Powtarzalne eksperymentalne modele zwierzęce są potrzebne do testowania nowych materiałów embolizacyjnych, które zostały zaprojektowane do leczenia wewnątrznaczyniowej niedrożności tętniaków wewnątrzczaszkowych (IA). Niniejsze badanie ma na celu opracowanie bezpiecznej i ustandaryzowanej techniki chirurgicznej embolizacji tętniaków worka w stentach w modelu zwierzęcym szczura.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Biodegradowalny stent magnezowy Leczenie tętniaków worka workowego na modelu szczurzym - wprowadzenie techniki chirurgicznej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Stały postęp w arsenale technik dostępnych do wewnątrznaczyniowego leczenia tętniaków wewnątrzczaszkowych wymaga przystępnych cenowo i powtarzalnych eksperymentalnych modeli zwierzęcych do testowania nowych materiałów embolizacyjnych, takich jak stenty i odwracacze przepływu. Celem niniejszego projektu było zaprojektowanie bezpiecznej, szybkiej i ustandaryzowanej techniki chirurgicznej embolizacji tętniaków worka workowego w stentach na szczurzym modelu zwierzęcym.
Tętniaki workowe zostały utworzone z przeszczepu tętniczego z aorty zstępującej. Tętniaki przeszczepiono mikrochirurgicznie przez zespolenie end-to-side do podnerkowej aorty brzusznej syngenicznego samca szczura rasy Wistar o masie >500 g. Po zespoleniu tętniaka wykonano embolizację tętniaka za pomocą balonowych stentów magnezowych rozprężalnych (2,5 mm x 6 mm). System stentów został wprowadzony wstecznie z dolnej aorty brzusznej przy użyciu zmodyfikowanej techniki Seldingera.
Po pilotażowej serii 6 zwierząt, łącznie 67 szczurów zostało przebadanych zgodnie z ustalonymi standardowymi procedurami operacyjnymi. Średni czas operacji, średni czas zespolenia i średni czas szycia miejsca wkłucia tętnicy wynosiły odpowiednio 167 ± 22 min, 26 ± 6 min i 11 ± 5 min. Śmiertelność wynosiła 6% (n=4). Wskaźnik zachorowalności wynosił 7,5% (n=5), a zakrzepicę w stencie stwierdzono w 4 przypadkach (n=2 wcześnie, n=2 późno w stencie).
Wyniki pokazują wykonalność standaryzowanej okluzji tętniaków workowatej ściany bocznej u szczurów - przy niskich wskaźnikach zachorowalności i śmiertelności. Ta procedura embolizacji stentu łączy w sobie możliwość zbadania nowatorskich koncepcji urządzeń opartych na stentach lub odwracaczach przepływu, a także molekularnych aspektów gojenia.
Wprowadzenie
Krwotok podpajęczynówkowy spowodowany pęknięciem tętniaka wewnątrzczaszkowego wiąże się z wysoką śmiertelnością i słabymi wynikami neurologicznymi u wielu osób, które przeżyły. Obecnie istnieją dwa ogólne podejścia do okluzji IA: albo mikrochirurgiczne przycinanie (które wymaga operacyjnego odsłonięcia tętniaka), albo okluzja wewnątrznaczyniowa. Ponieważ wykazano, że mniej inwazyjne leczenie cewką wewnątrznaczyniową IA z wąską szyjką wiąże się z nieco niższą chorobowością (szczególnie w krążeniu tylnym1,2), opcje leczenia wewnątrznaczyniowego stały się preferowaną metodą wielu ośrodków neurochirurgicznych. Opracowano liczne urządzenia w celu rozszerzenia wskazań do leczenia wewnątrznaczyniowego i przezwyciężenia głównego ograniczenia, jakim jest nawroty IA po zwijaniu. Stenty wewnątrzczaszkowe są szczególnie obiecujące w przezwyciężaniu tych ograniczeń, ponieważ służą jako rusztowanie do neoendotelizacji i zapobiegania przepuklinom cewkowym, a także chronią tętnicę rodzicielską i poprawiają śródświatełną śródtętniakową zakrzepicę spowodowaną zmniejszeniem dopływu krwi. Istnieje potrzeba zbadania nowych stentów wewnątrzczaszkowych w tanim modelu zwierzęcym; zarówno na poziomie makroskopowym, jak i molekularnym.
