Artykuł metodologiczny

Bezsoczewkowa mikroskopia wideo do dynamicznej i ilościowej analizy przylegających kultur komórkowych

DOI:

10.3791/56580

⸱

23 lutego 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1CEA, LETI, DTBS, LISA, Université Grenoble Alpes, 2CEA, LETI, DTBS, LBAM, Université Grenoble Alpes, 3CEA, INSERM, BIG, Université Grenoble Alpes, 4CNRS, FR CNRS 3425, 5CNRS, UMR 144, Molecular Mechanisms of Intracellular Transport, PSL Research University, Institut Curie, 6TIMC-IMAG

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroskopia wideo bez soczewek umożliwia nam monitorowanie kultur komórkowych bezpośrednio w inkubatorze. Tutaj opisujemy pełny protokół używany do pozyskiwania i analizowania trwającego 2,7 dnia pozyskiwania hodowanych komórek HeLa, co prowadzi do zestawu danych 2,2 x 106 pomiarów morfologii poszczególnych komórek i 10584 ścieżek cyklu komórkowego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj pokazujemy, że mikroskopia wideo bez soczewek pozwala nam jednocześnie uchwycić kinetykę tysięcy komórek bezpośrednio w inkubatorze i że możliwe jest monitorowanie i ilościowe określanie pojedynczych komórek w kilku cyklach komórkowych. Opisujemy pełny protokół stosowany do monitorowania i ilościowego oznaczania hodowli komórek HeLa przez 2,7 dnia. Najpierw akwizycja kultur komórkowych odbywa się za pomocą mikroskopu wideo bez soczewek, a następnie dane są analizowane zgodnie z czteroetapowym procesem: rekonstrukcją holograficzną na wielu długościach fali, śledzeniem komórek, segmentacją komórek i algorytmami wykrywania podziałów komórek. W rezultacie pokazujemy, że możliwe jest zebranie zestawu danych zawierającego ponad 10 000 ścieżek cyklu komórkowego i więcej niż 2 x 106 pomiarów morfologicznych komórek.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Monitorowanie hodowanych komórek ssaków przez kilka cykli komórkowych i dokładne mierzenie wielkości komórek i suchej masy komórek jest trudnym zadaniem. Kilka technik optycznych bez etykiet jest w stanie wykonać to zadanie1,2: interferometria przesunięcia fazowego3, cyfrowa mikroskopia holograficzna (DHM)4,5,6,7, czterofalowa boczna interferometria ścinająca8,9 i Ilościowa tomografia fazowa10,11. Metody te doprowadziły do wielu nowych spostrzeżeń na temat cyklu komórkowego komórek ssaków. Jednak rzadko są one sprzężone z algorytmami automatycznego śledzenia komórek, a ich przepustowość pozostaje ograniczona podczas pomiaru trajektorii masy komórek1 (N<20 w odpowiednio3,4,5,6). W związku z tym potrzebna jest nowatorska metoda optyczna do pomiaru trajektorii masy komórki z dużymi statystykami (N>1000).

W tym artykule demonstrujemy zdolność mikroskopii wideo bez soczewek do jednoczesnego obrazowania tysięcy komórek bezpośrednio w inkubatorze, a następnie ilościowego określania metryk pojedynczych komórek wzdłuż tysięcy indywidualnych ścieżek cyklu komórkowego. Mikroskopia bezsoczewkowa to ilościowa technika obrazowania fazowego, która pozwala na uzyskanie obrazu fazowego gęsto upakowanych komórek w bardzo dużym polu widzenia (zwykle kilkadziesiąt mm2, tutaj 29,4 mm2)12,13,14,15. Na poziomie pojedynczej komórki określanych jest kilka wskaźników, np. powierzchnia komórki, sucha masa komórki, grubość komórki, długość głównej komórki i współczynnik proporcji komórki12,15, z każdego obrazu. Następnie, stosując algorytm śledzenia komórek, cechy te można wykreślić dla każdej pojedynczej komórki jako funkcję czasu eksperymentu14,15. Ponadto, wykrywając występowanie podziałów komórkowych w ścieżkach komórkowych, możliwe jest wyodrębnienie innych ważnych informacji, takich jak początkowa sucha masa komórki (tuż po podziale komórki), końcowa sucha masa komórki (tuż przed podziałem komórki) oraz czas trwania cyklu komórkowego, tj. czas między dwoma kolejnymi podziałami15. Wszystkie te pomiary można obliczyć przy użyciu bardzo dobrych statystyk (N>1000), ponieważ duże pole widzenia zazwyczaj pozwala na analizę od 200 do 10 000 komórek w jednej akwizycji bez soczewek.

