Artykuł metodologiczny

Przewlekła przezczaszkowa stymulacja elektryczna i zapis wewnątrzkorowy u szczurów

8.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56669

⸱

11 maja 2018

 ,  , 
1MTA-SZTE "Momentum" Oscillatory Neuronal Networks Research Group, Department of Physiology, University of Szeged, 2New York University Neuroscience Institute, New York University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten szczegółowy protokół opisuje umieszczanie elektrod stymulacji przezczaszkowej na kości skroniowej w celu zbadania krótko- i długoterminowych efektów przezczaszkowej stymulacji elektrycznej u swobodnie poruszających się szczurów.

Streszczenie

Przezczaszkowa stymulacja elektryczna (TES) to potężne i stosunkowo proste podejście do dyfuzyjnego wpływania na aktywność mózgu, czy to losowo, czy w sposób wyzwalany zdarzeniami w pętli zamkniętej. Chociaż wiele badań koncentruje się na możliwych korzyściach i skutkach ubocznych TES w zdrowych i patologicznych mózgach, nadal istnieje wiele fundamentalnych otwartych pytań dotyczących mechanizmu działania stymulacji. W związku z tym istnieje wyraźna potrzeba opracowania solidnej i powtarzalnej metody badania ostrych i przewlekłych skutków TES u gryzoni. TES można łączyć ze zwykłymi technikami behawioralnymi, elektrofizjologicznymi i obrazowania w celu zbadania sieci neuronalnych in vivo. Wszczepienie elektrod do stymulacji przezczaszkowej nie nakłada dodatkowych ograniczeń na projekt eksperymentalny, a jednocześnie oferuje wszechstronne, elastyczne narzędzie do manipulowania aktywnością mózgu. Tutaj przedstawiamy szczegółowy protokół krok po kroku do wytwarzania i wszczepiania elektrod do stymulacji przezczaszkowej, aby wpływać na aktywność mózgu w sposób ograniczony czasowo przez wiele miesięcy.

Wprowadzenie

Przezczaszkowa stymulacja elektryczna (TES) jest cennym podejściem metodologicznym do wpływania na aktywność mózgu w ograniczony czasowo sposób. W zależności od wielkości i umiejscowienia elektrod stymulacyjnych, TES może wpływać na dużą objętość mózgu i rozpraszać populacje neuronów1,2,3. Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym jest już medycznie zatwierdzona do leczenia poważnych zaburzeń depresyjnych4,5, a wiele badań koncentruje się na pokazaniu poznawczych efektów stymulacji przezczaszkowej u ludzi6,7. Ponadto przedstawiono obiecujące wyniki dotyczące potencjału TES w kontrolowaniu napadów padaczkowych8,9.

Pomimo intensywnych badań, wciąż istnieje wiele otwartych pytań dotyczących szczegółowego mechanizmu działania, potencjalnych skutków ubocznych i długoterminowych wyników zastosowania tej metody10,11,12. Dlatego niezwykle ważne jest posiadanie solidnego, powtarzalnego protokołu do badania wpływu TES na modele zwierzęce. Biorąc pod uwagę, że wiele zaburzeń (np. depresja, padaczka i schizofrenia) można dokładnie zbadać tylko u przytomnych zwierząt, a charakter tych schorzeń zwykle wymaga długotrwałego leczenia, przedstawiamy protokół przewlekłej implantacji elektrod przezczaszkowych u szczurów. Przedstawiona tutaj metoda może być stosowana do badań behawioralnych lub może być połączona z implantacją elektrod rejestrujących (tj. drutów, sond silikonowych, zestawionych elektrod komórkowych) lub z przewlekłymi oknami czaszkowymi odpowiednio do eksperymentów elektrofizjologicznych i badań obrazowych. W zależności od projektu eksperymentalnego, czas bodźców może być losowy lub wyzwalany przez zdarzenie w zależności od określonych sygnałów behawioralnych lub elektrofizjologicznych cech charakterystycznych poszczególnych stanów mózgu (drgawki, oscylacje theta)8,11,13.