Celem tego badania było zaprojektowanie bezpiecznej, szybkiej i ustandaryzowanej techniki chirurgicznej do stosowania stentu w już ustalonym modelu tętniaka workowatego u szczurów3,4,5. W niniejszym projekcie oceniliśmy rolę biodegradowalnego stentu magnezowego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Samce szczurów rasy Wistar o średniej wadze 592 g (±50 SD) i średnim wieku 20 tygodni były trzymane w pomieszczeniach dla zwierząt w temperaturze pokojowej 22-24 °C i dwunastogodzinnym cyklu światło/ciemność, z wolnym dostępem do wody z kranu i dietą granulowaną. Zwierzęta otrzymały opiekę ze strony ludzi zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. Eksperymenty zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami w Kantonie Berno w Szwajcarii (BE 102/13). Ściśle przestrzegaliśmy zaleceń dotyczących badań na zwierzętach: raportowanie eksperymentów in vivo (wytyczne ARRIVE).
1. Sprzęt laboratoryjny, materiały eksploatacyjne, narzędzia chirurgiczne
- Korzystać z cichej, aseptycznej sali operacyjnej i utrzymywać temperaturę na poziomie 23 ± 3 °C.
- Użyj biurka chirurgicznego z powierzchnią, która jest łatwa do czyszczenia i dezynfekcji, i przykryj je obłożeniem chirurgicznym. Użyj stołowego mikroskopu chirurgicznego z kamerą, aby zarejestrować operację i światłem podczerwonym, aby ogrzać zwierzę przed i po operacji.
- Zaopatrz się w następujące materiały eksploatacyjne, aby utworzyć tętniaka ściany bocznej i wszczepić stent.
- Zaopatrz się w mniejsze i większe sterylne waciki z celulozy i gazy, strzykawki z pustymi igłami 18G i 26G oraz igłę z końcówką do irygacji/substytucji objętości.
- Uzyskaj materiały do szycia, w tym niewchłanialne mikroszwy 10-0 i 9-0, niewchłanialne szewy 6-0 i 5-0 oraz wchłanialne szwy 3-0.
- Otrzymać 0,9% izotoniczny roztwór chlorku sodu do irygacji/substytucji objętości i w celu zapewnienia czystości narzędzi podczas operacji
- Zaopatrz się w następujące instrumenty do wszczepienia stentu: igłę do nakłuwania 19G, hydrofobowy drut prowadnikowy, 4 osłonki Fogaty i strzykawkę z inflatorem do rozszerzania balonu.
- Zaopatrz się w następujące materiały eksploatacyjne do decelularyzacji ściany tętniaka:
- Zaopatrz się w mikroprobówki do przechowywania tętniaka w temperaturze -24 °C oraz etykiety do identyfikacji, a także wytrząsarkę laboratoryjną, aby zapewnić pełne leczenie chemiczne tętniaka.
- Otrzymaj 0,1% dodecylosiarczan sodu (SDS) i sól fizjologiczną buforowaną fosforanem (PBS) w celu prawidłowego procesu decelularyzacji.
- Zaopatrz się w następujące standardowe instrumenty chirurgiczne:
- Uzyskaj grubsze narzędzia chirurgiczne: nożyczki chirurgiczne, kleszcze do tkanek miękkich, rozsiewacz tkanek miękkich, kleszcze proste i zakrzywione, trzy zaciski na komary, uchwyt na igłę.
- Zaopatrz się w mikronarzędzia chirurgiczne: proste i zakrzywione mikronożyczki, proste i zakrzywione mikrokleszczyki oraz cztery tymczasowe mini klipsy naczyniowe z odpowiednimi aplikatorami do naczyń krwionośnych.
2. Znieczulenie
- Umieść szczura w komorze gazowej i znieczul mieszaniną izofluranu i tlenu (4% izofluranu). Utrzymuj wdychanie do momentu, gdy zwierzę straci przytomność.
- Wyjąć znieczulone zwierzę z komory gazowej i wstrzyknąć ostateczne znieczulenie składające się z dostosowanej do masy mieszaniny chlorowodorku medetomidyny (0,5 mg/kg) i chlorowodorku ketaminy (50 mg/kg) dootrzewnowo (przez wstrzyknięcie w prawą lub lewą dolną część brzucha).
- Monitoruj głębokość znieczulenia w określonych odstępach czasu podczas operacji za pomocą szkodliwego uszczypnięcia palca u nogi, aby potwierdzić, że szczur nie reaguje i jest w pełni znieczulony. Jeśli występuje odruch szczypania palców u stóp, ponownie znieczulenie podaje się dootrzewnowym wstrzyknięciem ketaminy i medetomidyny dostosowanym do wagi. Przed otwarciem jamy brzusznej i wykonaniem zespolenia z boku oraz wszczepienia stentu wymagane jest odpowiednie znieczulenie.
