Artykuł metodologiczny

Monitorowanie wpływu narażenia na subletalne pestycydy na pszczoły miodne na poziomie kolonii

10.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56355

⸱

15 listopada 2017

 , 
1Carl Hayden Bee Research Center

W tym artykule

Podsumowanie

Subletalne dawki pestycydów mogą wpływać na kolonie w sposób, który jest trudny do wykrycia przy użyciu tylko metod okresowych lub wizualnych. Podano metody pomiaru całkowitej masy dorosłych pszczół, czerwiu i zasobów pokarmowych poprzez ważenie uli i części ula, fotografowanie ramek i instalowanie czujników. Poruszana jest również kwestia analizy danych.

Streszczenie

Skutki subletalnej ekspozycji na pestycydy dla kolonii pszczół miodnych mogą być znaczące, ale trudne do wykrycia w terenie przy użyciu standardowych metod oceny wizualnej. W tym miejscu opisujemy metody pomiaru ilości dorosłych pszczół, czerwiu i zasobów pokarmowych poprzez ważenie uli i części ula, fotografowanie ramek oraz instalowanie uli na wagach i z czujnikami wewnętrznymi. Dane z tych okresowych ocen są następnie łączone ze średnią bieżącą i dziennymi danymi detrended dotyczącymi masy ula i wewnętrznej temperatury ula. Uzyskane w ten sposób zestawy danych wykorzystano do wykrycia wpływu imidakloprydu na poziomie kolonii zastosowanego w syropie cukrowym o stężeniu zaledwie 5 części na miliard. Metody są obiektywne, wymagają niewielkiego szkolenia i zapewniają trwałe zapisy w postaci danych wyjściowych z czujnika i zdjęć.

Wprowadzenie

Ostatnio pojawiły się obawy dotyczące narażenia pszczół miodnych na niskie stężenia agrochemikaliów, zwłaszcza pestycydów. Pszczoły miodne na polu mogą być narażone poprzez bezpośrednie stosowanie na zbieraczkach na polu, a nawet na samych koloniach, poprzez kontakt z obrabianymi powierzchniami, przez pył z zaprawiania nasion oraz przez spożycie produktów roślinnych, takich jak pyłek, nektar i wysięk1,2,3,4,5. Ostra toksyczność jest wyraźnie szkodliwa dla pszczół miodnych, ale stężenia, które powodują 50% śmiertelność u badanych owadów (LC50) wielu pestycydów, w tym neonikotynoidów, takich jak imidachlopryd, są znacznie wyższe niż obserwowane w chlebie pszczelim i wosku6 i wyższe niż to, co jest uważane za zakres "realistyczny w terenie"7. Jednak ostatnie prace wykazały znaczący wpływ subletalnego narażenia na pestycydy na poziomie kolonii8, nawet dla stężeń tak niskich jak 5 części na miliard (ppb)9.

Kolonie pszczół miodnych są określane jako "superorganizmy", ponieważ wiele funkcji związanych z pojedynczym zwierzęciem, w tym pozyskiwanie pożywienia, rozmnażanie (które kolonie pszczół miodnych przeprowadzają poprzez rozszczepienie kolonii) i kontrola temperatury, są prowadzone przez grupy dorosłych pszczół robotnic10,11,12,13,14. Kolonie pszczół miodnych, uważane za organizmy, oferują wyjątkową okazję do badań, ponieważ struktury, które podtrzymują kolonie, mogą być demontowane, badane i ponownie składane z, jeśli zostaną wykonane ostrożnie, z niewielkimi lub żadnymi negatywnymi skutkami. Pszczelarze i badacze wykorzystują to, demontując ule w celu sprawdzenia ich m.in. pod kątem obecności i statusu królowej, szkodników i patogenów, wystarczalności zapasów żywności, ilości czerwiu i innych czynników15. Kolonie pszczół mają jeszcze jedną ważną cechę, ponieważ w przeciwieństwie do większości homeotermii, są zazwyczaj stacjonarne i pozyskują zasoby poprzez rozmieszczenie pszczół zbieraczek, które mogą zbierać pokarm z odległości do 10 km16. Ule pszczele mogą być zatem utrzymywane na wagach elektronicznych w nieskończoność, a uzyskane w ten sposób ciągłe dane dotyczące masy dostarczają informacji na temat przechowywania miodu, aktywności żerowania, sukcesu żerowania, roju, spożycia syropu, śmiertelnych i subletalnych skutków pestycydów, inwazji szkodników i rabunków9,17,18,19,20. Ponieważ można uzyskać dostęp do wszystkich części kolonii, w tym czerwiu, w ulu można zainstalować czujniki temperatury, wilgotności, CO2, dźwięku i innych czynników, które można wykorzystać do uzyskania ciągłych danych, które informują o zdrowiu i statusie kolonii21.

Szacunki wielkości populacji dorosłych pszczół i czerwiu są przydatne, jeśli nie krytyczne, do interpretacji wielu rodzajów ciągłych danych. Oceny wizualne są szybkie i szeroko stosowane w badaniach terenowych22, ale mają wady. Oględziny są zwykle przeprowadzane w ciągu dnia, a zatem nie uwzględniają pszczół żerujących, które mogą stanowić znaczną część populacji23. Precyzja i dokładność szacunków wynikających z kontroli wzrokowych zależy również od przeszkolenia i doświadczenia inspektora lub inspektorów. Kolejną kwestią do rozważenia jest obiektywizm, zwłaszcza jeśli inspektorzy uli są świadomi, które ule znajdują się w których grupach traktowanych; Założenia dotyczące rozkładu błędu takich miar mogą być trudne do uzasadnienia.

Tempo przyrostu masy ula, wielkość populacji żerującej i temperatury wewnątrz ula, by podać kilka przykładów, powinny być ilościowo różne między dużymi i małymi koloniami, więc mierzenie i kontrolowanie wielkości kolonii często znacznie ułatwia wykrywanie efektów leczenia w randomizowanych eksperymentach. Do celów badawczych opracowano precyzyjną i obiektywną miarę dorosłych pszczół opartą na zasadzie, że różnica między całkowitą masą ula w okresie bezczynności, np. w nocy, a sumą masy wszystkich części ula (w tym wyrobów drewnianych, wosku, miodu i czerwiu) to masa całkowitej masy dorosłej pszczoły. Ważąc ramki i mierząc masę czerwiu za pomocą zdjęć ramek, zasoby pokarmowe można również oszacować, odejmując masę lęgu od masy ramy, po uwzględnieniu masy pustej ramki i wosku. Metody te mają na celu poprawę precyzji oczekiwanej od ocen wizualnych w terenie.

Protokół

Opisane poniżej protokoły są zgodne z wytycznymi Służby Badań Rolniczych USDA dotyczącymi opieki nad zwierzętami.

