Artykuł metodologiczny

Intubacja dotchawicza królików za pomocą polipropylenowego cewnika prowadzącego

DOI:

10.3791/56369

13 listopada 2017

W tym artykule

Podsumowanie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Intubacja dotchawicza u królików jest trudna ze względu na ich nietypową anatomię. Tutaj przedstawiamy technikę bezpośredniej intubacji tchawicy przy użyciu cewnika polipropylenowego jako przewodnika. Ta metoda wykorzystuje stosunkowo niedrogie materiały eksploatacyjne, wymaga minimalnego szkolenia i może być łatwo wykonana w dowolnym środowisku klinicznym.

Streszczenie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Intubacja dotchawicza u królików może być trudna ze względu na ich nietypową anatomię. Uzyskanie drożności dróg oddechowych podczas znieczulenia ma kluczowe znaczenie dla uniknięcia niedrożności dróg oddechowych, zapobiegania błonie bębenkowej żołądka i umożliwienia wspomagania wentylacji. Ze względu na trudność intubacji zbadano alternatywne metody, takie jak użycie masek krtaniowych dróg oddechowych lub rurek krtaniowych. Metody te nie powodują jednak bezpośredniego dostępu do tchawicy, a tym samym mogą stwarzać ryzyko rozwoju powikłań. Ponadto brak bezpośredniej intubacji tchawicy może powodować narażenie personelu na odpadowe gazy anestezjologiczne. Opisano liczne metody intubacji dotchawiczej, w tym ślepe założenie, użycie laryngoskopu światłowodowego lub endoskopu oraz umieszczenie cricoid. Pomimo tych licznych publikacji, wielu wciąż ma trudności z osiągnięciem sukcesu. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy opis techniki intubacji, której można się nauczyć przy minimalnym treningu w krótkim czasie do osiągnięcia biegłości. Krótko mówiąc, po podaniu znieczulenia iniekcyjnego i prawidłowym ułożeniu królika, cewnik polipropylenowy jest wprowadzany do tchawicy poprzez bezpośrednią wizualizację za pomocą laryngoskopu. Cewnik jest następnie używany jako prowadnica do kierowania rurki dotchawiczej do tchawicy. Ta metoda pozwala na intubację bez konieczności stosowania drogiego sprzętu i może być wykonywana przez jedną osobę bez konieczności korzystania z pomocy asystenta. Podsumowując, technika ta może być łatwo nauczana i wykonywana przy bardzo niskich kosztach w dowolnym środowisku klinicznym lub badawczym.

Wprowadzenie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Króliki mają wąską, głęboką jamę ustną, która ogranicza widoczność krtani podczas intubacji dotchawiczej. Mają również bardzo duże, mięsiste zęby języka i policzka, które w połączeniu z wąską jamą ustną mogą powodować problemy podczas wprowadzania laryngoskopu i wizualizacji głośni w celu wprowadzenia rurki dotchawiczej1. Należy zachować szczególną ostrożność, aby nie spowodować urazu jamy ustnej i dróg oddechowych podczas próby intubacji. Tkanki krtani są bardzo kruche, a nadmierny uraz spowodowany wielokrotnymi próbami intubacji może spowodować znaczny stan zapalny, co utrudni intubację2.

Z tych powodów opisano różne alternatywne techniki, w szczególności urządzenia do udrażniania dróg oddechowych, w tym rurkę krtaniową3,4, maska krtaniowa (LMA)4,5,6 oraz specyficzne dla gatunku urządzenie do udrażniania dróg oddechowych7. Rurka krtaniowa składa się z rurki z dwoma balonami, które kierują przepływ powietrza do tchawicy: większy balon w środku rurki tworzy uszczelkę w górnej części gardła, a mniejszy balon na dystalnym końcu uszczelnia wlot przełyku3. LMA składa się z rurki z eliptyczną maską na dystalnym końcu, która jest napompowana, aby utworzyć hermetyczne uszczelnienie nad głośnią4,5,6. Urządzenie specyficzne dla gatunku jest pierwszym weterynaryjnym urządzeniem do nadgłośniowych dróg oddechowych, obecnie dostępnym dla kotów i królików, zaprojektowanym tak, aby pasowało do struktur anatomicznych każdego gatunku w celu stworzenia uszczelnienia ciśnieniowego w gardle7. Ponieważ jednak urządzenia te nie wchodzą bezpośrednio do tchawicy, mogą stwarzać ryzyko powikłań, takich jak błona bębenkowa żołądka. Brak odpowiedniego uszczelnienia w tchawicy budzi obawy co do przydatności tych urządzeń do wentylacji nadciśnieniowej w celu wspomagania oddychania, nagłych wypadków lub chirurgii klatki piersiowej3,8. Ponadto brak bezpośredniej intubacji tchawicy może spowodować narażenie personelu na odpadowe gazy anestezjologiczne5.