- Umieść szczura pod lampą grzewczą na podczerwień, aż zacznie działać znieczulenie dootrzewnowe, ponieważ przedoperacyjne ocieplenie skutecznie zapobiega nadmiernemu wychłodzeniu podczas operacji.
3. Chirurgiczne przygotowanie i ułożenie szczura
- Zważ szczura, wyciągnij język, aby zabezpieczyć górne drogi oddechowe i nałóż maść do oczu, aby uniknąć wysuszenia rogówki.
- Użyj taśmy klejącej, aby przymocować szczura do małej, zmywalnej deski i unikaj nacisku lub nacisku na łapy.
- Ogol szczura w obszarze operacyjnym golarką dla małych zwierząt i zdezynfekuj obszar operacyjny.
- Umieść dwa grube markery w odległości 2-3 cm od siebie pod grzbietem zwierzęcia, aby wywołać jak największą lordozę lędźwiową i piersiowo-lędźwiową. Zapewnia to lepsze wyeksponowanie przestrzeni zaotrzewnowej i łatwiejsze założenie stentu.
- Przykryj szczura sterylną zasłoną z otworem i umieść ją pod mikroskopem operacyjnym. Ustaw dwie podpory obok zwierzęcia, aby ułatwić wygodniejszą pozycję rąk eksperymentatora.
- Umyj i zdezynfekuj ręce oraz załóż sterylne rękawiczki. Przydatna jest obecność asystenta, zwłaszcza w przypadku implantacji stentu.
- Operację należy wykonać w warunkach aseptycznych zgodnie z zaleceniami dla zwierząt laboratoryjnych6,7.
4. Pobieranie przeszczepu tętniaka
- W znieczuleniu ogólnym otwórz jamę brzuszną poniżej wyrostka mieczykowatego. Najpierw przetnij skórę w linii środkowobrzusznej ostrymi nożyczkami i oddziel skórę od mięśni. Następnie przetnij mięśnie brzucha i zidentyfikuj przeponę nad wątrobą w punkcie przyczepu jamy klatki piersiowej.
- Przetnij przeponę i tkankę łączną ostrymi nożyczkami, aby uzyskać dostęp do klatki piersiowej i przetnij żebra dużymi nożyczkami półtora centymetra po prawej i lewej stronie mostka.
- Gdy klatka piersiowa jest otwarta, należy pośmiać szczura z przedawkowaniem chlorowodorku ketaminy (120 mg/kg) w wyniku dosercowego dawkowania.
- Zmobilizuj lewe płuco i przymocuj je do prawej strony za pomocą wacika celulozowego.
- Po odpowiednim odsłonięciu łuku aorty zacisnąć azygos i lewe żyły czaszkowe dwoma klamrami na komary powyżej aorty i przeciąć pomiędzy nimi. Pozostaw zaciski na końcach przeciętych naczyń, aby uniknąć wstecznego krwawienia żylnego. Użyj zacisków, aby przesunąć serce i żyły na bok, umożliwiając lepszy dostęp do łuku aorty i aorty zstępującej.
- Wypreparuj aortę techniką mikrochirurgiczną za pomocą mikronożyczek i mikrokleszczy.
- Prześledź aortę w górę od odcinka zstępującego do łuku aorty i zidentyfikuj lewą tętnicę podobojczykową i pierwszą tętnicę międzyżebrową opuszczającą aortę.
- Umieść niewchłanialny szew 6-0 tuż przy czaszce pierwszej tętnicy międzyżebrowej i zwiąż go. Na bliższym końcu przetnij aortę zaraz po początku lewej tętnicy podobojczykowej. Ważne jest, aby użyć pojedynczego prostopadłego cięcia, ponieważ zmniejsza to ryzyko wystąpienia nierówności na krawędzi tnącej przeszczepu naczyniowego. Na koniec należy usunąć nowo powstałego tętniaka za pomocą nacięcia tuż pod ligaturą.
- Po zmierzeniu tętniaka należy natychmiast przeszczepić przeszczep szczurowi biorcy.
5. Tworzenie tętniaka i zakładanie stentu
- Dostęp chirurgiczny
- Rozpocznij nacięcie skóry w dystalnej jednej trzeciej brzucha ostrymi nożyczkami i przetnij w pozycji środkowobrzusznej do 1 cm dystalnie od wyrostka mieczykowatego. Ostrożnie oddziel skórę i tkankę podskórną od mięśni. Użyj tych samych nożyczek, aby otworzyć mięśnie brzucha wzdłuż kresy białej. Użyj kleszczy, aby podnieść mięśnie podczas cięcia, aby uniknąć uszkodzenia narządów wewnątrzbrzusznych.
