Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Szkolenie chirurgiczne w zakresie implantacji układów mikroelektrod kory nowej przy użyciu modelu zwłok ludzkich utrwalonych formaldehydem

10.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56584

⸱

19 listopada 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Wyss Center for Bio and Neuroengineering, Geneva, 2Division of Neurology, Department of Clinical Neuroscience, Geneva University Hospitals, 3Department of Neurosurgery, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 4Division of Neurosurgery, Department of Clinical Neuroscience, Geneva University Hospitals, 5Clinical Anatomy Research Group, Department of Cell Physiology and Metabolism, Faculty of Medicine, University of Geneva

W tym artykule

Podsumowanie

Zaprojektowaliśmy procedurę, w której utrwalone formaldehydem ludzkie zwłoki są używane do pomocy neurochirurgom w szkoleniu do wszczepiania układów mikroelektrod do kory nowej ludzkiego mózgu.

Streszczenie

Ten protokół opisuje procedurę, która ma pomóc chirurgom w szkoleniu do wszczepienia układów mikroelektrod do kory nowej ludzkiego mózgu. Niedawny postęp technologiczny umożliwił wytworzenie układów mikroelektrod, które umożliwiają rejestrowanie aktywności wielu pojedynczych neuronów w korze nowej ludzkiego mózgu. Matryce te mają potencjał, aby zapewnić unikalny wgląd w neuronalne korelaty funkcji mózgu w zdrowiu i chorobie. Co więcej, identyfikacja i dekodowanie wolicjonalnej aktywności neuronalnej otwiera możliwość ustanowienia interfejsów mózg-komputer, a tym samym może pomóc w przywróceniu utraconych funkcji neurologicznych. Implantacja układów mikroelektrod kory nowej jest zabiegiem inwazyjnym wymagającym kraniotomii nadcentymetrowej i odsłonięcia powierzchni kory mózgowej; W związku z tym zabieg musi być wykonany przez odpowiednio przeszkolonego neurochirurga. Aby zapewnić możliwość szkolenia chirurgicznego, zaprojektowaliśmy zabieg oparty na modelu zwłok ludzkich. Użycie utrwalonych formaldehydem zwłok ludzkich omija praktyczne, etyczne i finansowe trudności związane z praktyką chirurgiczną na zwierzętach (zwłaszcza naczelnych), zachowując jednocześnie makroskopową strukturę głowy, czaszki, opon mózgowych i powierzchni mózgu oraz umożliwiając realistyczne pozycjonowanie i oprzyrządowanie przypominające salę operacyjną. Co więcej, wykorzystanie ludzkich zwłok jest bliższe codziennej praktyce klinicznej niż jakikolwiek model inny niż ludzki. Głównymi wadami symulacji zwłok jest brak pulsacji mózgowej oraz krążenia krwi i płynu mózgowo-rdzeniowego. Sugerujemy, że model ludzkich zwłok utrwalony formaldehydem jest odpowiednim, praktycznym i opłacalnym podejściem do zapewnienia odpowiedniego szkolenia chirurgicznego przed wszczepieniem układów mikroelektrod do żywej ludzkiej kory nowej.

Wprowadzenie

Ostatnie lata przyniosły rozwój technologicznych rozwiązań dla wyzwania rejestrowania aktywności wielu pojedynczych neuronów w żywym mózgu1,2,3. Matryce mikroelektrod na bazie krzemu działają podobnie do konwencjonalnych mikroelektrod drucianych pod względem właściwości sygnału i mogą rejestrować od dziesiątek do setek neuronów w małym fragmencie tkanki mózgowej 4,5,6,7. Układy mikroelektrod pozwoliły naukowcom ustalić związek między aktywnością neuronalną w pierwotnej korze ruchowej małp a ruchami ramion8, co z kolei przyczyniło się do rozwoju interfejsów mózg-komputer (BCI)9.

