Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Regulacja genów i terapia celowana w raku żołądka z przerzutami otrzewnej: wyniki radiologiczne z tomografii komputerowej o podwójnej energii i PET/CT

9.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56526

⸱

22 stycznia 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Radiology, Ruijin Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 2Department of Nuclear Medicine, Ruijin Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 3GE Healthcare China, 4Department of Surgery, Cedars-Sinai Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje wartość metod obrazowania TK o podwójnej energii i PET/CT w obrazowaniu guza i ocenie skuteczności. W artykule przedstawiono metody badawcze i wyniki uzyskane za pomocą dwuenergetycznej tomografii komputerowej i PET/CT w celu oceny regulacji genów i celowanego leczenia przerzutów raka żołądka do otrzewnej.

Streszczenie

Rak żołądka pozostaje na czwartym miejscu pod względem zachorowalności na raka na świecie z pięcioletnim przeżyciem wynoszącym zaledwie 20%-30%. Przerzuty do otrzewnej są najczęstszym rodzajem przerzutów, które towarzyszą nieoperacyjnemu rakowi żołądka i są ostatecznym wyznacznikiem rokowania. Zapobieganie i kontrolowanie rozwoju przerzutów do otrzewnej może odegrać rolę w przedłużeniu przeżycia pacjentów z rakiem żołądka. Nieinwazyjna i skuteczna technika obrazowania pomoże nam zidentyfikować proces inwazji i przerzutów do otrzewnej oraz monitorować zmiany w guzkach nowotworowych w odpowiedzi na leczenie. Umożliwi to uzyskanie dokładnego opisu procesu rozwoju i mechanizmów molekularnych raka żołądka. Niedawno opisaliśmy eksperyment z wykorzystaniem platform CT o podwójnej energii (DECT) i pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej (PET/CT) do wykrywania i monitorowania przerzutów guza żołądka w nagich modelach myszy. Wykazaliśmy, że cotygodniowe ciągłe monitorowanie za pomocą DECT i PET/CT może zidentyfikować dynamiczne zmiany w przerzutach otrzewnej. Nadekspresja sFRP1 w modelach raka żołądka u myszy wykazała dodatnią wydajność radiologiczną, wyższy wychwyt FDG i rosnące wzmocnienie, a SUVmax (standaryzowana wartość wychwytu) guzków wykazała oczywisty trend zmian w odpowiedzi na celowaną terapię inhibitora TGF-a1. W tym artykule opisaliśmy szczegółowe nieinwazyjne procedury obrazowania w celu przeprowadzenia bardziej złożonych badań nad przerzutami raka żołądka do otrzewnej z wykorzystaniem modeli zwierzęcych i przedstawiliśmy reprezentatywne wyniki obrazowania. Zastosowanie nieinwazyjnych technik obrazowania powinno umożliwić nam lepsze zrozumienie mechanizmów nowotworzenia, monitorowanie wzrostu guza i ocenę efektów interwencji terapeutycznych w przypadku raka żołądka.

Wprowadzenie

Rak żołądka (GC) pozostaje czwartym najczęściej występującym nowotworem złośliwym i drugą najczęstszą przyczyną zgonów z powodu nowotworów na świecie1. Chociaż dokładność diagnozowania i leczenia raka żołądka uległa znacznej poprawie, przerzuty do otrzewnej są najbardziej kluczowym punktem rokowania lub nawrotu raka żołądka i są ostatecznym wyznacznikiem zgonu pooperacyjnego2. Ogólnie przyjmuje się, że rozsiew otrzewnowy jest zagrażającym życiu sposobem przerzutów, w którym choroba staje się niekontrolowana, a rokowanie pacjenta jest złe po ustaleniu rozsiewu otrzewnowego. Dlatego wykrycie i ocena efektu terapeutycznego raka żołądka z przerzutami otrzewnej ma kluczowe znaczenie dla praktyki klinicznej.

Rosnąca częstość występowania i śmiertelność raka żołądka skłoniła badaczy do zidentyfikowania jego mechanizmów molekularnych. Wysoka ekspresja genów, takich jak wydzielane białko 1 związane z kędzierzawym włoszeniem (sFRP1), może prowadzić do aktywacji szlaku sygnałowego we wczesnych stadiach raka żołądka, promując proces wzrostu, proliferacji, różnicowania i apoptozy guza3,4,5,6,7. Komórki z nadekspresją sFRP1 wykazały wzrost ekspresji TGFβ, jego dalszych celów i EMT8. Wcześniejsze badania wykazały, że poziom TGF-β1 jest skorelowany z przerzutami do otrzewnej i stadiami TNM raka żołądka. Opisaliśmy zmiany w proliferacji komórek rakowych regulowanych przez nadekspresję sFRP1 i hamowanie TGF-a1 oraz ustaliliśmy modele zwierzęce dla przerzutów do otrzewnej, aby pokazać wydajność obrazowania guza pod wpływem regulacji genów.