Aby wyjaśnić tę metodologię opartą na mikroskopii wideo bez soczewek, opisujemy protokół monitorowania i ilościowego oznaczania hodowli komórek HeLa przez 2,7 dnia. Analiza danych to czteroetapowy proces oparty na holograficznej rekonstrukcji o wielu długościach fali, śledzeniu komórek, segmentacji komórek i algorytmach podziału komórek. Tutaj pokazano, że rozdzielczość przestrzenna i stosunkowo duża liczba klatek na sekundę (jedna akwizycja co 10 minut) uzyskane za pomocą tego zestawu do mikroskopii wideo bez soczewek są kompatybilne ze standardowymi algorytmami śledzenia komórek. Pełna analiza tego zestawu danych skutkuje pomiarem 10 584 ścieżek komórek w pełnych cyklach komórkowych.

Podsumowując, mikroskopia wideo bez soczewek jest potężnym narzędziem do automatycznego monitorowania tysięcy nieoznakowanych, niezsynchronizowanych i niezmodyfikowanych komórek na eksperyment; każda komórka jest śledzona przez kilka cykli komórkowych. Nasze pomiary dostarczają zatem średniej wartości kilku parametrów komórek, ale co ważniejsze, zmienności międzykomórkowej w dużej populacji komórek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Akwizycja monitorowania kultur komórkowych