Układy mikroelektrod były używane u ludzi w dwóch sytuacjach: jako przewlekłe implanty do kontroli BCI i jako półprzewlekłe implanty do badania aktywności poszczególnych neuronów u pacjentów cierpiących na epilepsję. Przewlekłe implanty, ukierunkowane na funkcjonalną reprezentację ręki w pierwotnej korze ruchowej, pozwoliły pacjentom cierpiącym na tetraplegię kontrolować ruch ramienia robota lub kursora komputerowego10,11,12,13. Implanty półprzewlekłe, wszczepiane razem z elektrodami elektrokortykografii podtwardówkowej (ECOG) u pacjentów z padaczką lekooporną, którzy są kandydatami do operacji epilepsji14, umożliwiają zapisy pojedynczych jednostek przed, w trakcie i po napadach i zaczęły rzucać światło na aktywność pojedynczych neuronów podczas i pomiędzy napadami padaczkowymi15,16,17,18,19. Układy mikroelektrod mogą znacznie poprawić nasze zrozumienie funkcjonowania mózgu, ustanawiając związek między aktywnością neuronów z jednej strony, a percepcją, ruchami i myślami ludzi, zarówno w zdrowiu, jak i chorobie, z drugiej20,21.

Matryce mikroelektrod na bazie krzemu są teraz dostępne na rynku, a ich stosowanie u ludzi zostało zatwierdzone przez organy regulacyjne w USA we wskazaniu do leczenia padaczki półprzewlekłej. Jednak urządzenia te są inwazyjne i muszą być wprowadzone do mózgu. Negatywne konsekwencje niewłaściwej techniki wprowadzania, poza niezdolnością urządzenia do rejestrowania aktywności neuronalnej, obejmują krwotok mózgowy i infekcję, z możliwością długotrwałej lub trwałej dysfunkcji neurologicznej. Chociaż częstość powikłań implantacji matrycy mikroelektrod jest obecnie nieznana, częstość występowania potencjalnie poważnych powikłań podczas implantacji makroelektrod elektroencefalografii wewnątrzczaszkowej (EEG) wynosi 1-5%22,23. W związku z tym prawidłowa implantacja układów mikroelektrod wymaga zarówno rozległych umiejętności neurochirurgicznych, jak i szkolenia specyficznego dla zabiegu.

Metody dostępne dla chirurgów do doskonalenia swoich umiejętności z układami mikroelektrod w bezpiecznym środowisku obejmują ssaki niebędące ludźmi i ludzkie zwłoki. Idealny model treningowy wiernie odwzorowywałby rozmiar i grubość ludzkiej czaszki; wytrzymałość i rozgałęzienia naczyniowe opony twardej; wzorzec gyryfikacji, konsystencja i pulsacja ludzkiego mózgu; obecność krążącej krwi i płynu mózgowo-rdzeniowego; oraz ogólne umiejscowienie obiektu w środowisku podobnym do sali operacyjnej (OR). W związku z tym modele zwierzęce muszą mieć wystarczające rozmiary, aby zapewnić chirurgom znaczące doświadczenie. Najbliżej tego typu są duże ssaki naczelne, ale ich wykorzystanie do szkolenia chirurgicznego jest nie do utrzymania zarówno z etycznego punktu widzenia, jak i dlatego, że są drogie. Gryzonie nie są brane pod uwagę ze względu na ich niewielkie rozmiary; używanie nawet kotów lub królików oznacza znaczne odejście od środowiska podobnego do sali operacyjnej.