Modele zwierzęce raka żołądka są niezbędnymi narzędziami do badania rozwoju nowotworów i eksperymentowania z różnymi strategiami terapeutycznymi bez konieczności poświęcania zwierząt. Modele zwierzęce okazały się przydatne w badaniu mechanizmów powstawania nowotworów i komórek pochodzenia, określaniu obecności nowotworowych komórek macierzystych oraz badaniu różnych nowych strategii terapeutycznych. Dlatego nieinwazyjna technika w czasie rzeczywistym może zapewnić dokładny opis rozwoju guzów żołądka i odpowiedzi guza na leczenie, które może zidentyfikować rozwój guzków przerzutów otrzewnowej u nagich myszy i monitorować zmiany guza w odpowiedzi na różne interwencje eksperymentalne i terapeutyczne.

Obecnie, wielodetektorowa tomografia komputerowa (MDCT) odgrywa ważną rolę w ocenie stopnia zaawansowania TNM raka żołądka i jest przydatna do przewidywania możliwości resekcji guza przed operacją9. Jednak badania radiologiczne pacjentów z potwierdzonym histologicznie rakiem żołądka opierały się głównie na morfologii. Obrazowanie DECT rozszerza parametry w celu odzwierciedlenia informacji funkcjonalnych, dostarczając obrazy monochromatyczne i może być pomocne w poprawie dokładności oceny stopnia zaawansowania N w przypadku raka żołądka. Co więcej, technika ta umożliwi uzyskanie obrazów rozkładu materiału, które mogą być przydatne do rozróżnienia między zróżnicowanym i niezróżnicowanym rakiem żołądka oraz między przerzutowymi i nieprzerzutowymi węzłami chłonnymi10. Wraz z wprowadzeniem DECT aspekt obrazowania funkcjonalnego tomografii komputerowej został również dodany do zastosowań klinicznych, przyczyniając się do oceny skuteczności terapeutycznej i przewidywania rokowań pacjentów11,12,13. PET/CT jest przydatną techniką obrazowania do wykrywania i oceny stopnia zaawansowania raka żołądka i może skutecznie ocenić nawrót nowotworu14. Zarówno proliferacja komórek nowotworowych, jak i angiogeneza zostały uznane za niezbędne do rozwoju wykrywalnego nowotworu15, guzki nowotworowe wykazały pozytywną wydajność z wyższymSUV max w PET/CT. W oparciu o ich preferencję do glikolizy tlenowej, 18F-FDG, analog glukozy, został wykorzystany jako obiecujący znacznik w diagnostyce nowotworów złośliwych, w połączeniu z PET/CT16. Metoda ta opiera się na szybkim zużyciu glukozy w tkance nowotworowej i ma szerokie zastosowania kliniczne, w tym pomoc w wykrywaniu, ocenie stopnia zaawansowania i oceny rokowania nowotworów, a także monitorowanie odpowiedzi guzów na terapię17,18. Jako metody nieinwazyjne, DECT i PET/CT są wykorzystywane do diagnozowania nowotworów złośliwych i oceny odpowiedzi guza na różne terapie.

Nasza grupa używała tej nieinwazyjnej metody obrazowania za pomocą skanerów DECT i PET/CT do wykrywania i monitorowania procesu wzrostu guza i przerzutów u żywych myszy19. Zbadaliśmy wyniki obrazowania wywołane nadekspresją sFRP1 w komórkach raka żołądka in vivo przy użyciu nagich myszy, z DECT i PET / CT, i opisaliśmy zmianywartości maksymalnej SUV po terapii celowanej inhibitorem TGF-a1 w celu potwierdzenia rozwoju guzków nowotworowych w otrzewnej po indukcji genu, a także badaliśmy zmiany w guzkach nowotworowych w odpowiedzi na eksperymentalne leczenie. W artykule przedstawiono szczegółowe procedury modelowania przerzutów do otrzewnej guza żołądka u myszy oraz ich wykrywania i monitorowania za pomocą DECT i PET/CT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ta praca została wykonana ściśle zgodnie ze standardami ustalonymi przez Wytyczne dotyczące opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych Uniwersytetu Jiao Tong w Szanghaju i została zatwierdzona przez laboratoryjną Komisję Etyki Zwierząt Szpitala Ruijin.