Opisano wiele metod bezpośredniej intubacji dotchawiczej9,10,11,12,13,14,15. Jedną z popularnych metod jest technika ślepa, która może zmniejszyć ryzyko urazu jamy ustnej i gardła, ponieważ założenie laryngoskopu nie jest konieczne16,17,18,19,20. Jako technika dla osób niewidomych, metoda ta wymaga monitorowania przepływu powietrza przez rurkę dotchawiczą i starannej manipulacji w celu umieszczenia. Chociaż metoda ta jest powszechnie stosowana w badaniach i klinicznej praktyce weterynaryjnej, z doświadczenia autorów wynika, że technika ta może być czasochłonna i nie zawsze skuteczna, a co za tym idzie, trudniejsza do nauczenia i może wymagać dodatkowego dawkowania środków znieczulających9,10. Ponadto, ponieważ monitorowanie oddychania służy do prawidłowego umieszczenia rurki, metoda ta byłaby trudniejsza i mniej niezawodna podczas zatrzymania oddechu. Inną popularną metodą jest użycie tradycyjnej techniki laryngoskopowej do intubacji, tak jak ma to miejsce w przypadku większych gatunków. Jednak tradycyjna technika laryngoskopowa u królików jest trudna, ponieważ widok strun głosowych jest zasłonięty, gdy rurka dotchawicza jest wprowadzana do ust. Dlatego stosowanie tej metody może skutkować wielokrotnymi próbami intubacji, zwiększonym dawkowaniem środka znieczulającego oraz uszkodzeniem jamy ustnej i dróg oddechowych10.

Istnieją również droższe i technicznie trudne opcje intubacji. Laryngoskop światłowodowy umożliwia łatwe wprowadzenie rurki dotchawiczej poprzez włożenie laryngoskopu do rurki i wizualizację wprowadzenia do tchawicy na ekranie. Podobnie endoskopy mogą być używane do wizualizacji obszaru krtani i kierowania umieszczeniem rurki. Jednak obie te metody wymagają użycia drogiego sprzętu, który może nie być łatwo dostępny w typowych warunkach klinicznych9,11,12. Intubacja przez jamę nosową jest alternatywną metodą, która została opisana, chociaż stwarza ryzyko wprowadzenia oportunistycznych patogenów z jamy nosowej do płuc, szczególnie u królików, które nie są wolne od specyficznych patogenów21. Wreszcie, opublikowano również bardziej inwazyjne metody intubacji, w tym wsteczne wprowadzenie cewnika prowadzącego przez igłę umieszczoną przezskórnie w tchawicy, a także użycie konikotydotomii igłowej, a następnie umieszczenie drutu prowadzącego, rozszerzacza naczynia i wprowadzacza osłonki13,14. Jako techniki inwazyjne, metody te mają potencjalne powikłania, takie jak ból pozabiegowy i infekcja. Opisana przez nas technika, wykorzystująca laryngoskop i cewnik prowadzący, może być nauczana przy minimalnym szkoleniu w krótkim czasie do biegłości, jest nieinwazyjna, może być wykonywana przez jedną osobę bez konieczności korzystania z pomocy asystenta i nie wymaga użycia specjalistycznego sprzętu.

Protokół

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedura intubacji opisana poniżej została zatwierdzona przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Klinice Mayo.

1. Przygotowanie (Rysunek 1)

  1. Zaopatrz się w 5-francuski cewnik polipropylenowy i odetnij niezaokrąglony koniec tak, aby całkowita długość wynosiła 8-10 cali. Zaznacz odcięty koniec rurki, aby wyraźnie wskazać, który koniec nie powinien być wkładany do tchawicy (strzałka, Rysunek 1).
  2. Umieść ostrze laryngoskopu Millera w rozmiarze 0 lub 1 na laryngoskopie i sprawdź, czy światło działa.
  3. Pobrać 0,25 ml 2% lidokainy do strzykawki o pojemności 1 ml.
  4. Nałóż sterylny smar na koniec rurki dotchawiczej bez mankietu o odpowiedniej wielkości (zwykle 2.5-4.0 mm ID).
  5. Przygotuj materiały do zamocowania rurki dotchawiczej na miejscu po jej włożeniu (np. taśma pępowinowa).
  6. Zaopatrz się w urządzenie do wykrywania przepływu powietrza na końcu procedury, aby potwierdzić pomyślną intubację (#5, Rysunek 1). Jest to opcjonalne.

