Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ustalenie mysiego modelu czystej neuropatii drobnowłóknistej z ultrasilnym agonistą przejściowego potencjału receptora waniloidowego typu 1

9.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56651

⸱

13 lutego 2018

 ,  , 
1Department of Anatomy, School of Medicine, College of Medicine, Kaohsiung Medical University, 2Department of Medical Research, Kaohsiung Medical University Hospital, 3Department of Medical Research, Ultrastructural Laboratory, Kaohsiung Medical University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie ustanawia eksperymentalny model czystej neuropatii małych włókien z resiniferatoksyną (RTX). Unikalna dawka RTX (50 μg/kg) jest optymalna do opracowania modelu neuropatii małowłóknistych, który naśladuje charakterystykę pacjenta i może pomóc w zbadaniu nocyceptywnego znaczenia molekularnego leżącego u podstaw bólu neuropatycznego.

Streszczenie

Pacjenci z cukrzycą (DM) lub doświadczający neurotoksycznych efektów chemioterapeutyków mogą rozwinąć zaburzenia czucia z powodu zwyrodnienia i uszkodzenia neuronów czuciowych o małej średnicy, określane jako neuropatia małych włókien. Obecne modele zwierzęce neuropatii małych włókien wpływają zarówno na włókna czuciowe o dużej, jak i małej średnicy, a tym samym tworzą neuropatologię zbyt złożoną, aby prawidłowo ocenić skutki uszkodzonych włókien czuciowych o małej średnicy. Dlatego konieczne jest opracowanie eksperymentalnego modelu czystej neuropatii małych włókien, aby odpowiednio zbadać te kwestie. Protokół ten opisuje eksperymentalny model neuropatii małych włókien specyficznie wpływającej na nerwy czuciowe o małej średnicy z resyferatoksyną (RTX), ultrasilnym agonistą przejściowego potencjału receptora waniloidowego typu 1 (TRPV1), poprzez pojedynczą dawkę wstrzyknięcia dootrzewnowego, określaną jako neuropatia RTX. Ta neuropatia RTX wykazała patologiczne objawy i nieprawidłowości behawioralne, które naśladują charakterystykę kliniczną pacjentów z neuropatią małych włókien, w tym zwyrodnienie śródnaskórkowych włókien nerwowych (IENF), w szczególności uszkodzenie neuronów o małej średnicy oraz indukcję hipoalgezji termicznej i allodynii mechanicznej. W protokole tym przetestowano trzy dawki RTX (odpowiednio 200, 50 i 10 μg/kg) i stwierdzono, że krytyczna dawka RTX (50 μg/kg) jest wymagana do rozwoju typowych objawów neuropatii drobnowłóknistej i przygotowano zmodyfikowaną procedurę barwienia immunologicznego w celu zbadania zwyrodnienia IENF i uszkodzenia somy neuronalnej. Zmodyfikowana procedura jest szybka, systematyczna i ekonomiczna. Behawioralna ocena bólu neuropatycznego ma kluczowe znaczenie dla ujawnienia funkcji nerwów czuciowych o małej średnicy. Ocena progów mechanicznych u gryzoni doświadczalnych jest szczególnie trudna, a w niniejszym protokole opisano niestandardową siatkę metalową, która nadaje się do tego typu oceny u gryzoni. Podsumowując, neuropatia RTX jest nowym i łatwym do ustalenia modelem eksperymentalnym do oceny molekularnego znaczenia i interwencji leżącej u podstaw bólu neuropatycznego w celu opracowania środków terapeutycznych.

