Method Article

Dootrzewnowy test tolerancji glukozy, pomiar czynności płuc i zespolenie płuc w celu zbadania wpływu otyłości i upośledzonego metabolizmu na wyniki płucne

DOI:

10.3791/56685

⸱

March 15th, 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Translational Experimental Pediatrics, Experimental Pulmonology, Department of Pediatrics and Adolescent Medicine, University of Cologne, 2Department of Pediatrics and Adolescent Medicine, University of Cologne, 3Division of Experimental Pediatrics and Metabolism, University Children's Hospital, Heinrich Heine University Düsseldorf

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Częstość występowania otyłości wzrasta i zwiększa ryzyko przewlekłych chorób płuc. Aby ustalić podstawowe mechanizmy i strategie zapobiegawcze, potrzebne są dobrze zdefiniowane modele zwierzęce. W tym miejscu przedstawiamy trzy metody (test tolerancji glukozy, pletysmografia ciała i stabilizacja płuc) w celu zbadania wpływu otyłości na wyniki płucne u myszy.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Otyłość i zaburzenia układu oddechowego to główne problemy zdrowotne. Otyłość staje się wyłaniającą się epidemią, a do 2030 r. na całym świecie spodziewana liczba osób otyłych wyniesie ponad 1 miliard, co stanowi rosnące obciążenie społeczno-ekonomiczne. Jednocześnie stale rośnie liczba chorób współistniejących związanych z otyłością, w tym cukrzycy oraz przewlekłych chorób serca i płuc. Chociaż otyłość wiąże się ze zwiększonym ryzykiem zaostrzeń astmy, pogorszeniem objawów ze strony układu oddechowego i słabą kontrolą, funkcjonalna rola otyłości i zaburzonego metabolizmu w patogenezie przewlekłej choroby płuc jest często niedoceniana, a podstawowe mechanizmy molekularne pozostają nieuchwytne. Celem artykułu jest przedstawienie metod oceny wpływu otyłości na metabolizm, a także strukturę i funkcję płuc. W tym miejscu opisujemy trzy techniki badań na myszach: (1) ocena wewnątrzotrzewnowej tolerancji glukozy (ipGTT) w celu analizy wpływu otyłości na metabolizm glukozy; (2) pomiar oporu dróg oddechowych (Res) i podatności układu oddechowego (Cdyn) w celu analizy wpływu otyłości na czynność płuc; oraz (3) przygotowanie i utrwalenie płuc do późniejszej ilościowej oceny histologicznej. Choroby płuc związane z otyłością są prawdopodobnie wieloczynnikowe, wynikają z ogólnoustrojowej dysregulacji stanu zapalnego i metabolicznej, które potencjalnie niekorzystnie wpływają na czynność płuc i odpowiedź na leczenie. Dlatego niezbędna jest ustandaryzowana metodologia badania mechanizmów molekularnych i efektów nowych metod leczenia.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Według Światowej Organizacji Zdrowia (WHO) w 2008 roku, ponad 1,4 miliarda dorosłych, w wieku 20 lat i starszych, miało nadwagę ze wskaźnikiem masy ciała (BMI) większym lub równym 25; ponadto, ponad 200 milionów mężczyzn i prawie 300 milionów kobiet było otyłych (BMI≥30)1. Otyłość i zespół metaboliczny są głównymi czynnikami ryzyka wielu chorób. Podczas gdy otyłość i towarzyszący jej wzrost masy białej tkanki tłuszczowej są ściśle związane z cukrzycą typu 22,3, chorobami sercowo-naczyniowymi, w tym chorobą niedokrwienną serca (CHD), niewydolnością serca (HF), migotaniem przedsionków4 i chorobą zwyrodnieniową stawów5, ich funkcjonalne role w patogenezie chorób układu oddechowego pozostają słabo poznane. Jednak badania epidemiologiczne wykazały, że otyłość jest silnie związana z przewlekłymi chorobami układu oddechowego, w tym dusznością wysiłkową, zespołem obturacyjnego bezdechu sennego (OBS), zespołem hipowentylacji otyłości (OHS), przewlekłą obturacyjną chorobą płuc (POChP), zatorowością płucną, zachłystowym zapaleniem płuc i astmą oskrzelową6,7,8,9. Potencjalne mechanizmy łączące otyłość i zaburzony metabolizm, np. insulinooporność i cukrzyca typu II, z patogenezą przewlekłej choroby płuc, obejmują nie tylko mechaniczne i fizyczne konsekwencje przyrostu masy ciała na wentylację, ale także wywołują przewlekły podostry stan zapalny10,11. Wzrost otyłości i chorób płuc w ciągu ostatniej dekady, w połączeniu z brakiem skutecznych strategii zapobiegawczych i podejść terapeutycznych, podkreśla potrzebę zbadania mechanizmów molekularnych w celu zdefiniowania nowych sposobów radzenia sobie z chorobami płuc związanymi z otyłością.

