Artykuł metodologiczny

Analiza obrazowania 18FDG PET/CT jako narzędzia do badania zakażenia i leczenia Mycobacterium tuberculosis u naczelnych innych niż ludzie

DOI:

10.3791/56375

⸱

5 września 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Microbiology and Molecular Genetics, University of Pittsburgh School of Medicine, 2Department of Pediatrics, Children's Hospital of Pittsburgh, University of Pittsburgh Medical Center

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół opisujący analizę 18obrazowań F-FDG PET/CT u naczelnych, które zostały zakażone M. tuberculosis, w celu zbadania procesu chorobowego, leczenia farmakologicznego i reaktywacji choroby.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mycobacterium tuberculosis pozostaje obecnie najważniejszym czynnikiem zakaźnym na świecie. Wraz z pojawieniem się szczepów opornych na antybiotyki potrzebne są nowe klinicznie istotne metody, które oceniają proces chorobowy i przeprowadzają badania przesiewowe pod kątem potencjalnych antybiotyków i szczepionek. Pozytonowa tomografia emisyjna/tomografia komputerowa (PET/CT) została uznana za cenne narzędzie do badania wielu schorzeń, takich jak rak, choroba Alzheimera i stany zapalne/infekcje. Przedstawiono tutaj szereg strategii, które zostały zastosowane do oceny obrazów PET/CT u makaków cynomolgus, które są zakażone śródoskrzelowo niskimi dawkami M. tuberculosis. Poprzez ocenę wielkości zmiany w tomografii komputerowej i wychwytu 18F-fluorodeoksyglukozy (FDG) w zmianach chorobowych i węzłach chłonnych na obrazach PET, opisane metody pokazują, że obrazowanie PET/CT może przewidywać przyszły rozwój choroby aktywnej i utajonej oraz skłonność do reaktywacji z utajonego stanu infekcji. Dodatkowo, analizując ogólny poziom zapalenia płuc, metody te określają skuteczność antybiotykową leków przeciwko M. tuberculosis w najbardziej istotnym klinicznie istniejącym modelu zwierzęcym. Te metody analizy obrazu są jednymi z najpotężniejszych narzędzi w arsenale przeciwko tej chorobie, ponieważ nie tylko mogą ocenić szereg cech infekcji i leczenia farmakologicznego, ale także można je bezpośrednio przełożyć na warunki kliniczne do wykorzystania w badaniach na ludziach.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mycobacterium tuberculosis nęka ludzi od tysiącleci i powoduje więcej śmiertelności niż jakikolwiek inny czynnik zakaźny na świecie. W 2015 roku na całym świecie zgłoszono 10,5 miliona nowych przypadków gruźlicy (TB) 1, z czego większość przypadków pochodziła z Indii, Indonezji, Chin, Nigerii, Pakistanu i Republiki Południowej Afryki. Szacuje się, że w tym samym okresie globalna liczba zgonów z powodu gruźlicy wyniosła 1,4 miliona osób. Wartość ta jest o prawie 25% niższa niż śmiertelność sprzed 100 lat. Chociaż gruźlica wrażliwa na leki jest uleczalna, schemat leczenia jest długotrwały, wymaga wielu leków, a przestrzeganie zaleceń jest problemem. Pojawienie się szczepów wielolekoopornych (MDR) odpowiadało za ~580 000 nowych przypadków gruźlicy w 2015 roku. Szacuje się, że wskaźnik powodzenia leczenia pacjentów ze szczepami MDR M. tuberculosis wynosi tylko około 50%. Jeszcze bardziej niepokojące jest pojawienie się wysoce opornych (XDR) szczepów M. tuberculosis, które są oporne na prawie każdy dostępny lek. W związku z tym potrzebne są nowe techniki w dziedzinie badań nad gruźlicą, które zwiększą zdolność diagnozowania gruźlicy, zwiększą immunologiczne zrozumienie procesu chorobowego i umożliwią badania przesiewowe nowych metod leczenia i strategii zapobiegawczych, w tym schematów antybiotykowych i badań skuteczności szczepionek.

M. tuberculosis to prątki tlenowo-kwaso-odporne, która fizycznie charakteryzuje się bardzo złożoną zewnętrzną ścianą komórkową i powolną kinetyką wzrostu. Zakażenie zwykle następuje poprzez wdychanie pojedynczych bakterii zawartych w kropelkach aerozolu, które są wydalane z objawowego, zakażonego osobnika podczas kaszlu, kichania lub śpiewania. Spośród osób narażonych, u których rozwija się zakażenie, tylko u 5 do 10% osób rozwija się aktywna kliniczna gruźlica. Pozostałe 90% ma różne spektrum bezobjawowych infekcji, które waha się od infekcji subklinicznej do braku choroby, z których wszystkie są klasyfikowane klinicznie jako utajone zakażenie gruźlicą (LTBI)2,3. Z populacji, która ma tę bezobjawową infekcję, około 10% rozwinie aktywną gruźlicę poprzez reaktywację zawartej infekcji w ciągu ich życia. Ryzyko reaktywacji dramatycznie wzrasta, jeśli osoba z bezobjawowym zakażeniem zarazi się wirusem HIV lub jest leczona lekiem immunosupresyjnym, takim jak inhibitory TNF4,5,6. Aktywna gruźlica występuje również jako spektrum, przy czym większość ludzi ma gruźlicę płuc, która atakuje płuca i piersiowe węzły chłonne. Jednak M. tuberculosis może zainfekować każdy narząd, tak że infekcja może również występować w miejscach pozapłucnych.