1. Rak żołądka Przerzuty do otrzewnej Model zwierzęcy

  1. Podziel umiarkowanie zróżnicowaną linię komórkową ludzkiego raka żołądka SGC-7901 na grupę SGC-7901 / sFRP1 i grupę SGC-7901 / wektor. Hodować obie grupy komórek oddzielnie w RPMI 1640 uzupełnionym 10% płodową surowicą bydlęcą, 100 jednostkami/ml streptomycyny i 100 μg/ml penicyliny w temperaturze 37 °C w wilgotnej atmosferze z 5% CO2 .
  2. Użyj 4-6 tygodniowych samic nagich myszy atymicznych BALB/c o masie ciała od 25 do 30 g. Umieść zwierzęta w określonych warunkach wolnych od patogenów w obiekcie dla zwierząt.
  3. Podziel myszy losowo na grupę nadekspresji sFPR1 i pustą grupę ładującą sFPR1.
    UWAGA: Każda grupa miała dziesięć nagich myszy; dwadzieścia myszy losowo podzielono na grupę leczoną TGF-β1 i grupę kontrolną TGF-β1, z maksymalnie 5 nagimi myszami na klatkę zwierzęcą.
  4. Ustalić grupę modeli ksenoprzeszczepów z nadekspresją sFPR1 z przerzutami otrzewnowymi, podając 150 μl (2 x 106 komórek/ml) zawiesin komórek SGC-7901 / sFRP1 przez jamę brzuszną; Komórki SGC-7901/wektor są podawane w celu ustalenia pustej grupy obciążeniowej.
    UWAGA: Użyj metody zliczania hemocytometru, aby określić stężenie komórek20.
  5. Ustal grupę modeli ksenoprzeszczepów z przerzutami otrzewnej, podając 150 μl (2 x 106 komórek/ml) zawiesiny komórek SGC-7901 przez jamę brzuszną. Terapię celowaną inhibitorem TGF-β1 SB431542 podawać myszom w grupie leczonej po okresie dwóch tygodni wzrostu we wstrzyknięciu dootrzewnowym w dawce 100 μl/10 g masy ciała co drugi dzień.
    1. Podawać normalną sól fizjologiczną w tej samej dawce myszom w grupie kontrolnej.
  6. Skan DECT i PET/CT należy wykonać 1 dzień przed zabiegiem i 1 dzień, 7 dni, 14 dni i 21 dni po zabiegu.

2. DECT dla modelu zwierzęcego z przerzutami do otrzewnowej

UWAGA: Eksperyment z obrazowaniem na zwierzętach został przeprowadzony na tomografie komputerowym o podwójnej energii (zobacz Tabelę materiałów). Stworzyliśmy powiązany protokół obrazowania DECT zgodnie z wcześniejszymi badaniami.