Ludzkie zwłoki stanowią atrakcyjną alternatywę. Do ich zalet należy realistyczny rozmiar i kształt głowy i mózgu oraz możliwość zorganizowania szkolenia chirurgicznego w środowisku podobnym do sali operacyjnej. Najbardziej oczywistymi odstępstwami od realistycznej sytuacji są brak pulsacji mózgowych i krwawień oraz modyfikacje w wyglądzie i konsystencji tkanek ciała, które są specyficzne dla techniki stosowanej do konserwacji zwłok24. Świeżo mrożone zwłoki zachowują do pewnego stopnia konsystencję i elastyczność wielu narządów i tkanek, ale mają kilka wad: zaczynają się rozkładać, gdy tylko zaczyna się rozmrażanie, tak że mózg staje się zbyt zdegradowany, aby wprowadzenie układu mikroelektrod mogło być wykonane realistycznie, i są stosunkowo rzadkim i drogim zasobem. Z drugiej strony zwłoki utrwalone formaldehydem są tańsze i bardziej dostępne oraz znacznie trwalsze, kosztem stwardniałej konsystencji tkanki.

Tutaj ustalamy procedurę wykorzystującą model ludzkich zwłok utrwalonych formaldehydem, aby zapewnić szkolenie neurochirurgiczne w zakresie implantacji układu mikroelektrod kory nowej. Nasze podejście pozwala na realistyczne pozycjonowanie i oprzyrządowanie podobne do OR; wykonanie kraniotomii i durotomii oraz odsłonięcie powierzchni kory nowej; przymocowanie cokołu elektrody do kości czaszki sąsiadującej z kraniotomią; i wprowadzenie układu mikroelektrod do kory nowej za pomocą impaktora pneumatycznego25. Co najważniejsze, umożliwia chirurgom ćwiczenie precyzyjnego ustawiania matrycy mikroelektrod (która jest połączona z cokołem elektrody za pomocą wiązki indywidualnie izolowanych złotych drutów) równolegle do powierzchni kory nowej26. Nasz protokół wiernie odwzorowuje wskazanie implantacji matrycy mikroelektrod wraz z implantacją ECOG u pacjentów, którzy są kandydatami do operacji padaczki. Na szczegóły zabiegu implantacji znaczący wpływ ma dokładny rodzaj układu mikroelektrod; tutaj opisujemy procedurę dla macierzy, która niedawno otrzymała zgodę organów regulacyjnych do stosowania u ludzi w USA. Tak zwana matryca Utah składa się z siatki 100 mikroelektrod o wymiarach 4x4 mm; przezskórny cokół, który jest przymocowany do zewnętrznego stołu czaszki; i wiązka przewodów łącząca te dwa.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ludzkie zwłoki użyte w tej pracy zostały dostarczone w ramach dawstwa ciał na edukację medyczną. Świadoma zgoda na oddanie ciała została uzyskana na piśmie za życia dawcy. Zgodnie z prawem federalnym i kantonalnym nie było konieczne przeprowadzanie kontroli przez komisję etyczną.

Uwaga: Ten protokół zakłada, że osoby wykonujące operację praktykującą są neurochirurgami z przeszkoleniem i doświadczeniem w standardowych procedurach neurochirurgicznych, w tym ustawianiu pacjenta i stabilizacji głowy, kraniotomii i durotomii oraz szyciu. Oprócz narzędzi i sprzętu specyficznych dla układu mikroelektrod stosuje się standardowe narzędzia i sprzęt neurochirurgiczny.