1. Pełna ocena

UWAGA: Pełna ocena jest niezbędna do określenia 1) wagi wszystkich części ula, w tym pokrywy, pokrywy, pudełek, dolnej deski, ramek, oraz 2) ilości czerwiu i zasobów pokarmowych. Masy wszystkich części ula zostaną zsumowane i odjęte od całkowitej masy ula, gdy wszystkie pszczoły były obecne, aby uzyskać wagę wszystkich dorosłych pszczół. Dane dotyczące masy części ula, które są w dużej mierze stałe, takie jak pokrywa, płyta dolna i pudełko(a), mogą być zachowane i wykorzystane w przyszłych ocenach, przyspieszając w ten sposób oceny. Przeprowadź pełną ocenę na początku badania lub w jego pobliżu. Części drewniane mogą ulec zmianie pod względem wilgotności24, dlatego zaleca się powtórzenie pełnych ocen po długim czasie. Zważ część ula, taką jak pokrywa, przy każdej ocenie, aby oszacować zmiany w innych częściach ula. Umieść osłonięty przedsionek wokół robotnic i ul podczas oceny, jeśli w pobliżu znajdują się inne ule, a presja rabowania jest problemem.

  1. Zważ wszystkie części ula. Używaj wagi z dokładnością do 1 g lub mniejszą.
    1. Zważ pokrywę, pokrywę wewnętrzną, odstraszacz królowej, podajnik syropu i wszelkie inne części na górze ula.
    2. Za pomocą szpatułki lub narzędzia do ula wyjmij i zważ wszelkie materiały spożywcze lub zabiegowe, takie jak odżywka białkowa lub pasztecik z tłuszczem, spoczywające na wierzchu ramek. W razie potrzeby wymień później.
    3. Umieść pustą skrzynkę ula (zwaną dalej "skrzynką tymczasową") obok ula, aby służyła jako miejsce przejściowe dla ramek. Umieść tymczasowe pudełko na płaskiej powierzchni, takiej jak pokrywka lub dolna deska, aby pszczoły, a zwłaszcza królowa, nie wypadły z pudełka na ziemię.
    4. Przesuwaj ramki szybko i delikatnie, najlepiej w grupach po dwie lub trzy, aby zachować części gromady pszczół, do tymczasowego pudełka, tak aby ramki były w tej samej kolejności, w jakiej były w oryginalnym pudełku. Po przeniesieniu wszystkich ramek potrząśnij pozostałymi pszczołami na ramki w tymczasowym pudełku i zważ pudełko ula.
    5. Jeśli pudełko było najniższym pudełkiem, zważ dolną deskę, reduktor wejściowy i wszelkie inne części ula po wstrząśnięciu pszczołami do tymczasowego pudełka. Ponumeruj ramki nieusuwalnym markerem przed ich przeniesieniem, aby można je było zastąpić w pierwotnej orientacji.
    6. Zamontuj ponownie dolną płytę, reduktor wejściowy, skrzynkę lęgową i inne wyposażenie. Przenieś ramki z tymczasowego pudełka z powrotem do oryginalnego pudełka czerwiowego w ich pierwotnej kolejności i orientacji, ponownie uważając, aby uniknąć niepotrzebnego przeszkadzania pszczołom.
  2. Wyjmij ramkę z jednego końca pudełka i sprawdź wzrokowo obie strony ramki pod kątem obecności królowej. Jeśli królowa zostanie znaleziona, umieść ją delikatnie w części pudełka, która została już oceniona, aby uniknąć dalszych zakłóceń. Jeśli to możliwe, delikatnie potrząśnij pszczołami robotnicami w pudełku między ramkami, a nie na górze.
  3. Zważ ramkę i sfotografuj obie strony całej ramki za pomocą aparatu cyfrowego, zbliżając się jak najbliżej ramki, aby łatwo było odróżnić zakryte komórki czerwiu i miodu, ale w wystarczającej odległości, aby cała ramka była uwzględniona. Sfotografuj ramkę, podczas gdy inny pracownik ją trzyma.
    1. Użyj "uchwytu ramy" (dowolnego przyrządu, który utrzymuje ramkę w pozycji pionowej, gdy znajduje się na wadze i nie uszkadza grzebienia) na wadze. Zważ podajniki syropu w ulu.
      Uwaga: Rozmiar ramki na zdjęciu zostanie użyty do przekształcenia powierzchni z miar względnych na bezwzględne.
  4. Umieść ramkę w jej pierwotnej pozycji i orientacji w skrzynce ula. Usuń następną ramkę przed ponownym zainstalowaniem poprzedniej ramki, aby zapewnić więcej miejsca na bezpieczne potrząsanie pszczołami w pudełku. Sprawdź, czy królowa jest obecna, potrząśnij, aby usunąć pszczoły, zważ, sfotografuj i wymieniaj każdą kolejną klatkę, aż wszystkie ramki zostaną przetworzone.
  5. Jeśli ul ma dwa lub więcej pudełek, najpierw zważ i sfotografuj ramki z najniższego pudełka.
    1. Usuń górne pudełko lub pudełka sekwencyjnie, układając je obok ula w odwrotnej kolejności do ich pierwotnej kolejności. Po ocenie dolnego pola umieść następny blok do oceny na górze dolnego pola, umieść tymczasowy blok na pozostałych nieocenionych polach i przenieś ramki z drugiego pola do pola tymczasowego, jak powyżej. Przenieś ramki z powrotem do ich pierwotnego pola, w ich pierwotnej orientacji.
      UWAGA: Jeśli najpierw sprawdzisz dolne skrzynki, wstrząśnięte pszczoły wpadną do skrzynki ula, która nie będzie już niepokojona.
  6. Uzyskaj całkowitą masę ula w ostatnim okresie bezczynności, na przykład w nocy lub wczesnym rankiem przed lotem pszczół w dniu oceny. Waga ta reprezentuje całą kolonię, w tym zbieraczy.
  7. Oblicz masę dorosłej pszczoły, sumując masy wszystkich części ula (naczynia drewniane, ramy, karma dla pszczół itp.), a następnie odejmując tę sumę od wartości "całkowitej masy ula" uzyskanej w poprzednim kroku. Różnica między nimi to oszacowanie masy dorosłej pszczoły.
    UWAGA: Po przeprowadzeniu pełnej oceny, kolejne oceny można przeprowadzić częściowo, zakładając, że części ula nieramkowego, takie jak pudełka i dolna płyta, nie zmieniły znacząco swojej masy. Częściowe oceny zajmują mniej czasu.
  8. Aby przeprowadzić częściową ocenę ula z pojedynczym pudełkiem, należy wyjąć, sfotografować, zważyć i wymienić ramki bez przenoszenia ramek do pudełka tymczasowego. W ulu z wieloma pudełkami postępuj zgodnie z procedurą opisaną powyżej (krok 1.5), ale bez ważenia skrzynek ula.

2. Instalacja uli na wadze

UWAGA: Wagi ulowe używane w tym badaniu to zewnętrzne elektroniczne wagi stołowe o maksymalnej nośności co najmniej 100 kg, dokładności ogniwa obciążnikowego około jednej części na 5000 z kompensacją temperatury i rozmiarze szalki 460 mm x 610 mm. Wagi te są podłączone do wskaźnika 24 VDC i 12-bitowego rejestratora danych. Wyjście wskaźnika może być cyfrowe lub analogowe; Zastosowane tutaj systemy wagowe miały moc wyjściową w mA i wymagały krzywych kalibracyjnych do przeliczenia danych na kg.