Wprowadzenie

Neuropatia małych włókien obejmująca ból neuropatyczny, która objawia się zwyrodnieniem IENF, jest powszechna w różnych typach schorzeń, takich jak cukrzyca, oraz w wyniku neurotoksycznego działania środków chemioterapeutycznych1,2,3,4,5. IENF są obwodowymi zakończeniami neuronów o małej średnicy zlokalizowanych w zwojach korzenia grzbietowego (DRG) i są dotknięte równolegle w przypadkach zwyrodnienia IENF6. Na przykład, zmieniona transkrypcja genetyczna somatów neuronalnych została wykazana przez regulację w górę aktywującego czynnika transkrypcyjnego-3 (ATF3)6,7. Ponadto ocena unerwienia IENFs za pomocą biopsji skóry jest przydatna w diagnostyce neuropatii drobnowłókien 5,8,9. Tradycyjnie, profile IENF w biopsji skóry zależały od immunohistochemicznej demonstracji produktu genu białka 9.5 (PGP 9.5)1,10,11. Podsumowując, profile patologiczne DRG i IENF odzwierciedlają stan funkcjonalny leżący u podstaw neuropatii małych włókien i mogą być wskaźnikiem funkcjonalnych konsekwencji tego typu neuropatii dla neuronów o małej średnicy.

Poprzednio, kilka modeli eksperymentalnych zajmowało się kwestią zwyrodnienia IENF w przypadkach neuropatii wywołanej chemioterapią12,13 oraz uszkodzenia nerwu spowodowanego uciskiem lub przecięciem14,15,16. Te eksperymentalne modele dotyczyły również nerwów o dużej średnicy; Nie można było zatem wykluczyć udziału dotkniętych nerwów o dużej średnicy w obserwowanej neuropatii małych włókien; Na przykład badanie zaburzenia czucia termicznego przez szkodliwe odstawienie zależy od funkcjonalnych włókien nerwowych ruchowych17,18,19. W związku z tym konieczne i konieczne jest ustanowienie czystego modelu neuropatii małych włókien i systematyczne badanie stanu patologicznego zarówno somatów neuronalnych, jak i ich obwodowych włókien nerwowych skórnych w neuronach o małej średnicy.

RTX jest analogiem kapsaicyny i silnym agonistą receptora waniloidowego 1 (TRPV1) o potencjale przejściowym, który pośredniczy w przetwarzaniu nocyceptywnym20,21,22. Ostatnio leczenie obwodowym RTX złagodziło ból neurogenny23,24,25, a wstrzyknięcie do zwoju RTX wywołało nieodwracalną utratę neuronów DRG22. Efekt podania peryferyjnego RTX jest zależny od dawki20,26,27, co skutkowało przejściowym odczulaniem lub zwyrodnieniem IENFs. Co ciekawe, systematyczne leczenie wysokimi dawkami RTX doprowadziło do bólu neuropatycznego28, objawu neuropatii małych włókien. Odkrycia te sugerują, że tryb leczenia i dawka RTX wywołują wyraźne patologiczne efekty i odpowiedzi neuronalne; Mianowicie, podawanie obwodowe zapobiegało przenoszeniu bólu przez efekty miejscowe29 i wpływało na somaty neuronalne, które rozwinęły zachowania neuropatyczne6. Podsumowując, odkrycia te wskazują, że RTX ma efekt multipotencji i pojawiły się pytania, czy istnieje określona dawka RTX, która może systematycznie wpływać na nerwy obwodowe, takie jak obwodowe IENF i centralne somaty neuronalne. Jeśli tak, RTX może być potencjalnym środkiem, który specyficznie wpływa na neurony o małej średnicy i naśladuje neuropatię małych włókien w klinice. Na przykład cukrzyca w klinice jest skomplikowanym zagadnieniem, obejmującym zaburzenie metaboliczne i neuropatologię nerwów obwodowych, które są głównymi cechami neuropatii drobnowłóknistej. Mechanizmy neuropatii drobnowłókien związanej z DM nie mogą wykluczyć udziału zaburzenia metabolicznego, które może nie być głównym czynnikiem wpływającym na nerwy obwodowe. Dlatego neuropatia małych włókien związana z DM wymaga czysto zwierzęcego modelu, który może wykluczyć skutki systematycznego zaburzenia metabolicznego. Protokół ten opisuje dawkę roboczą RTX w celu opracowania typowego modelu neuropatii małych włókien, w tym zwyrodnienia IENF i uszkodzenia neuronów o małej średnicy, jak wykazano za pomocą zmodyfikowanej analizy barwienia immunologicznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane procedury są zgodne z wytycznymi etycznymi dotyczącymi zwierząt laboratoryjnych30, a protokół został zatwierdzony przez Komitet ds. Zwierząt Uniwersytetu Medycznego w Kaohsiung, Kaohsiung, Tajwan.