2. Znieczulenie

  1. Podawać znieczulenie iniekcyjne, takie jak 35 mg/kg ketaminy i 5 mg/kg ksylazyny domięśniowo za pomocą strzykawki 3 ml z igłą 25 G w mięsień czworogłowy tylnej nogi około 4-miesięcznego królika nowozelandzkiego o wadze 3,0-3,5 kg.
    UWAGA: Ten schemat znieczulenia jest powszechnie stosowaną kombinacją do wstrzykiwań u młodych, zdrowych, wolnych od specyficznych patogenów królików badawczych, ale w oparciu o stan kliniczny i/lub cele eksperymentalne, inny protokół może być bardziej odpowiedni.
  2. Po znieczuleniu królika nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na oczy, aby zachować tkankę rogówki.

3. Intubacja dotchawicza

  1. Zmierz rurkę dotchawiczą od siekaczy do wlotu klatki piersiowej, aby określić odpowiednią długość do wprowadzenia rurki dotchawiczej. Umieszczenie końca rurki na poziomie wlotu klatki piersiowej zapewnia, że otwór rurki znajduje się za krtanią, ale czaszkowo do rozwidlenia tchawicy.
  2. Ustaw królika sterowo na stole przygotowawczym z głową lekko wysuniętą ponad krawędź stołu (Rysunek 2). Królik powinien być ustawiony prostopadle z głową i kręgosłupem w prostej linii.
  3. Podnosząc głowę do góry, użyj gaziki, aby pociągnąć język królika na bok do prawych dolnych siekaczy królika (w diastemie), uważając, aby uniknąć urazu siekaczy.
  4. Chwyć laryngoskop i ostrze prawą ręką i umieść je w ustach za siekaczami, wchodząc od lewej strony królika.
  5. Podążaj czubkiem ostrza za podniebieniem w kierunku ogonowym, aż widoczne będzie podniebienie miękkie.
  6. Prawą ręką przechyl laryngoskop do przodu (zegnij nadgarstek, trzymając laryngoskop w dół), jednocześnie odchylając głowę królika do tyłu, a szyję do przodu, aby utrzymać otwarte drogi oddechowe i view krtań (Rysunek 3A). Jako obowiązkowe oddychanie przez nos, nagłośnia często znajduje się powyżej podniebienia miękkiego, a zastosowanie tej metody uciska podstawę języka, aby przemieścić nagłośnię i odsłonić głośnię. Aby zapobiec desaturacji tlenu, ważne jest, aby szyja była wyprostowana zgodnie z opisem, aby utrzymać otwarte drogi oddechowe podczas intubacji.
  7. Zwolnij język i przesuń ostrze laryngoskopu na lewą rękę, aby zwolnić prawą rękę do umieszczenia cewnika prowadzącego.
  8. Trzymając laryngoskop i utrzymując widok głośni (Rysunek 3B), przesuń zaokrągloną końcówkę cewnika prowadzącego przez otwór za krtanią (Rysunek 4). Cewnik w naturalny sposób zatrzyma się przy rozwidleniu tchawicy.
  9. Trzymając cewnik prowadzący, chwyć rurkę dotchawiczą i przeciągnij ją przez cewnik, uważając, aby nie wywierać siły na cewnik, zaczepiając go o łącznik rurki dotchawiczej. Przesuwaj rurkę, aż pojawi się opór ze strony strun głosowych (Rysunek 5).
  10. Wkroplić 0,25 ml 2% lidokainy do otworu rurki dotchawiczej. Lidokaina przemieszcza się w dół rurki dotchawiczej, aby miejscowo znieczulić struny głosowe, zapobiegając skurczowi krtani22 (Ryc. 6).
  11. Odczekaj około dwóch minut, aż znieczulenie miejscowe zacznie działać, a następnie delikatnie przekręć rurkę dotchawiczą, przesuwając ją przez struny głosowe (Ryc. 7). Gdy rurka przejdzie przez struny głosowe, wyjmij ostrze laryngoskopu i cewnik, uważając, aby nie przesunąć rurki.
  12. Sprawdź położenie rurki dotchawiczej, obserwując przepływ powietrza. Można to osiągnąć na wiele sposobów, w tym umieszczenie tkanki lub futra na końcu rurki w celu wykrycia przepływu powietrza, szukanie zaparowania rurki lub zaparowania szkła/lustra na końcu rurki i nasłuchiwanie przepływu powietrza. Urządzenia zaprojektowane do wykrywania przepływu powietrza23 lub oddychania mogą być również używane (Rysunek 8) w celu określenia, czy intubacja się powiodła (zobacz Tabelę materiałów, aby zapoznać się z opcjami). Zabezpiecz rurkę dotchawiczą za pomocą preferowanej metody, takiej jak taśma pępowinowa owinięta wokół rurki i głowy. Podłącz obwód znieczulenia i osłuchuj obie strony klatki piersiowej, jednocześnie wykonując oddechy, aby zapewnić wentylację po obu stronach płuc.