Ważne jest, aby wspomnieć, że w przeciwieństwie do obecnie stosowanego podejścia ludzkiego, które wykorzystuje ucieleśnienie elektrod umieszczonych na skórze, tutaj pokazujemy metodę, która wykorzystuje podskórną implantację bezpośrednio na powierzchni kości skroniowej, ponieważ szczury ledwo tolerują wszystko, co jest łatwo dostępne za pomocą ich łap.

Zgodnie z zasadami Wymiany, Redukcji i Udoskonalenia, ze względu na przewlekły charakter implantacji, ta metoda pomaga zmniejszyć liczbę zwierząt, ponieważ każde zwierzę może być rekrutowane w różnych warunkach eksperymentalnych przez miesiące, co pozwala na użycie mniejszej liczby zwierząt do testowania różnych hipotez.

W niniejszym badaniu przedstawiamy szczegółowy, krok po kroku protokół produkcji elektrod do stymulacji przezczaszkowej (Rysunek 1A-B) i demonstrujemy chroniczne wszczepianie tych elektrod w kości skroniowe sześciomiesięcznego samca szczura Long-Evans.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody są zgodne z dyrektywami Rady Wspólnot Europejskich (86/609 ECC) i zostały zatwierdzone przez Komitet Etyczny ds. Badań na Zwierzętach w Centrum Medycznym i Farmaceutycznym Alberta Szent-Györgyi Uniwersytetu w Segedynie (XIV/218/2016).

1. Produkcja elektrod stymulacyjnych

  1. Aby wykonać jedną elektrodę stymulacyjną, odetnij sześć kawałków miniaturowych przewodów połączeniowych o długości 10 cm, usuń 2 cm okładziny z jednego końca i 1 cm z drugiego końca.
  2. Skręć ze sobą dwa i je po krótszej, oderwanej stronie.
  3. Zdobądź pakiet trzech taśm z dowolnego układu scalonego z obudową SOT-353.
  4. Zszyj skręcone druty przez trzy otwory w opakowaniu. Dłuższy oderwany odcinek drutów powinien znajdować się we wnękach opakowania. Ułóż tak, aby koniec izolacji znajdował się w jednej linii z krawędzią otworów.
  5. Nałóż cement dentystyczny na otwory, aby przymocować przewody.
    Uwaga: Cement dentystyczny musi być wystarczająco gęsty, aby uniknąć przeciekania do wnęki opakowania.
  6. Gdy cement zastygnie (minimum 10 minut), odwróć opakowanie i włóż cienką warstwę kleju superglue do otworu, aby utworzyć wodoszczelne uszczelnienie w kierunku porowatego cementu. Unikaj klejenia obranych drutów.
  7. Skręć razem po krótszej, oderwanej stronie i je (Rysunek 1A).
  8. Chwyć dłuższy, obrany fragment drutów końcówką cienkiej pęsety, zwiń go i zawiń w zagłębienia (Rysunek 1B). W razie potrzeby odetnij nadmiar.