- Po laparotomii przesuń jelito cienkie, kątnicę i okrężnicę w prawo. Użyj samopodtrzymującego się retraktora, aby utrzymać jamę brzuszną otwartą i przymocować narządy. Umieść wacik pod wątrobą, aby usunąć go z obszaru operacyjnego i zwiększyć ekspozycję zaotrzewnową.
UWAGA: Jeśli masa tłuszczowa zasłania widok, można ją umieścić poza jamą brzuszną i przykryć mokrą gazą, aby uniknąć nadmiernego wyczerpania płynów. - Opróżnij pęcherz moczowy, aby uzyskać maksymalne odsłonięcie aorty brzusznej podnerkowej. Można to osiągnąć poprzez delikatny nacisk na ścianę pęcherza moczowego lub wydzielinę pęcherzową za pomocą pustej igły 26G.
- Chroń pęcherz moczowy i jądra przed odwodnieniem i rozległą manipulacją podczas operacji, pokrywając je mokrym sterylnym wacikiem celulozowym.
- Otwórz otrzewną ciemieniową pokrywającą aortę dwoma kleszczami. Uważaj na prawie przezroczyste moczowody, naczynia jądrowe i tętnicę krezkową górną. Gdy tylko otrzewna ciemieniowa zostanie otwarta, aorta brzuszna znajdzie się tuż pod nią. Często pokrywa się ją cienka warstwa tkanki tłuszczowej.
- Zacznij od wycięcia aorty brzusznej za pomocą dwóch mikrokleszczy, aby uwolnić ją z otaczającego tłuszczu zaotrzewnowego, aż do wyświetlenia dłuższej długości naczynia. Kontynuuj ostre rozwarstwianie za pomocą mikronożyczek i mikrokleszczy. Podczas tej procedury chwytaj tylko przydankę, aby uniknąć uszkodzenia ściany naczynia.
- Rozwarstwienie aorty brzusznej
UWAGA: Aby ułatwić opis strategii chirurgicznej, podzieliliśmy aortę brzuszną na trzy charakterystyczne segmenty (Ryc. 1).- Rozpocznij rozwarstwienie w odcinku dystalnym - co jest technicznie trudniejsze.
UWAGA: Odcinek dystalny jest podzielony między rozwidlenie biodra oraz żyłę biodrowo-lędźwiową i tętnicę. Segment ten służy jako punkt do nakłucia dystalnej aorty brzusznej i wprowadzenia stentu.- Wypreparuj aortę za pomocą mikronożyczek i mikrokleszczyków z V. cava, przecinając wzdłuż tętniczej warstwy przybyszowej między dwoma naczyniami.
UWAGA: Małe tętnice lędźwiowe mogą rzadko powstawać jako naczynia segmentowe z grzbietowej powierzchni aorty brzusznej i zakłócać zabieg. Koagulacja i przecięcie naczyń krwionośnych jest konieczne, aby uniknąć wstecznego sączenia się podczas szycia naczyń. - Zidentyfikuj prawą tętnicę biodrowo-lędźwiową; jej początek może się znacznie różnić w tym segmencie, ale najczęściej jest zlokalizowany bardziej ogonowo niż lewy odpowiednik.
UWAGA: Ten stan rzadko koliduje z planowanym miejscem wszczepienia stentu w tętnicę, ale może wymagać punktu nakłucia dalej oddalonego lub - dla najbardziej ekstremalnej zmienności anatomicznej - podwiązania naczynia prawej tętnicy biodrowo-lędźwiowej. - Po przygotowaniu aorty w tym segmencie umieść małą kolorową gumową podkładkę pod naczyniem, aby wskazać, gdzie zostanie wykonane nakłucie tętnicy. Unikaj rozciągania naczynia w tym segmencie. Rozciąganie na ścianie naczynia może prowadzić do niekontrolowanego pęknięcia naczynia po nakłuciu tętnicy, co z kolei utrudni ostateczną rekonstrukcję. Dlatego ważne jest, aby uwolnić aortę od wszystkich zrostów w miejscu przebicia tętnicy i unikać umieszczania wacików z gazy pod aortą.
- Wypreparuj aortę za pomocą mikronożyczek i mikrokleszczyków z V. cava, przecinając wzdłuż tętniczej warstwy przybyszowej między dwoma naczyniami.
- Wypreparuj aortę od V. cava w środkowym segmencie w taki sam sposób, jak opisano wcześniej.