Wyniki

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W instytucji autorów, technika ta jest zazwyczaj nauczana dla personelu laboratoryjnego i weterynaryjnego podczas sesji szkoleniowych na temat technik obchodzenia się z królikami i znieczulenia. Sesje szkoleniowe odbywają się z dedykowanymi zwierzętami treningowymi. Trener demonstruje technikę raz, a następnie ćwiczący wykonują technikę pod kierunkiem trenera. Praktykanci zazwyczaj osiągają sukces w ciągu 1-3 prób. Po udanej intubacji królika jeden raz, osoby są zobowiązane do wykonania intubacji po raz drugi i zazwyczaj są w stanie skutecznie zaintubować królika ponownie przy pierwszej dodatkowej próbie. Informacje zwrotne podczas tych sesji szkoleniowych, szczególnie od osób, które były wcześniej szkolone z wykorzystaniem alternatywnych technik, konsekwentnie zawierają komentarze na temat tego, jak łatwo jest nauczyć się tej techniki i skutecznie ją ukończyć.

Narzędzia do udrażniania dróg oddechowych do intubacji, w tym laryngoskop, strzykawka, prowadnica, rurka dotchawicza.
Rysunek 1. Materiały do intubacji dotchawiczej: 1) Laryngoskop z ostrzem laryngoskopowym Millera wielkości 0 lub 1, 2) taśma pępowinowa (lub inne materiały do mocowania rurki dotchawiczej), 3) 0,25 ml 2% lidokainy, 4) 5-francuski cewnik polipropylenowy przycięty na 8-10 cali z niezaokrąglonym końcem oznaczonym trwałym markerem, aby wyraźnie wskazać, którego końca nie należy wkładać do tchawicy (strzałka), 5) urządzenie do wykrywania przepływu powietrza, 6) sterylny smar do nałożenia na dystalny koniec rurki, 7) rurka dotchawicza bez mankietu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Preparat do znieczulenia królika z maską gazową; procedura weterynaryjna; Konfiguracja kliniczna i sprzęt.
Rysunek 2: Ułożenie mostka do intubacji dotchawiczej. Królik jest ustawiony rufowo z przednimi kończynami wyciągniętymi do końca stołu. Tylne kończyny są wysunięte do tyłu, a głowa królika jest wyrównana z kręgosłupem. Lewa ręka służy do podnoszenia głowy do wyprostu w ramach przygotowań do wprowadzenia laryngoskopu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Znieczulenie królika i proces intubacji; procedura weterynaryjna z konfiguracją narzędzi medycznych.
Rysunek 3: Założenie laryngoskopu. A) Laryngoskop wprowadza się do lewej diastemy za pomocą prawej ręki, podążając czubkiem ostrza za podniebieniem jamy ustnej, aż do uwidocznienia podniebienia miękkiego. Gdy podniebienie miękkie jest widoczne, laryngoskop jest przechylany do przodu, jednocześnie rozciągając głowę królika do tyłu i szyję do przodu, aby uwidocznić krtań. B) Wizualizacja krtani. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Badanie jamy ustnej królika, zabieg weterynaryjny, za pomocą wziernika dentystycznego, inspekcja z bliska.
Rysunek 4: Postęp cewnika prowadzącego. A) Po przeniesieniu ostrza laryngoskopu do lewej ręki, prawa ręka przesuwa zaokrągloną końcówkę cewnika prowadzącego przez otwór za krtanią. B) Cewnik prowadzący jest przepuszczany przez struny głosowe z bezpośrednią wizualizacją. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Procedura intubacji królika; konfiguracja weterynaryjna; indukcja znieczulenia; opieka nad zwierzętami laboratoryjnymi.
Rysunek 5: Postęp rurki dotchawiczej. Rurka dotchawicza jest nawleczona na cewnik prowadzący i jest przesuwana do momentu pojawienia się oporu ze strony strun głosowych. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Doustna procedura dawkowania dla zwierząt, królik, strzykawka, eksperyment laboratoryjny, weterynarz, zestaw do badań klinicznych.
Rysunek 6: wkraplanie lidokainy. Lidokaina (2%, 0,25 ml) jest wkraplana do otworu rurki dotchawiczej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Egzamin ustny królika; procedura weterynaryjna; kontrola stanu zdrowia zwierząt; warunki kliniczne.
Rysunek 7: Postęp rurki dotchawiczej. Dwie minuty po wkropleniu lidokainy rurka dotchawicza jest przesuwana poprzez delikatne przekręcenie jej, aby przeszła przez struny głosowe. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Procedura testowania na zwierzętach; analiza laboratoryjna; etyka badań naukowych; technika obchodzenia się z próbkami.
Rysunek 8: Weryfikacja przepływu powietrza przez rurkę dotchawiczą. Urządzenie do wykrywania przepływu powietrza może być używane do sprawdzania przepływu powietrza przez rurkę dotchawiczą, a lusterko dentystyczne może być również używane do wykrywania kondensacji z oddechów wskazujących na udaną intubację. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj przedstawiamy szczegółowy opis techniki intubacji królika, którą można łatwo opanować w każdym środowisku klinicznym. Technika ta jest podobna do wcześniej opublikowanych technik bezpośredniej wizualizacji 10,15,20,25 z pewnymi dodatkowymi udoskonaleniami, w tym użyciem rurki dotchawiczej bez mankietu 3,5 mm i 5-francuskiego cewnika moczowego jako wybranego przez nas przewodnika, który został wycięty i oznaczony trwałym markerem na odciętym końcu. Tchawica królika jest łatwo podatna na urazy, dlatego stosowanie niezakutych rurek dotchawiczych jest ogólnie zalecane podczas intubacji królików, aby zapobiec uszkodzeniu błony śluzowej tchawicy w wyniku nacisku mankietu. 26 Francuski cewnik moczowy, który wybraliśmy jako przewodnik, jest na tyle mały, że z łatwością przechodzi przez fałdy głosowe bez zasłaniania widoku podczas bezpośredniej wizualizacji krtani. Chociaż cewnik ten jest mały, jest wystarczająco sztywny, aby pozostać na miejscu jako prowadnica rurki dotchawiczej. Dystalna końcówka cewnika jest zaokrąglona, aby pomóc zmniejszyć uraz po osiągnięciu rozwidlenia. Bliższy koniec cewnika jest cięty tak, aby cewnik miał długość możliwą do wykonania (nie był nadmiernie długi) i aby usunąć koniec, który rozszerza się w celu przymocowania do strzykawki. Odcięty koniec jest oznaczony trwałym markerem jako wizualny wskaźnik, aby nie wkładać tego końca do tchawicy, co może spowodować uszkodzenie błony śluzowej tchawicy.

