN000677Główny wzmacniacz TREC AC (LabAmp-03) to jednokanałowy, różnicowy wzmacniacz główny do zastosowań neurofizjologicznych (np. nagrywanie zewnątrzkomórkowe za pomocą mikroelektrod). Ten instrument jest przeznaczony do pracy z miniaturowym przedwzmacniaczem różnicowym, model MDPA-2. Pojedynczy kanał LabAmp-03 zawiera stopień wzmacniacza różnicowego o wysokim wzmocnieniu i niskim poziomie szumów, a następnie filtry niskich i wysokich częstotliwości. Wzmacniacz posiada dwa różne wzmacniacze filtrujące, filtr SUA (single unit activity) – wzmacniacz i wzmacniacz z filtrem LFP (Local Field Potential), oba są połączone równolegle w ścieżce sygnałowej. Tryb nagrywania oferuje dwa poziomy wzmocnienia sygnału (x10, x100) w pierwszym stopniu i 4 dodatkowe poziomy (x5, x10, x25 i x50) w końcowym stopniu wzmacniacza. Każdy wzmacniacz ma inną charakterystykę pasmowoprzepustową dla aktywności pojedynczej jednostki (SUA) 500Hz… 20kHz i lokalne potencjały pola (LFP) 0,1Hz… 140Hz. W urządzeniu zintegrowany jest monitor audio i dyskryminator okienny. LabAmp-03 posiada zintegrowany monitor audio z głośnikiem. To urządzenie zapewnia odtwarzanie dźwięku sygnałów elektrofizjologicznych. Urządzenie łączy w sobie wzmacniacz audio w kompaktowej, wytrzymałej obudowie. Jest to szczególnie przydatne do monitorowania wypalania neuronów i skurczów mięśni. Wejście monitora audio jest wewnętrznie podłączone do SUA-Filter amplifier wyjście. LabAmp-03 jest dostarczany z zewnętrznym zasilaczem do zasilania sieciowego w zakresie napięcia 100-240V AC/50-60Hz.
Oscyloskop USBThomas RECORDING GmbHAN001096USB PC Oszilloskop, 2 Kanał. Ten 2-kanałowy oscyloskop PC doskonale nadaje się do użytku mobilnego na laptopie i do stałej instalacji w szafach sterowniczych, urządzeniach przemysłowych i wielu innych zastosowaniach, w których wymagany jest mały, lekki i wydajny oscyloskop. Ten oscyloskop jest podłączony do wyjścia sygnału głównego wzmacniacza w celu wyświetlenia zarejestrowanej aktywności zewnątrzkomórkowej podczas implanacji wszczepialnych mikroelektrod dla systemu bezprzewodowego Thomas (TWS). Użytkownik może pobierać dane pomiarowe za pośrednictwem kilku interfejsów danych bezpośrednio na komputerze PC za pomocą dołączonego oprogramowania komputerowego.
Generator bodźcówSystemy wielokanałoweSTG3008-FAGenerator bodźców dla prądu (STG) i stymulacji sterowanej napięciem spełniają trzy funkcje: stymulację sterowaną prądem, stymulację sterowaną napięciem, sterowanie i czas. STG jest dostępny z 2, 4 lub 8 niezależnymi kanałami wyjściowymi. Wyposażony w zintegrowane jednostki izolacyjne dla każdego kanału wyjściowego, STG jest w stanie zapewnić dowolny przebieg.
Osłona nasadki do elektrodyThomas RECORDING GmbHAN001193Nasadka ochronna do wszczepialnego modułu elektrod do systemu bezprzewodowego Thomas
SprzętNożyczki, kleszcze z końcówkami, szpatułki, maszynki do strzyżenia, wiertło dentystyczne i patyczki kosmetyczne
Leki i chemikaliaIzofluran, ksylokaina, chlorowodorek tramadolu (Tramadol-CT, AbZ-Pharma GmbH, Ulm, Niemcy), maść do oczu dexpantenol (Bepanthen, Bayer AG, Leverkusen, Niemcy), 3% nadtlenek wodoru, powidon-jod (Betaisodona, Mundipharma GmbH, Limburg, Niemcy) i 70% etanol;
Materiał mocujący, w tymze stali nierdzewnej (BN650 M1,2x5; 4,7 mm), żywica akrylowa (Paladur, Heraeus Holding GmbH, Hanau, Niemcy), klej ultrafioletowy (Cyberbond U3300, Cyberbond Europe GmbH, Niemcy) i osłona nasadki (Thomas Recording GmbH, Giessen, Niemcy);
Materiał dodatkowy: rękawice, poduszka grzewcza, strzykawki i sól fizjologiczna.