1. Wywołanie neuropatii RTX

OSTRZEŻENIE: RTX jest neurotoksyczny i niebezpieczny. W przypadku kontaktu działa drażniąco na oczy, błony śluzowe i górne drogi oddechowe. Należy unikać wdychania oraz nosić okulary ochronne i fartuchy laboratoryjne podczas przygotowywania RTX. W przypadku kontaktu ze skórą lub po manipulowaniu substancją należy przemyć miejsce kontaktu obficie wodą.

  1. Dodać 1 mg proszku RTX do 20 µL mieszaniny równych objętości Tween 80 i etanolu bezwodnego (po 10 µL każdego rozpuszczalnika).
  2. Rozdzielić roztwór RTX na alikwoty (12 µL/fiolka) i przechowywać w temperaturze -20 °C przez maksymalnie 3 miesiące. Stanowi to roztwór zapasowy RTX; pozostały roztwór RTX należy utylizować poy upływie terminu ważności.
  3. Rozcieńczyć roztwór zapasowy RTX solą fizjologiczną do końcowej objętości 60 µL. Końcowe stężenie roztworu RTX powinno wynosić 0,01%, co odpowiada 1 µg RTX w 10 µL roztworu nośnika.
  4. W качестве zwierząt doświadczalnych wykorzystać 8-tygodniowe dorosłe samce myszy ICR (35-40 g) i podać im jednorazową dawkę roztworu RTX (dawki odpowiednio: 20, 50 i 10 µg/kg) drogą dosytronikalną (i.p.) za pomocą strzykawki do mikroiniekcji. Myszy znieczulono wziewnie 5% izofluranem w celu uzyskania głębokiej anestezji. Jeśli podczas wstrzykiwania RTX myszy wykazywały odruch cofania kończyn, należało wydłużyć czas podawania znieczulenia wziewnego.
    Przykład: Jeśli mysz waży 40 g, otrzyma ona 20 µL roztworu RTX, co odpowiada dawce 50 µg/kg.
  5. Jednej grupie myszy, w ramach kontroli, podać równą objętość nośnika (10% Tween 80 i 10% etanolu bezwodnego w soli fizjologicznej).
  6. Po wstrzyknięciu RTX myszy należy przenieść do plastikowych klatek w cyklu 12 h światła/12 h ciemności, zapewniając dostęp do pożywienia i wody ad libitum.

2. Ocena zachowań neuropatycznych

UWAGA: Zwierzęta należy utrzymywać w komfortowym środowisku (krok 1.6), aby umożliwić im regenerację po iniekcji. W 7. dniu po iniekcji RTX (D7), każde zwierzę poddawane jest testowi gorącej płyty oraz testowi filamentami von Frey w tym samym dniu, aby zminimalizować błąd czasowy i zwiększyć efektywność testów behawioralnych. Zwierzęta należy przenieść do cichego pomieszczenia z utrzymywaną stabilną wilgotnością (40%) i temperaturą (27 °C) w celu optymalizacji aklimatyzacji zwierząt i ograniczenia wpływu czynników środowiskowych podczas testów behawioralnych. Nie należy niepokoić zwierząt w okresach przeprowadzania testów; testy behawioralne są planowane w odstępach tygodniowych.