  1. Konfiguracja protokołu obrazowania DECT
    1. Na komputerze konsoli do przetwarzania obrazu wybierz ikonę "zarządzanie protokołami", aby przejść do następnego interfejsu, a następnie kliknij opcję "zarządzanie protokołami", aby wyświetlić ekran zarządzania protokołami.
    2. W interfejsie "Protokół użytkownika" wybierz obszar brzucha, aby przejść do listy protokołów brzusznych.
    3. Kliknij puste miejsce na listach protokołów i wybierz przycisk "Nowy", aby wpisać nazwę nowego protokołu: "Skanowanie DECT zwierząt". Naciśnij "Enter" na klawiaturze i wybierz przycisk "Scout" w wyskakującym okienku, kliknij "OK", aby skonfigurować serię scout (pierwszą serię).
    4. Wybierz tryb "XY" dla "Anatomicznego punktu odniesienia" i "pozycję leżącą głową na plecach" dla "Orientacji pacjenta". Kliknij opcję "automatyczny transfer" i wybierz lokalizację stacji roboczej, do której zostanie przesłana seria obrazów. Nazwa "Faza zwiadu" w opisie serii.
    5. Na ekranie 'View Edit' upewnij się, że odpowiednie parametry skanowania są ustawione w następujący sposób: opcje "Lokalizacja początkowa" i "Lokalizacja końcowa" są ustawione odpowiednio na "S50" i "I50", "KV" na "100", "mA" na "80", "90°" dla "Bocznej pozycji zwiadowczej", "0°" oznacza "pozycję zwiadowczą AP", a "zwiadowca WW/WL" na "400/40".
    6. Następnie utwórz drugą serię dla skanowania nieulepszonego. Kliknij "Utwórz nową serię" w wyskakującym okienku, aby wybrać ikony "Osiowy" i "Utwórz po".
    7. Nazwij serię jako "-C phase" w opisie serii i włącz opcję "Pokaż lokalizator". W interfejsie typu skanowania wybierz typ skanowania "spiralnego" i 0,5 s dla "Czas obrotu", kliknij opcję "Prędkość gruba", aby ustawić parametry (Pokrycie detektora przy 40 mm, Grubość spirali przy 0,625 mm, Skok i prędkość przy 0,516:1/20,62, Czas obrotu przy 0,5 s) w wyskakującym okienku, Interwał przy 0,625 mm, Gantry Tit na 0, SFOV wybierz Small Body, kV na 100, kliknij "mA", a następnie wpisz 600 dla Manual mA.
    8. Kliknij ikonę "Parametry zwiadu" i otwórz wyskakujące okienko "Opcja zwiadu". Wybierz "Plus" w trybie zwiadu; kliknij ikonę "Slice", aby wybrać tryb "ss50 slice 50%" na ekranie "ASiR Setup". Ustaw pozostałe parametry w następujący sposób: DFOV na 25 cm, R/L i A/P Center na 0 cm, typ Recon wybierz "Stnd", Rozmiar matrycy na 512.
    9. Utwórz trzecią serię skanowania w celu rozszerzonego skanowania, powtarzając krok 2.1.8, nazwij ją jako "+C Faza kontroli jakości" i włącz opcję "Pokaż lokalizator"; pierwsza grupa to konfiguracja serii faz tętniczych.
    10. W interfejsie "Typ skanowania" kliknij "GSI (Gemstone Spectral Imaging)" i wybierz typ skanowania "spiralny", wybierz protokół "GSI-52" w oknie "Wybór ustawień wstępnych GSI brzucha". Ustaw lokalizację początkową i lokalizację końcową zgodnie z skanowaniem nierozszerzonym.
      1. Kliknij ikonę "Parametry zwiadu" i otwórz wyskakujące okienko "Opcja zwiadu". W trybie zwiadowczym wybierz "Plus" i w "Opcji GSI" kliknij "QC"; Pozostałe parametry są takie same jak w kroku 2.1.8.
    11. Kliknij ikonę "R2" i wybierz "TAK" w zakładce "Recon włączony". Wybierz "Grubość" na 0,625 i wpisz 0,625 jako "Interwał". Otwórz wyskakujące okienko "Opcja zwiadu", w trybie zwiadu wybierz "Plus"; w opcjach GSI kliknij "Mono" i ustaw keV na 70 keV; W oknie ASiR Setup wybierz tryb "GS40 40%" dla konfiguracji GSI ASiR. Pozostałe parametry ustawia się w kroku 2.1.8. Nazwij ten krok jako "+C 70keV phase".
    12. Kliknij ikonę "R3" i wybierz "TAK" w zakładce "Zwiad włączony". Ustaw "Grubość" na 1,25 i wpisz 0,625 jako "Interwał". Otwórz wyskakujące okienko "Opcja zwiadu", w trybie zwiadu wybierz "Plus" i "IQ ulepszone"; w opcjach GSI kliknij "Mono", ustaw keV na 70 keV i kliknij "GSI Data File"; upewnij się, że konfiguracja GSI ASiR jest zgodna z krokiem 13. Pozostałe parametry ustawia się jak w kroku 2.1.8. Nazwij to jako "+C Faza mono".
    13. Kliknij "Dodaj grupę", aby utworzyć dwie grupy skanowania, które będą reprezentować odpowiednio fazę portalu i fazę opóźnienia. Upewnij się, że zakresy "Lokalizacja początkowa" i "Lokalizacja końcowa" każdej fazy skanowania są spójne, a pozostałe parametry są takie same jak w fazie tętniczej. Wpisz czas opóźnienia w "Grupie przygotowawczej": pierwsza grupa (faza tętnicza) po 0 s, druga grupa (faza wrotna) po 8 s, a trzecia grupa (faza opóźniająca) po 16 s.
    14. Kliknij opcję "Akceptuj", aby zapisać protokół po wprowadzeniu wszystkich ustawień.
  2. Proces obrazowania DECT
    1. Przed każdym skanowaniem wybieraj losowo nagie myszy z grupy leczonej i kontrolnej. Umieść wybrane zwierzęta w nowych klatkach i oznacz je osobno.
    2. Pościć myszy przez 4 godziny popijając wodą, ale bez jedzenia i ściółki.
    3. Usuń myszy eksperymentalne z centrum eksperymentów na zwierzętach na 1 godzinę przed skanowaniem i upewnij się, że myszy są umieszczone w nowym, ciepłym środowisku do momentu rozpoczęcia skanowania.