Uwaga: Środkowy segment jest podzielony między żyłę biodrowo-lędźwiową a tętnicę i żyłę nerkową. Segment ten służy do implantacji tętniaka i pozycjonowania stentu.- Zidentyfikuj tętnicę krezkową górną u jej początku od aorty brzusznej i zachowaj ją podczas wszystkich zabiegów.
- Podwiązywać lub koagulować tętnice z grzbietowej powierzchni aorty również w tej sekcji. Aby uniknąć uszkodzenia splotu lędźwiowo-krzyżowego, należy zapewnić wystarczające zaczerwienienie i pamiętać o krótkim czasie krzepnięcia.
- Ustal lokalizację stentu po rozwarstwieniu aorty w tym segmencie. Przewiduj możliwe zakłócenia stentu z naczyniami brzusznymi przed określeniem ostatecznej lokalizacji tętniaka i stentu.
- Po ustaleniu lokalizacji tętniaka i stentu umieść mały kawałek gazy i kolorową gumową podkładkę pod aortą, aby uzyskać lepszą ekspozycję.
- Na koniec wypreparuj proksymalny odcinek aorty brzusznej. Jest to technicznie prostsze niż ta sama procedura w segmencie dystalnym i środkowym.
Uwaga: Odcinek proksymalny znajduje się bliżej żyły nerkowej. Służy do zakładania najbardziej proksymalnego klipsa tymczasowego podczas implantacji stentu techniką Seldingera.- Po otwarciu otrzewnej ciemieniowej należy oddzielić naczynia dwoma kleszczami.
- Po grzbietowym okrążeniu aorty za pomocą zakrzywionych, kleszczyków, umieść pod nią mały kawałek kolorowej gumowej podkładki, aby ułatwić późniejsze założenie klipsa proksymalnego.
- Rozpocznij rozwarstwienie w odcinku dystalnym - co jest technicznie trudniejsze.
- Powstawanie tętniaków
- Zacisnąć aortę w środkowym odcinku, najpierw przykładając dystalny zacisk, a następnie proksymalny, aby zapewnić mocne wypełnienie naczynia i ułatwić późniejszą arteriotomię.
- Usunąć przydankę w miejscu planowanego zespolenia. Chwyć przydankę mikrokleszczami i ostrożnie przetnij mikronożyczkami, nie uszkadzając ścianki naczynia.
- Podnieś mały kawałek ściany naczynia za pomocą mikrokleszczy i wykonaj liniowe nacięcie mikronożyczkami. Arteriotomia powinna być tej samej wielkości co podstawa tętniaka.
- Przepłucz tętnicę w obu kierunkach solą fizjologiczną w zakończonej igle.
- Umieść pierwsze dwa szwy zespolenia końc-bok, które wykonuje się za pomocą niewchłanialnego szwu 9-0, na bliższym i dalszym końcu arteriotomii. Podczas szycia chwyć ścianę naczynia tak rzadko, jak to możliwe i upewnij się, że szwy przechodzą przez każdą warstwę ściany naczynia. Powinny one chwytać tylko brzuszną część aorty, aby uniknąć zwężenia tętnicy; co może prowadzić do pęknięcia naczynia podczas zakładania stentu.
- Zamknij nacięcie przerwanymi szwami. Rozpocznij szew po lewej stronie i zakończ go, zanim przejdziesz na drugą stronę. Po wykończeniu tylnej ściany należy sprawdzić, czy w odcinku endoluminalnym zespolenia nie ma źle założonych szwów.
UWAGA: W tym momencie mogą zostać wprowadzone różne terapie śródtętniakowe, takie jak aplikacja cewki. - Po zakończeniu zespolenia należy najpierw zdjąć dystalny zacisk. Założyć dodatkowy szew w przypadku dużego krwawienia z przepływu zwrotnego. Kontroluj drobne sączenie, delikatnie przyciskając mały kawałek gazy do źródła krwawienia. Przydatna może być również tkanka tłuszczowa lub wcześniej uzyskana warstwa przybyszowa. Teraz zdejmij proksymalny zacisk.
- Przepłukać miejsce zespolenia i odciąć pozostałe końce więzadła przy kopule tętniaka.
- Obserwuj drożność dystalnej aorty brzusznej za pomocą bezpośredniego testu udojowego.
- Usuń mały wacik z gazy pod kolorową gumową podkładką, ponieważ wszystkie segmenty aorty powinny znajdować się mniej więcej na tej samej wysokości przed wprowadzeniem stentu. Należy unikać zakrywania linii szwów zespolenia tkanką tłuszczową, ponieważ rozpórki stentu muszą być widoczne podczas umieszczania stentu pod nowo powstałym tętniakiem.