Patologicznym znakiem rozpoznawczym zakażenia M. tuberculosis jest zorganizowana kulista struktura komórek gospodarza, zwana ziarniniakiem. Makrofagi, limfocyty T i limfocyty B są głównymi składnikami ziarniniaka, ze zmienną liczbą neutrofili7. Środek ziarniniaka jest często martwiczy. W ten sposób ziarniniaki działają jako mikrośrodowisko odpornościowe, które zabija lub zatrzymuje pałeczki, zapobiegając rozprzestrzenianiu się na inne części płuc. Jednak M. tuberculosis może obalić zabijanie przez ziarniniaka i utrzymywać się w tych strukturach przez dziesięciolecia. Konsekwentne i regularne monitorowanie rozwoju aktywnej choroby gruźliczej po nowym zakażeniu lub reaktywacji LTBI jest niepraktyczne, naukowo trudne i czasochłonne. Techniki, które badają te procesy podłużnie, u ludzi i podobnych do ludzi modeli zwierzęcych, są niezwykle przydatne dla społeczności naukowej w pogłębianiu zrozumienia wielu złożoności infekcji i choroby M. tuberculosis.

PET/CT to niezwykle przydatna technika obrazowania, która została wykorzystana do badania szerokiego zakresu stanów chorobowych u ludzi i modeli zwierzęcych8. PET to technika funkcjonalna, która wykorzystuje związki promieniotwórcze emitujące pozytony jako reporter. Te radioizotopy są zwykle funkcjonalizowane do związku metabolicznego, takiego jak glukoza, lub do grupy docelowej, która jest zaprojektowana do wiązania się z receptorem zainteresowania. Ponieważ promieniowanie emitowane przez izotopy PET jest wystarczająco silne, aby przeniknąć do tkanki, można stosować bardzo niskie stężenia, co pozwala na badanie poniżej poziomów nasycenia w związkach ukierunkowanych na receptory i w wystarczająco niskim stężeniu, aby nie mieć wpływu na procesy metaboliczne przy stosowaniu środków takich jak 2-deoksy-2-(18F)Fluoro-D-glukoza (FDG). CT to trójwymiarowa technika obrazowania rentgenowskiego, która wykorzystuje różne poziomy tłumienia promieniowania rentgenowskiego do identyfikacji cech fizycznych narządów w ciele9. W połączeniu z PET, CT jest używany jako mapa do określania określonych lokalizacji i struktur, które wykazują wychwyt radioznacznika PET. PET/CT to potężne narzędzie do obrazowania in vivo zarówno ludzi, jak i modeli zwierzęcych zakażonych zakażeniem M. tuberculosis, które doprowadziło do wielu ważnych spostrzeżeń na temat patogenezy, odpowiedzi na leczenie farmakologiczne, spektrum chorób itp6,10,11,12. W pracy opisano specyficzne metody analityczne PET/CT do badania gruźlicy w modelach naczelnych innych niż ludzie podłużnie przy użyciu parametrów takich jak rozmiar ziarniniaka, wychwyt FDG w poszczególnych zmianach, awidność FDG w całych płucach i węzłach chłonnych oraz wykrywanie choroby pozapłucnej6,10,11,12.

Ten manuskrypt opisuje metodologie analizy obrazowania u naczelnych innych niż ludzie (NHP), w szczególności makaków cynomolgus, które są używane do długotrwałej oceny postępu choroby i leczenia farmakologicznego po zakażeniu M. tuberculosis. NHP są cennym modelem zwierzęcym, ponieważ po zaszczepieniu niską dawką szczepu Erdman M. tuberculosis zwierzęta wykazują różne wyniki choroby, przy czym ~50% rozwija aktywną gruźlicę, a pozostałe zwierzęta mają bezobjawową infekcję (tj. kontrolowanie infekcji, LTBI), zapewniając najbliższy model do klinicznego spektrum chorób obserwowanych u ludzi3,13, 14,15,16. Reaktywacja LTBI u makaków jest wywoływana przez te same czynniki, które powodują reaktywację u ludzi, czego przykładami są ludzki wirus niedoboru odporności (HIV, wykorzystujący małpi wirus niedoboru odporności (SIV) jako makakakowa wersja HIV), wyczerpanie CD4 lub neutralizacja czynnika martwicy nowotworów (TNF)13,16. Ponadto u makaków występuje patologia niezwykle podobna do tej obserwowanej u ludzi, w tym zorganizowane ziarniniaki, które tworzą się w płucach lub innych narządach17. W związku z tym model ten dostarczył ważnych informacji na temat podstawowych interakcji gospodarz-patogen w zakażeniu M. tuberculosis, a także cennej wiedzy na temat schematów leczenia i szczepionek przeciwko gruźlicy14,18,19,20,21.

Obrazowanie PET/CT daje możliwość śledzenia wyglądu, dystrybucji i progresji poszczególnych ziarniniaków. W tej pracy wykorzystano przede wszystkim FDG jako sondę, która jako analog glukozy integruje się z metabolicznie aktywnymi komórkami gospodarza, takimi jak makrofagi, neutrofile i limfocyty8, z których wszystkie znajdują się w ziarniniakach. Tak więc FDG jest wskaźnikiem stanu zapalnego gospodarza. Procedury analityczne opisane w niniejszym dokumencie wykorzystują OsiriX, powszechnie używaną przeglądarkę DICOM, którą można kupić i używać. Opisane metody analizy obrazu śledzą kształt, wielkość i aktywność metaboliczną (poprzez wychwyt FDG) poszczególnych ziarniniaków w czasie i wykorzystują obrazowanie jako mapę do identyfikacji konkretnych zmian chorobowych podczas sekcji zwłok zwierząt. Ponadto opracowano odrębną metodę, która określa ilościowo sumę wychwytu FDG w płucach powyżej określonego progu (SUV ≥ 2,3) i wykorzystuje tę wartość do oceny różnic między grupami kontrolnymi i eksperymentalnymi w różnych badaniach, od prób szczepionek po modele koinfekcji. Dane te potwierdzają, że ta ogólna miara wychwytu FDG w płucach jest skorelowana z obciążeniem bakteryjnym, dostarczając w ten sposób informacji o stanie choroby. Podobne analizy można przeprowadzić na wychwycie FDG w węzłach chłonnych klatki piersiowej w celu zbadania postępu choroby. Poniższy protokół opisuje proces doświadczalny od zakażenia zwierzęcia do analizy obrazu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie metody opisane w tej pracy zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu w Pittsburghu. Wszystkie procedury były zgodne z instytucjonalnymi wymogami bezpieczeństwa biologicznego i radiacyjnego. Tomografia komputerowa wymaga założenia ołowianego fartucha i osłony gardła. Strój na poziomie bezpieczeństwa biologicznego 3 (BSL3) i procedury pracy z naczelnymi muszą być przestrzegane zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. Całe skanowanie zostało wykonane w placówce BSL3.