  1. Hoduj komórki HeLa w pożywce DMEM + glutamina (np. GlutaMAX) uzupełniona 10% (v/v) inaktywowaną termicznie surowicą cielęcą płodu oraz 1% penicyliną i streptomycyną.
  2. Pokryj 6-dołkowe płytki hodowlane ze szklanym dnem fibronektyną (25 μg/ml) przez 1 godzinę. Następnie zasiej 2 x 104 komórki na dołek.
  3. Podczas akwizycji należy zmieniać podłoże co 3 dni.
  4. Do akwizycji poklatkowej należy użyć mikroskopu wideo bez soczewek (dostępnego w sprzedaży).
    UWAGA: Jest to oparte na technice obrazowania obliczeniowego bez soczewek, opisanej przez Ozcana i wsp.16, który został zmodyfikowany do wykonywania ciągłego monitorowania w inkubatorze w kontrolowanej temperaturze 37 °C12,15. Wyposażony jest w komplementarny przetwornik obrazu CMOS (metal oxide semiconductor) o rozstawie pikseli 1,67 μm i obszarze obrazowania 6,4 x 4,6 mm2. Oświetlenie o wielu długościach fal jest zapewniane przez wielochipową diodę elektroluminescencyjną (LED), która zapewnia oświetlenie na czerwono, zielono i niebiesko. Długości fal są wyśrodkowane, odpowiednio na 636, 521 i 452 nm, z szerokością widmową odpowiednio 25, 45 i 25 nm. Diody LED czerwono-zielono-niebieskie (RGB) znajdują się nad otworkiem o średnicy 150 μm w odległości około 5 cm od ogniw. Moc światła mierzona w pobliżu diody LED wynosi zaledwie 10 μW przy każdej długości fali, a czas świecenia wynosi tylko jedną sekundę na akwizycję. W związku z tym nie należy spodziewać się problemów z fototoksycznością, gdy hodowle komórkowe są obserwowane pod mikroskopem wideo bez soczewek.
  5. Umieść pojemnik na kulturę komórkową w kontakcie z czujnikiem CMOS (Rysunek 1). Użyj pojemnika ze szklanym szkiełkiem nakrywkowym na dnie, co jest ważne dla jakości akwizycji bez soczewek. Można również używać pojemników plastikowych, ale akwizycja bez soczewek zostanie zdegradowana ze względu na słabą jakość optyczną tych pojemników.
  6. Steruj mikroskopem wideo bez soczewek za pomocą oprogramowania do akwizycji (dostępnego na rynku), które wykonuje zarówno akwizycję poklatkową, jak i rekonstrukcję holograficzną. Parametry, które musi wprowadzić użytkownik w interfejsie oprogramowania, to liczba klatek na sekundę, czas trwania eksperymentu oraz rodzaj hodowli komórkowej, tj. komórki przylegające lub pływające.
  7. Ustaw parametry wejściowe oprogramowania do akwizycji. Ustaw liczbę klatek na sekundę ustawioną na jedną akwizycję co 10 minut i ustaw typ kultury komórkowej na "adherent".
    UWAGA: Liczba klatek na sekundę wynosząca jedną akwizycję co 10 minut jest dobrym kompromisem, ponieważ zapewnia niezawodne śledzenie komórek, podczas gdy rozmiar wynikowego zestawu danych do analizy jest nadal rozsądny. Najszybsza liczba klatek na sekundę osiągalna przy użyciu tej konfiguracji mikroskopii bez soczewek to jedna akwizycja co 5 minut. Dalsze zwiększanie liczby klatek na sekundę powoduje nadmierne nagrzewanie się matrycy CMOS, co może wpływać na żywotność komórek w hodowli.
  8. Rozpocznij akwizycję poklatkową, a algorytm rekonstrukcji holograficznej (dostępny na rynku) automatycznie przetworzy akwizycję bez soczewki, aby uzyskać obraz fazowy hodowli komórkowej. Algorytm rekonstrukcji holograficznej opiera się na algorytmie odzyskiwania fazy o wielu długościach fali17 i zapewnia zrekonstruowany obraz fazowy RGB w zakresie [-π, +π] dla każdej pojedynczej komórki w dużym polu widzenia 29,4 mm2. Zasada holografii in-line bez soczewek polega na oświetleniu cienkiej próbki (przy z = 0) falą płaską (o amplitudzie 1 po normalizacji) i wykryciu na czujniku CMOS późniejszego obrazu o intensywności dyfrakcji w niewielkiej odległości z = Z, zwykle 1 mm za próbką. W naszej konfiguracji oświetlenie jest sekwencyjnie przełączane na 3 długości fal (λ1 = 0,450 μm, λ2 = 0,540 μm, λ3 = 0,647 μm) w celu zmierzenia trzech wzorów dyfrakcyjnych tej samej próbki.