- Aby uniknąć uszkodzeń spowodowanych długotrwałym niedokrwieniem, należy odczekać 10 minut reperfuzji przed kontynuowaniem zaciskania bliższej części aorty i wprowadzania stentu.
- Opróżnij pęcherz moczowy przed wszczepieniem stentu.
- Implantacja stentu
UWAGA: Przydatne jest posiadanie pod ręką asystenta na następujące kroki, zwłaszcza w przypadku końcowego napompowania stentu.- Najpierw przytnij miejsce nakłucia tętnicy w dystalnym odcinku. Zacznij od dystalnego zacisku, a następnie proksymalnego. Usuń luźną tkankę łączną i (częściowo) przydankę w miejscu nakłucia za pomocą mikronożyczek.
- Umieść duży tymczasowy zacisk w bliższym segmencie, aby uniknąć poważnego krwotoku podczas nakłucia tętnicy.
- Wykonaj nakłucie tętnicy w odcinku dystalnym za pomocą igły do nakłuwania 18G. Podnieś mały kawałek ściany naczynia za pomocą mikrokleszczyków, aby ułatwić nakłucie i zmniejszyć ryzyko przebicia obu ścian naczynia aortalnego.
- Dokładnie przepłukać tętnicę po nakłuciu solą fizjologiczną w obu kierunkach za pomocą igły z końcówką.
- Włóż hydrofobowy drut doprowadzający w miejsce nakłucia i usuń proksymalny zacisk w dystalnym segmencie.
- Popchnij przewód doprowadzający do przodu do poziomu clamp w segmencie proksymalnym. Włóż wprowadzacz teflonowy zgodnie z techniką Seldingera za pomocą wcześniej włożonego przewodu prowadzącego.
UWAGA: Hydrofobowe druty prowadzące są bardziej odpowiednie niż hydrofilowe, ponieważ mają lepszy chwyt i zapewniają lepszą kontrolę ręczną. Ponieważ wprowadzacze teflonowe są łatwiejsze do włożenia niż wprowadzacze polipropylenowe, zmniejszają ryzyko niekontrolowanego pęknięcia w miejscu nakłucia. - Popchnij rozszerzacz do góry tuż proksymalnie do miejsca zespolenia, osłonka znajduje się około pół centymetra poniżej.
- Usuń przewód doprowadzający i rozszerzacz i upewnij się, że 3-kierunkowy kran jest wyłączony, aby uniknąć niepotrzebnej utraty krwi.
- Po odkurzeniu systemu balonowego należy wprowadzić wchłanialny stent magnezowy za pomocą wprowadzacza 4 Fogarty. Napompuj balon jednym barem ciśnienia tuż przed wyjęciem urządzenia wprowadzającego, aby chronić śródbłonek zapadniętego naczynia przed uszkodzeniem wywołanym rozpórką i zmniejszyć ryzyko zaplątania się rozpórki w wcześniej wszczepiony materiał śródtętniakowy (Rysunek 2).
- Gdy stent znajdzie się w swojej ostatecznej pozycji, ostrożnie napompuj balon za pomocą 8-9 barów. Ciągle sprawdzaj szwy zespolenia z boku pod kątem ewentualnego rozerwania.
- Po odpowiednim rozszerzeniu stentu i przyleganiu do ściany naczynia aortalnego, opróżnij i usuń balon.
- Podczas wyjmowania wprowadzacza należy mieć pod ręką tymczasowy klips do natychmiastowego zastosowania proksymalnie do miejsca nakłucia, ponieważ sączenie wsteczne z bliższych tętnic patentowych może być znaczące.
- Usuń tymczasowy zacisk w segmencie proksymalnym po umieszczeniu klipsa proksymalnego w segmencie dystalnym. Obserwuj zespolenie końc-bok, ponieważ każdy wzrost ciśnienia krwi wewnątrz aorty spowodowany dystalnym przycinaniem może spowodować krwawienie w miejscu szwu.
- Przepłukać miejsce wkłucia solą fizjologiczną z igły w obu kierunkach. Następnie zszyj go techniką przerywaną za pomocą niewchłanialnej nici 10-0. Jeśli to możliwe, unikaj chwytania ściany naczynia mikrokleszkami i upewnij się, że każdy szew przechodzi przez wszystkie warstwy ściany naczynia. Zszyj w najbardziej zewnętrznym miejscu nakłucia naczynia, aby uniknąć zwężenia naczynia.