1. Procedura zakażenia zwierzęcia

  1. Uspokoić zwierzę ketaminą (10 mg / kg, domięśniowo) lub telazolem (5 - 8 mg / kg, domięśniowo), jeśli zwierzę ma niepożądane reakcje na ketaminę.
  2. Za pomocą laryngoskopu uwidocznij nagłośnię i struny głosowe. Znieczulenie strun głosowych poprzez spryskiwanie sprayem cetacainy przez ~ 1 s (nie więcej niż 2 s).
  3. Za pomocą laryngoskopu wprowadzić bronchoskop (średnica zewnętrzna 2,5 mm) do tchawicy poprzez bezpośrednią wizualizację do prawego ogonowego płata płuca.
  4. Przygotować strzykawkę składającą się z około 5 - 20 (w zależności od badania) jednostek tworzących kolonię M. tuberculosis w 2 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej i podać roztwór przez kanał bronchoskopowy. Przygotuj oddzielną strzykawkę składającą się z 2 ml sterylnego soli fizjologicznej i podaj sól fizjologiczną przez kanał bronchoskopowy, a następnie 5 ml powietrza, aby zapewnić całkowite osadzenie bakterii22.
  5. Wycofaj bronchoskop i obserwuj małpę, aż w pełni się obudzi i będzie czujna.

2. Akwizycja obrazowa, histogram i procedura rekonstrukcji

  1. Przygotuj zwierzę do obrazowania.
    1. Uspokoić zwierzę ketaminą (10 mg/kg, domięśniowo) lub telazolem (5 - 8 mg/kg, domięśniowo), jeśli zwierzę ma niepożądane reakcje na ketaminę.
      UWAGA: Zwierzęta muszą być poszczone przez noc, aby zmniejszyć ryzyko wymiotów podczas procedury obrazowania i zachować spójność skanów FDG PET.
    2. Wprowadzić cewnik dożylny (IV) do żyły odpiszczelowej dowolnej nogi i zabezpieczyć taśmą tkaninową.
    3. Rozcieńczyć około 5 milikiurów FDG jałowym roztworem soli fizjologicznej do całkowitej objętości 5 ml w plastikowej strzykawce.
    4. Zanotować poziom radioaktywności przed wstrzyknięciem w strzykawce za pomocą kalibratora dawki, zanotować czas i umieścić strzykawkę w ołowianym uchwycie strzykawki.
    5. Powoli wstrzyknąć dawkę radioaktywną przez cewnik dożylny, a następnie dodać 5 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej. Zapisać czas wstrzyknięcia. Czas iniekcji powinien być skoordynowany tak, aby wynosił około 45 minut - 1 godzinę przed obrazowaniem PET.
    6. Zapisać poziom radioaktywności strzykawki po wstrzyknięciu za pomocą kalibratora dawki i zapisać czas. Strzykawkę należy wyrzucić do odpowiedniego pojemnika na odpady.
    7. Za pomocą laryngoskopu uwidocznij nagłośnię i struny głosowe oraz znieczulenie sprayem cetacaine.
    8. Wprowadź rurkę dotchawiczą (3,5 mm - 4,5 mm w zależności od wielkości małpy) do tchawicy i napompuj mankiet na włożonym końcu rurki.
    9. Za pomocą długiego, cienkiego paska sterylnej gazy zabezpiecz rurkę intubacyjną, owijając pasek wokół rurki, przekłuwając pasek każdym psem zwierzęcia, a następnie zawiąż węzeł z pozostałą ilością gazy wokół grzbietu pyska i na koniec wokół tyłu głowy.
    10. Zakryj oczy sztucznymi łzami, aby zapobiec wysuszeniu podczas obrazowania.
  2. Wykonaj tomografię komputerową i PET.
    1. Umieść zwierzę na łóżku do skanowania.
    2. Podłącz rurkę intubacyjną do respiratora z następującymi ustawieniami: Częstość oddechów = 15, Ciśnienie szczytowe = 15 - 17, Tlen% = 40, PEEP (dodatnie końcowe ciśnienie wydechowe) = 3, Objętość oddechowa = 60, Ti (Czas wdechowy) = 0,4, I:E (czas wdechowy do wydechowego) Stosunek = 1:3,4,Plateau T (przerwa wdechowa przed wydechem) = 0,5, Przepływ szczytowy = 9,0 (wartości te można dostosować w zależności od specyficznej dla zwierzęcia podatności płucnej lub potrzeb eksperymentalnych).
    3. Rozpocznij znieczulenie wziewne (2% izofluranu) przez respirator i kontynuuj do momentu, gdy zwierzę nie wykaże żadnej reakcji na bodźce fizyczne.
    4. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej z podpartą głową i nogami.
    5. Umieść zwierzę w polu widzenia tomografii komputerowej i przeprowadź skan podglądowy, aby upewnić się, że cały zakres objętości płuc zostanie uwzględniony w pełnym skanie.
    6. Wykonaj tomografię komputerową o następujących parametrach (skan spiralny, osiowe pole widzenia = 250 mm, napięcie = 140 kV, prąd = 2,0 mA, grubość warstwy = 1,25 mm, ostrość = bardzo ostro) podczas wstrzymywania oddechu przez respirator.
      UWAGA: Tomografia komputerowa ze środkiem kontrastowym jest opcjonalna. W przypadku wykonywania badania z użyciem kontrastu konieczne jest opóźnienie między wstrzyknięciem środka kontrastowego a uzyskaniem obrazu, ponieważ gromadzenie się środka kontrastowego w sercu zakłóca prawidłową rekonstrukcję obrazu przestrzeni płucnej w badaniu PET i tworzy artefakt w płucach w badaniu TK
    7. Należy pamiętać o obniżeniu stężenia izofluranu do 0,7 - 0,8% podczas procedury skanowania.
    8. Umieść zwierzę w polu widzenia PET.
      UWAGA: System stosowany do tej pracy to system inline z oddzielnym tomografem komputerowym i skanerem PET. Współrzędne pozycjonowania PET są obliczane ręcznie na podstawie współrzędnych CT.
    9. Rejestruj obrazy PET w 600 s dla każdej pozycji łóżka.
      UWAGA: System Focus 220 ma osiowe pole widzenia wynoszące 7,6 cm. Praca ta została wykonana przy użyciu czterech pozycji łóżka, które są ręcznie zszywane podczas obróbki końcowej.
    10. Wyłączyć izofluran, stopniowo odzwyczajać zwierzę od respiratora, usunąć powietrze z mankietu rurki respiratora i wyjąć rurkę, gdy zwierzę odzyska odruchy kaszlu i będzie normalnie oddychać. Usunąć cewnik dożylny i uciskać miejsce wstrzyknięcia, aż przepływ krwi ustanie.
  3. Wykonaj histogram obrazu PET i rekonstrukcję.
    1. Wykonaj histogram obrazu PET z następującymi parametrami: histogram 3D bez wygładzania, zakres: 3, różnica pierścieni: 47, globalna korekta średniego czasu martwego.
    2. Wykonaj rekonstrukcję obrazu PET z następującymi parametrami = algorytm OSEM3D (Ordered Subset Expectation Maximum-3 Dimension) z tłumieniem opartym na CT, filtrem projekcji rampy i korekcją rozproszenia, uzyskując obraz składający się z 284 warstw
      3. .
  4. Jednoczesna rejestracja obrazów PET i CT.
  5. Eksport współzarejestrowanych obrazów PET i CT DICOM do oprogramowania (np. OsiriX).

