-1::1
Simple Hit Counter
Skip to content

Products

Solutions

×
×
Sign In

PL

EN - EnglishCN - 简体中文DE - DeutschES - EspañolKR - 한국어IT - ItalianoFR - FrançaisPT - Português do BrasilPL - PolskiHE - עִבְרִיתRU - РусскийJA - 日本語TR - TürkçeAR - العربية
Sign In Start Free Trial

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

Behavior
Biochemistry
Bioengineering
Biology
Cancer Research
Chemistry
Developmental Biology
View All
JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

Biological Techniques
Biology
Cancer Research
Immunology
Neuroscience
Microbiology
JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduate courses

Analytical Chemistry
Anatomy and Physiology
Biology
Calculus
Cell Biology
Chemistry
Civil Engineering
Electrical Engineering
View All
JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

Advanced Biology
Basic Biology
Chemistry
View All
JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

Biology
Chemistry

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

Accounting
Finance
Macroeconomics
Marketing
Microeconomics

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Authors

Teaching Faculty

Librarians

K12 Schools

Biopharma

Products

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduates

JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Solutions

Authors
Teaching Faculty
Librarians
K12 Schools
Biopharma

Language

pl_PL

EN

English

CN

简体中文

DE

Deutsch

ES

Español

KR

한국어

IT

Italiano

FR

Français

PT

Português do Brasil

PL

Polski

HE

עִבְרִית

RU

Русский

JA

日本語

TR

Türkçe

AR

العربية

    Menu

    JoVE Journal

    Behavior

    Biochemistry

    Bioengineering

    Biology

    Cancer Research

    Chemistry

    Developmental Biology

    Engineering

    Environment

    Genetics

    Immunology and Infection

    Medicine

    Neuroscience

    Menu

    JoVE Encyclopedia of Experiments

    Biological Techniques

    Biology

    Cancer Research

    Immunology

    Neuroscience

    Microbiology

    Menu

    JoVE Core

    Analytical Chemistry

    Anatomy and Physiology

    Biology

    Calculus

    Cell Biology

    Chemistry

    Civil Engineering

    Electrical Engineering

    Introduction to Psychology

    Mechanical Engineering

    Medical-Surgical Nursing

    View All

    Menu

    JoVE Science Education

    Advanced Biology

    Basic Biology

    Chemistry

    Clinical Skills

    Engineering

    Environmental Sciences

    Physics

    Psychology

    View All

    Menu

    JoVE Lab Manual

    Biology

    Chemistry

    Menu

    JoVE Business

    Accounting

    Finance

    Macroeconomics

    Marketing

    Microeconomics

Start Free Trial
Loading...
Home
JoVE Journal
Biology
Intubacja dotchawicza królików za pomocą polipropylenowego cewnika prowadzącego

Research Article

Intubacja dotchawicza królików za pomocą polipropylenowego cewnika prowadzącego

DOI: 10.3791/56369

November 13, 2017

Krista L Thompson1, Thomas R Meier1, Jodi A Scholz1

1Department of Comparative Medicine,Mayo Clinic

Cite Watch Download PDF Download Material list
AI Banner

Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

In This Article

Summary Abstract Introduction Protocol Representative Results Discussion Disclosures Acknowledgements Materials References Reprints and Permissions

Erratum Notice

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Retraction Notice

The article Assisted Selection of Biomarkers by Linear Discriminant Analysis Effect Size (LEfSe) in Microbiome Data (10.3791/61715) has been retracted by the journal upon the authors' request due to a conflict regarding the data and methodology. View Retraction Notice

Summary

Intubacja dotchawicza u królików jest trudna ze względu na ich nietypową anatomię. Tutaj przedstawiamy technikę bezpośredniej intubacji tchawicy przy użyciu cewnika polipropylenowego jako przewodnika. Ta metoda wykorzystuje stosunkowo niedrogie materiały eksploatacyjne, wymaga minimalnego szkolenia i może być łatwo wykonana w dowolnym środowisku klinicznym.