Podstawowym ograniczeniem tej techniki jest to, że ponieważ wymaga ona użycia ostrza laryngoskopu, może nie być wykonalna dla bardzo młodych królików lub bardzo małych ras ze względu na mniejszy rozmiar pyska. Ponadto niektóre placówki mogą nie mieć łatwo dostępnego ostrza laryngoskopu o tym rozmiarze. W instytucji autora metoda ta jest stosowana dla królików nowozelandzkich białych (≥6 tygodni) i dorosłych królików holenderskich popasianych, ale nie próbowaliśmy tej metody u młodszych zwierząt lub mniejszych ras. W sytuacjach, gdy pacjent królik jest mały lub gdy laryngoskop z małym ostrzem Millera jest niedostępny, alternatywną opcją jest użycie ręcznego otoskopu zamiast laryngoskopu. 15,20 Za pomocą otoskopu ze wziernikiem ucha #5 wizualizuje się krtań, cewnik prowadzący jest umieszczany przez bezpośrednią wizualizację, a wziernik jest usuwany przed wykonaniem tych samych kroków, jak opisano powyżej.

Ważne jest, aby zachować szczególną ostrożność podczas umieszczania cewnika prowadzącego, aby uniknąć możliwości spowodowania urazu lub skurczu oskrzeli, gdy koniec cewnika przechodzi do tchawicy i dotyka rozwidlenia tchawicy. Ryzyko tych powikłań można zmniejszyć lub uniknąć, podając cewnik bardzo delikatnymi ruchami, zatrzymując się, gdy tylko pojawi się opór, i unikając ruchu głowy i szyi po założeniu cewnika. Ponadto, podczas przesuwania rurki dotchawiczej nad cewnikiem, istnieje możliwość, że cewnik zaczepi się o łącznik rurki dotchawiczej. Dlatego ważne jest, aby upewnić się, że cewnik przesuwa się przez złącze bez zaczepiania; Alternatywnie łącznik można wyjąć i wymienić podczas zabezpieczania rurki dotchawiczej lub podłączania do obwodu anestezjologicznego.

W przypadku każdej metody intubacji istnieje możliwość wystąpienia powikłań i działań niepożądanych. Zastosowanie metody bezpośredniej wizualizacji za pomocą laryngoskopu, niewłaściwe wprowadzenie ostrza laryngoskopu lub agresywne umieszczenie rurki dotchawiczej może skutkować urazami krtani, języka lub zębów. Prawidłowe ułożenie zwierzęcia jest pierwszym krytycznym krokiem w minimalizowaniu urazów podczas wizualizacji krtani. Kręgosłup powinien być prosty, z głową w bezpośredniej linii z kręgosłupem; Jeśli zwierzę nie jest wyprostowane lub jeśli szyja jest skręcona w lewo lub w prawo, utrudni to wizualizację krtani i może spowodować nadmierny uraz ostrza laryngoskopu. Innym kluczowym kluczem do sukcesu podczas stosowania tej techniki jest podążanie za podniebieniem w kierunku krtani, a po uwidocznieniu podniebienia miękkiego przesuń ostrze do właściwej pozycji, zginając nadgarstek. Utrzymuje to głowę na miejscu, jednocześnie przesuwając czubek ostrza do optymalnej pozycji oglądania strun głosowych, które znajdują się dość brzusznie u królika20,24.