  1. Pomiar latencji termicznej za pomocą testu gorącej płyty
    1. Ostrożnie umieść zwierzę na metalowej gorącej płycie (27 cm × 29 cm) z przezroczystą klatką z Pleksiglasu (długość × szerokość × wysokość: 2 cm × 2 cm × 25 cm; Rysunek 1A). Ustaw temperaturę metalowej gorącej płyty na 52 °C.
    2. Zacznij mierzyć czas latencji termicznej zwierzęcia na gorącej płycie za pomocą wbudowanegolystycznego czasomierza płyty w momencie, gdy tylne łapy zwierzęcia dotkną powierzchni, i obserwuj reakcje tylnych łap zwierzęcia. Jeśli zwierzę wykaże drżenie, lizanie tylnych łap lub skakanie podczas przebywania na gorącej płycie, usuń je i zarejestruj czas, przez który zwierzę pozostawało na płycie. Ten przedział czasu definiuje latencję termiczną poszczególnego zwierzęcia. Zapisz latencję termiczną z dokładnością do 0,1 s.
    3. Podczas każdej sesji testowej przeprowadź trzy próby z 30-minutowymi odstępami w celu normalizacji odpowiedzi po ostatnim teście na gorącej płycie. Jeśli zwierzę nie wykaże reakcji na gorącej płycie, przerwij sesję po 25 s, aby uniknąć potencjalnego uszkodzenia tkanek.
  2. Pomiar progu mechanicznego za pomocą testu włókien von Freya
    1. Umieść zwierzę na dostosowanej metalowej siatce (wymiar oczek: 5 mm × 5 mm) w półprzezroczystym cylindrycznym klatce z Pleksiglasu (średnica: 13 cm; wysokość: 12 cm) (Rysunek 1B) w celu aklimatyzacji przez co najmniej 2 h.
    2. Przykładaj włókna von Freya o różnych kalibrach do powierzchni podeszwowej tylnej łapy metodą „góra-dół”31. Rozpocznij pierwsze przyłożenie od średniej siły z zestawu włókien von Freya, utrzymując włókno przez 5-8 s.
    3. Stosuj 2-minutowy odstęp między przyłożeniami włókien, aby zoptymalizować normalizację zwierzęcia. Zmieniaj siłę nacisku włókna w zależności od ostatniej reakcji zwierzęcia.
      UWAGA: Zestaw włókien von Freya obejmuje siły nacisku 0,064, 0,085, 0,145, 0,32, 0,39, 1,1 i 1,7 g. Na przykład, jeśli cofnięcie tylnej łapy nastąpiło przy początkowej sile 0,32 g, wówczas zastosuj 0,145 g. W przypadku braku cofnięcia łapy zastosuj siłę 0,39 g. Następnie przyłóż cztery dodatkowe włókna o różnych siłach w zależności od poprzednich reakcji, a próg mechaniczny oblicz zgodnie z opublikowanym wzorem31.
    4. Podczas każdej sesji testowej uwzględnij obie tylne łapy. Przeprowadź trzy próby dla każdej tylnej łapy. Średnią z tych sześciu progów mechanicznych określ jako średni próg mechaniczny (mg) dla każdego zwierzęcia.

Schemat równowagi statycznej; A: obudowa akrylowa, B: obiekt cylindryczny na powierzchni siatki do badań z zakresu fizyki.
Rysunek 1. Specjalnie wykonana klatka z Pleksiglasu i metalowa siatka do oceny bólu neuropatycznego w mysim modelu neuropatii małych włókien wywołanej przez rezyniferatoksynę (RTX). (A, B) Wykresy te przedstawiają sprzęt wykorzystywany do pomiaru (A) opóźnienia termiczne za pomocą metalowej płyty grzejnej (27 cm × 29 cm) z przezrozystą klatką z pleksiglasu (długość × szerokość × wysokość: 2 cm × 2 cm × 25 cm) i ocenić (B) próg mechaniczny za pomocą dostosowanej metalowej siatki (wymiary oczka: 5 mm × 5 mm) z półprzezroczystą cylindryczną klatką z pleksiglasu (średnica: 13 cm; wysokość: 12 cm) u myszy z indukowaną RTX neuropatią małych włókien. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