Abstract

Intubacja dotchawicza u królików może być trudna ze względu na ich nietypową anatomię. Uzyskanie drożności dróg oddechowych podczas znieczulenia ma kluczowe znaczenie dla uniknięcia niedrożności dróg oddechowych, zapobiegania błonie bębenkowej żołądka i umożliwienia wspomagania wentylacji. Ze względu na trudność intubacji zbadano alternatywne metody, takie jak użycie masek krtaniowych dróg oddechowych lub rurek krtaniowych. Metody te nie powodują jednak bezpośredniego dostępu do tchawicy, a tym samym mogą stwarzać ryzyko rozwoju powikłań. Ponadto brak bezpośredniej intubacji tchawicy może powodować narażenie personelu na odpadowe gazy anestezjologiczne. Opisano liczne metody intubacji dotchawiczej, w tym ślepe założenie, użycie laryngoskopu światłowodowego lub endoskopu oraz umieszczenie cricoid. Pomimo tych licznych publikacji, wielu wciąż ma trudności z osiągnięciem sukcesu. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy opis techniki intubacji, której można się nauczyć przy minimalnym treningu w krótkim czasie do osiągnięcia biegłości. Krótko mówiąc, po podaniu znieczulenia iniekcyjnego i prawidłowym ułożeniu królika, cewnik polipropylenowy jest wprowadzany do tchawicy poprzez bezpośrednią wizualizację za pomocą laryngoskopu. Cewnik jest następnie używany jako prowadnica do kierowania rurki dotchawiczej do tchawicy. Ta metoda pozwala na intubację bez konieczności stosowania drogiego sprzętu i może być wykonywana przez jedną osobę bez konieczności korzystania z pomocy asystenta. Podsumowując, technika ta może być łatwo nauczana i wykonywana przy bardzo niskich kosztach w dowolnym środowisku klinicznym lub badawczym.

Introduction

Króliki mają wąską, głęboką jamę ustną, która ogranicza widoczność krtani podczas intubacji dotchawiczej. Mają również bardzo duże, mięsiste zęby języka i policzka, które w połączeniu z wąską jamą ustną mogą powodować problemy podczas wprowadzania laryngoskopu i wizualizacji głośni w celu wprowadzenia rurki dotchawiczej1. Należy zachować szczególną ostrożność, aby nie spowodować urazu jamy ustnej i dróg oddechowych podczas próby intubacji. Tkanki krtani są bardzo kruche, a nadmierny uraz spowodowany wielokrotnymi próbami intubacji może spowodować znaczny stan zapalny, co utrudni intubację2.

Z tych powodów opisano różne alternatywne techniki, w szczególności urządzenia do udrażniania dróg oddechowych, w tym rurkę krtaniową3,4, maska krtaniowa (LMA)4,5,6 oraz specyficzne dla gatunku urządzenie do udrażniania dróg oddechowych7. Rurka krtaniowa składa się z rurki z dwoma balonami, które kierują przepływ powietrza do tchawicy: większy balon w środku rurki tworzy uszczelkę w górnej części gardła, a mniejszy balon na dystalnym końcu uszczelnia wlot przełyku3. LMA składa się z rurki z eliptyczną maską na dystalnym końcu, która jest napompowana, aby utworzyć hermetyczne uszczelnienie nad głośnią4,5,6. Urządzenie specyficzne dla gatunku jest pierwszym weterynaryjnym urządzeniem do nadgłośniowych dróg oddechowych, obecnie dostępnym dla kotów i królików, zaprojektowanym tak, aby pasowało do struktur anatomicznych każdego gatunku w celu stworzenia uszczelnienia ciśnieniowego w gardle7. Ponieważ jednak urządzenia te nie wchodzą bezpośrednio do tchawicy, mogą stwarzać ryzyko powikłań, takich jak błona bębenkowa żołądka. Brak odpowiedniego uszczelnienia w tchawicy budzi obawy co do przydatności tych urządzeń do wentylacji nadciśnieniowej w celu wspomagania oddychania, nagłych wypadków lub chirurgii klatki piersiowej3,8. Ponadto brak bezpośredniej intubacji tchawicy może spowodować narażenie personelu na odpadowe gazy anestezjologiczne5.