  1. Wagi należy montować na stabilnej, równej powierzchni.
    UWAGA: Podnoszenie wagi z ziemi za pomocą bloczków lub ceramicznych lub kawałków drewna suszonego w piecu zapobiegnie kontaktowi wagi i połączeń elektrycznych z glebą lub wodą.
  2. Przykryj szalkę wagi na górze plastikiem, szmatką, kartonem lub innym materiałem, aby zapobiec nadmiernemu odbiciu światła i nagrzewaniu się wejścia do ula.
  3. Upewnij się, że wejścia do uli, które znajdują się blisko siebie, są skierowane w różnych kierunkach, aby zmniejszyć dryf między koloniami.
  4. Wagi ula należy kalibrować po instalacji, a następnie okresowo, szczególnie jeśli wagi są przenoszone.
    1. Umieść odważniki kalibracyjne wagi na szalce i zapisz dane wyjściowe wagi. Upewnij się, że całkowita masa przekracza 50% maksymalnego udźwigu wagi.
      UWAGA: Jeśli wyjście wagi jest voltage lub prąd jednostki, a nie jednostki masy, należy użyć nachylenia i przecięcia krzywej kalibracyjnej (zależność między całkowitą znaną masą na szalce a wyjściem skali), aby przeliczyć wyjście skali na jednostki masy.

3. Instalacja czujników temperatury

UWAGA: Czujniki temperatury użyte w tym badaniu były dwojakiego rodzaju: 1) termopary podłączone do bezpośrednio podłączonych do zasilanego bateryjnie rejestratora danych (który może być umieszczony wewnątrz lub na zewnątrz ula, jeśli jest wystarczająco długi); oraz 2) małe, zasilane bateryjnie urządzenia ze zintegrowanymi czujnikami i rejestratorami danych, które wymagały wyjęcia z ula w celu pobrania danych.

  1. Zaopatrz się w czujnik temperatury, który zmieści się między ramkami, jest odporny na warunki wysokiej wilgotności we wnętrzu ula i ma wystarczającą moc baterii i pamięć (lub jest dostępny za pośrednictwem połączenia kablowego lub bezprzewodowego).
  2. Umieść czujniki, na które może mieć wpływ wosk lub propolis, w pojemniku ochronnym, takim jak kaseta do osadzania tkanek (małe, jednorazowe plastikowe pudełko z zatrzaskową pokrywką i otworami wentylacyjnymi). Pojemnik ochronny zmniejsza gromadzenie się wosku i propolisu, które mogą zatkać porty dostępowe czujników lub w inny sposób wpłynąć na pobieranie danych.
  3. Zamocuj czujnik tuż pod górnym paskiem na środku pudełka, aby dostarczyć danych informacyjnych na temat odchowu czerwiu (patrz poniżej).
    UWAGA: Krótki kawałek drutu jest przymocowany do pojemnika z czujnikiem, a drut jest zszyty do górnej części ramy, tak aby pojemnik zwisał z jednej strony. Czujniki umieszczone bezpośrednio na masie czerwiowej mogą zakłócać konserwację czerwiu i grzebienia, a czujniki umieszczone na ramkach w pobliżu zewnątrz lub umieszczone na wewnętrznych pokrywach lub pokrywach mogą być bardzo podatne na wpływ warunków zewnętrznych, szczególnie podczas chłodnej pogody.

4. Przygotowanie kuracji syropem

UWAGA: Roztwory lecznicze powinny być świeże w dniu każdego karmienia, używając imidakloprydu klasy analitycznej. Imidaklopryd jest wysoce rozpuszczalny w wodzie i dlatego łatwo wchodzi w skład syropu; Niektóre pestycydy mają niską rozpuszczalność w wodzie i powinny być stosowane przy użyciu innych środków. Preparaty 1 kg roztworu leczniczego nanoszono za pomocą plastikowej butelki o pojemności 1 litra w następujący sposób:

  1. Zmieszać kontrolny (bez pestycydów) roztwór sacharozy 1:1 w:w (np. 500 g sacharozy z 500 ml wody destylowanej). Rozpuścić sacharozę w wodzie destylowanej przy użyciu dużej kolby mieszającej z prętem mieszającym na płycie grzejnej podgrzanej do temperatury nie wyższej niż 60 °C.
  2. W przypadku roztworów, które będą zawierały imidachlopryd, należy zmieszać roztwór sacharozy jak powyżej, ale zachować 100 ml (a więc "krótkie"), aby umożliwić dodanie objętości odpowiednich roztworów "kolca" imidachloprydu.
    1. Rozpuścić 500 g cukru w 400 ml wody destylowanej, aby umożliwić dodanie 100 ml nakłucia w celu uzyskania 1 kg roztworu do traktowania. Dla wygody w terenie przenieś 900 g "krótkiego" roztworu cukru do innej butelki, a następnie dodaj kolec do każdej butelki z osobna.
  3. Przygotować roztwór podstawowy imidakloprydu o stężeniu 10 ppm, odmierzając 1,0 mg pestycydu na wadze analitycznej i rozpuszczając go w 100 ml wody destylowanej za pomocą mieszalnika bez podgrzewania.
    UWAGA: Aby uniknąć problemów z elektrycznością statyczną, zważyć imidaklopryd do małych, niereaktywnych pojemników z tworzywa sztucznego i umieścić te pojemniki bezpośrednio w roztworze. Wymieszać roztwór i wyjąć pojemniki po rozpuszczeniu imidakloprydu.
  4. Aby uzyskać roztwór 5 ppb, wymieszaj 0,5 ml roztworu podstawowego z 99,5 ml wody destylowanej, aby uzyskać 100 ml roztworu kolca. Dodaj to do 900 g krótkiego roztworu sacharozy, aby uzyskać 1 kg syropu o stężeniu 5 ppb. W przypadku roztworu 20 ppb wymieszaj 2,0 ml roztworu podstawowego z 98,0 ml wody destylowanej, aby uzyskać 100 ml roztworu kolca. Aby uzyskać roztwór o stężeniu 100 ppb, należy zmieszać 10,0 ml roztworu podstawowego z 90,0 ml wody destylowanej dla roztworu kolca.