    4. Znieczulij wszystkie myszy eksperymentalne wstrzyknięciem dootrzewnowym 2,5% pentobarbitalu sodu (1,0 ml / kg masy ciała) przed obrazowaniem skanowania DECT i potwierdź głębokość znieczulenia za pomocą odruchu szczypania palca u nogi. Stosuj maść na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
      UWAGA: Upewnij się, że głowa każdej nagiej myszy znajduje się w dolnej pozycji podczas wstrzykiwania leków, zmniejszając w ten sposób uszkodzenia narządów wewnętrznych. Należy zwrócić uwagę na miejsce wstrzyknięcia i głębokość wstrzyknięcia. Umieścić końcówkę strzykawki pod kątem 45° do wewnętrznej strony prawej/lewej dolnej części brzucha i upewnić się, że głębokość igły jest taka, aby uniknąć wstrzyknięcia do jelita i innych narządów.
    5. Kliknij ikonę "Nowy pacjent", wprowadź podstawowe informacje o myszy, w tym jej identyfikator pacjenta i imię i nazwisko. W "Protokole użytkownika" kliknij "protokół brzuszny" i wybierz protokół "Skanowanie DECT zwierząt", aby przejść do interfejsu operacyjnego.
    6. Po wywołaniu znieczulenia przenieś każdą mysz na platformę dla zwierząt w pozycji leżącej na plecach i przymocuj jej ogon taśmą, aby upewnić się, że się nie zgina. Wysterylizuj ogon alkoholem w celu późniejszego wstrzyknięcia środka kontrastowego do żyły ogonowej.
    7. Przesuń łóżko tomografii komputerowej tak, aby zewnętrzna linia pozycjonująca lasera znajdowała się nad dolną częścią brzucha zwierzęcia. Kliknij przycisk "resetuj" po zakończeniu pozycjonowania.
      UWAGA: Umieszczenie zewnętrznych linii pozycjonujących nad dolną częścią brzucha zwierzęcia zapewnia, że zwierzęta znajdują się jak najdalej na zewnątrz maszyny, co ułatwia podawanie środka kontrastowego do żyły ogonowej.
    8. Kliknij ikonę "Potwierdź" i postępuj zgodnie z kolejnością przycisków na klawiaturze, aby zakończyć skanowanie zwiadowcze. Wybierz ikonę "następna seria" po zakończeniu skanowania zwiadowcy i przejdź do interfejsu dla skanowania bez ulepszonego skanowania.
    9. Na prawym ekranie ustaw "Lokalizację początkową" i "Lokalizację końcową" w widokach zwiadowczych, aby zdefiniować zakres skanowania. Utrzymuj ten sam zasięg w "Zwiadowcy bocznym" i "Zwiadowcy AP" i obejmij całą objętość ciała zwierzęcia.
    10. Kliknij ikonę "Potwierdź" i postępuj zgodnie z kolejnością przycisków na klawiaturze, aby zakończyć skanowanie zwiadowcze.
    11. Każdej myszy należy wstrzyknąć jopamidol w dawce 0,2 ml/100 g przez żyłę ogonową.
      UWAGA: Zdecydowaliśmy się na ręczne podawanie środka kontrastowego i utrzymywanie jak najbardziej stabilnej szybkości wstrzykiwania. Najbardziej sprzyja to uchwyceniu wczesnego wzmocnienia guza podczas obrazowania.
    12. Kliknij "następna seria", aby wykonać ulepszone skanowanie. Ustaw "Lokalizację początkową" i "Lokalizację końcową" zgodnie ze skanowaniem nierozszerzonym. Kliknij ikonę "potwierdź" i postępuj zgodnie z kolejnością przycisków na klawiaturze, aby zakończyć dynamiczne ulepszone skanowanie, w tym fazę tętniczą, fazę wrotną i fazę opóźnioną.
      UWAGA: Natychmiast kliknij ikonę "Potwierdź", aby rozpocząć skanowanie po wstrzyknięciu środka kontrastowego. Jest to niezbędne i kluczowe dla ulepszonego skanowania, aby zapewnić uzyskanie najlepszego obrazu fazy tętniczej. Jednak pewien czas opóźnienia po kliknięciu ikony "potwierdź" może zapewnić, że personel eksperymentalny bezpiecznie wycofał się z pomieszczenia skanującego.
    13. Kliknij "Zakończ egzamin", aby wyjść z interfejsu skanowania po zakończeniu skanowania; seria obrazów zostanie automatycznie przesłana do stacji roboczej.
    14. Po zakończeniu skanowania ze wszystkimi myszami umieść zwierzę w pustej klatce i obserwuj je, aż odzyskają przytomność. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku. Następnie przenieś myszy do czystego pomieszczenia dla zwierząt.
  3. Analiza obrazowania po DECT
    1. Zlokalizuj serię myszy na interfejsie stacji roboczej DECT (patrz Tabela materiałów) i wybierz listę serii "+C Mono phase". Otwórz "GSI Volume Viewer" i wybierz protokół "GSI VV General" z interfejsu "GSI Protocol Manager".
    2. Kliknij aktywną adnotację "Typ widoku" w lewym górnym rogu okien ekranu obrazu i wybierz orientację "koronalną" z menu rozwijanego.
    3. W przypadku jednej rzutni obrazu kliknij aktywną adnotację "Wolumin 1" w lewym górnym rogu i wybierz woluminy "Mono" z menu rozwijanego. Podobnie w innej rzutni obrazu wybierz woluminy "Jod (woda)". Kliknij i przytrzymaj lewy przycisk myszy, przeciągnij obraz z rzutni "Jod (woda)" do "Mono" i zaznacz pole "mieszaj widoki", aby uzyskać obrazy z fuzją kolorów.
    4. Kliknij i przeciągnij od środka ikony "Przewijanie obrazu", aby obserwować obrazy. Zapisz obrazy, które pokazują pozytywne wyniki, jako obrazy ze stopionymi kolorami.