Opisano wiele metod bezpośredniej intubacji dotchawiczej9,10,11,12,13,14,15. Jedną z popularnych metod jest technika ślepa, która może zmniejszyć ryzyko urazu jamy ustnej i gardła, ponieważ założenie laryngoskopu nie jest konieczne16,17,18,19,20. Jako technika dla osób niewidomych, metoda ta wymaga monitorowania przepływu powietrza przez rurkę dotchawiczą i starannej manipulacji w celu umieszczenia. Chociaż metoda ta jest powszechnie stosowana w badaniach i klinicznej praktyce weterynaryjnej, z doświadczenia autorów wynika, że technika ta może być czasochłonna i nie zawsze skuteczna, a co za tym idzie, trudniejsza do nauczenia i może wymagać dodatkowego dawkowania środków znieczulających9,10. Ponadto, ponieważ monitorowanie oddychania służy do prawidłowego umieszczenia rurki, metoda ta byłaby trudniejsza i mniej niezawodna podczas zatrzymania oddechu. Inną popularną metodą jest użycie tradycyjnej techniki laryngoskopowej do intubacji, tak jak ma to miejsce w przypadku większych gatunków. Jednak tradycyjna technika laryngoskopowa u królików jest trudna, ponieważ widok strun głosowych jest zasłonięty, gdy rurka dotchawicza jest wprowadzana do ust. Dlatego stosowanie tej metody może skutkować wielokrotnymi próbami intubacji, zwiększonym dawkowaniem środka znieczulającego oraz uszkodzeniem jamy ustnej i dróg oddechowych10.

Istnieją również droższe i technicznie trudne opcje intubacji. Laryngoskop światłowodowy umożliwia łatwe wprowadzenie rurki dotchawiczej poprzez włożenie laryngoskopu do rurki i wizualizację wprowadzenia do tchawicy na ekranie. Podobnie endoskopy mogą być używane do wizualizacji obszaru krtani i kierowania umieszczeniem rurki. Jednak obie te metody wymagają użycia drogiego sprzętu, który może nie być łatwo dostępny w typowych warunkach klinicznych9,11,12. Intubacja przez jamę nosową jest alternatywną metodą, która została opisana, chociaż stwarza ryzyko wprowadzenia oportunistycznych patogenów z jamy nosowej do płuc, szczególnie u królików, które nie są wolne od specyficznych patogenów21. Wreszcie, opublikowano również bardziej inwazyjne metody intubacji, w tym wsteczne wprowadzenie cewnika prowadzącego przez igłę umieszczoną przezskórnie w tchawicy, a także użycie konikotydotomii igłowej, a następnie umieszczenie drutu prowadzącego, rozszerzacza naczynia i wprowadzacza osłonki13,14. Jako techniki inwazyjne, metody te mają potencjalne powikłania, takie jak ból pozabiegowy i infekcja. Opisana przez nas technika, wykorzystująca laryngoskop i cewnik prowadzący, może być nauczana przy minimalnym szkoleniu w krótkim czasie do biegłości, jest nieinwazyjna, może być wykonywana przez jedną osobę bez konieczności korzystania z pomocy asystenta i nie wymaga użycia specjalistycznego sprzętu.

Protocol

Procedura intubacji opisana poniżej została zatwierdzona przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Klinice Mayo.