5. Przygotowanie uli pszczelich i zastosowanie zabiegu

  1. Oceń rodziny pszczele w celu określenia populacji dorosłych pszczół i czerwiu przed i po zastosowaniu zabiegu. Materiał (materiały) próbki będący przedmiotem zainteresowania, taki jak miód, chleb pszczeli, pszczoły lub wosk, w celu określenia podstawowych poziomów pestycydów przed poddaniem działaniu substancji.
    1. Aby pobrać próbkę wosku, otwórz probówkę wirówkową o pojemności 50 ml, wybierz fragment pustego grzebienia i zeskrob otwarte ujście probówki wzdłuż grzebienia, aż do zebrania żądanej ilości wosku. Unikaj dotykania wosku w tubce. Załóż nasadkę na probówkę i oznacz rurkę. Wymień ramkę w ulu.
    2. Aby pobrać próbkę miodu lub nektaru, otwórz probówkę wirówkową i dociśnij wylot probówki do części plastra zawierającej miód lub nektar. Pozwól, aby materiał spłynął do probówki, zamiast skrobać probówkę, aby zmniejszyć ilość wosku w próbce. Załóż nasadkę na probówkę i oznacz rurkę. Wymień ramkę w ulu.
    3. Aby pobrać próbkę chleba pszczelego, wybierz ramkę zawierającą chleb pszczeli i użyj czystej metalowej lub plastikowej szpatułki, aby usunąć zawartość kilku komórek chleba pszczelego i umieść materiał w probówce wirówkowej. Wymień ramkę w ulu.
      UWAGA: Zebranie wystarczającej ilości materiału zajmuje zwykle kilka minut na klatkę. Typowa próbka do analizy pestycydów zawiera co najmniej 3 g materiału; Pobieraj próbki miodu, wosku i chleba pszczelego w co najmniej 2 lub 3 różnych punktach w każdym ulu i połącz te podpróbki dla każdego ula.
  2. Wkrótce po ocenie, na przykład następnego dnia, usuń wszelkie ramki bez czerwiu zawierające miód i nektar i zastąp je podkładem lub pustym ciągnionym plastrem, aby ułatwić przechowywanie syropu.
    UWAGA: Celem jest zwiększenie zarówno pustej pojemności magazynowej, jak i zapotrzebowania na nektar. Jeśli leczenie ma być stosowane w mieszaninie z odżywką białkową, usunięcie ramek pokarmowych może nie być konieczne.
  3. Upewnij się, że ul ma karmnik. Tak szybko, jak to możliwe po ocenie przed zabiegiem, należy zastosować zabieg, wlewając syrop (krok 4.4) do podajnika tak szybko, jak to możliwe. Uważaj, aby nie rozlać syropu poza ul, gdzie mogą go znaleźć pszczoły z innych rodzin.
    UWAGA: Podajniki wewnętrzne mogą najlepiej sprawdzać się w ograniczaniu rabunku; Niektóre pestycydy wpływają na aktywność dorosłych pszczół, a leczone ule mogą być mniej czujne w ochronie karmników przed rabunkiem pszczół9.

6. Analiza zdjęć ramek ula

UWAGA: Zdjęcia ramek są wykonywane podczas każdej oceny ula. Informacje można uzyskać ze zdjęć za pomocą poniższego protokołu.

  1. Aktywuj oprogramowanie do analizy obrazu, takie jak ImageJ, które pozwala wybrać kształt na zdjęciu za pomocą narzędzia do śledzenia i zmierzyć obszar wybranego kształtu.
  2. Pobieranie cyfrowego zdjęcia ramki. Wybierz "Plik" i kliknij "Otwórz". Przejdź do folderu, w którym przechowywane są zdjęcia, aby wybrać zdjęcie do analizy. Obraz zostanie teraz otwarty w programie ImageJ, a pasek narzędzi ImageJ będzie aktywny.
  3. Wybierz narzędzie "Wielokąt" z paska narzędzi. Użyj myszki, aby kliknąć każdy róg, aby zdefiniować obszar ramy pokryty grzebieniem. Kształt zostanie połączony ze sobą, gdy zostanie osiągnięty róg początkowy.
  4. Po zdefiniowaniu obszaru grzebienia za pomocą narzędzia wielokąta, kliknij "Analizuj" i wybierz "Zmierz"; pojawi się nowe okno dialogowe z pomiarem. Użyj kolumny "Obszar", aby zmierzyć piksele w zdefiniowanym obszarze, który został narysowany.
    UWAGA: Przy pierwszym użyciu programu zdefiniuj żądane wyniki, które mają być raportowane.
    1. Kliknij "Wyniki" w oknie dialogowym Wyniki i wybierz "Ustaw pomiary". Sprawdź obszar i odznacz wszystkie inne.
  5. Aby zdefiniować obszar pokryty czerwiem zakrytym, wybierz narzędzie "Odręcznie". Naciśnij przycisk myszy w punkcie początkowym i śledź wokół potomstwa. Po osiągnięciu punktu początkowego zwolnij przycisk myszy; Kształt zatrzaśnie się na swoim miejscu.
    1. Kliknij "Analizuj" i wybierz "Zmierz". Jeśli wzór czerwiu nie jest solidny z powodu takich czynników, jak choroba, użyj narzędzia do zaznaczania "Wielopunktowego", aby policzyć komórki. Przelicz liczbę komórek bezpośrednio na cm2, aby ułatwić porównanie; Zazwyczaj jest około 4,01 komórki/cm2 20.
  6. Podziel wartość śledzonego kształtu czerwiu przez wartość wnętrza ramki, aby uzyskać procentowe pokrycie ramki zasklepionym czerwiem.
  7. Zmierz wnętrze reprezentatywnych ramek, aby uzyskać standard, dzięki czemu powierzchnię czerwiu można przeliczyć na cm2,
    UWAGA: Typowa głęboka rama Langstrotha ma powierzchnię około 880 cm2 20. Na przykład, jeśli okaże się, że 20% wnętrza głębokiej ramy Langstrotha jest pokryte czerwiem, to powierzchnia wyniesie 0,20 x 880 cm2 = 176 cm2.
  8. Zsumuj powierzchnię czerwiu dla ula. Aby przeliczyć tę miarę na masę, pomnóż pole powierzchni przez 0,77 g/cm2 20.
  9. Obliczyć powierzchnię miodu, niezasklepionego nektaru i przechowywanego pyłku, na przykład przy użyciu metody opisanej w krokach od 6.3 do 6.6.
    UWAGA: Jeśli nektar i pyłek są traktowane razem jako "zapasy żywności", zmniejsza to liczbę składników ramki do dwóch (zapasy żywności i czerw). Typowa ramka Langstrotha z plastikowym fundamentem i pustym ciągnionym grzebieniem waży około 556 g20, więc aby obliczyć wagę zapasów żywności, zsumuj wagę ramy za pomocą pustego ciągnionego grzebienia i wagę masy lęgowej i odejmij tę wagę od obserwowanej wagi danej ramy.