3. PET/CT dla modelu zwierzęcego z przerzutami do otrzewnej

UWAGA: Zobacz tabelę materiałów do używanego imagera PET/CT. Utworzyliśmy powiązany protokół obrazowania PET/CT zgodnie z tym artykułem21.

  1. Konfiguracja protokołu obrazowania Micro-PET/CT
    1. W przypadku tomografii komputerowej całego ciała ustaw prąd na 500 μA, napięcie na 80 kV, czas ekspozycji na 200 ms i 240 kroków dla obrotu o 240°. W przypadku detektora promieniowania rentgenowskiego wybierz rozdzielczość przy "niskim powiększeniu systemu" z osiowym polem obrazowania 78 mm i trybem pojedynczego łóżka. Użyj metody "Common Cone-Beam Reconstruction" i wybierz opcję "rekonstrukcja w czasie rzeczywistym", aby komputer hosta mógł połączyć się z dedykowanym komputerem do rekonstrukcji w czasie rzeczywistym (Cobra) w celu zainicjowania zadania.
    2. W przypadku akwizycji PET w opcji "pozyskiwanie według czasu" ustaw "stały czas skanowania" na 600 s (10 min). Ustaw "izotop badania" na F-18 i "poziom energii" na 350-650 keV.
    3. Aby utworzyć histogram PET, ustaw "dynamiczną klatkę" jako "czarną", aby przetwarzać dane jako jedną klatkę przez cały czas trwania w celu uzyskania skanowania statycznego. Ustaw typ histogramu na "3D" i wybierz opcję "bez korekcji rozproszenia".
    4. W przypadku rekonstrukcji PET należy zrekonstruować obrazy za pomocą algorytmu OSEM3D, a następnie MAP lub Fast MAP22 dostarczonego przez oprogramowanie stacji roboczej PET/CT (patrz tabela materiałów).
  2. Przygotowanie do obrazowania PET/CT
    1. Pościć myszy, które przeszły eksperymenty DECT przez 4 godziny i przenieść myszy do nowych klatek dla zwierząt 30 minut przed obrazowaniem.
    2. Zważ myszy i zapisz ich wagę.
    3. Postępuj zgodnie z procedurami bezpieczeństwa instytutu, aby zdobyć i przewieźć paczkę zawierającą materiały radioaktywne (RAM). Użyj osłony ochronnej do przenoszenia 18F-FDG (5 mCi) i zmierz radioaktywność całkowitych 18F-FDG za pomocą kalibratora dawki.
    4. Rozcieńczyć 18F-FDG solą fizjologiczną do odpowiedniej radioaktywności wstrzyknięcia myszy.
      UWAGA: Rozcieńczona aktywność 18F-FDG powinna być dostępna przy 100-200 μCi/100 μL dla każdej myszy.
      1. Pobrać 200 μl roztworu 18F-FDG do strzykawki o pojemności 1 ml. Zmierzyć radioaktywność całej strzykawki za pomocą kalibratora dawki i zanotować czas przygotowania 18F-FDG.
    5. Każdej myszy wstrzyknąć 200 μl 18F-FDG roztworem przez tylną drogę wstrzyknięcia dożylnego i zanotować czas wstrzyknięcia 18F-FDG. Po wstrzyknięciu wszystkim myszom należy natychmiast zmierzyć resztkową radioaktywność strzykawki za pomocą kalibratora dawki i zapisać czas, w którym pomiary zostały wykonane po zakończeniu wstrzyknięcia.
    6. Obliczyć aktywność 18F-FDG po wstrzyknięciu dla każdej myszy za pomocą następującego wzoru: Aktywność po wstrzyknięciu (μCi) = aktywność w strzykawce przed wstrzyknięciem - aktywność w strzykawce po wstrzyknięciu.
  3. Proces obrazowania PET/CT
    1. Umieścić zwierzę w komorze indukcyjnej znieczulenia; znieczulić mysz za pomocą wdychanego 3% izofluranu w tlenie po zakończeniu 18wstrzyknięć F-FDG.
      UWAGA: Postępuj zgodnie ze wszystkimi wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt odpowiednimi do eksploatacji; Utrzymuj myszy w cieple za pomocą poduszki grzewczej. Użyj maści na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
    2. Po wywołaniu znieczulenia przenieś mysz na łóżko do skanowania mikrotomografii komputerowej, utrzymując ciągłe znieczulenie i ogrzewanie. Umieść głowę myszy w stożkowej masce na twarz, która w sposób ciągły dostarcza izofluran (2%) w tlenie z prędkością przepływu 2 l/min. Umieść mysz w pozycji leżącej, aby upewnić się, że postawa jest zgodna z tą na skanach DECT.
    3. Przesuń zwierzę do wejścia do skanera PET/CT, kliknij ikonę "laser" w przeglądarce paska narzędzi i użyj interfejsu sterowania panelem dotykowym, aby przesunąć łóżko tak, aby brzuch myszy znajdował się w środku pola widzenia PET i CT (FOV) podczas skanowania. W oknie "Laser Align" wybierz "pierwszy typ skanowania" jako "tomografia komputerowa" i "Akwizycja PET uwzględniona w przepływie pracy" jako opcję.