1. Wybór zwłok i ustawienie sali operacyjnej

  1. Wybierz próbkę, która nie miała historii chorób ani urazów głowy, czaszki i mózgu.
    1. Opcjonalnie należy wykonać tomografię komputerową (CT) głowy zwłok, aby upewnić się, że nie ma znaczącej zmiany wewnątrzczaszkowej (Ryc. 1A), np. przewlekłego krwiaka podtwardówkowego lub wewnątrzosiowej zmiany ekspansywnej. Korzystając z tomografii komputerowej, zidentyfikuj docelowy obszar kory mózgowej do implantacji układu mikroelektrod (taki jak obszar "gałki ręki" zakrętu przedśrodkowego, odpowiadający reprezentacji ręki w pierwotnej korze ruchowej27, w przypadku treningu do implantacji BCI).
  2. Ułóż zwłoki w odleżynie bocznej na stole operacyjnym. Użyj stołu operacyjnego zamiast stołu sekcyjnego, aby zwiększyć realizm środowiska podobnego do sali operacyjnej i ułatwić mocowanie zacisku czaszki i impaktora pneumatycznego. Umieścić zwłoki w odleżynie bocznej, aby umożliwić dostęp czołowo-skroniowy w zwłokach utrwalonych formaldehydem, u których rotacja szyi jest ograniczona.
  3. Zamocuj głowę w zacisku czaszki (Rysunek 1B). Przykrycie z obłożeniami chirurgicznymi (Rysunek 1C).
    Uwaga: W naszym przypadku tylne szpilki zacisku czaszki są nietypowo umieszczone w płaszczyźnie strzałkowej głowy (patrz Rysunek 1B), ponieważ użyliśmy zacisku czaszki, który został zmodyfikowany do celów treningu chirurgicznego, aby utrzymać głowę zwłok oddzielnie od reszty ciała.
    1. Używając standardowego zacisku czaszki na stole operacyjnym, tylne kołki mocujące głowę należy umieścić prostopadle do płaszczyzny strzałkowej.

2. Odsłonięcie powierzchni kory nowej

  1. Naciąć skórę głowy za pomocą skalpela, po nacięciu ze znakiem zapytania, aby odsłonić kości skroniowe i czołowe. Wypreparuj mięsień skroniowy wzdłuż tylnej krawędzi nacięcia. Odchyl skórę głowy i mięsień skroniowy przez rozwarstwienie (Rysunek 1D).
  2. Wykonaj dużą kwadratową kraniotomię czołowo-skroniową, np. 5 x 5 cm (Ryc. 2A). W tym celu wywierć cztery otwory w rogach planowanej kraniotomii. Następnie użyj kraniotomu, aby połączyć otwory w zadziorach. Usuń płat kostny za pomocą szpatułki, odsłaniając oponę twardą. Płat kostny należy przechowywać w roztworze soli fizjologicznej.
  3. Otwórz oponę twardą z trzech stron kraniotomii za pomocą nożyczek do opony twardej (Ryc. 2B). Rozłóż go i odsłoń błonę pajęczynówkową oraz powierzchnię kory nowej mózgu (Ryc. 2C).

3. Mocowanie cokołu elektrody

  1. Wybierz zakręt korowy, w którym zostanie wszczepiony układ mikroelektrod. Wybierz powierzchnię żyralną, która jest w przybliżeniu płaska, tak aby układ mikroelektrod leżał równo z nią po włożeniu. Upewnij się, że na powierzchni kory mózgowej, do której zostanie wprowadzony układ mikroelektrod, nie ma widocznych naczyń krwionośnych.
  2. Wybierz miejsce zamocowania cokołu elektrody na górnej krawędzi kraniotomii, blisko nacięcia skóry i pozostawiając wystarczający luz dla wiązki drutów, aby układ mikroelektrod mógł dotrzeć do zakrętu docelowego. Przykręć cokół do zewnętrznego stołu kości czaszki obok kraniotomii (Rysunek 2D). Użyj od 6 do 8 samogwintujących korowych z kością (6 mm długości, 2 mm średnicy), aby zapewnić odpowiednie mocowanie.
    1. Podczas manipulowania cokołem zawsze upewnij się, że układ mikroelektrod niczego nie dotyka (może być uszkodzony lub może uszkodzić powierzchnię kory nowej), trzymając wiązkę przewodów blisko układu mikroelektrod za pomocą pęsety z końcówkami pokrytymi plastikiem lub gumą (Rysunek 2E).