Wyniki

Wzrost i fenologia kolonii pszczół miodnych, mierzone podczas regularnych przeglądów uli z jednoczesnym ciągłym monitorowaniem masy, wykazały znacząco niższą produkcję czerwia w koloniach eksponowanych na imidaklopryd w stężeniu 100 ppb.
Przeglądy uli wykazały, że masa pszczół dorosłych nie była istotnie zmieniona pod wpływem ekspozycji na subletalne stężenia 5 i 100 ppb, jednak analiza fotografii ramek z czerwiem wykazała, że produkcja czerwia w grupie traktowanej dawką 100 ppb była znacząco niższa (Rysunek 1). Ciągłe pomiary masy uli wykazały różne tempo wzrostu kolonii w grupach uli eksponowanych na różne stężenia imidakloprydu. Ciągłe dane dotyczące masy uli podzielono na dwie części: średnią kroczącą z 25 h, która wiąże się z wzrostem kolonii i sukcesem w żerowaniu, oraz różnicę między godzinowymi danymi surowymi a średnią kroczącą z 25 h, czyli godzinowe dane odtrendowane. Dobowe amplitudy danych odtrendowanych są związane z aktywnością żerowania19,20 (Rysunek 2). O ile sporadyczne ważenie uli mogłoby w pewnym momencie wykazać różnice w średniej masie, o tyle ciągłe ważenie dostarczyło danych odtrendowanych, umożliwiających uzyskanie informacji o zachowaniu kolonii.

Górna listwa środkowej ramki w typowym ulu komercyjnym jest skutecznym miejscem dla czujników temperatury.
Dorosłe pszczoły robotnice w koloniach generują i utrzymują wysokie temperatury (33-36°C), szczególnie w obecności czerwiu14, a sama kłąb jest mobilna, aby wykorzystać zapasy pożywienia w różnych częściach ula25,26. Aby ograniczyć utratę ciepła, kłęby unikają posiadania dużej powierzchni styku z zewnętrznymi częściami ula, takimi jak ścianki boczne lub dno, dlatego odległość od górnej środkowej części korpusu do kłęba rzadko jest duża. Wykazano, że górna środkowa część korpusu z czerwiem charakteryzuje się mniejszą zmiennością temperatury w porównaniu z innymi lokalizacjami w ulu, takimi jak górna środkowa część zewnętrznej ramki oraz góra drugiego korpusu („nadstawki”) w warunkach letnich i jesiennych20. W warunkach zimowych, w których oczekiwana różnica między temperaturą otoczenia a temperaturą kłęba jest największa, w tej samej lokalizacji stwierdzono najwyższą temperaturę i najniższą zmienność w stosunku do warunków otoczenia, co wskazuje na największy wkład samego kłęba (Ryciny 3 i 4; Tabela 1). Różnic w reżimach temperaturowych nie można było przypisać różnicom w masie dorosłych pszczół (Tabela 2).

Amplitudy krzywych sinus dopasowanych do ciągłych danych temperaturowych były istotnie wyższe w grupie traktowanej dawką 100 ppb niż w grupie traktowanej dawką 5 ppb, podczas gdy żadna z grup traktowanych nie różniła się istotnie od grupy kontrolnej9.
Amplitudy są wprost proporcjonalne do zmienności temperatury, zatem wyższe amplitudy wskazują na większą zmienność temperatur w danym punkcie ula. Niższe amplitudy odzwierciedlają wyższą produkcję czerwia w grupie traktowanej dawką 5 ppb oraz w grupie kontrolnej w porównaniu z grupą traktowaną dawką 100 ppb (Rycina 5). Wyniki te, w połączeniu z danymi z inspekcji uli i ciągłymi pomiarami masy uli, potwierdzają, że zachowanie na poziomie kolonii było istotnie zaburzone przez ekspozycję na 100 ppb imidakloprydu.

Masa pszczół i powierzchnia czerwiu w czasie; poziomy ekspozycji na wykresie.
Rycina 1: Pomiary dorosłych pszczół i czerwiu. Dane z inspekcji uli od maja 2014 r. do marca 2015 r. dla kolonii eksponowanych na syrop zawierający 0 (kontrola), 5 oraz 100 ppb imidakloprydu w pobliżu Tucson, AZ. (A) Średnia (+ SEM) całkowita masa dorosłych pszczół; (B) Średnia (+ SEM) powierzchnia czerwiu zamkniętego. Szara strefa oznacza okres traktowania (4-6 kg traktowanego syropu cukrowego tygodniowo na ul przez 6 tygodni). Cztery kolonie w każdej grupie zabiegowej; jedna kolonia w grupie 100 ppb padła w ciągu zimy. Masy dorosłych pszczół nie były rejestrowane w sierpniu. Przedstawione dane zostały wcześniej opublikowane i są tutaj wykorzystane za zgodą9. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Zmiany masy ula spowodowane pestycydem; wykres; zmiany amplitudy masy w zależności od miesięcy, wpływ 100 ppb.
Rycina 2: Dane dotyczące masy uli pszczelich. Ciągłe dane o masie od czerwca do grudnia 2014 r. dla kolonii pszczół miodnych narażonych na syrop zawierający 0, 5 i 100 ppb imidakloprydu w pobliżu Tucson, AZ. (A) Całkowita masa ula (± SEM); (B) Amplitudy krzywych sinusowych dopasowanych do danych o masie po usunięciu trendu z tego samego okresu. Szara strefa oznacza okres traktowania (4-6 kg traktowanego syropu cukrowego tygodniowo na ul przez 6 tygodni). Cztery kolonie w każdej grupie traktowania; jedna kolonia w grupie 100 ppb padła podczas zimy. Dane te zostały wcześniej opublikowane i są tutaj wykorzystane za zgodą9. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Analiza danych temperaturowych; wykres przedstawiający zmiany temperatury w lokalizacjach o wysokiej i niskiej wysokości od grudnia do lutego.
Rycina 3: Temperatury wewnątrz uli w różnych lokalizacjach. Średnie dobowe temperatury (± SEM) (°C) dla 3 lokalizacji czujników wewnątrz uli pszczelich. (A) 4 ule jednopowłokowe utrzymywane w lokalizacji wysokogórskiej (MLEM: 2412 m); oraz (B) 3 ule utrzymywane w lokalizacji o niższej wysokości (SRER: 719 m) w pobliżu Tucson, AZ od grudnia 2013 do lutego 2014 r. Ule stanowiły drewniane głębokie skrzynki Langstrotha (pojemność 43.65 l) wyposażone w drewniane pokrywy wewnętrzne i metalowe pokrywy teleskopowe. Sondy temperaturowe termopary zostały przymocowane do górnych belek ramek, a zintegrowany rejestrator danych/czujnik temperatury został umieszczony na dolnej szynie środkowej ramki. Dane te pokazują, że temperatura w miejscu umieszczenia czujnika na górze środkowej ramki była konsekwentnie wyższa od temperatury otoczenia w porównaniu z innymi pozycjami czujników, a zatem dostarcza informacji o gospodarowaniu temperaturą przez kolonie pszczół. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Wykres temperatury dla wysokiej i niskiej wysokości; szereg czasowy, analiza amplitudy po usunięciu trendu.
Rysunek 4: Zmienność temperatury wewnątrz ula w różnych lokalizacjach. Średnie dobowe (± SEM) amplitudy krzywych sinusowych dopasowanych do godzinowych danych temperatury po usunięciu trendu dla 3 lokalizacji czujników wewnątrz uli pszczelich. (A) 4 ule utrzymywane w lokalizacji wysokogórskiej (MLEM: 2412 m); oraz (B) 3 ule utrzymywane w lokalizacji położonej niżej (SRER: 719 m) w pobliżu Tucson, AZ od grudnia 2013 do lutego 2014 r. Ule stanowiły drewniane głębokie skrzynki Langstrotha (pojemność 43,65 l) wyposażone w drewniane pokrywy wewnętrzne i metalowe teleskopowe wieczka. Sondy temperatury termopary zostały przymocowane do górnych belek ramek, a zintegrowany rejestrator danych/czujnik temperatury umieszczono na dolnej szynie środkowej ramki. Dane te pokazują, że pozycja czujnika na górze środkowej ramki wykazywała konsekwentnie niższą zmienność (tutaj mierzoną jako amplituda krzywych sinusowych dopasowanych do godzinowych danych po usunięciu trendu) niż temperatura otoczenia w porównaniu z innymi pozycjami czujników, a zatem dostarcza informacji o zarządzaniu temperaturą przez kolonie pszczół. Skale dla temperatury otoczenia (ciągła czarna linia) znajdują się po prawej stronie każdego wykresu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykresy zmienności temperatury; dane dotyczące trendów sezonowych przy 100 ppb, 5 ppb, grupa kontrolna.
Rycina 5: Temperatury wewnątrz uli w koloniach poddanych działaniu preparatu. Ciągłe dane dotyczące temperatury od czerwca do grudnia 2014 roku dla kolonii pszczół miodnych wystawionych na działanie syropu zawierającego 0, 5 i 100 ppb imidachloprydu w pobliżu Tucson, AZ. (A) Średnia temperatura w ulu (± SEM); (B) Amplitudy krzywych sinusoidalnych dopasowanych do danych temperaturowych po usunięciu trendu z tego samego okresu. Szara strefa oznacza okres traktowania (4-6 kg traktowanego syropu sacharozowego na tydzień na ul przez 6 tygodni). Cztery kolonie na grupę traktowaną; jedna kolonia w grupie 100 ppb padła podczas zimy. Dane te zostały wcześniej opublikowane i są tutaj wykorzystane za zgodą (Meikle et al. 2016a). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Porównanietest tdost. PMiejsceŚr. różnica (°C)
Poz. 2 - Poz. 12.050.0485MLEM (maksymalna wiarygodność oczekiwań)1.00 ±0.25
SRER4.38 ±0.12
Poz. 2 – Poz. 30.841MLEM (maksymalna wiarygodność z oczekiwaniem maksymalizacji)2.05 ±0.21
SRER0.12 ±0.11