    4. Otwórz okno "Scout View" i uzyskaj zdjęcie rentgenowskie w widoku zwiadowcy. Dostosuj położenie łóżka dla zwierząt tak, aby środkowe pole view tomografu komputerowego znajdowało się na środku korpusu myszy.
    5. Wybierz wcześniej ustanowiony protokół (w kroku 3.1). Wprowadź liczbę myszy do zobrazowania (kolejno) w wyskakującym okienku i kliknij opcję "Konfiguracja", a następnie wprowadź wagę. Następnie ponownie kliknij opcję "Konfiguracja" i postępuj zgodnie z instrukcjami wyświetlanymi w wyskakującym okienku, aby zakończyć konfigurację.
    6. Kliknij ikonę "Rozpocznij przepływ pracy", aby rozpocząć skanowanie.
    7. Oceń jakość uzyskanych obrazów CT i PET po zakończeniu wszystkich skanów. Prześlij dane przez sieć do analizy po obrazowaniu w celu dalszych badań.
      UWAGA: Dostosuj szerokość okna i poziom okna obrazu, aby upewnić się, że kontrast narządów jest wyświetlany prawidłowo. Sprawdź rozdzielczość narządów na obrazach, aby potwierdzić jakość obrazowania.
    8. Usuń zwierzę z kamery i natychmiast poddaj je eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy. Używaj systemu obrazowania dla kolejnego zwierzęcia po kolei.
  4. Analiza obrazowania po PET/CT
    1. Otwórz oprogramowanie stacji roboczej PET/CT, zaimportuj dane serii obrazów CT i PET do oprogramowania. W oknie "Rejestracja" kliknij opcję "Analiza ogólna", aby zarejestrować obrazy CT i PET razem, a następnie wybierz model "Sky" w oknie "Przegląd", aby pokazać idealne wyrównanie między obrazami CT i PET.
    2. Zidentyfikuj guzki otrzewnej za pomocą odniesień dostarczonych przez współzarejestrowane obrazy w oknie "Kwantyfikacja regionu zainteresowania (ROI)".
    3. W oknie "Kwantyfikacja obszaru zainteresowania (ROI)" narysuj ROI za pomocą narzędzi na połączonych obrazach, edytuj rozmiar i kształt ROI, zapiszmaksymalną wartość SUV, a następnie wyprowadź i zapisz wybrane scalone obrazy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Skanowanie DECT oraz PET/CT przeprowadzono u myszy nago dwa tygodnie po wstrzyknięciach linii komórkowych. Obrazy GSI dały doskonałe wyniki w obrazowaniu przerzutów podskórnych wykraczających poza obrys brzucha w grupie z nadekspresją sFRP1, a przerzuty z obwodowym wzmocnieniem potwierdzono na obrazach w skali kolorystycznej (Rysunek 1a-c). Obrazy PET/CT wykazały ogniskowo nieprawidłowy wychwyt FDG w przerzutach, w tym w przerzutach otrzewnow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Modele zwierzęce są szeroko stosowane w badaniu mechanizmów molekularnych leżących u podstaw raka żołądka oraz do eksperymentowania z różnymi strategiami terapeutycznymi 23,24,25. W tym badaniu opisaliśmy szczegółowy protokół modelowania nagich myszy z przerzutami raka żołądka do otrzewnej, wykorzystując DECT i PET / CT do obrazowania guzów żołądka w celu identyfikacji proliferacji komórek nowotworowych w czasie rzeczywistym ora...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez NSFC (nr U1532107) i projekt inżynierii biomedycznej Uniwersytetu Jiao Tong w Szanghaju (nr . YG2014MS53). Autorzy pragną podziękować Jianying Li i Yan Shen za ich pomocne komentarze i wysiłki związane z wsparciem technicznym w rozwoju metody obrazowania DECT i PET/CT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
IohexolBEJING BEILU PHARMACEUTICAL CO, LTDNMPN:niejonowy środek kontrastowy do skanowania DECT
sól fizjologicznaHUNAN KELUN PHARMACEUTICAL CO,LTDNMPN:placebo grupy kontrolnej
BALB/c nagie myszy SLAC LABORATORY ANIMALBALB/cASlac-numodel zwierzęcy
SGC-7901  komórkiBiblioteka typowej kultury Chińskiej Akademii NaukTCHu 46komórka raka żołądka 
SB431542Sellecknr S1067TGF-β 1 inhibitor
GE Discovery CT750 HDGE Healthcarespektralny tomograf komputerowy o podwójnej energii 
AW Volumeshare5Stacja robocza do dwuenergetycznej tomografii spektralnej GEHealthcare
Siemens Inveon micro-PET/CTSiemens Preclinical Solutionpozytonowa tomografia emisyjna/
tomografia komputerowa 
Inveon Acquisition WorkplaceRozwiązanie przedkliniczne Siemens Stacjarobocza PET-CT
H20053800 H43020455