Ponieważ bezpośrednia wizualizacja krtani może być trudna, jeśli nie są przestrzegane precyzyjne techniki, które opisaliśmy powyżej, zastosowanie alternatywnych strategii intubacji, które nie wymagają wizualizacji krtani, może być atrakcyjne. Na przykład technika ślepa jest jedną z możliwych opcji, która nie wymaga użycia laryngoskopu 16,17,18,19,20. Jednak zastosowanie tej techniki opiera się na zdolności do wykrywania przepływu powietrza przez rurkę dotchawiczą w celu ukierunkowania umieszczenia rurki, a jeśli oddechy zwierzęcia są bardzo płytkie lub zatrzymane, zastosowanie tej metody nie jest niezawodne. Można również rozważyć urządzenia nadgłośniowe, ponieważ umieszczenie tych urządzeń nie wymaga wizualizacji krtani i są one na ogół bardzo łatwe do umieszczenia. Urządzenia te nie wchodzą jednak bezpośrednio do tchawicy, a zatem istnieje możliwość braku bezpośredniego przepływu do dróg oddechowych, niemożności wentylacji w przypadku rozwoju skurczu krtani, braku uszczelki wystarczająco szczelnej do wentylacji podczas zabiegów na otwartej klatce piersiowej lub resuscytacji w nagłych wypadkach oraz rozwoju błony śluzowejżołądka 3,4,8. Nowsze urządzenia zaprojektowane specjalnie dla królików mogą stanowić obiecującą alternatywę, ale potrzebne są dalsze badania, aby ocenić te urządzenia, a obawy dotyczące braku dostępu do tchawicy nadal pozostają. Błona bębenkowa żołądka może być również potencjalnym powikłaniem u zaintubowanego zwierzęcia, jeśli rurka dotchawicza zostanie przypadkowo umieszczona w przełyku; Jednak zastosowanie techniki bezpośredniej wizualizacji minimalizuje ryzyko wystąpienia tego powikłania poprzez weryfikację prawidłowego umieszczenia cewnika prowadzącego w krtani.

Uraz błony śluzowej bykacza i/lub tchawicy jest kolejnym potencjalnym problemem podczas zakładania rurki dotchawiczej, szczególnie w przypadku stosowania nadmuchiwanych rurek z mankietami 26,27,28. Tchawica u królików może zostać łatwo uszkodzona, co może prowadzić do powikłań, takich jak podskórna rozedma płucnowa, odma opłucnowa, a nawet śmierć 10,27,28,29. Podczas wykonywania opisywanej tutaj techniki należy zachować ostrożność, aby zapobiec uszkodzeniom tchawicy poprzez stosowanie niezaciśniętych rurek dotchawiczych, upewniając się, że zaokrąglona końcówka cewnika prowadzącego jest wprowadzona do tchawicy i nie wciskając cewnika prowadzącego w głośnię. Ponadto kluczowe znaczenie ma wybór odpowiedniej wielkości rurki dotchawiczej. Rozmiar rurki dotchawiczej należy rozpatrywać w stosunku do wielkości zwierzęcia, a także w porównaniu z otworem wlotu krtani, ponieważ ma on mniejszą średnicę niż tchawica. Rurka dotchawicza o zbyt dużej średnicy może spowodować uraz błony śluzowej lub chrząstki arytenoidalnej. Z drugiej strony, użycie mniejszej rurki dotchawiczej powoduje zwiększenie oporu dróg oddechowych i zwiększa ryzyko niedrożności z powodu śluzu lub załamania. Z tego powodu monitorowanie oddechu jest bardzo ważne u zaintubowanych królików. Oprócz pulsoksymetrii pomiar przepływu powietrza powinien być monitorowany za pomocą kapnografii; Jeśli kapnograf nie jest dostępny, alternatywą są monitory dróg oddechowych, które mogą być używane do wykrywania przepływu powietrza (ale nie zapewniają pomiarów wydychanego dwutlenku węgla). Ponadto zapewnienie wentylacji wspomaganej może być cenne, szczególnie w przypadkach, gdy stosowane są rury o mniejszej średnicy 24,30.

Oprócz wspomnianych już korzyści płynących ze stosowania tej techniki, kolejną ważną zaletą tej metody jest to, że może być ona wykonywana przez jedną osobę bez konieczności korzystania z asystenta, co może być ważne w ruchliwym środowisku klinicznym. W takiej sytuacji ważne jest, aby zebrać wszystkie niezbędne zapasy i mieć je w zasięgu ręki podczas procesu intubacji, szczególnie gdy cewnik prowadzący jest na swoim miejscu i należy unikać ruchów głowy.