- Dodaj dodatkowe szwy, jeśli w wyniku przepływu wstecznego wystąpi poważny krwotok. W przypadku niewielkiego sączenia należy zabezpieczyć hemostazę poprzez delikatny ucisk na miejsce krwawienia za pomocą wacika z gazy lub wcześniej zakonserwowanego fragmentu przydanki. Pomocne mogą być również drobne kawałki tkanki tłuszczowej.
- Usuń kolorową gumową podkładkę pod miejscem nakłucia. Pulsacja aorty będzie wyraźnie widoczna proksymalnie i dystalnie w stosunku do miejsca zespolenia. Sprawdź drożność dystalnej tętnicy za pomocą bezpośredniego testu udojowego.
6. Zamknięcie
- Usuń wszystkie waciki z gazy i delikatnie przepłucz jamę brzuszną solą fizjologiczną, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia i ułatwić substytucję objętości.
- Wyjmij rozsiewacz tkanek miękkich i przywróć jelito cienkie, jelito ślepe i masę tłuszczową z powrotem do prawidłowej pozycji anatomicznej.
- Użyj niewchłanialnego szwu 5-0, aby połączyć mięśnie brzucha. Aby zmniejszyć przyczepność skóry, umieść kilka szwów podskórnych za pomocą wchłanialnego szwu 3-0. Użyj tego samego szwu 3-0, aby zamknąć skórę.
- Po zamknięciu zdezynfekuj skórę i umieść zwierzę pod światłem podczerwonym, aby zapewnić mu ciepło.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Średni czas trwania operacji wynosił 167 (± 22) min, z czego 26 (± 6) min zajęło stworzenie tętniaka, a kolejne 23 (± 7) min wymagało zastosowanie stentu i rekonstrukcja arteriotomii (Rysunek 3).
Głównymi punktami końcowymi badania były śmiertelność, zachorowalność oraz makroskopowa zakrzepica w stencie. Regularne okresy obserwacji wynosiły odpowiednio 7 dni (n=28) oraz 21 dni (n=32). Śmiertelność l...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Biowchłanialne stenty i modele zwierzęce
W ostatnich latach ogólny trend w medycynie odchodzi od implantów stałych (które pozostają w ciele pacjenta do końca życia) na rzecz materiałów biowchłanialnych. W szczególności stenty magnezowe są już dość dobrze znane w kardiologii 8,9. Niestety, stenty te nie zostały jeszcze przetestowane pod kątem innych zastosowań, takich jak choroby naczyń mózgowych. Z tego powodu zdecydowaliśmy się na zbadanie ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Prace te były wspierane przez fundusze badawcze Rady ds. Badań Naukowych, Kantonsspital Aarau, Aarau, Szwajcaria. Biodegradowalne stenty magnezowe zostały dostarczone przez Biotronik AG, Center for Vascular Intervention, Buelach, Szwajcaria. Autorzy ponoszą wyłączną odpowiedzialność za projekt i przebieg prezentowanego badania i deklarują brak sprzecznych interesów.
Podziękowania
Dziękujemy Eugenowi Hofmannowi i Philine Zumstein za doskonałą pomoc techniczną i podzielenie się swoją wiedzą na temat procedur zakładania stentów. Dziękujemy Majlindzie Kalanderi za rysunek anatomiczny.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Medetomidyna | dowolny ogólny | ||
| Ketamina | dowolny ogólny | ||
| Buprenorfina | dowolny ogólny | ||
| Sól fizjologiczna | |||
| Dodecylosiarczan sodu (0,1%) | |||
| 3-0 wchłanialny szew | Ethicon Inc., USA | VCP428G | |
| 5-0 non szew wchłanialny | Ethicon Inc., USA | 8618G | |
| 6-0 szew niewchłanialny | B. Braun, Niemcy | C0766070 | |
| 9-0 szew niewchłanialny | B. Braun, Niemcy | G1111140 | |
| 10-0 szew niewchłanialny | Covidien, USA | Mikroskop operacyjny N2530 Monosof | |
| Zeiss, Niemcy | |||
| Mikroskop cyfrowy aparat | fotograficzny Sony, Japonia | HXR-MC1P | |
| Standardowe narzędzia | wiele | patrz protokół 7.a | |
| Instrumenty | wiele patrz protokół 7.b | ||
| Aplikator klipsów naczyniowych | B. Braun, Niemcy | FT495T | |
| Tymczasowe zaciski naczyniowe | B. Braun, Niemcy | ||
| 19G Igła do nakłuwania& nbsp; | Angiomed GmbH, Niemcy | 15820010 | |
| Hydrofobowy drut doprowadzający | Cook Medical, USA | G00650 | |
| 4F sheat | Cordis Corporation, USA | 504-604A | |
| Strzykawka | |||
| Wytrząsarka laboratoryjna | Stuart | SRT6 | |
| Stent magnezowy 2,5/6 AMS z powłoką polimerową | Biotronik, Szwajcaria | ||
| Obłożenie chirurgiczne | |||
| Sterylne waciki celulozowe | |||
| 1 ml i 2 ml | |||
| Wydrążone igły 18G i 26G | |||
| Izotoniczny chlorek | |||
| Mikroprobówki | |||
| Maść do oczu | Bausch + Lomb Inc, USA | Lacrinorm | dowolny ogólny |
| Golarka |
Bibliografia
- Molyneux, A., et al. International Subarachnoid Aneurysm Trial (ISAT) of neurosurgical clipping versus endovascular coiling in 2143 patients with ruptured intracranial aneurysms: a randomised trial. Lancet. 360 (9342), 1267-1274 (2002).