1. Przygotowanie (Rysunek 1)

  1. Zaopatrz się w 5-francuski cewnik polipropylenowy i odetnij niezaokrąglony koniec tak, aby całkowita długość wynosiła 8-10 cali. Zaznacz odcięty koniec rurki, aby wyraźnie wskazać, który koniec nie powinien być wkładany do tchawicy (strzałka, Rysunek 1).
  2. Umieść ostrze laryngoskopu Millera w rozmiarze 0 lub 1 na laryngoskopie i sprawdź, czy światło działa.
  3. Pobrać 0,25 ml 2% lidokainy do strzykawki o pojemności 1 ml.
  4. Nałóż sterylny smar na koniec rurki dotchawiczej bez mankietu o odpowiedniej wielkości (zwykle 2.5-4.0 mm ID).
  5. Przygotuj materiały do zamocowania rurki dotchawiczej na miejscu po jej włożeniu (np. taśma pępowinowa).
  6. Zaopatrz się w urządzenie do wykrywania przepływu powietrza na końcu procedury, aby potwierdzić pomyślną intubację (#5, Rysunek 1). Jest to opcjonalne.

2. Znieczulenie

  1. Podawać znieczulenie iniekcyjne, takie jak 35 mg/kg ketaminy i 5 mg/kg ksylazyny domięśniowo za pomocą strzykawki 3 ml z igłą 25 G w mięsień czworogłowy tylnej nogi około 4-miesięcznego królika nowozelandzkiego o wadze 3,0-3,5 kg.
    UWAGA: Ten schemat znieczulenia jest powszechnie stosowaną kombinacją do wstrzykiwań u młodych, zdrowych, wolnych od specyficznych patogenów królików badawczych, ale w oparciu o stan kliniczny i/lub cele eksperymentalne, inny protokół może być bardziej odpowiedni.
  2. Po znieczuleniu królika nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na oczy, aby zachować tkankę rogówki.

3. Intubacja dotchawicza

  1. Zmierz rurkę dotchawiczą od siekaczy do wlotu klatki piersiowej, aby określić odpowiednią długość do wprowadzenia rurki dotchawiczej. Umieszczenie końca rurki na poziomie wlotu klatki piersiowej zapewnia, że otwór rurki znajduje się za krtanią, ale czaszkowo do rozwidlenia tchawicy.
  2. Ustaw królika sterowo na stole przygotowawczym z głową lekko wysuniętą ponad krawędź stołu (Rysunek 2). Królik powinien być ustawiony prostopadle z głową i kręgosłupem w prostej linii.
  3. Podnosząc głowę do góry, użyj gaziki, aby pociągnąć język królika na bok do prawych dolnych siekaczy królika (w diastemie), uważając, aby uniknąć urazu siekaczy.
  4. Chwyć laryngoskop i ostrze prawą ręką i umieść je w ustach za siekaczami, wchodząc od lewej strony królika.
  5. Podążaj czubkiem ostrza za podniebieniem w kierunku ogonowym, aż widoczne będzie podniebienie miękkie.
  6. Prawą ręką przechyl laryngoskop do przodu (zegnij nadgarstek, trzymając laryngoskop w dół), jednocześnie odchylając głowę królika do tyłu, a szyję do przodu, aby utrzymać otwarte drogi oddechowe i view krtań (Rysunek 3A). Jako obowiązkowe oddychanie przez nos, nagłośnia często znajduje się powyżej podniebienia miękkiego, a zastosowanie tej metody uciska podstawę języka, aby przemieścić nagłośnię i odsłonić głośnię. Aby zapobiec desaturacji tlenu, ważne jest, aby szyja była wyprostowana zgodnie z opisem, aby utrzymać otwarte drogi oddechowe podczas intubacji.
  7. Zwolnij język i przesuń ostrze laryngoskopu na lewą rękę, aby zwolnić prawą rękę do umieszczenia cewnika prowadzącego.
  8. Trzymając laryngoskop i utrzymując widok głośni (Rysunek 3B), przesuń zaokrągloną końcówkę cewnika prowadzącego przez otwór za krtanią (Rysunek 4). Cewnik w naturalny sposób zatrzyma się przy rozwidleniu tchawicy.
  9. Trzymając cewnik prowadzący, chwyć rurkę dotchawiczą i przeciągnij ją przez cewnik, uważając, aby nie wywierać siły na cewnik, zaczepiając go o łącznik rurki dotchawiczej. Przesuwaj rurkę, aż pojawi się opór ze strony strun głosowych (Rysunek 5).
  10. Wkroplić 0,25 ml 2% lidokainy do otworu rurki dotchawiczej. Lidokaina przemieszcza się w dół rurki dotchawiczej, aby miejscowo znieczulić struny głosowe, zapobiegając skurczowi krtani22 (Ryc. 6).
  11. Odczekaj około dwóch minut, aż znieczulenie miejscowe zacznie działać, a następnie delikatnie przekręć rurkę dotchawiczą, przesuwając ją przez struny głosowe (Ryc. 7). Gdy rurka przejdzie przez struny głosowe, wyjmij ostrze laryngoskopu i cewnik, uważając, aby nie przesunąć rurki.
  12. Sprawdź położenie rurki dotchawiczej, obserwując przepływ powietrza. Można to osiągnąć na wiele sposobów, w tym umieszczenie tkanki lub futra na końcu rurki w celu wykrycia przepływu powietrza, szukanie zaparowania rurki lub zaparowania szkła/lustra na końcu rurki i nasłuchiwanie przepływu powietrza. Urządzenia zaprojektowane do wykrywania przepływu powietrza23 lub oddychania mogą być również używane (Rysunek 8) w celu określenia, czy intubacja się powiodła (zobacz Tabelę materiałów, aby zapoznać się z opcjami). Zabezpiecz rurkę dotchawiczą za pomocą preferowanej metody, takiej jak taśma pępowinowa owinięta wokół rurki i głowy. Podłącz obwód znieczulenia i osłuchuj obie strony klatki piersiowej, jednocześnie wykonując oddechy, aby zapewnić wentylację po obu stronach płuc.