Technika, którą tutaj opisujemy, jest stosowana przez personel weterynaryjny i badawczy w naszej placówce do wszystkich intubacji królików, co daje około 200-400 intubacji rocznie. Można go bardzo łatwo nauczyć się podczas typowej sesji treningowej anestezjologii dla królików, która trwa około 30 minut. Odkryliśmy, że jest to stosunkowo łatwe do nauczenia, a uczniowie uczą się go w ciągu pierwszych 3 prób i generalnie są w stanie pomyślnie powtórzyć ten proces w następnej dodatkowej próbie. Dla przyszłych badań cenne byłoby porównanie czasu do biegłości i zdolności do utrzymania biegłości w czasie dla tej metody w porównaniu z innymi technikami intubacji. Chociaż badano to pod kątem różnych technik ślepej16, nie przeprowadzono jeszcze kompleksowej oceny krzywej uczenia się dla szerokiej gamy technik intubacji. Innym potencjalnym przyszłym kierunkiem badań może być porównanie bezpośredniej intubacji dotchawiczej z nowszymi, specyficznymi dla gatunku nadgłośniowymi urządzeniami do udrażniania dróg oddechowych, szczególnie w odniesieniu do funkcji podczas wentylacji nadciśnieniowej.

Podsumowując, opisana przez nas technika intubacji królików jest nieinwazyjna, niezawodna, nie wymaga użycia specjalistycznego sprzętu, jest łatwa do opanowania i może być wykonana przez jedną osobę bez konieczności korzystania z pomocy asystenta. Wszystkie techniki dostępu do dróg oddechowych wiążą się z pewnym poziomem ryzyka, ale przy użyciu techniki bezpośredniej wizualizacji i wykonaniu kroków, które opisaliśmy powyżej, w celu zminimalizowania powikłań, ryzyko jest znacznie przewyższane przez korzyści płynące z posiadania odpowiednich dróg oddechowych podczas znieczulenia.

Oświadczenia

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować tym pracownikom i personelowi badawczemu, którzy uczestniczyli w sesjach szkoleniowych dotyczących obchodzenia się z królikami i anestezjologii, za ich opinie podczas nauki tej techniki intubacji.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ketalar
Ketamina HCl Inj.
JHP PharmaceuticalsNDC 42023-113-1035 mg / kg IM w mięśniach osiowych lub mięśniach czworogłowych uda (preferowane)
Anased
Ksylazyna (100mg/ml)
Lloyd LabsNADA #139-2365mg/kg IM w mięśniach osiowych lub mięśniach czworogłowych uda (preferowane)
Uchwyt laryngoskopowy Welch AllynWelch Allyn60300Wymaga 2 baterii alkalicznych w rozmiarze
C Rozmiar 0 lub 1 Ostrze laryngoskopu MillerWelch Allyn68040
2,5 i ndash; 4,0 mm ID bez mankietu rurka dotchawiczaJorgensonJ0149VNadaje się dla królików o wadze 2,5-5 kg
Najczęściej używany
cewnik polipropylenowy 3,5 mm, 5 Fr x 22"Medtronic8890703310Przyciąć do 8-10 cali
Zaznacz odcięty koniec trwałym markerem, aby wskazać, którego końca nie wkładać
Lidokaina 2% HCL InjVetOneL-2000-04
4-warstwowe niesterylne, pakowane luzem gąbki Versalon (gaziki)Taśma KC9024A
, skośna, bielona i frakowana12; ” x 72 jardyEncompass Textiles48210-025Służy do zabezpieczania rurki dotchawiczej
HR Galaretka smarującaHR Pharmaceuticals201Do smarowania końcówki rurki dotchawiczej
Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22BoundTree Medical21410Do potwierdzenia udanej intubacji
Ambu Pediatryczny detektor Co2AMBU INC172713W celu potwierdzenia udanej intubacji
Covidien