3. Identyfikacja i analiza poszczególnych zmian chorobowych

  1. Otwórz obrazy DICOM PET i CT z bazy danych OsiriX w orientacji osiowej (obraz CT zostanie połączony z obrazem PET i pojawi się osobne okno obrazu PET).
  2. Ustaw skanowanie (lub skanowania szeregowe) na orientację osiową.
  3. Kliknij (w dowolnym miejscu) na tomografii komputerowej i zmień "WL/WW" na górnym pasku menu na "CT – Pulmonary".
  4. Przewiń skan, aby określić, gdzie zaczynają się i kończą płaty płuc. (Zidentyfikuj szczeliny w płucach.)
    1. Przewiń cały skan, skupiając się na małych obszarach przestrzeni płucnej na raz.
    2. Zauważ, że normalne płuca wydają się ciemne, a cechy anatomiczne wydają się jaśniejsze (w zależności od gęstości). Drogi oddechowe wydają się czarne, podczas gdy naczynia krwionośne wydają się prawie białe.
    3. Śledź naczynia i drogi oddechowe, które wydają się poruszać podczas przewijania osiowych plasterków.
    4. Szczeliny można zidentyfikować w obszarach, w których nie ma naczyń krwionośnych ani dróg oddechowych. (Są to obszary w płucach, które wydają się tylko ciemne, bez innych struktur anatomicznych).
  5. Użyj połączonego PET/CT do identyfikacji zmian chorobowych.
    1. Przewiń cały skan, skupiając się na małych obszarach przestrzeni płucnej na raz.
      UWAGA: Skoncentruj się na jednym płacie płuc na raz, aby zidentyfikować i policzyć zmiany.
    2. Zidentyfikuj zmiany chorobowe FDG-avid w płucach. Będą one wyglądały jak gorące kule - bardzo różniące się od tła płuc. Małe, zimne zmiany będą znacznie mniej widoczne i trudniejsze do zidentyfikowania. Na skanowaniu pojawią się jako gęste struktury, które nie poruszają się podczas przewijania (tak jak robią to statki).
      UWAGA: Małe zmiany i naczynia wyglądają bardzo podobnie. Łatwym sposobem na odróżnienie tych dwóch elementów jest najechanie kursorem na daną strukturę i przewinięcie w górę iw dół o jeden lub dwa plasterki. Jeśli struktura pozostaje pod kursorem, oznacza to, że jest to uszkodzenie. Jeśli struktura odsuwa się od kursora podczas przewijania plasterka w górę lub w dół, najprawdopodobniej jest to naczynie lub droga oddechowa.
    3. W celu identyfikacji użyj narzędzia "Strzałka", aby wskazać każdą zmianę na skanie.
    4. W celu lokalizacji należy użyć narzędzia "Punkt" i kliknąć na zmianę tak, aby ROI (obszar zainteresowania) znajdował się bezpośrednio w środku ziarniniaka. Informacje zawarte w tym ROI będą zawierać współrzędne kartezjańskie (współrzędne XYZ), w których można znaleźć zmianę.
  6. Użyj narzędzi "Długość" i "Owalny", aby zmierzyć rozmiar (mm) i awidność FDG (SUV) każdej zmiany.
    1. Aby zmierzyć rozmiar zmiany, należy usunąć sygnał PET tak, aby widoczna była tylko tomografia komputerowa.
    2. Wybierz narzędzie "Długość".
    3. Przewiń, aż zostanie zidentyfikowany wycinek zawierający największą część zmiany (wycinek, w którym zmiana wydaje się być największa).
    4. Narysuj linię w poprzek najdłuższej długości zmiany. Informacje zawarte w tym ROI będą reprezentować długość (w mm) średnicy zmiany.
    5. Aby zmierzyć awidność FDG zmiany, najpierw kliknij skan PET i włącz PET. Przejdź do menu Osirix "WL/WW & CLUT" u góry ekranu i wybierz "Ustaw WL/WW ręcznie" z menu rozwijanego WL/WW. W oknie dialogowym wpisz 0 w polu "Od" i 20 w polu "Do", aby ograniczyć okno od 0 do 20 SUV.
    6. Wybierz narzędzie "Owal" z menu rozwijanego narzędzia "Funkcja przycisku myszy".
    7. Przewiń zmianę, aby ocenić najgorętszą część zmiany. Narysuj owal wokół zmiany. Informacje o zwrocie z inwestycji w narzędzie "Owalny" zawierają statystyki opisowe dla wszystkich SUV-ów w wokselach w regionie. Zapisz maksymalną liczbę SUV-ów w regionie.
    8. Ponieważ każdy "owalny" zwrot z inwestycji reprezentuje tylko wartości SUV dla tej konkretnej płaszczyzny osiowej zmiany, a typowe zmiany mają kształt kulisty, narysuj owale na kilku plasterkach, aby upewnić się, że uchwycony zostanie rzeczywisty maksymalny SUV zmiany.
      UWAGA: Jeśli skany PET/CT są rekonstruowane ręcznie, obrazy PET i CT mogą nie być idealnie dopasowane. W takim przypadku wszystkie analizy SUV-a i zwrot z inwestycji powinny być przeprowadzane na skanowaniu PET, a nie na skanowaniu PET/CT ze stopionkiem. Ponieważ wiele zmian jest mniejszych niż rozdzielczość kryształów detektora PET, wszystkie zmierzone SUV dla poszczególnych zmian są wprowadzane do arkusza kalkulacyjnego kalkulatora współczynnika odzyskiwania, który wykonuje częściową korektę objętości dla każdej lesion23.