Representative Results

W instytucji autorów, technika ta jest zazwyczaj nauczana dla personelu laboratoryjnego i weterynaryjnego podczas sesji szkoleniowych na temat technik obchodzenia się z królikami i znieczulenia. Sesje szkoleniowe odbywają się z dedykowanymi zwierzętami treningowymi. Trener demonstruje technikę raz, a następnie ćwiczący wykonują technikę pod kierunkiem trenera. Praktykanci zazwyczaj osiągają sukces w ciągu 1-3 prób. Po udanej intubacji królika jeden raz, osoby są zobowiązane do wykonania intubacji po raz drugi i zazwyczaj są w stanie skutecznie zaintubować królika ponownie przy pierwszej dodatkowej próbie. Informacje zwrotne podczas tych sesji szkoleniowych, szczególnie od osób, które były wcześniej szkolone z wykorzystaniem alternatywnych technik, konsekwentnie zawierają komentarze na temat tego, jak łatwo jest nauczyć się tej techniki i skutecznie ją ukończyć.

Narzędzia do udrażniania dróg oddechowych do intubacji, w tym laryngoskop, strzykawka, prowadnica, rurka dotchawicza.
Rysunek 1. Materiały do intubacji dotchawiczej: 1) Laryngoskop z ostrzem laryngoskopowym Millera wielkości 0 lub 1, 2) taśma pępowinowa (lub inne materiały do mocowania rurki dotchawiczej), 3) 0,25 ml 2% lidokainy, 4) 5-francuski cewnik polipropylenowy przycięty na 8-10 cali z niezaokrąglonym końcem oznaczonym trwałym markerem, aby wyraźnie wskazać, którego końca nie należy wkładać do tchawicy (strzałka), 5) urządzenie do wykrywania przepływu powietrza, 6) sterylny smar do nałożenia na dystalny koniec rurki, 7) rurka dotchawicza bez mankietu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Preparat do znieczulenia królika z maską gazową; procedura weterynaryjna; Konfiguracja kliniczna i sprzęt.
Rysunek 2: Ułożenie mostka do intubacji dotchawiczej. Królik jest ustawiony rufowo z przednimi kończynami wyciągniętymi do końca stołu. Tylne kończyny są wysunięte do tyłu, a głowa królika jest wyrównana z kręgosłupem. Lewa ręka służy do podnoszenia głowy do wyprostu w ramach przygotowań do wprowadzenia laryngoskopu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Znieczulenie królika i proces intubacji; procedura weterynaryjna z konfiguracją narzędzi medycznych.
Rysunek 3: Założenie laryngoskopu. A) Laryngoskop wprowadza się do lewej diastemy za pomocą prawej ręki, podążając czubkiem ostrza za podniebieniem jamy ustnej, aż do uwidocznienia podniebienia miękkiego. Gdy podniebienie miękkie jest widoczne, laryngoskop jest przechylany do przodu, jednocześnie rozciągając głowę królika do tyłu i szyję do przodu, aby uwidocznić krtań. B) Wizualizacja krtani. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Badanie jamy ustnej królika, zabieg weterynaryjny, za pomocą wziernika dentystycznego, inspekcja z bliska.
Rysunek 4: Postęp cewnika prowadzącego. A) Po przeniesieniu ostrza laryngoskopu do lewej ręki, prawa ręka przesuwa zaokrągloną końcówkę cewnika prowadzącego przez otwór za krtanią. B) Cewnik prowadzący jest przepuszczany przez struny głosowe z bezpośrednią wizualizacją. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Procedura intubacji królika; konfiguracja weterynaryjna; indukcja znieczulenia; opieka nad zwierzętami laboratoryjnymi.
Rysunek 5: Postęp rurki dotchawiczej. Rurka dotchawicza jest nawleczona na cewnik prowadzący i jest przesuwana do momentu pojawienia się oporu ze strony strun głosowych. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Doustna procedura dawkowania dla zwierząt, królik, strzykawka, eksperyment laboratoryjny, weterynarz, zestaw do badań klinicznych.
Rysunek 6: wkraplanie lidokainy. Lidokaina (2%, 0,25 ml) jest wkraplana do otworu rurki dotchawiczej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Egzamin ustny królika; procedura weterynaryjna; kontrola stanu zdrowia zwierząt; warunki kliniczne.
Rysunek 7: Postęp rurki dotchawiczej. Dwie minuty po wkropleniu lidokainy rurka dotchawicza jest przesuwana poprzez delikatne przekręcenie jej, aby przeszła przez struny głosowe. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Procedura testowania na zwierzętach; analiza laboratoryjna; etyka badań naukowych; technika obchodzenia się z próbkami.
Rysunek 8: Weryfikacja przepływu powietrza przez rurkę dotchawiczą. Urządzenie do wykrywania przepływu powietrza może być używane do sprawdzania przepływu powietrza przez rurkę dotchawiczą, a lusterko dentystyczne może być również używane do wykrywania kondensacji z oddechów wskazujących na udaną intubację. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Discussion

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Disclosures

Intubacja dotchawicza u królików jest trudna ze względu na ich nietypową anatomię. Tutaj przedstawiamy technikę bezpośredniej intubacji tchawicy przy użyciu cewnika polipropylenowego jako przewodnika. Ta metoda wykorzystuje stosunkowo niedrogie materiały eksploatacyjne, wymaga minimalnego szkolenia i może być łatwo wykonana w dowolnym środowisku klinicznym.

Acknowledgements

Autorzy pragną podziękować tym pracownikom i personelowi badawczemu, którzy uczestniczyli w sesjach szkoleniowych dotyczących obchodzenia się z królikami i anestezjologii, za ich opinie podczas nauki tej techniki intubacji.