2. Produkcja elektrod rejestrujących

  1. Aby wykonać jedną elektrodę trypletową do nagrywania (Rysunek 1C-D), wytnij kawałek rury ze stali nierdzewnej o długości jednego centymetra za pomocą szybkoobrotowej piły obrotowej. Zdejmij płetwę z końców rurki za pomocą ostrej igły i upewnij się, że rurka jest czysta z zanieczyszczeń i całkowicie przepuszczalna.
    UWAGA: Nie używaj szczypiec, ponieważ mogą one zniekształcić rurkę.
  2. Zegnij pozłacany kołek dystansowy do deski o minimalnej długości 3 cm, aby utworzyć uchwyt w kształcie litery J. Wytnij dłuższą nogę w kształcie litery "J" i ją razem, aby odzyskać oryginalny kształt, aby utworzyć odłączalne połączenie między długą częścią liniową, która będzie utrzymywana przez urządzenie stereotaktyczne, a kształtem "U", który będzie utrzymywał elektrodę i służył jako punkt kotwiczenia. Sklej ze sobą rurkę i krótszą nogę uchwytu "J". W razie potrzeby przyklej kilka dodatkowych prętów o długości 1 cm, aby zapewnić stabilność.
  3. Wytnij 3 kawałki drutów elektrodowych o długości 2,5 cm ultracienkimi nożyczkami ze stali nierdzewnej. Upewnij się, że jest to wyraźne i ostre cięcie, a izolacja jest nienaruszona na okrągłej powierzchni drutu elektrody. Upewnij się również, że przycięta końcówka nie jest wygięta z powodu przyłożonej siły. Zegnij 1 lub 2 mm na jednym końcu każdego z drutów pod różnymi kątami (np. jeden w lewo prosty, jeden pod kątem 45° i jeden pod kątem prostym), aby były rozróżnialne.
  4. Napełnij rurkę drutami, wybierz odpowiedni rozstaw elektrod do eksperymentu (np. dla rejestracji potencjału lokalnego pola korowego (LFP) i gęstości źródła prądu (CSD), zalecane wysunięcie końcówek przewodów od otworu rurki: odpowiednio 4,5 mm, 4,1 mm i 3,7 mm). Zwróć uwagę, który drut odpowiada której głębokości, aby utrzymać właściwą kolejność kanałów.
  5. Gdy druty ustawią się tuż obok siebie i będą równoległe do rurki, aby zamocować druty elektrody, umieść pojedynczą kroplę płynnego kleju superglue na obu końcach rurki za pomocą ostrej igły. Upewnij się, że klej spływa do rurki ze względu na efekt kapilarny, ale nie w kierunku miejsc nagrywania na wystających końcach.
  6. Przygotuj płytkę interfejsu elektrody z odpowiednim mikrozłączem kompatybilnym z systemem nagrywania, który ma być używany.
  7. Wprowadź nienagrywające, zagięte końce przewodów do otworów płytki interfejsu elektrody odpowiadających żądanemu kanałowi nagrywania. Gdy wszystkie przewody znajdą się na swoim miejscu, wepchnij złote szpilki w otwory za pomocą pęsety.
    UWAGA: Złote kołki można przymocować za pomocą cementu dentystycznego, ale w większości przypadków jest on wystarczająco stabilny nawet bez tego stopnia bezpieczeństwa.

3. Znieczulenie

  1. Umieść zwierzę w szczelnie zamkniętej komorze indukcyjnej znieczulenia i napełnij ją 4 - 5% izofluranu w 2 l/min powietrza medycznego.
  2. Gdy szczur jest w pozycji leżącej, wyjmij zwierzę z komory i umieść je w stereotaktycznej ramce z odpowiednią częścią wentylacyjną.
  3. Ustaw poziom izofluranu na 2%, chociaż szybkość przepływu powietrza powinna pozostać taka sama. Sprawdź poziom znieczulenia. Jeśli nie ma odruchu wycofania łapy w odpowiedzi na szczypanie, kontynuuj, w przeciwnym razie zwiększ głębokość znieczulenia.
  4. Monitoruj i utrzymuj temperaturę ciała szczura na poziomie 37 ± 0,5 °C za pomocą homeotermicznego systemu monitorowania. Nałóż kroplę maści parafinowej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki. W razie potrzeby powtórz tę procedurę podczas zabiegu kilka razy.
  5. Podskórnie wstrzyknąć 0,3 mg/kg atropiny, aby uniknąć tworzenia się śluzu w drogach oddechowych. Powtarzaj to co cztery godziny w przypadku dłuższych operacji. Monitoruj oddech i dostosuj waporyzator, jeśli to konieczne.

4. Implantacja elektrod stymulujących i rejestrujących

UWAGA: Autoklawuj wszystkie niezbędne narzędzia chirurgiczne i dokładnie przestrzegaj ogólnych zasad aseptyki i antyseptyki podczas całego zabiegu. Unikaj dotykania niesterylnych obszarów poza obszarem operacyjnym. Zanurz elektrody w alkoholu etylowym (70%) na 30 minut przed implantacją.