4. Procedura pomiaru całkowitej awidności FDG płuc w celu określenia całkowitego stanu zapalnego płuc

  1. Otwórz obrazy DICOM PET i CT z bazy danych OsiriX w orientacji osiowej (obraz CT zostanie połączony z obrazem PET i pojawi się osobne okno obrazu PET).
  2. Wykonaj segmentację objętości płuc na obrazie CT.
    1. Kliknij w dowolnym miejscu tomografii komputerowej, aby upewnić się, że jest to aktywne okno.
    2. Przejdź do menu rozwijanego ROI i wybierz "Segmentacja regionu uprawy (2D/3D)...".
    3. Aby uchwycić gęstość normalnych płuc, ustaw dolny próg na -1024, a górny próg na -200. Wskazują one na jednostki Hounsfielda, chociaż pole segmentacji nie nazywa ich w ten sposób.
    4. Po ustawieniu dolnego i górnego progu kliknij w dowolnym miejscu wewnątrz płuca. Całe płuco powinno być podświetlone na zielono.
    5. Następnie kliknij "Oblicz" w oknie dialogowym Parametry segmentacji. Spowoduje to rozszerzenie obszaru wzrostu z jednego plasterka na całą objętość płuc.
  3. Przenieś "obszar wzrostu" płuc z tomografii komputerowej do skanu PET.
    1. Kliknij małą ikonę po lewej stronie nazwy tomografii komputerowej i przeciągnij ikonę do skanu PET.
    2. Wybierz opcję "Kopiuj ROI". Na skanie PET powinna być teraz nałożona warstwa płuc.
  4. Usuń ROI z tomografii komputerowej (opcjonalnie).
    UWAGA: Pomocne jest zobaczenie całego płuca bez ROI na tomografii komputerowej, aby upewnić się, że cała patologia w płucach została uchwycona. Aby to zrobić, usuń ROI. Upewnij się, że okno CT jest aktywne (kliknij skan CT), wybierz menu rozwijane ROI i wybierz "Usuń wszystkie ROI w tej serii".
  5. Wypełnij obszary płuc o dużej gęstości, które pojawiają się jako luki na skanie PET.
    UWAGA: W wielu przypadkach na skanowaniu PET występują w ROI, w których tkanka płucna była gęstsza niż -200 HU na tomografii komputerowej (ten krok można pominąć, jeśli nie występuje).
    1. Podświetl menu rozwijane ROI i wybierz "Brush ROIs" → "Zamykanie". Gdy pojawi się okno dialogowe, przesuń strzałkę do 3, tak aby w górnej części okna dialogowego widniał napis "Promień elementu konstrukcyjnego: 3" i zaznacz "Zastosuj do wszystkich ROI o tej samej nazwie"
      UWAGA: W przypadku dużych fragmentów choroby (takich jak konsolidacje, które są gęstsze niż otaczająca tkanka płucna), często zamknięcie szczoteczki ROI nie wystarczy, aby wypełnić całe płuco. W takim przypadku luki należy wypełnić ręcznie.
    2. Przejdź do obszaru "Funkcja przycisku myszy" w górnym menu i kliknij małą strzałkę po prawej stronie.
    3. Wybierz narzędzie "Pędzel".
    4. Po wybraniu tego narzędzia ręcznie narysuj ROI, aby wypełnić otwory.
  6. Wyizoluj ROI płuc na skanie PET.
    1. Teraz, gdy na skanie PET znajduje się reprezentacja całego płuca, usuń wszystkie piksele poza płucem.
    2. Podświetl menu rozwijane ROI i wybierz "Ustaw wartości pikseli na...".
    3. Zaznacz pole wyboru Outside ROI (Zewnętrzny obszar ROI) i ustaw wartość 0 dla wszystkich pikseli poza obszarem ROI.
  7. Wyizoluj "gorącą" patologię.
    1. Użyj dowolnego progu, który ma być używany jako "gorący". SUV-y większe niż 2,3 są uważane za "gorące" na podstawie wartości literatury dotyczącej zmian chorobowych gruźlicy24.
    2. Wybierz menu rozwijane ROI i wybierz opcję "Ustaw wartości pikseli na...".
    3. Kliknij pole wyboru Inside ROI. Upewnij się, że kliknąłeś pole "i", aby wszystkie wartości z zakresu od 0 do 2,3 były ustawione na 0.
  8. Upewnij się, że w ROI uwzględniona jest tylko patologia choroby.
    1. Należy pamiętać, że istnieją obszary (takie jak wątroba), które są cieplejsze niż 2,3. Upewnij się, że przechwytywane są tylko żądane obszary, usuwając zwrot z inwestycji i tworząc inny region uprawy. Inne powszechne tkanki, które przeszkadzają w tym czasie, to serce, śródpiersie, węzły chłonne, kręgi i żebra.
    2. Podświetl menu rozwijane ROI i wybierz "Usuń wszystkie ROI w tej serii". Następnie przejdź do ROI i wybierz "Segmentacja regionu wzrostu (2D/3D)...".
    3. Zmień próg na Dolny próg na 2,3, a górny próg na 100.
    4. Przewiń całe okno PET, klikając patologię choroby i klikając "Oblicz". Powtórz dla każdego obszaru gorącej choroby. Pamiętaj, aby zapisać cały zwrot z inwestycji w płuca, korzystając z opcji "Zapisz ROI" w menu ROI.
  9. Eksportuj nieprzetworzone wartości do arkusza kalkulacyjnego.
    1. Przejdź do Przeglądarki 2D na pasku menu rozwijanego i wybierz "Przywróć serię".
    2. Następnie przejdź do paska menu rozwijanego Wtyczki.
    3. Wybierz "Narzędzia ROI" → "Eksportuj ROI". Nazwij i zapisz wyeksportowany plik danych pierwotnych. Pamiętaj, aby wybrać "CSV" u dołu tego okna dialogowego.
  10. Oblicz całkowitą awidność FDG na podstawie surowych danych. Każdy wiersz w tym arkuszu kalkulacyjnym reprezentuje pojedynczy wycinek ze skanu. Kolumna zainteresowania to "RoiTotal".
    1. Aby obliczyć "Całkowitą awidność FDG", dodaj do siebie wszystkie "RoiTotal" plasterków. Oblicz sumę kolumny F (RoiTotal). Ta suma jest miarą całkowitej awidności FDG.
    2. Jeśli OsiriX nie ma wtyczki Export ROI, przejdź do Wtyczki w menu rozwijanym. Wybierz "Menedżer wtyczek..." Kliknij zakładkę "Pobierz..." w górnej części okna dialogowego. Wybierz "Eksport ROI" z menu rozwijanego "Dostępne wtyczki". Wybierz "Pobierz i zainstaluj".