Materials

Covidien
Ketalar
Ketamina HCl Inj.
JHP PharmaceuticalsNDC 42023-113-1035 mg / kg IM w mięśniach osiowych lub mięśniach czworogłowych uda (preferowane)
Anased
Ksylazyna (100mg/ml)
Lloyd LabsNADA #139-2365mg/kg IM w mięśniach osiowych lub mięśniach czworogłowych uda (preferowane)
Uchwyt laryngoskopowy Welch AllynWelch Allyn60300Wymaga 2 baterii alkalicznych w rozmiarze
C Rozmiar 0 lub 1 Ostrze laryngoskopu MillerWelch Allyn68040
2,5 i ndash; 4,0 mm ID bez mankietu rurka dotchawiczaJorgensonJ0149VNadaje się dla królików o wadze 2,5-5 kg
Najczęściej używany
cewnik polipropylenowy 3,5 mm, 5 Fr x 22"Medtronic8890703310Przyciąć do 8-10 cali
Zaznacz odcięty koniec trwałym markerem, aby wskazać, którego końca nie wkładać
Lidokaina 2% HCL InjVetOneL-2000-04
4-warstwowe niesterylne, pakowane luzem gąbki Versalon (gaziki)Taśma KC9024A
, skośna, bielona i frakowana12; ” x 72 jardyEncompass Textiles48210-025Służy do zabezpieczania rurki dotchawiczej
HR Galaretka smarującaHR Pharmaceuticals201Do smarowania końcówki rurki dotchawiczej
Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22BoundTree Medical21410Do potwierdzenia udanej intubacji
Ambu Pediatryczny detektor Co2AMBU INC172713W celu potwierdzenia udanej intubacji