  1. Usuń większość włosów ze skóry głowy za pomocą maszynki do strzyżenia włosów. Nałóż krem do depilacji na skórę głowy, rozprowadź go równomiernie na powierzchni i odczekaj kilka minut. Użyj szpatułki, aby delikatnie usunąć krem i pozostałe włosy. Spłucz skórę wodą, a następnie środkiem dezynfekującym.
  2. Wstrzyknąć 1 - 2% lidokainy (nie przekraczać całkowitej dawki 7 mg/kg) podskórnie w celu znieczulenia skóry. Nałóż jedną kroplę maści weterynaryjnej na oczy (np. parafiny).
  3. Wykonaj dokładne i długie (~2 cm) strzałkowe nacięcie w linii środkowej za pomocą skalpela, od czoła do szyi. Wypreparuj tkanki, w tym okostną, z czaszki, a następnie za pomocą dłuta lub pęsety do zębów oczyść obszar między grzebieniami dwóch kości skroniowych. Utrzymuj czaszkę odsłoniętą, chowając wyciętą skórę za pomocą czterech buldogów.
  4. Delikatnie umieść cienką pęsetę między stromą krawędzią kości skroniowej a mięśniami i rozdziel je. Wykonuj ruchy jigowowe, aby odsłonić jak największą powierzchnię kości skroniowej, najlepiej od krawędzi kości potylicznej do płaszczyzny szwów koronalnych, nie uszkadzając przy tym mięśni.
  5. Umieść zwijacze dwuskroniowo, aby kości skroniowe były odsłonięte.
  6. Spłucz powierzchnię czaszki 1 - 2 ml 3% H2O2 , a następnie umyj ją 1 - 2 ml wody.
  7. Bardzo ostrożnie osusz powierzchnię kości skroniowych na powietrzu, zetrzyj wilgoć patyczkami do oczu. Sprawdź, czy elektrody stymulacyjne przylegają do oczyszczonej pionowej powierzchni czaszki (górna krawędź elektrody stymulacyjnej powinna znajdować się w jednej linii z krawędzią kości skroniowej). W razie potrzeby ponownie wyreguluj buldogi i zwijacze lub uformuj elektrody stymulacyjne nożyczkami.
  8. Wypełnij wnęki elektrod stymulacyjnych żelem elektroprzewodzącym i nałóż cienką warstwę kleju na krawędź elektrod.
  9. Umieść elektrodę stymulacyjną na suchej powierzchni kości skroniowej jednym dokładnym ruchem i przytrzymaj ją mocno przez minutę za pomocą cienkiej pęsety. Upewnij się, że wilgoć nie ma kontaktu z klejem. W razie potrzeby wytrzyj patyczkami do oczu.
    Ostrzeżenie: W przypadku wystąpienia jakiejkolwiek niestabilności elektrody należy ją usunąć. Po oczyszczeniu kości powtórz ten krok z nową elektrodą stymulacyjną.
  10. Umieść cement dentystyczny na krawędziach elektrody stymulującej, podczas gdy wyciekająca wilgoć z tkanek jest stale suszona za pomocą patyczków ocznych. Przykryj całą elektrodę stymulacyjną cementem.
  11. Po całkowitym stwardnieniu cementu powtórz te czynności po stronie przeciwnej.
  12. Wywierć kilka otworów w całej czaszce do zakotwiczenia. Wkręć miniaturowe w otwory i nałóż na nie cement dentystyczny. Użyj głowicy wiertarskiej o średnicy ~10% mniejszej w porównaniu ze średnicą.
  13. W zależności od celu eksperymentów, albo złącze do końców, umieść je na powierzchni i przykryj cementem, albo kontynuuj wszczepianie elektrod rejestrujących i światłowodów, albo przygotuj okno czaszkowe nad czaszką. W tym drugim przypadku złącza i zakotwicź je do konstrukcji dopiero na końcu. W przypadku konieczności długotrwałych jednoczesnych zapisów TES i LFP, należy wszczepić w/w trójki elektrod zamiast pojedynczych przewodów.
    UWAGA: Ta konfiguracja pozwala na usunięcie artefaktów stymulacji w trybie wspólnym8. Szczegółowe informacje na temat rejestrowania implantacji elektrody można znaleźć w poprzednich protokołach14,15.
  14. Odsłonięte tkanki obficie umyć środkiem dezynfekującym. Wstrzyknąć 1 - 2% lidokainy (nie przekraczać całkowitej dawki 7 mg/kg) podskórnie.
  15. Oczyścić brzegi rany i zamknąć je prostymi, przerwanymi szwami wokół łącznika/implantu. Zdezynfekuj ranę jodonem powidonu.
  16. Wstrzyknąć podskórnie 5 mg/kg karprofenu. Powtórz to, jeśli to konieczne.
    UWAGA: Można stosować wszelkie inne leki przeciwbólowe spełniające wymagania określone przez lokalną komisję ds. pozwoleń etycznych.
  17. Zawiesić znieczulenie, zwolnić kolczyki uszne i końcówkę nosa, a następnie umieścić zwierzę w klatce pooperacyjnej, aby odzyskać przytomność.
  18. Upewnij się, że zwierzę jest pod ścisłym nadzorem w pierwszych godzinach po operacji. Kontynuuj okresowe monitorowanie obszaru implantu.
    UWAGA: Zwierzę nie powinno być pozostawiane bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Zwierzę należy trzymać indywidualnie do czasu pełnego wyzdrowienia po zabiegu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Implantację chronicznych elektrod stymulacyjnych (Rysunek 1B) można połączyć z dodatkową implantacją elektrod rejestrujących (Rysunek 1C-D). Takie ustawienia pozwalają na stworzenie systemów rejestracji i stymulacji uruchamianych na żądanie w celu interferencji z konkretnymi aktywnościami mózgu. Przedstawiamy tutaj reprezentatywne wyniki działania systemu detekcji i interwencji w zamkniętej pętli w przypadku epil...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Najważniejszym etapem tego protokołu jest przyklejenie pakietu elektrod do powierzchni kości. W przypadku niewłaściwego uszczelnienia między elektrodami a kością tworzy się szczelina, a wtórna tkanka bliznowata może wrosnąć w tę szczelinę, co obniża jakość stymulacji. Powierzchnia kości musi być całkowicie sucha podczas etapów naklejania na opakowanie, a w przypadku wystąpienia niestabilności elektrod należy ją usunąć i zastąpić nowym pakietem, aby uzyskać najlepsze rezultaty.