Tabela 1: Średnie różnice temperatur i porównania post hoc pomiędzy różnymi pozycjami czujników w ulach pszczelich.Pozycja 1: górna rama zewnętrzna; Pozycja 2: górna rama środkowa; Pozycja 3: dolna rama środkowa. 4 ule jednopudłowe były utrzymywane w lokalizacji wysokogórskiej (MLEM: 2412 m), a 3 ule w lokalizacji położonej niżej (SRER: 719 m) w pobliżu Tucson, AZ od grudnia 2013 do lutego 2014 roku. Ule stanowiły drewniane głębokie skrzynki Langstrotha (pojemność 43.65 l) wyposażone w drewniane pokrywy wewnętrzne i metalowe teleskopowe wieka. Sondy temperatury termopary przymocowano do pozycji 1 i 2, natomiast zintegrowany rejestrator danych/czujnik temperatury przymocowano do pozycji 3.

GrupaDataŚrednia masa (± SEM) dorosłej pszczoły (g)Średnia powierzchnia lęgu (± SEM) (cm²)2)
MLEM (metoda maksymalnej wiarygodności z oczekiwaniem maksymalnym)18 lis 20132119 ±4121372 ±396
SRER15 lis 20132270 ±31253 ±30
MLEM13 lut. 20142171 ±1050
SRER11 lut. 20142027 ±487867 ± 79

Tabela 2: Średnie masy dorosłych pszczół i masy czerwiu, oszacowane przy użyciu opisanych tutaj protokołów, dla czterech uli utrzymywanych w miejscu o wysokiej wysokości (MLEM: 2412 m) oraz trzech uli utrzymywanych w miejscu o niższej wysokości (SRER: 719 m) w pobliżu Tucson, AZ od grudnia 2013 do lutego 2014 r. Ulami były drewniane głębokie skrzynki Langstrotha (pojemność 43,65 l) wyposażone w drewniane pokrywy wewnętrzne i metalowe pokrywy teleskopowe. Sondy temperatury termopary przymocowano do pozycji 1 i 2, a zintegrowany rejestrator danych/czujnik temperatury przymocowano do pozycji 3.

Dyskusja

Tak jak naukowiec zajmujący się uprawami potrzebuje dokładnych i precyzyjnych danych, aby ocenić wpływ różnych zabiegów na wzrost roślin i plon, tak naukowcy zajmujący się pszczołami miodnymi potrzebują dokładnych i precyzyjnych danych, aby ocenić wzrost i aktywność rodzin pszczelich. Tego rodzaju dane są szczególnie ważne, gdy efekty leczenia mogą być subtelne i długotrwałe, czego można się spodziewać, gdy pszczoły są narażone na niskie stężenia pestycydów.

Ciągłe dane dotyczące masy ula zawierają wiele informacji na temat wzrostu i aktywności badanych rodzin, a także reakcji tych rodzin na zaburzenia egzogenne, takie jak okradanie pszczół i dodanie syropu cukrowego do karmnika9. Jednak prawidłowa interpretacja ciągłych danych dotyczących masy i temperatury wymaga okresowej wiedzy na temat wielkości kolonii. Podczas gdy wielkość populacji dorosłych pszczół można oszacować na podstawie dziennych amplitud danych godzinowych detrendowanych podczas przepływu nektaru, ze względu na zwiększony ruch zbieraczy, poza przepływem nektaru zależność ta nie utrzymuje się dobrze20. Podobnie, zmiany masy kolonii spowodowane sukcesem w żerowaniu, spożyciem żywności oraz wzrostem i spadkiem populacji pszczół (np. zabijanie pszczół) są częściowo funkcją wielkości kolonii. Mniejsze kolonie mogą być zdrowe, ale wykazują niższe tempo wzrostu i mniejszą masę zbieraczy, na przykład po prostu ze względu na mniejszą populację zbieraczy.

Określenie spójnej i bogatej w informacje stałej pozycji czujnika temperatury w ulu ma kluczowe znaczenie dla uzyskania powtarzalnych wyników, szczególnie w przypadku zimowania. Wcześniejsze badania wykazały, że monitorowanie temperatury na górnej szynie centralnej ramy w skrzynce czerwiowej (dolnej) było mniej skorelowane z temperaturami otoczenia (zewnętrznymi) niż kilka innych pozycji w ulu i było bardziej uzależnione od samej kolonii20. Zimą oczekuje się, że różnice temperatur między skupiskiem pszczół kolonijnych a otoczeniem będą wysokie, a zatem różnice między pozycjami w ulu również będą większe niż w cieplejszych miesiącach. Ponadto gromada pszczół będzie przemieszczać się w różne miejsca w ulu, aby wykorzystać zasoby pokarmowe 25,26. Opisane tutaj badanie zimowe wykazało, że temperatury w pozycjach poziomych, od górnej środkowej do górnej ramy zewnętrznej, były znacząco różne, podczas gdy różnice pionowe na środkowej ramie nie były. Poziomy ruch powietrza między ramkami jest stosunkowo ograniczony, podczas gdy ruch pionowy wzdłuż ramy nie jest, więc można by oczekiwać, że mieszanie pionowe będzie większe. Wyniki te potwierdzają, że pozycja czujnika na górnej szynie środkowej ramy może być pouczająca w odniesieniu do wpływów temperatury z kolonii.