References

  1. Quesenberry, K. E., Carpenter, J. W. . Ferrets, rabbits, and rodents : clinical medicine and surgery. 3rd edn . , (2012).
  2. Dugdale, A. . Veterinary Anaesthesia: Principles to Practice. , (2010).
  3. Yamamoto, Y., Inoue, S., Abe, R., Kawaguchi, M., Furuya, H. Airway management with the laryngeal tube in rabbits. Lab animal. 36 (5), 33-35 (2007).
  4. Belena, J. M., et al. Laryngeal mask, laryngeal tube, and Frova introducer in simulated difficult airway. J Emerg Med. 48 (2), 254-259 (2015).
  5. Smith, J. C., et al. Endotracheal tubes versus laryngeal mask airways in rabbit inhalation anesthesia: ease of use and waste gas emissions. Contemp Top Lab Anim Sci. 43 (4), 22-25 (2004).
  6. Kazakos, G. M., et al. Use of the laryngeal mask airway in rabbits: placement and efficacy. Lab Anim (NY). 36 (4), 29-34 (2007).
  7. Crotaz, I. R. Initial feasibility investigation of the v-gel airway: an anatomically designed supraglottic airway device for use in companion animal veterinary anaesthesia. Vet Anaesth Analg. 37 (6), 579-580 (2010).
  8. Bateman, L., Ludders, J. W., Gleed, R. D., Erb, H. N. Comparison between facemask and laryngeal mask airway in rabbits during isoflurane anesthesia. Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 32 (5), 280-288 (2005).
  9. Johnson, D. H. Endoscopic intubation of exotic companion mammals. The veterinary clinics of North America. Exotic animal practice. 13 (2), 273-289 (2010).
  10. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A., Lumb, W. V. . Lumb & Jones' veterinary anesthesia and analgesia. 4th edn. , (2007).
  11. Worthley, S. G., et al. Rapid oral endotracheal intubation with a fibre-optic scope in rabbits: a simple and reliable technique. Laboratory Animals. 34 (2), 199-201 (2000).
  12. Miranda, A., Pego, J. M., Correia-Pinto, J. Animal facility videoendoscopic intubation station: tips and tricks from mice to rabbits. Laboratory animals. , (2016).
  13. Irazuzta, J., Hopkins, J., Gunnoe, P., Brittain, E. Simple method of multipurpose airway access through percutaneous tracheostomy in rabbits (Oryctolagus cuniculus). Lab Anim Sci. 47 (4), 411-413 (1997).
  14. Bertolet, R. D., Hughes, H. C. Endotracheal intubation: an easy way to establish a patent airway in rabbits. Lab Anim Sci. 30 (2), 227-230 (1980).
  15. Gilroy, B. A. Endotracheal intubation of rabbits and rodents. J Am Vet Med Assoc. 179 (11), 1295 (1981).
  16. Morgan, T. J., Glowaski, M. M. Teaching a new method of rabbit intubation. J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (3), 32-36 (2007).
  17. Inglis, S., Strunk, A. Rabbit anesthesia. Lab Anim (NY). 38 (3), 84-85 (2009).