Ograniczeniem te...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Antal Berényi jest właścicielem i założycielem Amplipex Ltd, firmy produkującej wielkoskalowe wzmacniacze biosygnałów multipleksowych. Gábor Kozák i Tamás Földi nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez EU-FP7-ERC-2013-Starting grant (No.337075), program 'Momentum' Węgierskiej Akademii Nauk (LP2013-62) oraz grant GINOP-2.3.2-15-2016-00018. Dziękujemy Máté Kozákowi za udokumentowanie elektrod stymulacyjnych i rejestrujących oraz Mihály'emu Vöröslakosowi za owocne dyskusje podczas projektowania protokołu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Płyn cyjanoakrylowyHenkelLoctite 401
Żel cyjanoakrylowyHenkelLoctite 454
Drut do elektrod stymulacyjnychPhoenix Wire Inc.36744MHW - PTFE Mikrominiaturowe złącze kablowe
dystansoweE-tec InterconnectSP1-020-S378/01-55
ZłączeE-tec InterconnectP2510I-02
Opakowanie taśmowe do elektrod stymulacyjnychNexperia74HC1G00GWMożna zastosować opakowanie taśmowe dowolnego układu scalonego z obudową SOT-353
Grip Cement klasy przemysłowejDentsply675571 (proszek) 675572 (rozpuszczalnik)
Żel elektroprzewodzącyRextraECG Żel
Drut elektrody rejestrującejCalifornia Fine Wire Co..002 (50 mikronów) Wolfram 99,95% (Materiał CFW #: 100-211), HMl-Naturalny, cięty na kawałki 3,0 cala, Okrągły, Długość cięcia drutu
Ultracienkie nożyczkiHammacher InstrumenteStainless HSB 544-09
Rura ze stali nierdzewnejVita Needle Company29 RW, 304SS Rury, T.I.G. Spawane i wtykowe
Szybkoobrotowa piła obrotowaDremelModel # 395
Uchwyt piły obrotowejDremelModel # 220
Piła obrotowa tarcza do cięciaDremelModel # 409
Pałeczki do okularówLohmann-RauscherPro-ophta Pałeczki do okularów
Płyn do dezynfekcji na mokroEgisBetadine
Suchy środek dezynfekującyWagner PharmaWiertarka septylowo-mocznikowa
NSK-Nakanishi Wielka BrytaniaVmax35RV Pakiet
kotwiąceAntrin Miniature Specialties, Inc.000-120x1/16 WIĄZANIE SL MS SS