2. Analiza danych z hodowli komórkowych

  1. Do śledzenia komórek użyj algorytmu Trackmate, wtyczki Fidżi o otwartym kodzie źródłowym do automatycznego śledzenia pojedynczych cząstek18. Najpierw załaduj pełną akwizycję poklatkową na Fidżi (polecenie załaduj sekwencję obrazów). Ze względu na duży rozmiar zbiorów danych, które zawierają zazwyczaj 400 ramek RGB o długości 29,7 Mb, szybciej można je załadować w formacie 8-bitowym. Następnie wtyczka Trackmate Fiji prowadzi użytkownika przez kilka etapów algorytmu śledzenia komórek, a mianowicie etap wykrywania komórek, etap śledzenia komórek i kilka filtrów zastosowanych do wykrywania komórek i obliczonych ścieżek. Na każdym etapie konfiguruj algorytmy i natychmiast wyświetlaj wyniki, aby w razie potrzeby można było łatwo nawigować tam i z powrotem w celu dostosowania ustawień. Różne menu interfejsu Trackmate są pokazane w Rysunek 2 z rzeczywistymi ustawieniami używanymi w eksperymencie z komórkami HeLa.
  2. Ustaw parametry wejściowe oprogramowania akwizycyjnego w następujący sposób (patrz Rysunek 2). Ustaw szacowaną średnicę plamki na 15 pikseli, próg detektora na 0,25, maksymalną odległość łączenia na 15 pikseli, maksymalną odległość zamykania odstępów na 15 pikseli, a liczbę plamek na ścieżkach na 3,5,
    UWAGA: Ustawienia te będą się oczywiście różnić w zależności od eksperymentu, zwłaszcza "szacowana średnica plamy", która odpowiada rozmiarowi komórki (tutaj podanej w pikselach 1,67 μm). Ta sama uwaga odnosi się do "maksymalnej odległości łączenia", która odpowiada maksymalnej odległości przebytej przez komórkę w dwóch kolejnych klatkach (w tym przypadku podanej w pikselach 1,67 μm). Jego optymalna wartość zależałaby od ruchliwości komórek, ale także od gęstości komórek.
  3. Na końcu procesu śledzenia komórek wygeneruj wyniki w postaci trzech plików tekstowych (przycisk 'Analiza', patrz Rysunek 2). Najbardziej użyteczny plik, o nazwie "Spoty w statystykach ścieżek", składa się z tabeli zawierającej listę wszystkich wykrytych komórek wraz z ich odpowiednimi pozycjami (x,y) w akwizycji, numerem klatki i numerem ścieżki. Na podstawie tych danych przeprowadza się segmentację komórek i wykrywa podziały komórek za pomocą dedykowanych algorytmów (patrz dodatkowe pliki kodowe). Dwa pozostałe pliki noszą nazwy "Linki w statystykach ścieżek" i "Statystyki ścieżek" i zawierają wszystkie wyniki dotyczące ścieżek, np. czas trwania ścieżki, liczbę wykrytych przerw, początkową klatkę ścieżki itp.
  4. Użyj algorytmu segmentacji komórek (patrz plik z kodem uzupełniającym), aby automatycznie wyodrębnić kilka wskaźników opisujących morfologię komórki z obrazu zrekonstruowanej fazy. Te metryki to powierzchnia komórki (S), długość głównej osi komórki (L), długość osi pomocniczej komórki (l) i współczynnik proporcji komórki (L/l). Faza odzyskana z mikroskopii bez soczewek jest proporcjonalna do gęstości i grubości warstwy próbki, jak omówiono wcześniej15.
  5. Oprócz cech morfologicznych komórki, należy pobrać ilościowe pomiary suchej masy komórki (CDM) z fazy rekonstrukcji13,19,20
    figure-protocol-1 Równanie (1)
    gdzie φ(x,y) to zrekonstruowane przesunięcie fazowe19, λ długość fali i α = 1,8 x 10-4 m3/kg Właściwy współczynnik załamania światła, który odnosi zmianę współczynnika załamania światła do suchej masy< klasa SUP = "xref">1,< klasa SUP = "xref">19.
  6. Ocenić grubość komórek, szacując różnicę między współczynnikiem załamania światła komórki a współczynnikiem załamania światła pożywki. Zależność między grubością komórki h(x,y) a zmierzonym przesunięciem fazowym jest określona wzorem20:
    figure-protocol-2 Równanie (2.1)
    figure-protocol-3Równanie (2.2)
    przy Δn(x,y) = nkomórek (x,y) - npożywce (x,y), różnica współczynnika załamania światła między komórką a pożywką hodowlaną. Poniżej przyjmij stałą wartość Δn = 0,025, która jest szacowana na podstawie współczynnika załamania światła mierzonego w jądrach komórek HeLa (n = 1,35511) i pożywki hodowlanej z solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) (n = 1,33). Chociaż wartość grubości komórki jest tylko orientacyjna, ponieważ opiera się na założeniu, jej względne zmiany są znaczące i można je wykorzystać do wykrywania dzielących się komórek.
  7. Użyj dedykowanego algorytmu (patrz plik z kodem uzupełniającym), aby wykryć występowanie podziałów komórkowych, a następnie wyodrębnić ślady komórek, które są powiązane z wykrytymi podziałami komórkowymi, Aby wykryć podział komórki, najpierw identyfikuje się komórki o zmierzonej grubości większej niż 8 μm, a następnie sprawdzają, czy nowa komórka pojawia się blisko w przestrzeni i czasie. W ten sposób wykrywanie podziałów komórkowych opiera się na dwóch solidnych kryteriach. Alternatywne i bardziej skomplikowane metody wykrywania podziałów komórkowych można zastosować do akwizycji poklatkowej bez soczewek21,22,23.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dla procesu rekonstrukcji holograficznej, pole światła jest opisane przez pole skalarne A (gdzie figure-results-1 to wartość zespolona A na płaszczyźnie w odległości z od próbki i pozycji bocznej figure-results-2 i na długości fali λ). Rozchodzenie się światła jest modelowane przez teorię Huygensa-Fresnela, która dostarcza jądra propagatora