  18. Falcao, S. C., Pereira Junior, J. R., Coelho, A. R. Technique of blind tracheal intubation in rabbits (Oryctolagus cuniculi) supported by previous maneuver of esophageal cannulization. Acta Cir Bras. 26 (5), 352-356 (2011).
  19. Su, H. P., et al. A miniature lighted stylet for fast oral endotracheal intubation in rabbits. Vet J. 195 (2), 254-256 (2013).
  20. Weinstein, C. H., Fujimoto, J. L., Wishner, R. E., Newton, P. O. Anesthesia of six-week-old New Zealand White rabbits for thoracotomy. Contemp Top Lab Anim Sci. 39 (3), 19-22 (2000).
  21. Stephens DeValle, J. M. Successful Management of Rabbit Anesthesia Through the Use of Nasotracheal Intubation. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 48, 166-170 (2009).
  22. . . A Guidance on the Use of Topical Anesthetics for Naso/Oropharyngeal and Laryngotracheal Procedures. , (2006).
  23. Cook, R. T., Stene, J. K., Marcolina, B. Use of a Beck Airway Airflow Monitor and controllable-tip endotracheal tube in two cases of nonlaryngoscopic oral intubation. Am J Emerg Med. 13 (2), 180-183 (1995).
  24. Fish, R. E., Brown, M. J., Danneman, P. J., Karas, A. Z. . Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. , (2008).
  25. Gografe, S. I., et al. Successful management of long-term general anesthesia in rabbits used as an animal model of human disease. Contemp Top Lab Anim Sci. 42 (2), 16-19 (2003).
  26. Nordin, U. The trachea and cuff-induced tracheal injury. An experimental study on causative factors and prevention. Acta Otolaryngol Suppl. 345, 1-71 (1977).
  27. Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).
  28. Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits. Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).
  29. Squire, R., Siddiqui, S. Q., DiNunizio, G., Brodsky, L. Quantitative study of the tracheotomy and endotracheal intubation on the rabbit tracheobronchial tree. Ann Otol Rhinol. , (1990).
  30. Kumar, R. A., Boyer, M. I., Bowen, C. V. A reliable method of anesthesia for extensive surgery in small rabbits. Lab Anim Sci. 43 (3), 265-266 (1993).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article
Request Permission

Play Video

Intubacja dotchawicza królików za pomocą polipropylenowego cewnika prowadzącego
JoVE logo
Contact Us Recommend to Library
Research
  • JoVE Journal
  • JoVE Encyclopedia of Experiments
  • JoVE Visualize
Business
  • JoVE Business
Education
  • JoVE Core
  • JoVE Science Education
  • JoVE Lab Manual
  • JoVE Quizzes
Solutions
  • Authors
  • Teaching Faculty
  • Librarians
  • K12 Schools
  • Biopharma
About JoVE
  • Overview
  • Leadership
Others
  • JoVE Newsletters
  • JoVE Help Center
  • Blogs
  • JoVE Newsroom
  • Site Maps
Contact Us Recommend to Library
JoVE logo

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. All rights reserved

Privacy Terms of Use Policies
WeChat QR code