5. Procedura analityczna do określania wychwytu FDG w "gorących" węzłach chłonnych

  1. Otwórz obrazy PET i CT DICOM z bazy danych OsiriX w orientacji osiowej (obraz CT zostanie połączony z obrazem PET i pojawi się osobne okno obrazu PET).
  2. Upewnij się, że podczas wykonywania ręcznej analizy ROI na obrazach PET okno intensywności obrazu jest spójne.
    1. Kliknij okno obrazu PET, aby upewnić się, że jest to aktywne okno.
    2. W menu OsiriX kliknij menu rozwijane "WL/WW", a następnie kliknij "ustaw WL/WW ręcznie".
    3. Gdy w aktywnym oknie PET pojawi się lista rozwijana, wypełnij żądaną minimalną wartość intensywności w polu "Od" i żądaną maksymalną wartość intensywności w polu "Do" (np. aby wyświetlić obraz PET w oknie od 0 do 20 SUV, wpisz 0 w polu "od" i 20 w polu "do").
    4. Alternatywnie, jeśli chcesz, aby zawsze ładować obrazy o tych samych wartościach intensywności, w górnym menu zaznacz Osirix - > PET - > następnie w sekcji "Poziom i szerokość okna" kliknij bąbelek Użyj stałych poziomów i wstaw żądane wartości w polach "Od" i "Do".
  3. Po określeniu pożądanego węzła chłonnego ręcznie narysuj ROI wokół krawędzi węzła chłonnego.
    1. Podświetl obraz fuzji PET/CT, aby upewnić się, że jest to aktywne okno.
    2. Ponieważ do tej analizy przydatne jest użycie wielokolorowej tabeli przeglądowej, aby zmienić to ustawienie: kliknij na pole rozwijane "CLUT" na głównym pasku narzędzi OsiriX i wybierz żądane ustawienie tabeli przeglądowej (preferowane UCLA).
    3. Aby narysować ręczny ROI wokół węzła chłonnego, kliknij menu rozwijane po prawej stronie "Funkcja przycisku myszy" na głównym pasku narzędzi i wybierz "Zamknięty wielokąt". Kliknij krawędź węzła chłonnego w oparciu o tabelę przeglądową okien PET, aby ustalić pierwszy punkt zwrotu z inwestycji.
    4. Kliknij inny punkt zewnętrznej krawędzi węzła chłonnego i kontynuuj śledzenie, aż węzeł chłonny zostanie prawie zamknięty.
    5. Aby ustalić końcowy punkt ROI, kliknij dwukrotnie, aby zamknąć ROI.
    6. Powtórz ten proces na wielu plasterkach, aby zapewnić określenie maksymalnego SUV w węźle chłonnym.
    7. Zapisz żądane dane SUV-a w osobnym arkuszu kalkulacyjnym.