Bibliografia

  1. Ozen, S., et al. Transcranial electric stimulation entrains cortical neuronal populations in rats. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 30 (34), 11476-11485 (2010).
  2. Ali, M. M., Sellers, K. K., Frohlich, F. Transcranial alternating current stimulation modulates large-scale cortical network activity by network resonance. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 33 (27), 11262-11275 (2013).
  3. Helfrich, R. F., et al. Entrainment of brain oscillations by transcranial alternating current stimulation. Current biology : CB. 24 (3), 333-339 (2014).
  4. Bikson, M., et al. Transcranial direct current stimulation for major depression: a general system for quantifying transcranial electrotherapy dosage. Current treatment options in neurology. 10 (5), 377-385 (2008).
  5. Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical neurophysiology : official journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
  6. Kuo, M. F., Nitsche, M. A. Effects of transcranial electrical stimulation on cognition. Clinical EEG and neuroscience. 43 (3), 192-199 (2012).
  7. Sandrini, M., Fertonani, A., Cohen, L. G., Miniussi, C. Double dissociation of working memory load effects induced by bilateral parietal modulation. Neuropsychologia. 50 (3), 396-402 (2012).
  8. Berenyi, A., Belluscio, M., Mao, D., Buzsaki, G. Closed-loop control of epilepsy by transcranial electrical stimulation. Science. 337 (6095), New York, N.Y. 735-737 (2012).
  9. Kozak, G., Berenyi, A. Sustained efficacy of closed loop electrical stimulation for long-term treatment of absence epilepsy in rats. Scientific reports. 7 (1), 6300(2017).
  10. Fertonani, A., Ferrari, C., Miniussi, C. What do you feel if I apply transcranial electric stimulation? Safety, sensations and secondary induced effects. Clinical neurophysiology : official journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 126 (11), 2181-2188 (2015).
  11. Marshall, L., Binder, S. Contribution of transcranial oscillatory stimulation to research on neural networks: an emphasis on hippocampo-neocortical rhythms. Frontiers in human neuroscience. 7, 614(2013).
  12. Reato, D., Rahman, A., Bikson, M., Parra, L. C. Effects of weak transcranial alternating current stimulation on brain activity-a review of known mechanisms from animal studies. Frontiers in human neuroscience. 7, 687(2013).
  13. Thut, G., Miniussi, C. New insights into rhythmic brain activity from TMS-EEG studies. Trends in cognitive sciences. 13 (4), 182-189 (2009).
  14. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of visualized experiments : JoVE. (60), (2012).
  15. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. Journal of visualized experiments : JoVE. (61), e3568(2012).
  16. Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System. Journal of visualized experiments : JoVE. (101), e52554(2015).
  17. Ung, K., Arenkiel, B. R. Fiber-optic implantation for chronic optogenetic stimulation of brain tissue. Journal of visualized experiments : JoVE. (68), e50004(2012).
  18. Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A craniotomy surgery procedure for chronic brain imaging. Journal of visualized experiments : JoVE. (12), (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przewlek a implantacja elektrodwykonanie elektrodchirurgia stereotaktycznarejestracja elektrofizjologicznastymulacja w p tli zamkni tejinterwencja w napadach drgawkowychods oni cie ko ci skroniowejaplikacja cementu dentystycznego

Powiązane artykuły