Oceny programu Hive, zgodnie z ich opisem w tym miejscu, rozwiązują niektóre z tych problemów. Odejmując sumę części ula od całkowitej masy ula mierzonej podczas bezczynności, na przykład w nocy, oszacowanie masy dorosłych pszczół jest niezależne od liczby pszczół żerujących, a zatem niewrażliwe na czas oceny. Rejestrowanie danych ze skali pozostawia niewiele miejsca na subiektywizm, a zdjęcia kadrowe zapewniają trwały zapis, dzięki czemu w razie potrzeby można ponownie przeprowadzić analizy powierzchni czerwiu lub pokarmu, zmniejszając w ten sposób zależność od wyszkolenia osoby wykonującej analizy.

Opisane tu metody nie są pozbawione źródeł błędów. Części ula muszą być jak najbardziej wolne od pszczół, a wszelkie znaczące kawałki grzebienia lub innego materiału, który zostanie usunięty, należy zważyć przed wyrzuceniem. Zawartość wilgoci w elementach drewnianych może zmieniać się w czasie, a puste ule mogą wykazywać mierzalne dzienne wahania masy spowodowane dziennymi zmianami wilgotności względnej otoczenia24. Ul zawierający rodzinę rodzicielską prawdopodobnie nie zmieni się tak bardzo, ponieważ pszczoły miodne mają tendencję do utrzymywania stosunkowo stałej wilgotności wewnątrz ula27, co osłabiłoby efekty otoczenia. Metody te zależą również od szybkiej pracy. Po rozebraniu ula temperatura i warunki gazowe zmieniają się drastycznie, a niskie temperatury mogą wpływać na zdrowie czerwiu14. Rozebranie ula bez siatki, aby chronić pszczoły przed sąsiednimi koloniami, może sprzyjać rabowaniu, szczególnie w czasach niedoboru nektaru.

Czasami konieczne są modyfikacje tych procedur. Chociaż w interesie naukowców jest zebranie jak największej ilości danych, w niektórych przypadkach, na przykład gdy trzeba skontrolować wiele uli, gdy presja na rabunek jest wysoka lub gdy warunki pogodowe nie są optymalne, pracownicy muszą działać szybko i zrezygnować z niektórych danych. Jeśli dane dotyczące zapasów żywności nie są kluczowe, ramki zawierające tylko miód i/lub pyłek lub ramki zawierające tylko wosk lub podkład powinny być ważone, ale nie fotografowane. Poziomy nieosłoniętych larw i jaj są również interesujące dla niektórych badaczy i często są wykrywane na zdjęciach w ramkach; Jednak, aby uniknąć błędu systematycznego próbkowania, badacz musi mieć pewność, że będzie w stanie wykryć je na wszystkich zdjęciach. Często na zdjęciach wykonanych w warunkach polowych można wiarygodnie i konsekwentnie zidentyfikować tylko czerw zakapturzony. Jeśli chodzi o stosowanie leczenia, niektóre ule, szczególnie te karmione wyższymi dawkami imidachloprydu, mogą stać się ospałe, powodując zmniejszenie zarówno spożycia syropu, jak i zdolności do obrony ula. Jeśli kolonia nie spożyje syropu po 5-7 dniach, syrop należy usunąć, zważyć i wyrzucić (aby uniknąć zanieczyszczenia w wyniku fermentacji), a kolonii podać świeży syrop. Ważąc wyrzucony syrop, naukowcy będą mieli zapis, ile każda kolonia została zużyta, a tym samym będą mogli obliczyć całkowitą dawkę. Wreszcie, stosowanie zabiegów w syropie cukrowym jest najskuteczniejsze, gdy alternatywnych źródeł nektaru jest niewiele lub nie ma ich wcale. Alternatywne źródła nektaru rozcieńczyłyby leczenie w nieznanym stopniu. Naukowcy powinni pamiętać, że – jak wskazano w części protokołu – pestycydy, takie jak imidaklopryd, w zależności od stężenia, wiążą się ze zmniejszonymi poziomami aktywności, w tym z ochroną ula. Zmniejszona obrona kolonii może również prowadzić do zwiększonego rabowania i możliwego pomylenia leczenia.

Przedstawione wyniki pokazują, że ciągłe monitorowanie masy ula i temperatury wewnętrznej jest wrażliwe na zachowania na poziomie kolonii, nawet w odniesieniu do zmian behawioralnych wywołanych bardzo niskimi (5 ppb) stężeniami neurotoksycznego pestycydu. Dalsze stosowanie tych metod do innych neurotoksyn i pestycydów o innych sposobach działania, takich jak regulatory wzrostu owadów, poszerzyłoby naszą wiedzę na temat wpływu rzeczywistych dawek na kolonie pszczół miodnych.

Oświadczenia

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Autorzy serdecznie dziękują K. Andersonowi, J.J. Adamczykowi, E. Berenowi, I Carstensenowi, M. Giansiracusa, B. Mottowi, N. Holstowi i A.R. Stilwellowi za dyskusje na temat projektowania i wykonania oraz za pomoc w tej dziedzinie.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sprzęt do ula Langstroth (skrzynka)Mann Lake Ltd, Hackensack, MNKD-700
Sprzęt do ula Langstroth (rama)Mann Lake Ltd, Hackensack, MNWW-900
Sprzęt do ula Langstroth (pokrywa i pokrywa)Mann Lake Ltd, Hackensack, MNWW-302
 
Sprzęt do ula Langstroth (baza)Mann Lake Ltd, Hackensack, MNWW-316
Sprzęt do ula Langstroth (podajnik wewnętrzny)Mann Lake Ltd, Hackensack, MNFD-505
Cordovan Włoskie królowe i pakiety pszczółC.F. Koehnen & Sons, Glenn, CA
Waga, ławka (maks. udźwig 100 kg): model B-2418 TEKFA, Kopenhaga, Daniawycofane z produkcji
Waga, ławka (maks. udźwig 100 kg): Diamond SeriesAvery Weigh-Tronix , Fairmont, MN1824-200
Imidaklopryd, klasa analityczna CAS # 138261-41-3Sigma-Aldrich, St. Louis, MO 6310337894
Waga elektroniczna, precyzja (precyzja = 0,1 mg): Adventurer Pro 260Ohaus,  Parsippany, NJAV264C
Waga elektroniczna, przenośna (maks. skupek 15 kg): Ranger Count 3000Ohaus, Parsippany, NJRC31P15
Sonda termopary: TMC6-HDOnset Computer Corp., Bourne, MARejestrator danych TMC6-HD
, 12-bitowy: Hobo U-12Onset Computer Corp., Bourne, MAU12-012
Rejestrator temperatury i wilgotności względnej: iButton HygrochronBaulkham Hills, NSW 2153, AustraliaDS1923
Rejestrator temperatury: iButton ThermochronBaulkham Hills, NSW 2153, AustraliaDS1922L
Plastikowa butelka NalgeneThermo Scientific, Rochester, NY2104-0032
Kaseta do zatapiania tkanekThermo Fisher Scientific, Waltham, MAB1000731WH
Aparat cyfrowy: Pentax K-01Ricoh Imaging Co., Sp. z o.o.15241
Oprogramowanie ImageJ w wersji 1.47W. Rasband, National Institutes of Health, USA
Probówki wirówkowe, 50 mlFisher Scientific, Asheville, NC14-959-49A