3. Przygotowanie biopsji skóry i ocena unerwienia IENF

  1. Po testach behawioralnych znieczulić zwierzęta 5% izofluranem i poddać je eutanazji poprzez perfuzję wewnątrzsercową buforem fosforanowym (PB) 0,1 M (pH 7,4), a następnie 4% paraformaldehydem (4P) w 0,1 M PB.
  2. Po perfuzji wyciąć pierwsze poduszki stóp z obu tylnych łap i poddać je dodatkowej fiksacji w 4P przez kolejne 6 h. Przenieść tkankę poduszek stóp do 0,1 M PB w temperaturze 4 °C w celu długoterminowego przechowywania.
  3. Krioprotekcyjnie zabezpieczyć poduszki stóp 30% sacharozą w PB przez noc, a następnie wykonać przekroje pionowe do powierzchni podeszwowej w plastrach o grubości 30 µm. Oznaczyć sekcje poduszek stóp sekwencyjnie, a następnie przechowywać w płynie przeciwzamrożeniu w temperaturze -20 °C.
    UWAGA: Skład płynu przeciwzamrożeniowego to: woda destylowana, etylenoglikol, glicerol i 2x PB w stosunku 3:3:3:1.
  4. Aby zapewnić odpowiednie próbkowanie, wybrać co trzecią sekcję poduszki stopy.
    1. Umieścić wybrane sekcje poduszek stóp na powlekanych szkiełkach przedmiotowych i wysuszyć na powietrzu.
    2. Przykryć szkiełko plastikową lamelką i przetworzyć zgodnie ze standardowymi procedurami immunobarwienia.
      1. Zneutralizować peroksydazę w sekcjach poduszek stóp za pomocą 1% H2O2 w metanolu przez 30 min i zablokować 0,5% beztłustym mlekiem w proszku oraz 0,1% Triton X-10 w 0,5 M buforze Tris (Tris) przez 1 h.
      2. Inkubować sekcje poduszek stóp z antyserum przeciwko panaksonalnemu markerowi PGP 9.5 (pozyskane od królika; 1:10) przez noc w temperaturze 4 °C.
      3. Inkubować sekcje poduszek stóp z biotynilowanym wtórnym przeciwciałem kozim anty-króliczym IgG w temperaturze pokojowej (RT) przez 1 h, a następnie inkubować z kompleksem awidyna-biotyna w RT przez 45 min.
      4. Wizualizować produkt reakcji za pomocą 0,05% roztworu 3,3'-diaminobenzydyny (DAB) przez 45 s. Następnie przemyć sekcje poduszek stóp wodą destylowaną i wysuszyć na powietrzu przed montowaniem.
        UWAGA: Antysera pierwotne i wtórne rozcieńczono 0,5% beztłustym mlekiem w proszku w 0,5 M Tris.