4. Pozycjonowanie i wstawianie układu mikroelektrod

  1. Ustawić układ mikroelektrod równolegle do powierzchni zakrętu docelowego. Zegnij wiązkę przewodów w razie potrzeby w tym celu (Rysunek 3A).
    Uwaga: Sztywna wiązka drutu nie spełnia łatwo życzeń chirurga. Wymagana jest ostrożność i cierpliwość, aby uzyskać dobre wyrównanie układu mikroelektrod i powierzchni kory mózgowej.
    1. Opcjonalnie użyj tytanowych pasków typu "psia kość", aby przymocować wiązkę drutu do czaszki i kontrolować jej kurs w kierunku zakrętu docelowego. Nie skręcaj paska zbyt mocno, aby uniknąć uszkodzenia wiązki przewodów.
  2. Ustaw impaktor pneumatyczny w przybliżonym położeniu względem tylnej części układu mikroelektrod (Rysunek 3B). Sprawdzić połączenia udaru pneumatycznego ze skrzynką sterowniczą, a następnie włączyć skrzynkę sterowniczą.
    Uwaga: Przed włączeniem skrzynki sterowniczej należy upewnić się, że udar pneumatyczny znajduje się w odległości co najmniej 5 mm od układu, ponieważ impaktor pneumatyczny może zostać uruchomiony po pierwszym włączeniu.
  3. Użyj milimetrowych pneumatycznego uchwytu udaru, aby poprawić wyrównanie udaru z tylną częścią układu mikroelektrod (Rysunek 3B, wstawka). Za pomocą impaktora przyłóż kran z kontrolowaną odległością i ciśnieniem do tylnej części układu mikroelektrod i włóż go do powierzchni korowej, przepychając go przez błonę pajęczynówki.
    Uwaga: Sprawdź, czy układ mikroelektrod jest zlicowany z powierzchnią kory mózgowej.

5. Umiejscowienie podtwardówkowej siatki ECOG

Uwaga: Ten krok jest opcjonalny.

  1. Umieść podtwardówkową siatkę ECOG na odsłoniętej powierzchni kory mózgowej (Rysunek 3D). W razie potrzeby usuń elektrody, przecinając siatkę tak, aby ogólny kształt siatki ECOG pasował do kraniotomii.
  2. Ustaw siatkę ECOG tak, aby jej przewody wychodziły z opony twardej i czaszki powyżej lub do tyłu.
  3. Przepłukać siatkę ECOG solą fizjologiczną przed umieszczeniem jej w kontakcie z powierzchnią kory mózgowej.
  4. Zabezpiecz siatkę ECOG, przyszywając ją do opony twardej na krawędziach durotomii.