Bibliografia

  1. Krupke, C. H., Hunt, G. J., Eitzer, B. D., Andino, G., Given, K. Multiple routes of pesticide exposure for honey bees living near agricultural fields. PLoS ONE. 7 (1), e29268(2012).
  2. Pochi, D., Biocca, M., Fanigliulo, R., Pulcini, P., Conte, E. Potential exposure of bees, Apis mellifera L., to particulate matter and pesticides derived from seed dressing during maize sowing. Bull. Environ. Contam. Toxicol. 89, 354-361 (2012).
  3. Reetz, J., Zühlke, S., Spiteller, M., Wallner, K. Neonicotinoid insecticides translocated in guttated droplets of seed-treated maize and wheat: a threat to honeybees? Apidologie. 42, 596-606 (2011).
  4. Stoner, K. A., Eitzer, B. D. Movement of soil-applied imidacloprid and thiamethoxam into nectar and pollen of squash (Cucurbita pepo). PLoS ONE. 7 (6), e39114(2012).
  5. Zhu, Y. C., et al. Spray toxicity and risk potential of 42 commonly used formulations of row crop pesticides to adult honey bees (Hymenoptera: Apidae). J. Econ. Entomol. , 1-8 (2015).
  6. Mullin, C. A., et al. High levels of miticides and agrochemicals in North American apiaries: implications for honey bee health. PLoS ONE. 5, e9754(2010).
  7. Cresswell, J. E. A meta-analysis of experiments testing the effects of a neonicotinoid insecticide (imidacloprid) on honey bees. Ecotoxicol. 20, 149-157 (2011).
  8. Dively, G. P., Embrey, M. S., Kamel, A., Hawthorne, D. J., Pettis, J. S. Assessment of chronic sublethal effects of imidacloprid on honey bee colony health. PLoS ONE. 10 (3), e0118748(2015).
  9. Meikle, W. G., et al. Sublethal effects of imidacloprid on honey bee colony growth and activity at three sites in the U.S. PLoS ONE. 11 (12), e0168603(2016).
  10. Johnson, B. R. Within-nest temporal polyethism in the honey bee. Behav. Ecol. Sociobiol. 62 (5), 777-784 (2008).
  11. Moritz, R. F. A., Southwick, E. E. Bees as superorganisms: An evolutionary reality. , Springer. Heidelberg, Germany. (1992).
  12. Schmolz, E., Lamprecht, I., Schricker, B. A method for continuous direct calorimetric measurements of energy metabolism in intact hornet (Vespa crabro) and honeybee (Apis mellifera) colonies. Thermochem. Acta. 251, 293-301 (1995).
  13. Southwick, E. E., Mugaas, J. N. A hypothetical homeotherm: The honey bee hive. Comp. Biochem. Physiol. 40A, 935-944 (1971).
  14. Stabentheiner, A., Kovac, H., Brodschneider, R. Honeybee colony thermoregulation - regulatory mechanisms and contribution of individuals in dependence on age, location and thermal stress. PLoS ONE. 5 (1), e8967(2010).
  15. Delaplane, K. S., van der Steen, J., Guzman-Novoa, E. Standard methods for estimating strength parameters of Apis mellifera colonies. The COLOSS BEEBOOK. Dietemann, V., Ellis, J. D., Neumann, P. Volume I: standard methods for Apis mellifera research, J. Apic. Res. 52 (1) (2013).
  16. Beekman, M., Ratnieks, F. L. W. Long-range foraging by the honey-bee, Apis mellifera L. Functional Ecology. 14, 490-496 (2000).
  17. Buchmann, S. L., Thoenes, S. C. The electronic scale honey bee colony as a management and research tool. Bee Sci. 1, 40-47 (1990).
  18. Lecocq, A., Kryger, P., Vejsnæs, F., Bruun Jensen, A. Weight watching and the effect of landscape on honeybee colony productivity: Investigating the value of colony weight monitoring for the beekeeping industry. PLoS ONE. 10 (7), e0132473(2015).
  19. Meikle, W. G., Rector, B. G., Mercadier, G., Holst, N. Within-day variation in continuous hive weight data as a measure of honey bee colony activity. Apidologie. 39, 694-707 (2008).
  20. Meikle, W. G., Weiss, M., Stilwell, A. R. Monitoring colony phenology using within-day variability in continuous weight and temperature of honey bee hives. Apidologie. 47, 1-14 (2016).
  21. Meikle, W. G., Holst, N. Application of continuous monitoring of honey bee colonies. Apidologie. 46, 10-22 (2015).
  22. De Smet, L., et al. Stress indicator gene expression profiles, colony dynamics and tissue development of honey bees exposed to sub-lethal doses of imidacloprid in laboratory and field experiments. PLoS ONE. 12 (2), e0171529(2017).
  23. Danka, R. G., Rinderer, T. E., Hellmich, R. A., Collins, A. M. II Foraging population sizes of African and European honey bee (Apis mellifera L.) colonies. Apidologie. 17 (3), 193-202 (1986).
  24. Meikle, W. G., Holst, N., Mercadier, G., Derouané, F., James, R. R. Using balances linked to dataloggers to monitor honeybee colonies. J. Apic. Res. 45 (1), 39-41 (2006).
  25. Owens, C. D. The thermology of wintering honey bee colonies. , United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service. Technical Bulletin no. 1429 (1971).
  26. Szabo, T. I. Thermology of wintering honey-bee colonies in 4-colony packs. Am. Bee J. 189, 554-555 (1989).
  27. Human, H., Nicolson, S. W., Dietemann, V. Do honeybees, Apis mellifera scutellata, regulate humidity in their nest? Naturwissenschaften. 93, 397-401 (2006).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Kolonia pszczół miodnychmonitorowanie wagi ulaanaliza fotografii ramekobliczanie masy dorosłych pszczółpomiar obszaru czerwiupomiar temperatury w ulutraktowanie imidakloprydemrejestracja danych z czujnikówocena stanu zdrowia kolonii
Monitorowanie wpływu narażenia na subletalne pestycydy na pszczoły miodne na poziomie kolonii
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.