4. Przygotowanie przekrojów zrazów z DRG i ocena uszkodzonych neuronów o małej średnicy

  1. Przeprowadź sekcję 4th oraz 5th zwoje korzeni grzbietowych (DRG) odcinka lędźwiowego i utrwalanie przez kolejne 2 h.
  2. Krioprotekcję tkanek zwojów korzeni grzbietowych (DRG) przeprowadź przy użyciu 30% sacharozy w buforze PBS przez noc, a następnie przetnij na 8-µm grubość sekwencyjnie, umieścić na szkiełkach mikroskopowych i opisać. Przechowywać przekroje zwojów korzeni grzbietowych (DRG) w temperaturze -80 °C zamrażarka.
  3. Wykonanie barwienia immunocytochemicznego przekrojów zrazów z zwojów korzeni grzbietowych (DRG) w 80 µm-odstępy w celu zapewnienia odpowiedniego poboru próbek.
    1. Przeprowadzić procedury immunobarwienia zwojów korzeni grzbietowych (DRG) analogicznie do sekcji poduszek stóp, z wyjątkiem procedur immunofluorescencyjnego podwójnego znakowania. Alternatywnie, w pierwszym etapie inkubacji z przeciwciałami dodać ATF3 (przeciwciało królicze; 1:10), będący markerem uszkodzenia, oraz peryferynę (przeciwciało mysie; 1:80), będącą markerem neuronów o małej średnicy.
    2. Inkubować skrawki zwojów korzeni grzbietowych (DRG) z mieszaniną przeciwciał pierwszorzędowych przez noc w temperaturze 4 °C.
  4. Inkubować przekroje zwojów korzeniowych tylnych (DRG) z przeciwciałami wtórnymi sprzężonymi z Texas red lub izotiocyjanianem fluoresceiny (FITC) (1:20), odpowiadającymi odpowiednim przeciwciałom pierwotnym, w temperaturze pokojowej przez 1 h, a następnie zamontować preparaty do ilościowej analizy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejszy protokół opisuje nowy model neuropatii RTX u myszy, który specyficznie wpływa na neurony o małej średnicy, w tym powoduje degenerację IENF, co wiąże się z zaburzeniami sensorycznymi (Rycina 2). Po zastosowaniu opisanego tutaj protokołu u zwierząt stwierdzono hipoalgezję termiczną i allodynię mechaniczną w 7. dniu (D7) po wstrzyknięciu RTX. W celu opracowania tego modelu neuropatii małych włókien podano trzy dawki RTX: 200, 50 i 10 µg/kg drogą d.o. (...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Skuteczna terapia neuropatii drobnowłókien w klinice jest niezbędna do promowania powrotu do sprawności funkcjonalnej i jakości życia pacjentów. Obecnie brakuje przewodnika terapeutycznego ukierunkowanego na zaburzenia czucia związane z neuropatią małych włókien ze względu na brak kompleksowego zrozumienia mechanizmów molekularnych leżących u podstaw uszkodzenia neuronów o małej średnicy. Poprzednie modele neuropatii zwykle dotyczyły zarówno nerwów czuciowych o dużej, jak i małej średnicy; Na przykład modele neuropatii i...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty z Ministerstwa Nauki i Technologii (106-2320-B-037-024), Uniwersytetu Medycznego w Kaohsiung (KMU-M106028, KMU-S105034) oraz Aim for the Top Universities Grant (TP105PR15), Uniwersytetu Medycznego w Kaohsiung, Tajwan.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Odczynnik chemiczny
ResiniferatoxinSigmaR8756
Tween 80SigmaP1754
3,3'-diaminobenzydynaSigmaD8001
kompleks awidyna-biotynaWektorPK-6100
NazwaCompany>Numer katalogowyKomentarze
Primary Antissurà
PeripherinChemiconMAB-1527
ATF3Santa CruzSC-188
PGP9.5UltraCloneRA95101
< strong>NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wtórna surowica antysurowcowa
biotynylowana koza anty-królicza IgGVectorBA-1000
Texas Red-sprzężona koza anty-myszJackson ImmunoResearch115-075-146
Izotiocyjanian (FITC)-sprzężony z osłem anty-królikJackson ImmunoResearch711-095-152
NazwaFirmaNumer katalogowyUwagi
Sprzęt
Płyta grzewczaIITCModel 39
von Frey filamentSomedic Sales AB10-600-0001
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiał
Shandon coverThermo 72110017
naukowy Stojak przesuwnyThermo scientific73310017