6. Repozycja i zamknięcie opony twardej, płata kostnego i płata skóry

  1. Odbić oponę twardą z powrotem na odsłoniętą powierzchnię kory mózgowej i przyszyć ją do krawędzi durotomii.
  2. Przykręć tytanowe paski "psa kości" do krawędzi płata kostnego za pomocą samogwintujących korowych do kości. Zmienić położenie płata kostnego w obrębie kraniotomii. Przymocuj płat kostny do sąsiednich kości czaszki za pomocą tytanowych pasków "ps-bone" i samogwintujących korowych do kości. Należy uważać, aby nie zgniecić wiązki przewodów układu mikroelektrod (i wiązki przewodów opcjonalnej siatki ECOG) między krawędziami kości.
  3. Odbij i zszyj płat skóry. Zamknij nacięcie skóry wokół szyjki cokołu elektrody (Rysunek 3E).
    1. Alternatywnie, pozwól, aby cokół wydostał się ze skóry głowy przez osobne nacięcie wykonane w płatku skóry głowy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Nasz protokół wykorzystuje model ludzkiego zwłok utrwalonych formaldehydem, aby umożliwić chirurgom przećwiczenie procedury chirurgicznego wszczepiania macierzy mikroelektrod do neocortex mózgowego w realistycznym środowisku przypominającym salę operacyjną. Możliwość wykonania pośmiertnego obrazowania neurologicznego, takiego jak tomografia komputerowa (CT) głowy, pozwoli potwierdzić brak istotnych zmian wewnątrzczaszkowych (Rycina 1A) i może pomóc w wyborze miejsca implantacji. Praca na cał...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model ludzkich zwłok utrwalonych formaldehydem i opisany tutaj protokół chirurgiczny odtwarzają procedurę chirurgiczną polegającą na wszczepianiu układów mikroelektrod do ludzkiej kory nowej mózgu. Każdy etap procedury, w tym ustawienie układu mikroelektrod i jego wprowadzenie za pomocą podajnika pneumatycznego, przebiega prawie tak samo, jak u prawdziwego pacjenta, z wyjątkiem tego, że nie ma pulsacji i krążenia mózgowego. Krytycznymi etapami protokołu są wyrównanie układu mikroelektrod z powierzchnią kory nowej i jej w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy są wdzięczni dr Robowi Franklinowi (Blackrock Microsystems), prof. Margitcie Seeck (Division of Neurology, Geneva University Hospitals, Genewa, Szwajcaria), dr Andrei Bartoli i prof. Karlowi Schallerowi (Division of Neurosurgery, Geneva University Hospitals, Genewa, Szwajcaria) oraz Panom Florentowi Burdinowi i Prof. Johnowi P. Donoghue (Wyss Center for Bio and Neuroengineering, Genewa, Szwajcaria) za ich wsparcie w przygotowaniu obecnej pracy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zacisk czaszki MayfieldIntegra LifeSciences, Cincinnati, OHA1059
System Midas Rex MR7 do kraniotomiiMedtronic, Minneapolis, MNEC300
Instrumenty chirurgiczne Sklar, West Chester, PA22-2742
Wkręty samogwintujące do kościOrthoMed Inc., Tigard, OROM SYN211806
Matryca mikroelektrod i cokółBlackrock Microsystems, Salt Lake City, UTLB-0612Makiety są dostępne u producenta na życzenie
Udar pneumatycznyBlackrock Microsystems, Salt Lake City, UTLB-0088
64-kanałowa siatka elektrokortykograficznaAd-Tech Medical Instrument Corporation, Racine,WI FG64C-SP10X-0C6Opcjonalnie
Nożyczki Dura