6. Oznaczanie wychwytu tła mięśniowego FDG w celu normalizacji wartości

UWAGA: Aby zachować spójność w wielu punktach czasowych obrazowania w odniesieniu do absorpcji FDG i zmienności aktywności metabolicznej u zwierzęcia w różnych momentach, wszystkie analizy PET powinny być znormalizowane do mięśni i przedstawione jako takie. Wszystkie ilościowe dane PET przedstawione w tej pracy są reprezentowane jako SUVCMR (Standard Uptake Value Cylinder Muscle Ratio).

  1. Otwórz obrazy PET i CT DICOM z bazy danych OsiriX w orientacji osiowej (obraz CT zostanie połączony z obrazem PET i pojawi się osobne okno obrazu PET).
  2. Kliknij na Współzarejestrowany obraz PET i CT, aby upewnić się, że jest to aktywne okno.
  3. Przewiń obraz, aż zostanie osiągnięty wycinek zawierający punkt styku głównych oskrzeli (carina).
  4. Narysuj ROI na mięśniach pleców, aby uzyskać podstawowe wartości SUV-ów.
    1. Wybierz narzędzie rozwijane ROI po prawej stronie "Opcji przycisku myszy" w menu głównym OsiriX.
    2. Podświetl "Owal" jako narzędzie ROI.
    3. Narysuj ROI o mniej więcej tej samej wielkości na mięśniach znajdujących się z tyłu i z boku kręgosłupa.
    4. Kliknij ikonę po lewej stronie skanu PET/CT Współzarejestrowanego i przeciągnij ikonę do okna PET.
    5. Wybierz opcję "Kopiuj ROI". Zwroty akcji powinny być teraz widoczne w oknie skanowania PET.
    6. W menu głównym zaznacz pole wyboru "Tryb" i upewnij się, że w menu rozwijanym bezpośrednio po prawej stronie wybrano opcję "MIP – Max Intensity Projection".
    7. Upewnij się, że skala przesuwna "Gruba płyta" jest ustawiona na 10. Oznacza to, że 10 wycinków jest połączonych na obrazie PET jako projekcja o maksymalnej intensywności, tworząc interesującą objętość "cylindra" (początek stosunku mięśni cylindra).
  5. Zapisz średnie wartości SUV-ów dla dwóch ROI w arkuszu kalkulacyjnym.
  6. Uśrednij te dwie wartości, aby uzyskać wartość wychwytu mięśniowego FDG w tle. Jest to wartość używana do uzyskania dowolnych wartości proporcji między wychwytem w miejscu docelowym a podstawowym wychwytem metabolicznym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Identyfikacja i analiza poszczególnych zmian chorobowych

Poszczególne ziarniniaki mogą być jakościowo wizualizowane pod kątem liczby, rozmiaru i absorpcji FDG, aby zrozumieć ogólny zakres procesu infekcji (Rysunek 1). Korzystając z tych obrazów, liczenie ziarniniaków w czasie jest ilościową miarą rozprzestrzeniania się choroby. Rysunek 2 przedstawia indywidualn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dane uzyskane z PET/CT mogą być wykorzystane jako pomiary zastępcze dla wielu aspektów zakażenia M. tuberculosis, które byłyby nieobserwowalne bez takiej technologii. PET/CT jest znacznie bardziej czuła niż technologia rentgenowska, która jest często stosowana w badaniach makaków. PET/CT dostarcza informacji strukturalnych, przestrzennych i funkcjonalnych. Opisane powyżej analizy mają wiele praktycznych zastosowań, takich jak monitorowanie progresji choroby, ocena skuteczności leczenia farmakologicznego oraz dos...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować Markowi Rodgersowi za nakreślenie procedur infekcji oraz L. Eoinowi Carneyowi i Brianowi Lorestiemu za wskazówki w tworzeniu tych procedur obrazowania. Fundusze na tę pracę zostały zapewnione przez Fundację Billa i Melindy Gatesów (J.L.F., P.L.L.), National Institutes of Health, National Institutes of Allergy and Infectious Diseases R01 AI111871 (P.L.L.), National Heart Lung and Blood Institute R01 HL106804 (J.L.F.), R01 HL110811.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
KetaminaHenry Schein23061Henry Schein
TelazolZoetis4866Henry Schein
CetacainePatterson Vet Generics07-892-6862Patterson
Sterylny roztwór soli fizjologicznejHospira07-800-9721
Agar Patterson 7H11BD283810
Cewnikdożylny BD BiosciencesSurflash07-806-7659Patterson
18F-FDGZevacorN/A
Rurka dotchawiczaJorgensen Labs Inc07-887-0284Patterson
Sztuczne łzyPatterson Vet Generics07-888-1663Patterson
IsofluraneZoetis07-806-3204Patterson
Neurologica Ceretom CTSamsung NeurologicaN/A
Siemens Focus 220 microPETSiemens Molecular Imaging SystemsN/A
Oprogramowanie badawcze InveonSiemens Molecular Imaging SystemsN/A
OsiriXPixmeoN/A