Bibliografia

  1. Shun, C. T., et al. Skin denervation in type 2 diabetes: correlations with diabetic duration and functional impairments. Brain. 127 (Pt 7), 1593-1605 (2004).
  2. Polydefkis, M., et al. The time course of epidermal nerve fibre regeneration: studies in normal controls and in people with diabetes, with and without neuropathy. Brain. 127 (Pt 7), 1606-1615 (2004).
  3. Holland, N. R., et al. Small-fiber sensory neuropathies: clinical course and neuropathology of idiopathic cases. Ann Neurol. 44 (1), 47-59 (1998).
  4. Chaudhry, V., Rowinsky, E. K., Sartorius, S. E., Donehower, R. C., Cornblath, D. R. Peripheral neuropathy from taxol and cisplatin combination chemotherapy: clinical and electrophysiological studies. Ann Neurol. 35 (3), 304-311 (1994).
  5. Mellgren, S. I., Nolano, M., Sommer, C. The cutaneous nerve biopsy: technical aspects, indications, and contribution. Handb Clin Neurol. 115, 171-188 (2013).
  6. Hsieh, Y. L., Chiang, H., Lue, J. H., Hsieh, S. T. P2X3-mediated peripheral sensitization of neuropathic pain in resiniferatoxin-induced neuropathy. Exp Neurol. 235 (1), 316-325 (2012).
  7. Fukuoka, T., et al. Re-evaluation of the phenotypic changes in L4 dorsal root ganglion neurons after L5 spinal nerve ligation. Pain. 153 (1), 68-79 (2012).
  8. Joint Task Force of the, E., et al. European Federation of Neurological Societies/Peripheral Nerve Society Guideline on the use of skin biopsy in the diagnosis of small fiber neuropathy. Report of a joint task force of the European Federation of Neurological Societies and the Peripheral Nerve Society. J Peripher Nerv Syst. 15 (2), 79-92 (2010).
  9. Hsieh, S. T. Pathology and functional diagnosis of small-fiber painful neuropathy. Acta Neurol Taiwan. 19 (2), 82-89 (2010).
  10. Kennedy, W. R., Wendelschafer-Crabb, G. Utility of the skin biopsy method in studies of diabetic neuropathy. Electroencephalogr Clin Neurophysiol Suppl. 50, 553-559 (1999).
  11. Kennedy, W. R. Opportunities afforded by the study of unmyelinated nerves in skin and other organs. Muscle Nerve. 29 (6), 756-767 (2004).
  12. Verdu, E., et al. Physiological and immunohistochemical characterization of cisplatin-induced neuropathy in mice. Muscle Nerve. 22 (3), 329-340 (1999).
  13. Ko, M. H., Hu, M. E., Hsieh, Y. L., Lan, C. T., Tseng, T. J. Peptidergic intraepidermal nerve fibers in the skin contribute to the neuropathic pain in paclitaxel-induced peripheral neuropathy. Neuropeptides. 48 (3), 109-117 (2014).
  14. Hsieh, S. T., Chiang, H. Y., Lin, W. M. Pathology of nerve terminal degeneration in the skin. J Neuropathol Exp Neurol. 59 (4), 297-307 (2000).
  15. Tseng, T. J., Hsieh, Y. L., Ko, M. H., Hsieh, S. T. Redistribution of voltage-gated sodium channels after nerve decompression contributes to relieve neuropathic pain in chronic constriction injury. Brain Res. 1589, 15-25 (2014).
  16. Hsieh, Y. L., Lin, W. M., Lue, J. H., Chang, M. F., Hsieh, S. T. Effects of 4-methylcatechol on skin reinnervation: promotion of cutaneous nerve regeneration after crush injury. J Neuropathol Exp Neurol. 68 (12), 1269-1281 (2009).
  17. Tseng, T. J., Chen, C. C., Hsieh, Y. L., Hsieh, S. T. Effects of decompression on neuropathic pain behaviors and skin reinnervation in chronic constriction injury. Exp Neurol. 204 (2), 574-582 (2007).
  18. Hsieh, Y. L., Chiang, H., Tseng, T. J., Hsieh, S. T. Enhancement of cutaneous nerve regeneration by 4-methylcatechol in resiniferatoxin-induced neuropathy. J Neuropathol Exp Neurol. 67 (2), 93-104 (2008).
  19. Hsieh, Y. L., et al. Role of Peptidergic Nerve Terminals in the Skin: Reversal of Thermal Sensation by Calcitonin Gene-Related Peptide in TRPV1-Depleted Neuropathy. PLoS One. 7 (11), e50805(2012).
  20. Neubert, J. K., et al. Peripherally induced resiniferatoxin analgesia. Pain. 104 (1-2), 219-228 (2003).
  21. Almasi, R., Petho, G., Bolcskei, K., Szolcsanyi, J. Effect of resiniferatoxin on the noxious heat threshold temperature in the rat: a novel heat allodynia model sensitive to analgesics. Br J Pharmacol. 139 (1), 49-58 (2003).
  22. Karai, L., et al. Deletion of vanilloid receptor 1-expressing primary afferent neurons for pain control. J Clin Invest. 113 (9), 1344-1352 (2004).