Bibliografia

  1. Campbell, P. K., Jones, K. E., Huber, R. J., Horch, K. W., Normann, R. A. A silicon-based, 3-dimensional neural interface - manufacturing processes for an intracortical electrode array. IEEE Trans. Biomed. Eng. 38 (8), 758-768 (1991).
  2. Jones, K. E., Campbell, P. K., Normann, R. A. A glass/silicon composite intracortical electrode array. Ann. Biomed. Eng. 20 (4), 423-427 (1992).
  3. Maynard, E. M., Nordhausen, C. T., Normann, R. A. The Utah Intracortical Electrode Array: A recording structure for potential brain-computer interfaces. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 102 (3), 228-239 (1997).
  4. Csicsvari, J., et al. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. J. Neurophysiol. 90 (2), 1314-1314 (2003).
  5. Kelly, R. C., et al. Comparison of recordings from microelectrode arrays and single electrodes in the visual cortex. J. Neurosci. 27 (2), 261-264 (2007).
  6. Nordhausen, C. T., Maynard, E. M., Normann, R. A. Single unit recording capabilities of a 100 microelectrode array. Brain Res. 726 (1-2), 129-140 (1996).
  7. Nordhausen, C. T., Rousche, P. J., Normann, R. A. Optimizing recording capabilities of the Utah Intracortical Electrode Array. Brain Res. 637 (1-2), 27-36 (1994).
  8. Maynard, E. M., et al. Neuronal interactions improve cortical population coding of movement direction. J. Neurosci. 19 (18), 8083-8093 (1999).
  9. Serruya, M. D., Hatsopoulos, N. G., Paninski, L., Fellows, M. R., Donoghue, J. P. Instant neural control of a movement signal. Nature. 416 (6877), 141-142 (2002).
  10. Hochberg, L. R., et al. Neuronal ensemble control of prosthetic devices by a human with tetraplegia. Nature. 442 (7099), 164-171 (2006).
  11. Hochberg, L. R., et al. Reach and grasp by people with tetraplegia using a neurally controlled robotic arm. Nature. 485 (7398), 372(2012).
  12. Simeral, J. D., Kim, S. P., Black, M. J., Donoghue, J. P., Hochberg, L. R. Neural control of cursor trajectory and click by a human with tetraplegia 1000 days after implant of an intracortical microelectrode array. J. Neural Eng. 8 (2), 25027(2011).
  13. Jarosiewicz, B., et al. Virtual typing by people with tetraplegia using a self-calibrating intracortical brain-computer interface. Sci. Transl. Med. 7 (313), 313ra179(2015).
  14. Seeck, M., Schomer, D. L., Niedermeyer, E. Intracranial Monitoring: Depth, Subdural, and Foramen Ovale Electrodes. Niedermeyer’s Electroencephalogr. , 677-714 (2011).
  15. Truccolo, W., et al. Single-neuron dynamics in human focal epilepsy. Nat. Neurosci. 14 (5), 635-641 (2011).
  16. Truccolo, W., et al. Neuronal ensemble synchrony during human focal seizures. J. Neurosci. 34 (30), 9927(2014).
  17. Keller, C. J., et al. Heterogeneous neuronal firing patterns during interictal epileptiform discharges in the human cortex. Brain. 133 (Pt 6), 1668-1681 (2010).
  18. Schevon, C. A., et al. Evidence of an inhibitory restraint of seizure activity in humans. Nat. Commun. 3, 1060(2012).
  19. Weiss, S. A., et al. Ictal high frequency oscillations distinguish two types of seizure territories in humans. Brain. 136 (Pt 12), 3796-3808 (2013).
  20. Cash, S. S., Hochberg, L. R. The Emergence of Single Neurons in Clinical Neurology. Neuron. 86 (1), 79-91 (2015).
  21. Donoghue, J. P. Bridging the brain to the world: a perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  22. Hader, W. J., et al. Complications of epilepsy surgery - A systematic review of focal surgical resections and invasive EEG monitoring. Epilepsia. 54 (5), 840-847 (2013).
  23. Arya, R., Mangano, F. T., Horn, P. S., Holland, K. D., Rose, D. F., Glauser, T. A. Adverse events related to extraoperative invasive EEG monitoring with subdural grid electrodes: A systematic review and meta-analysis. Epilepsia. 54 (5), 828-839 (2013).
  24. Hayashi, S., et al. History and future of human cadaver preservation for surgical training: from formalin to saturated salt solution method. Anat. Sci. Int. 91 (1), 1-7 (2016).
  25. Rousche, P. J., Normann, R. A. A method for pneumatically inserting an array of penetrating electrodes into cortical tissue. Ann. Biomed. Eng. 20 (4), 413-422 (1992).