Bibliografia

  1. Ferlay, J., et al. Cancer incidence and mortality worldwide: sources, methods and major patterns in GLOBOCAN 2012. Int J Cancer. 136 (5), 359-386 (2015).
  2. Kobayashi, D., Kodera, Y. Intraperitoneal chemotherapy for gastric cancer with peritoneal metastasis. Gastric Cancer. 20, (Suppl 1) 111-121 (2017).
  3. Gu, W., Li, X., Wang, J. miR-139 regulates the proliferation and invasion of hepatocellular carcinoma through the WNT/TCF-4 pathway. Oncol Rep. 31 (1), 397-404 (2014).
  4. Sugai, T., et al. Molecular analysis of gastric differentiated-type intramucosal and submucosal cancers. Int J Cancer. 127 (11), 2500-2509 (2010).
  5. Shi, Y., He, B., You, L., Jablons, D. M. Roles of secreted frizzled-related proteins in cancer. Acta Pharmacol Sin. 28 (9), 1499-1504 (2007).
  6. Amin, N., Vincan, E. The Wnt signaling pathways and cell adhesion. Front Biosci (Landmark Ed). 17, 784-804 (2012).
  7. Jones, S. E., Jomary, C. Secreted Frizzled-related proteins: searching for relationships and patterns. Bioessays. 24 (9), 811-820 (2002).
  8. Qu, Y., et al. High levels of secreted frizzled-related protein 1 correlate with poor prognosis and promote tumourigenesis in gastric cancer. Eur J Cancer. 49 (17), 3718-3728 (2013).
  9. Pan, Z., et al. Determining gastric cancer resectability by dynamic MDCT. Eur Radiol. 20 (3), 613-620 (2010).
  10. Pan, Z., et al. Gastric cancer staging with dual energy spectral CT imaging. PLoS One. 8 (2), 53651(2013).
  11. Kim, M. J., Hong, J. H., Park, E. S., Byun, J. H. Gastric metastasis from primary lung adenocarcinoma mimicking primary gastric cancer. World J Gastrointest Oncol. 7 (3), 12-16 (2015).
  12. Maeda, H., Kobayashi, M., Sakamoto, J. Evaluation and treatment of malignant ascites secondary to gastric cancer. World J Gastroenterol. 21 (39), 10936-10947 (2015).
  13. Bensinger, S. J., Christofk, H. R. New aspects of the Warburg effect in cancer cell biology. Semin Cell Dev Biol. 23 (4), 352-361 (2012).
  14. Smyth, E., et al. A prospective evaluation of the utility of 2-deoxy-2-[(18) F]fluoro-D-glucose positron emission tomography and computed tomography in staging locally advanced gastric cancer. Cancer. 118 (22), 5481-5488 (2012).
  15. Oka, S., Uramoto, H., Shimokawa, H., Iwanami, T., Tanaka, F. The expression of Ki-67, but not proliferating cell nuclear antigen, predicts poor disease free survival in patients with adenocarcinoma of the lung. Anticancer Res. 31 (12), 4277-4282 (2011).
  16. Zhao, C. H., Bu, X. M., Zhang, N. Hypermethylation and aberrant expression of Wnt antagonist secreted frizzled-related protein 1 in gastric cancer. World J Gastroenterol. 13 (15), 2214-2217 (2007).
  17. Cheson, B. D. Role of functional imaging in the management of lymphoma. J Clin Oncol. 29 (14), 1844-1854 (2011).
  18. Fuster, D., et al. Preoperative staging of large primary breast cancer with [18F]fluorodeoxyglucose positron emission tomography/computed tomography compared with conventional imaging procedures. J Clin Oncol. 26 (29), 4746-4751 (2008).
  19. Lin, H., et al. Secreted frizzled-related protein 1 overexpression in gastric cancer: Relationship with radiological findings of dual-energy spectral CT and PET-CT. Scientific Reports. 7, 42020(2017).
  20. Cadena-Herrera, D., et al. Validation of three viable-cell counting methods: Manual, semi-automated, andautomated. Biotechnol Rep (Amst). 7, 9-16 (2015).
  21. Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. J Vis Exp. (69), (2012).
  22. Grootjans, W., et al. Performance of 3DOSEM and MAP algorithms for reconstructing low count SPECT acquisitions. Z Med Phys. 26 (4), 311-322 (2016).
  23. Chang, H. R., et al. Improving gastric cancer preclinical studies using diverse in vitro and in vivo model systems. BMC Cancer. 16, 200(2016).
  24. Chang, H. R., et al. HNF4alpha is a therapeutic target that links AMPK to WNT signalling in early-stage gastric cancer. Gut. 65 (1), 19-32 (2016).
  25. Zheng, H. C., et al. BTG1 expression correlates with pathogenesis, aggressive behaviors and prognosis of gastric cancer: a potential target for gene therapy. Oncotarget. 6 (23), 19685-19705 (2015).
  26. Yamada, A., Oguchi, K., Fukushima, M., Imai, Y., Kadoya, M. Evaluation of 2-deoxy-2-[18F]fluoro-D-glucose positron emission tomography in gastric carcinoma: relation to histological subtypes depth of tumor invasion, and glucose transporter-1 expression. Ann Nucl Med. 20 (9), 597-604 (2006).
  27. Hirose, Y., et al. Relationship between 2-deoxy-2-[(18)F]-fluoro-d-glucose uptake and clinicopathological factors in patients with diffuse large B-cell lymphoma. Leuk Lymphoma. 55 (3), 520-525 (2014).
  28. Tchou, J., et al. Degree of tumor FDG uptake correlates with proliferation index in triple negative breast cancer. Mol Imaging Biol. 12 (6), 657-662 (2010).
  29. Coleman, R. E., et al. Concurrent PET/CT with an integrated imaging system: intersociety dialogue from the Joint Working Group of the American College of Radiology the Society of Nuclear Medicine, and the Society of Computed Body Tomography and Magnetic Resonance. J Am Coll Radiol. 2 (7), 568-584 (2005).
  30. Brepoels, L., et al. Effect of corticosteroids on 18F-FDG uptake in tumor lesions after chemotherapy. J Nucl Med. 48 (3), 390-397 (2007).
  31. Spaepen, K., et al. [18)F]FDG PET monitoring of tumour response to chemotherapy: does [(18)F]FDG uptake correlate with the viable tumour cell fraction. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 30 (5), 682-688 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie PET/CTmodele myszy nagoinhibitor TGF-betanadekspresja SFRP1wychwyt FDGstandaryzowana wartość wychwytuobrazowanie nieinwazyjne
Regulacja genów i terapia celowana w raku żołądka z przerzutami otrzewnej: wyniki radiologiczne z tomografii komputerowej o podwójnej energii i PET/CT
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.