  23. Apostolidis, A., et al. Capsaicin receptor TRPV1 in urothelium of neurogenic human bladders and effect of intravesical resiniferatoxin. Urology. 65 (2), 400-405 (2005).
  24. Helyes, Z., et al. Antiinflammatory and analgesic effects of somatostatin released from capsaicin-sensitive sensory nerve terminals in a Freund's adjuvant-induced chronic arthritis model in the rat. Arthritis Rheum. 50 (5), 1677-1685 (2004).
  25. Kissin, I., Bright, C. A., Bradley, E. L. Jr Selective and long-lasting neural blockade with resiniferatoxin prevents inflammatory pain hypersensitivity. Anesth Analg. 94 (5), table of contents 1253-1258 (2002).
  26. Helyes, Z., et al. Inhibitory effect of anandamide on resiniferatoxin-induced sensory neuropeptide release in vivo and neuropathic hyperalgesia in the rat. Life Sci. 73 (18), 2345-2353 (2003).
  27. Kissin, I. Vanilloid-induced conduction analgesia: selective, dose-dependent, long-lasting, with a low level of potential neurotoxicity. Anesthesia and analgesia. 107 (1), 271-281 (2008).
  28. Pan, H. L., Khan, G. M., Alloway, K. D., Chen, S. R. Resiniferatoxin induces paradoxical changes in thermal and mechanical sensitivities in rats: mechanism of action. J Neurosci. 23 (7), 2911-2919 (2003).
  29. Iadarola, M. J., Mannes, A. J. The vanilloid agonist resiniferatoxin for interventional-based pain control. Current topics in medicinal chemistry. 11 (17), 2171-2179 (2011).
  30. Zimmermann, M. Ethical guidelines for investigations of experimental pain in conscious animals. Pain. 16 (2), 109-110 (1983).
  31. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  32. Cliffer, K. D., et al. Physiological characterization of Taxol-induced large-fiber sensory neuropathy in the rat. Ann Neurol. 43 (1), 46-55 (1998).
  33. Lipton, R. B., et al. Taxol produces a predominantly sensory neuropathy. Neurology. 39 (3), 368-373 (1989).
  34. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
  35. Ko, M. H., Hsieh, Y. L., Hsieh, S. T., Tseng, T. J. Nerve demyelination increases metabotropic glutamate receptor subtype 5 expression in peripheral painful mononeuropathy. Int J Mol Sci. 16 (3), 4642-4665 (2015).
  36. Jeftinija, S., Liu, F., Jeftinija, K., Urban, L. Effect of capsaicin and resiniferatoxin on peptidergic neurons in cultured dorsal root ganglion. Regul Pept. 39 (2-3), 123-135 (1992).
  37. Caudle, R. M., et al. Resiniferatoxin-induced loss of plasma membrane in vanilloid receptor expressing cells. Neurotoxicology. 24 (6), 895-908 (2003).
  38. Acs, G., Biro, T., Acs, P., Modarres, S., Blumberg, P. M. Differential activation and desensitization of sensory neurons by resiniferatoxin. J Neurosci. 17 (14), 5622-5628 (1997).
  39. Athanasiou, A., et al. Vanilloid receptor agonists and antagonists are mitochondrial inhibitors: how vanilloids cause non-vanilloid receptor mediated cell death. Biochem Biophys Res Commun. 354 (1), 50-55 (2007).
  40. Wu, C. H., Ho, W. Y., Lee, Y. C., Lin, C. L., Hsieh, Y. L. EXPRESS: NGF-trkA signaling modulates the analgesic effects of prostatic acid phosphatase in resiniferatoxin-induced neuropathy. Mol Pain. 12, (2016).
  41. Hsiao, T. H., Fu, Y. S., Ho, W. Y., Chen, T. H., Hsieh, Y. L. Promotion of thermal analgesia and neuropeptidergic skin reinnervation by 4-methylcatechol in resiniferatoxin-induced neuropathy. Kaohsiung J Med Sci. 29 (8), 405-411 (2013).
  42. Chao, C. C., et al. Pathophysiology of neuropathic pain in type 2 diabetes: skin denervation and contact heat-evoked potentials. Diabetes Care. 33 (12), 2654-2659 (2010).
  43. Kim, S. H., Chung, J. M. An experimental model for peripheral neuropathy produced by segmental spinal nerve ligation in the rat. Pain. 50 (3), 355-363 (1992).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Neuropatia indukowana rezyniferatoksynąagonista TRPV1wewnątrzepidermalne włókna nerwowehipoalgezja termicznaallodynia mechanicznawłókna Von Freyatest gorącej płytyanaliza tkanek zzęzłów korzeni tylnychprocedura immunostainingu
Ustalenie mysiego modelu czystej neuropatii drobnowłóknistej z ultrasilnym agonistą przejściowego potencjału receptora waniloidowego typu 1
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.