- Molyneux, A. J., et al. International subarachnoid aneurysm trial (ISAT) of neurosurgical clipping versus endovascular coiling in 2143 patients with ruptured intracranial aneurysms: a randomised comparison of effects on survival, dependency, seizures, rebleeding, subgroups, and aneurysm occlusion. Lancet. 366 (9488), 809-817 (2005).
- Marbacher, S., et al. Intraluminal cell transplantation prevents growth and rupture in a model of rupture-prone saccular aneurysms. Stroke. 45 (12), 3684-3690 (2014).
- Marbacher, S., Marjamaa, J., Abdelhameed, E., Hernesniemi, J., Niemela, M., Frosen, J. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. J Vis Exp. (92), e51071(2014).
- Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
- Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. J Vis Exp. (47), (2011).
- Bernal, J., et al. Guidelines for rodent survival surgery. J Invest Surg. 22 (6), 445-451 (2009).
- Flege, C., et al. Development and characterization of a coronary polylactic acid stent prototype generated by selective laser melting. J Mater Sci Mater Med. 24 (1), 241-255 (2013).
- Zartner, P., Cesnjevar, R., Singer, H., Weyand, M. First successful implantation of a biodegradable metal stent into the left pulmonary artery of a preterm baby. Catheter Cardiovasc Interv. 66 (4), 590-594 (2005).
- Hakamata, Y., et al. Green fluorescent protein-transgenic rat: a tool for organ transplantation research. Biochem Biophys Res Commun. 286 (4), 779-785 (2001).
- Bouzeghrane, F., Naggara, O., Kallmes, D. F., Berenstein, A., Raymond, J. International Consortium of Neuroendovascular C. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. AJNR Am J Neuroradiol. 31 (3), 418-423 (2010).
- Aquarius, R., Smits, D., Gounis, M. J., Leenders, W. P., De Vries, J. Flow diverter implantation in a rat model of sidewall aneurysm: a feasibility study. J Neurointerv Surg. , (2017).
- Indolfi, C., et al. A new rat model of small vessel stenting. Basic Res Cardiol. 95 (3), 179-185 (2000).
- Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. J Surg Res. 166 (1), e91-e95 (2011).
- Kwon, J. S., et al. Comparison of bare metal stent and paclitaxel-eluting stent using a novel rat aorta stent model. J Vet Sci. 12 (2), 143-149 (2011).
- Rouer, M., Meilhac, O., Delbosc, S., et al. A new murine model of endovascular aortic aneurysm repair. J Vis Exp. (77), e50740(2013).
- Hardhammar, P. A., et al. Reduction in thrombotic events with heparin-coated Palmaz-Schatz stents in normal porcine coronary arteries. Circulation. 93 (3), 423-430 (1996).
- Guerrero, A., et al. Antioxidant effects of a single dose of acetylsalicylic acid and salicylic acid in rat brain slices subjected to oxygen-glucose deprivation in relation with its antiplatelet effect. Neurosci Lett. 358 (3), 153-156 (2004).
- Niitsu, Y., et al. Repeat oral dosing of prasugrel, a novel P2Y12 receptor inhibitor, results in cumulative and potent antiplatelet and antithrombotic activity in several animal species. Eur J Pharmacol. 579 (1-3), 276-282 (2008).
- Kastrati, A., et al. Intracoronary stenting and angiographic results: strut thickness effect on restenosis outcome (ISAR-STEREO) trial. Circulation. 103 (23), 2816-2821 (2001).
- Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91 (3), 393-395 (2005).
- Finn, A. V., et al. A novel rat model of carotid artery stenting for the understanding of restenosis in metabolic diseases. J Vasc Res. 39 (5), 414-425 (2002).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