  26. Waziri, A., Schevon, C. A., Cappell, J., Emerson, R. G., McKhann, G. M., Goodman, R. R. Initial surgical experience with a dense cortical microarray in epileptic patients undergoing craniotomy for subdural electrode implantation. Neurosurgery. 64 (3), 540-545 (2009).
  27. Yousry, T. A., et al. Localization of the motor hand area to a knob on the precentral gyrus. A new landmark. Brain. 120 (1), 141-157 (1997).
  28. Tóth, E., Fabó, D., Entz, L., Ulbert, I., Erőss, L. Intracranial neuronal ensemble recordings and analysis in epilepsy. J. Neurosci. Methods. 260, 261-269 (2016).
  29. Cash, S. S., et al. The human K-complex represents an isolated cortical down-state. Science. 324 (5930), 1084-1087 (2009).
  30. Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. Human cadaver brain infusion model for neurosurgical training. Surg. Neurol. 72 (6), 700-702 (2009).
  31. Winer, J. L., et al. Cerebrospinal fluid reconstitution via a perfusion-based cadaveric model: feasibility study demonstrating surgical simulation of neuroendoscopic procedures. J. Neurosurg. 123 (5), 1316-1321 (2015).
  32. Cardali, S., et al. Microsurgical Anatomic Features of the Olfactory Nerve: Relevance to Olfaction Preservation in the Pterional Approach. Oper. Neurosurg. 57, 17-21 (2005).
  33. Alvernia, J. E., Pradilla, G., Mertens, P., Lanzino, G., Tamargo, R. J. Latex injection of cadaver heads: technical note. Neurosurgery. 67 (2 Suppl Operative), 362-367 (2010).
  34. Chowdhury, F. H., et al. Endoscopic endonasal transsphenoidal exposure of circle of Willis (CW); can it be applied in vascular neurosurgery in the near future? A cadaveric study of 26 cases. Turk. Neurosurg. 22 (1), 68-76 (2012).
  35. Benet, A., Rincon-Torroella, J., Lawton, M. T., González Sánchez, J. J. Novel embalming solution for neurosurgical simulation in cadavers. J. Neurosurg. 120 (5), 1229-1237 (2014).
  36. Tomlinson, J. E., Yiasemidou, M., Watts, A. L., Roberts, D. J. H., Timothy, J. Cadaveric Spinal Surgery Simulation: A Comparison of Cadaver Types. Glob. spine J. 6 (4), 357-361 (2016).
  37. Krishnamurthy, S., Powers, S. K. The use of fabric softener in neurosurgical prosections. Neurosurgery. 36 (2), 420-3-4at(1995).
  38. Hamlyn, P. J. Neurovascular relationships in the posterior cranial fossa, with special reference to trigeminal neuralgia. 1. Review of the literature and development of a new method of vascular injection-filling in cadaveric controls. Clin. Anat. 10 (6), 371-379 (1997).
  39. Tubbs, R. S., Loukas, M., Shoja, M. M., Wellons, J. C., Cohen-Gadol, A. A. Feasibility of ventricular expansion postmortem: a novel laboratory model for neurosurgical training that simulates intraventricular endoscopic surgery. J. Neurosurg. 111 (6), 1165-1167 (2009).
  40. Aktas, U., Yilmazlar, S., Ugras, N. Anatomical restrictions in the transsphenoidal, transclival approach to the upper clival region: a cadaveric, anatomic study. J. Craniomaxillofac. Surg. 41 (6), 457-467 (2013).
  41. Yiasemidou, M., Roberts, D., Glassman, D., Tomlinson, J., Biyani, S., Miskovic, D. A Multispecialty Evaluation of Thiel Cadavers for Surgical Training. World J. Surg. , (2017).
  42. Ploch, C. C., Mansi, C. S. S. A., Jayamohan, J., Kuhl, E. Using 3D Printing to Create Personalized Brain Models for Neurosurgical Training and Preoperative Planning. World Neurosurg. 90, 668-674 (2016).
  43. Del Castillo-Calcáneo, J., Donoghue, J. A. A Novel Method for 3-Dimensional Printing a Brain That Feels and Looks Like One: The Next Step in the Search of the Perfect Neurosurgical Simulator. World Neurosurg. 91, 620-622 (2016).
  44. Martin, S., Millán, J. D. R., Knight, R. T., Pasley, B. N. The use of intracranial recordings to decode human language: Challenges and opportunities. Brain Lang. , (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Neokortykalna macierz mikroelektrodprocedura kraniotomiimocowanie piedesta uimplantacja mikroelektrodprotok szkolenia chirurgicznegopreparat zw ok utrwalony formaldehydemsiatka do elektrokortykografiiusuwanie p ata kostnegoods oni cie opony twardej
Szkolenie chirurgiczne w zakresie implantacji układów mikroelektrod kory nowej przy użyciu modelu zwłok ludzkich utrwalonych formaldehydem
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.