Bibliografia

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Quesenberry, K. E., Carpenter, J. W. Ferrets, rabbits, and rodents : clinical medicine and surgery. 3rd edn . , Elsevier/Saunders. (2012).
  2. Dugdale, A. Veterinary Anaesthesia: Principles to Practice. , Wiley-Blackwell. (2010).
  3. Yamamoto, Y., Inoue, S., Abe, R., Kawaguchi, M., Furuya, H. Airway management with the laryngeal tube in rabbits. Lab animal. 36 (5), 33-35 (2007).
  4. Belena, J. M., et al. Laryngeal mask, laryngeal tube, and Frova introducer in simulated difficult airway. J Emerg Med. 48 (2), 254-259 (2015).
  5. Smith, J. C., et al. Endotracheal tubes versus laryngeal mask airways in rabbit inhalation anesthesia: ease of use and waste gas emissions. Contemp Top Lab Anim Sci. 43 (4), 22-25 (2004).
  6. Kazakos, G. M., et al. Use of the laryngeal mask airway in rabbits: placement and efficacy. Lab Anim (NY). 36 (4), 29-34 (2007).
  7. Crotaz, I. R. Initial feasibility investigation of the v-gel airway: an anatomically designed supraglottic airway device for use in companion animal veterinary anaesthesia. Vet Anaesth Analg. 37 (6), 579-580 (2010).
  8. Bateman, L., Ludders, J. W., Gleed, R. D., Erb, H. N. Comparison between facemask and laryngeal mask airway in rabbits during isoflurane anesthesia. Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 32 (5), 280-288 (2005).
  9. Johnson, D. H. Endoscopic intubation of exotic companion mammals. The veterinary clinics of North America. Exotic animal practice. 13 (2), 273-289 (2010).
  10. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A., Lumb, W. V. Lumb & Jones' veterinary anesthesia and analgesia. 4th edn. , Blackwell Pub. (2007).
  11. Worthley, S. G., et al. Rapid oral endotracheal intubation with a fibre-optic scope in rabbits: a simple and reliable technique. Laboratory Animals. 34 (2), 199-201 (2000).
  12. Miranda, A., Pego, J. M., Correia-Pinto, J. Animal facility videoendoscopic intubation station: tips and tricks from mice to rabbits. Laboratory animals. , (2016).
  13. Irazuzta, J., Hopkins, J., Gunnoe, P., Brittain, E. Simple method of multipurpose airway access through percutaneous tracheostomy in rabbits (Oryctolagus cuniculus). Lab Anim Sci. 47 (4), 411-413 (1997).
  14. Bertolet, R. D., Hughes, H. C. Endotracheal intubation: an easy way to establish a patent airway in rabbits. Lab Anim Sci. 30 (2), Pt 1 227-230 (1980).
  15. Gilroy, B. A. Endotracheal intubation of rabbits and rodents. J Am Vet Med Assoc. 179 (11), 1295(1981).
  16. Morgan, T. J., Glowaski, M. M. Teaching a new method of rabbit intubation. J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (3), 32-36 (2007).
  17. Inglis, S., Strunk, A. Rabbit anesthesia. Lab Anim (NY). 38 (3), 84-85 (2009).
  18. Falcao, S. C., Pereira Junior, J. R., Coelho, A. R. Technique of blind tracheal intubation in rabbits (Oryctolagus cuniculi) supported by previous maneuver of esophageal cannulization. Acta Cir Bras. 26 (5), 352-356 (2011).
  19. Su, H. P., et al. A miniature lighted stylet for fast oral endotracheal intubation in rabbits. Vet J. 195 (2), 254-256 (2013).
  20. Weinstein, C. H., Fujimoto, J. L., Wishner, R. E., Newton, P. O. Anesthesia of six-week-old New Zealand White rabbits for thoracotomy. Contemp Top Lab Anim Sci. 39 (3), 19-22 (2000).
  21. Stephens DeValle, J. M. Successful Management of Rabbit Anesthesia Through the Use of Nasotracheal Intubation. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 48, 166-170 (2009).
  22. A Guidance on the Use of Topical Anesthetics for Naso/Oropharyngeal and Laryngotracheal Procedures. , U.S. Department of Veterans Affairs. (2006).
  23. Cook, R. T., Stene, J. K., Marcolina, B. Use of a Beck Airway Airflow Monitor and controllable-tip endotracheal tube in two cases of nonlaryngoscopic oral intubation. Am J Emerg Med. 13 (2), 180-183 (1995).
  24. Fish, R. E., Brown, M. J., Danneman, P. J., Karas, A. Z. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. , Elsevier. (2008).
  25. Gografe, S. I., et al. Successful management of long-term general anesthesia in rabbits used as an animal model of human disease. Contemp Top Lab Anim Sci. 42 (2), 16-19 (2003).
  26. Nordin, U. The trachea and cuff-induced tracheal injury. An experimental study on causative factors and prevention. Acta Otolaryngol Suppl. 345, 1-71 (1977).
  27. Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).
  28. Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits. Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).
  29. Squire, R., Siddiqui, S. Q., DiNunizio, G., Brodsky, L. Quantitative study of the tracheotomy and endotracheal intubation on the rabbit tracheobronchial tree. Ann Otol Rhinol. , (1990).
  30. Kumar, R. A., Boyer, M. I., Bowen, C. V. A reliable method of anesthesia for extensive surgery in small rabbits. Lab Anim Sci. 43 (3), 265-266 (1993).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Intubacja kr likarurka endotrachealnacewnik polipropylenowywide ka laryngoskopuintubacja tchawicyzarz dzanie drogami oddechowymiprocedura znieczuleniatechnika weterynaryjnaszkolenie klinicznesprz t medyczny

Powiązane artykuły