Instrument stereotaktyczny dla małych zwierząt (SASI)Thomas RECORDING GmbHAN000287Model należy dobrać w zależności od zwierzęcia (szczur, świnka morska, małpy itp.) użytego w badaniu
Kamera wideoEverFocusEverFocus, model: EQ150
Otwarte poleWykonany z przezroczystego lub szarego akrylu, o okrągłym kształcie o wymiarach 40x40x40cm
Podwyższony plus labiryntWykonany z szarego akrylu i składał się z dwóch otwartych ramion (50 cm długości x 10 cm szerokości) i dwóch zamkniętych ramion (50 cm długości x 10 cm szerokości, ze ścianami o wysokości 40 cm), które wysuwały się z centralnej platformy wyniesionej 50 cm nad podłogą.
Thomas Ładowarka akumulatorów chirurgiczny

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rao, R. P., Mielke, F., Bobrov, E., Brecht, M. Vocalization-whisking coordination and multisensory integration of social signals in rat auditory cortex. Elife. 3, e03185(2014).
  2. Tseng, W. T., Yen, C. T., Tsai, M. L. A bundled microwire array for long-term chronic single-unit recording in deep brain regions of behaving rats. J. Neurosci. Methods. 201 (2), 368-376 (2011).
  3. Ball, D., et al. Rodent scope: a user-configurable digital wireless telemetry system for freely behaving animals. PLoS One. 9 (2), e89949(2014).
  4. Chien, C. N., Jaw, F. S. Miniature telemetry system for the recording of action and field potentials. J. Neurosci. Methods. 147 (1), 68-73 (2005).
  5. Hawley, E. S., Hargreaves, E. L., Kubie, J. L., Rivard, B., Muller, R. U. Telemetry system for reliable recording of action potentials from freely moving rats. Hippocampus. 12 (4), 505-513 (2002).
  6. Alam, M., Chen, X., Fernandez, E. A low-cost multichannel wireless neural stimulation system for freely roaming animals. J. Neural. Eng. 10 (6), 066010(2013).
  7. Xu, S., Talwar, S. K., Hawley, E. S., Li, L., Chapin, J. K. A multi-channel telemetry system for brain microstimulation in freely roaming animals. J. Neurosci Methods. 133 (1-2), 57-63 (2004).
  8. Angotzi, G. N., Boi, F., Zordan, S., Bonfanti, A., Vato, A. A programmable closed-loop recording and stimulating wireless system for behaving small laboratory animals. Sci. Rep. 4, 5963(2014).
  9. Ativanichayaphong, T., He, J. W., Hagains, C. E., Peng, Y. B., Chiao, J. C. A combined wireless neural stimulating and recording system for study of pain processing. J. Neurosci. Methods. 170 (1), 25-34 (2007).
  10. Ye, X., et al. A portable telemetry system for brain stimulation and neuronal activity recording in freely behaving small animals. J. Neurosci. Methods. 174 (2), 186-193 (2008).
  11. Brandão, M. L., Tomaz, C., Leão-Borges, P. C., Coimbra, N. C., Bagri, A. Defense reaction induced by microinjections of bicuculline into the inferior colliculus. Physiol Behav. 44, 361-365 (1988).
  12. Brandão, M. L., Melo, L. L., Cardoso, S. H. Mechanisms of defense in the inferior colliculus. Behav Brain Res. 58, 49-55 (1993).
  13. Melo, L. L., Cardoso, S. H., Brandão, M. L. Antiaversive action of benzodiazepines on escape behavior induced by electrical stimulation of the inferior colliculus. Physiol Behav. 51, 557-562 (1992).
  14. Paxinos, G., Watson, P. The rat brain in stereotaxic coordinates. , 3rd ed, Academic Press. San Diego, CA. (2007).
  15. Walf, A. A., Frye, C. A. The use of the elevated plus maze as an assay of anxiety-related behavior in rodents. Nat. Protoc. 2 (2), 322-328 (2007).
  16. Pellow, S., Chopin, P., File, S. E., Briley, M. Validation of open:closed arm entries in an elevated plus-maze as a measure of anxiety in the rat. J Neurosci Methods. 14, 149-167 (1985).
  17. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J. Vis. Exp. (65), e3564(2012).
  18. Merrill, D. R., Bikson, M., Jefferys, J. G. Electrical stimulation of excitable tissue: design of efficacious and safe protocols. J Neurosci Methods. 141, 171-198 (2005).
  19. Ewing, S. G., Porr, B., Riddell, J., Winter, C., Grace, A. A. SaBer DBS: A fully programmable, rechargeable, bilateral, charge-balanced preclinical microstimulator for long-term neural stimulation. J Neurosci Methods. 213, 228-235 (2013).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wireless Neural InterfaceBidirectional RecordingNeural StimulationFreely Behaving RatsTelemetric SystemInferior ColliculusMultichannel RecordingHead Stage ImplantationStereotaxic SurgeryOpen Field Assay

Powiązane artykuły