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. World Health Organization. Global Tuberculosis Report 2016. , Available from: http://www.who.int/tb/publications/global_report/en/ (2017).
  2. Barry, C. E. 3rd, et al. The spectrum of latent tuberculosis: rethinking the biology and intervention strategies. Nat Rev Microbiol. 7 (12), 845-855 (2009).
  3. Lin, P. L., Flynn, J. L. Understanding latent tuberculosis: a moving target. J Immunol. 185 (1), 15-22 (2010).
  4. Pawlowski, A., Jansson, M., Skold, M., Rottenberg, M. E., Kallenius, G. Tuberculosis and HIV co-infection. PLoS Pathog. 8 (2), e1002464(2012).
  5. Keane, J. TNF-blocking agents and tuberculosis: new drugs illuminate an old topic. Rheumatology (Oxford). 44 (6), 714-720 (2005).
  6. Lin, P. L., et al. PET CT Identifies Reactivation Risk in Cynomolgus Macaques with Latent M. tuberculosis. PLoS Pathog. 12 (7), e1005739(2016).
  7. Flynn, J. L., Klein, E. A color atlas of comparative pulmonary tuberculosis histopathology. Dick, T., Leong, V. D. J. , CRC. 83-106 (2011).
  8. Signore, A., Mather, S. J., Piaggio, G., Malviya, G., Dierckx, R. A. Molecular imaging of inflammation/infection: nuclear medicine and optical imaging agents and methods. Chem Rev. 110 (5), 3112-3145 (2010).
  9. James, M. L., Gambhir, S. S. A molecular imaging primer: modalities, imaging agents, and applications. Physiol Rev. 92 (2), 897-965 (2012).
  10. Coleman, M. T., et al. PET/CT imaging reveals a therapeutic response to oxazolidinones in macaques and humans with tuberculosis. Sci Transl Med. 6 (265), (2014).
  11. Coleman, M. T., et al. Early Changes by (18)Fluorodeoxyglucose positron emission tomography coregistered with computed tomography predict outcome after Mycobacterium tuberculosis infection in cynomolgus macaques. Infect Immun. 82 (6), 2400-2404 (2014).
  12. Lin, P. L., et al. Radiologic Responses in Cynomolgus Macaques for Assessing Tuberculosis Chemotherapy Regimens. Antimicrob Agents Chemother. 57 (9), 4237-4244 (2013).
  13. Diedrich, C. R., et al. Reactivation of latent tuberculosis in cynomolgus macaques infected with SIV is associated with early peripheral T cell depletion and not virus load. PLoS One. 5 (3), e9611(2010).
  14. Lin, P. L., et al. The multistage vaccine H56 boosts the effects of BCG to protect cynomolgus macaques against active tuberculosis and reactivation of latent Mycobacterium tuberculosis infection. J Clin Invest. 122 (1), 303-314 (2012).
  15. Lin, P. L., et al. CD4 T cell depletion exacerbates acute Mycobacterium tuberculosis while reactivation of latent infection is dependent on severity of tissue depletion in cynomolgus macaques. AIDS Res Hum Retroviruses. 28 (12), 1693-1702 (2012).
  16. Mattila, J. T., Diedrich, C. R., Lin, P. L., Phuah, J., Flynn, J. L. Simian immunodeficiency virus-induced changes in T cell cytokine responses in cynomolgus macaques with latent Mycobacterium tuberculosis infection are associated with timing of reactivation. J Immunol. 186 (6), 3527-3537 (2011).
  17. Scanga, C. A., Flynn, J. A. Tuberculosis. Kaufmann, S. H. E., Rubin, E. J., Zumla, A. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. 243-258 (2015).
  18. Kita, Y., et al. Development of therapeutic and prophylactic vaccine against Tuberculosis using monkey and transgenic mice models. Hum Vaccin. , Suppl 7. 108-114 (2011).
  19. Langermans, J. A., et al. Divergent effect of bacillus Calmette-Guerin (BCG) vaccination on Mycobacterium tuberculosis infection in highly related macaque species: implications for primate models in tuberculosis vaccine research. Proc Natl Acad Sci U S A. 98 (20), 11497-11502 (2001).
  20. Okada, M., et al. Novel prophylactic and therapeutic vaccine against tuberculosis. Vaccine. 27 (25-26), 3267-3270 (2009).
  21. Reed, S. G., et al. Defined tuberculosis vaccine, Mtb72F/AS02A, evidence of protection in cynomolgus monkeys. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (7), 2301-2306 (2009).
  22. Capuano, S. V. 3rd, et al. Experimental Mycobacterium tuberculosis infection of cynomolgus macaques closely resembles the various manifestations of human M. tuberculosis infection. Infect Immun. 71 (10), 5831-5844 (2003).
  23. Srinivas, S. M., et al. A recovery coefficient method for partial volume correction of PET images. Ann Nucl Med. 23 (4), 341-348 (2009).
  24. Kumar, R., et al. Role of modern imaging techniques for diagnosis of infection in the era of 18F-fluorodeoxyglucose positron emission tomography. Clin Microbiol Rev. 21 (1), 209-224 (2008).
  25. Martin, C. J., et al. Digitally Barcoding Mycobacterium tuberculosis Reveals In Vivo Infection Dynamics in the Macaque Model of Tuberculosis. MBio. 8 (3), (2017).
  26. Lin, P. L., et al. Metronidazole prevents reactivation of latent Mycobacterium tuberculosis infection in macaques. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (35), 14188-14193 (2012).
  27. Lin, P. L., et al. Tumor necrosis factor neutralization results in disseminated disease in acute and latent Mycobacterium tuberculosis infection with normal granuloma structure in a cynomolgus macaque model. Arthritis Rheum. 62 (2), 340-350 (2010).
  28. Phuah, J., et al. Effects of B Cell Depletion on Early Mycobacterium tuberculosis Infection in Cynomolgus Macaques. Infect Immun. 84 (5), 1301-1311 (2016).
  29. Martinez, V., Castilla-Lievre, M. A., Guillet-Caruba, C., Grenier, G., Fior, R., Desarnaud, S., Doucet-Populaire, F., Boue, F. (18)F-FDG PET/CT in tuberculosis: an early non-invasive marker of therapeutic response. Int J Tuberc Lung Dis. 16 (9), 1180-1185 (2012).
  30. Malherbe, S. T., et al. Persisting positron emission tomography lesion activity and Mycobacterium tuberculosis mRNA after tuberculosis cure. Nat Med. 22 (10), 1094-1100 (2016).
  31. Chen, R. Y., et al. PET/CT imaging correlates with treatment outcome in patients with multidrug-resistant tuberculosis. Sci Transl Med. 6 (265), (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Pomiar zmianwychwyt FDGzapalenie p ucanaliza ziarniak wocena w z w ch onnychsegmentacja obrazuskuteczno leczenia

Powiązane artykuły