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym artykule pokazujemy, że mikroskopia wideo bez soczewek może być używana w inkubatorze do uchwycenia kinetyki tysięcy komórek. Aby opisać ogólną metodologię, wyjaśniliśmy, w jaki sposób 2,7-dniowe nabycie komórek HeLa w kulturze może być analizowane za pomocą standardowych algorytmów śledzenia komórek. Rezultatem jest zestaw danych zawierający pomiary 2,2 x 106 komórek i 10 584 ścieżki cyklu komórkowego. Akwizycji dokonano na hodowli komórek Hela o stosunkowo dużej odległości między komórkami (gęstość kom...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do potwierdzenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mikroskop wideo bez soczewek Cytonote Oprogramowanie do
HorusIprasense
6-dołkowe płytki hodowlane ze szklanym dnemKorporacja MatTekCzęść nr: P06G-0-14-F 
DMEM + GlutaMAX średni Gibco
inaktywowana termicznie surowica cielęca Eurobio
penicylina i streptomycyna Gibco
Fibronektyna Sigma Aldrich
Matlab, zestaw narzędzi do przetwarzania obrazu Matematyka
akwizycji Iprasense

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zangle, T. A., Teitell, M. A. Live-cell mass profiling: an emerging approach in quantitative biophysics. Nat Methods. 11 (12), 1221-1228 (2014).
  2. Popescu, G., Park, K., Mir, M., Bashir, R. New technologies for measuring single cell mass. Lab Chip. 14 (4), 646-652 (2014).
  3. Reed, J., et al. Rapid, massively parallel single-cell drug response measurements via live cell interferometry. Biophys J. 101 (5), 1025-1031 (2011).
  4. Mir, M., et al. Optical measurement of cycle-dependent cell growth. Proc Natl Acad Sci. USA. 108 (32), 13124-13129 (2011).
  5. Girshovitz, P., Shaked, N. T. Generalized cell morphological parameters based on interferometric phase microscopy and their application to cell life cycle characterization. Biomed Opt Express. 3 (8), 1757-1773 (2012).
  6. Kemper, B., Bauwens, A., Vollmer, A., Ketelhut, S., Langehanenberg, P. Label-free quantitative cell division monitoring of endothelial cells by digital holographic microscopy. J Biomed Opt. 15 (3), (2010).
  7. Mir, M., Bergamaschi, A., Katzenellenbogen, B. S., Popescu, G. Highly sensitive quantitative imaging for monitoring single cancer cell growth kinetics and drug response. PLoS One. 9 (2), 1-8 (2014).
  8. Bon, P., Savatier, J., Merlin, M., Wattellier, B., Monneret, S. Optical detection and measurement of living cell morphometric features with single-shot quantitative phase microscopy. J Biomed Opt. 17 (7), (2012).
  9. Aknoun, S., et al. Living cell dry mass measurement usinq quantitative phase imaging with quadriwave lateral shearing interferometry: an accuracy and sensitivity discussion. J Biomed Opt. 20 (1), 1-4 (2015).
  10. Cotte, Y., et al. Marker-free phase nanoscopy. Nature Photonics. 7 (2), 113-117 (2013).
  11. Choi, W., et al. Tomographic phase microscopy. Nat Methods. 4 (9), 717-719 (2007).
  12. Kesavan, S. V., et al. High-throughput monitoring of major cell functions by means of lensfree video microscopy. Sci Rep. 4, 1-11 (2014).
  13. Zheng, G., Lee, S. A., Antebi, Y., Elowitz, M. B., Yang, C. The ePetri dish, an on-chip cell imaging platform based on subpixel perspective sweeping microscopy (SPSM). Proc Natl Acad Sci USA. 108 (41), 16889-16894 (2011).
  14. Pushkarsky, I., et al. Automated single-cell motility analysis on a chip using lensfree microscopy. Sci Rep. 4, 4717(2014).
  15. Allier, C., et al. Imaging of dense cell cultures by multiwavelength lens-free video microscopy. Cytom Part A. 91 (5), 1-10 (2017).
  16. Su, T. -W., Seo, S., Erlinger, A., Ozcan, A. High-throughput lensfree imaging and characterization of a heterogeneous cell solution on a chip. Biotechnol Bioeng. 102 (3), 856-868 (2009).
  17. Delacroix, R., et al. Cerebrospinal fluid lens-free microscopy: a new tool for the laboratory diagnosis of meningitis. Sci Rep. 7, 39893(2017).
  18. Tinevez, J. -Y., et al. TrackMate: an open and extensible platform for single-particle tracking. Methods. 115, 80-90 (2016).
  19. Popescu, G. Optical imaging of cell mass and growth dynamics. Am J Physiol Physiol. 295 (2), 538-544 (2008).
  20. Liu, P. Y., et al. Cell refractive index for cell biology and disease diagnosis: past, present and future. Lab Chip. 16, 634-644 (2016).
  21. Rapoport, D. H., Becker, T., Mamlouk, A. M., Schicktanz, S., Kruse, C. A novel validation algorithm allows for automated cell tracking and the extraction of biologically meaningful parameters. PLoS One. 6 (11), e27315(2011).
  22. Al-Kofahi, O., et al. Automated cell lineage construction: A rapid method to analyze clonal development established with murine neural progenitor cells. Cell Cycle. 5 (3), 327-335 (2006).
  23. Meijering, E., Dzyubachyk, O., Smal, I., van Cappellen, W. A. Tracking in cell and developmental biology. Semin Cell Dev Biol. 20 (8), 894-902 (2009).
  24. Posakony, J. W., England, J. M., Attardi, G. Mitochondrial growth and division during the cell cycle in HeLa cells. J Cell Biol. 74 (2), 468-491 (1977).
  25. Zocchi, E., et al. Expression of CD38 Increases Intracellular Calcium Concentration and Reduces Doubling Time in HeLa and 3T3 Cells. J Biol Chem. 273 (14), 8017-8024 (1979).
  26. Reitzer, L. J., Wice, B. M., Kennell, D. Evidence that glutamine, not sugar, is the major energy source for cultured HeLa cells. J Biol Chem. 254 (8), 2669-2676 (1979).
  27. Benedetti, A. D. E., Joshi-barve, S., Rinker-Schaeffer, C., Rhoads, R. E. Expression of Antisense RNA against Initiation Factor eIF-4E mRNA in HeLa Cells Results in Lengthened Cell Division Times, Diminished Translation Rates, and Reduced Levels of Both eIF-4E and the p220 Component of eIF-4F. Mol Cell Biol. 11 (11), 5435-5445 (1991).
  28. Kumei, Y., Nakajima, T., Sato, A., Kamata, N., Enomoto, S. Reduction of G1 phase duration and enhancement of c-myc gene expression in HeLa cells at hypergravity. J Cell Sci. 93 (2), 221-226 (1989).
  29. Ginzberg, M. B., Kafri, R., Kirschner, M. On being the right (cell) size. Science. 348 (6236), 1245075(2015).
  30. Mathieu, E., et al. Time-lapse lens-free imaging of cell migration in diverse physical microenvironments. Lab Chip. 16 (17), 3304-3316 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Rekonstrukcja holograficznaledzenie kom reksegmentacja kom rekdetekcja podzia w kom rkowychakwizycja time lapseanaliza kom rek HeLao wietlenie wielod ugo ciowealgorytm TrackMate

Powiązane artykuły