Tutaj opisujemy trzy standardowe testy, które są ważnymi podstawami do badania otyłości i jej wpływu na strukturę i funkcję płuc w modelach mysich: (1) wewnątrzotrzewnowa tolerancja glukozy (ipGTT) (2) pomiar oporu dróg oddechowych (Res) i zgodności układu oddechowego (Cdyn); oraz (3) przygotowanie i utrwalenie płuc do późniejszej ilościowej oceny histologicznej. ipGTT jest solidnym testem przesiewowym do pomiaru wychwytu glukozy, a tym samym wpływu otyłości na metabolizm. Prostota metody pozwala na dobrą standaryzację, a co za tym idzie porównywalność wyników między laboratoriami. Bardziej wyrafinowane metody, takie jak klamry hiperglikemiczne lub badania na izolowanych wyspach trzustkowych, mogą być wykorzystane do szczegółowej analizy fenotypu metabolicznego12. Tutaj oceniamy tolerancję glukozy, aby zdefiniować stan zaburzeń ogólnoustrojowych i metabolicznych związany z otyłością jako podstawę do dalszych badań nad wynikiem płucnym. Aby ocenić wpływ otyłości i zaburzeń metabolicznych na czynność płuc, zmierzyliśmy opór dróg oddechowych (Res) i podatność układu oddechowego (Cdyn). Aby scharakteryzować chorobę płuc, dostępne są zarówno nieograniczone, jak i powściągliwe metody oceny czynności płuc. Nieskrępowana pletyzmografia u swobodnie poruszających się zwierząt naśladuje stan naturalny, odzwierciedlając wzorce oddychania; Natomiast metody inwazyjne, takie jak pomiar impedancji wejściowej Res i cDyn u głęboko znieczulonych myszy w celu oceny dynamicznej mechaniki płuc, są dokładniejsze13. Ponieważ przewlekłe choroby układu oddechowego są odzwierciedlone w histologicznych zmianach tkanki płucnej, nieuchronne jest prawidłowe unieruchomienie płuc do dalszej analizy. Wybór metody utrwalenia i przygotowania tkanek zależy od przedziału płuca, który będzie badany, na przykład przewodzenia dróg oddechowych lub miąższu płuc14. W tym miejscu opisano metodę, która pozwala na jakościową i ilościową ocenę przewodzących dróg oddechowych w celu zbadania wpływu otyłości na rozwój astmy.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez lokalne władze rządowe (Land NRW, AZ: 2012.A424) i były zgodne z niemiecką ustawą o dobrostanie zwierząt oraz przepisami dotyczącymi dobrostanu zwierząt wykorzystywanych do eksperymentów lub do innych celów naukowych. Ponieważ analiza czynności płuc może wpływać na strukturę płuc, a tym samym na późniejsze analizy histologiczne, pomiar Res i Cdyn oraz przygotowanie i utrwalenie płuca do histomorfometrii powinny być wykonywane u różnych zwierząt. Możliwy jest jednak pomiar Res i Cdyn zgodnie z ipGTT. Ponieważ stres podczas ipGTT może zakłócać znieczulenie potrzebne do testów czynnościowych płuc, zaleca się okres rekonwalescencji wynoszący około 2 tygodnie po ipGTT, aby umożliwić myszom powrót do zdrowia po utracie masy ciała i zmianach parametrów krwi12.

1. Przygotowanie do dootrzewnowego testu tolerancji glukozy (ipGTT)

UWAGA: Po 12 godzinach postu, pełne ipGTT trwa około 2 godzin.

  1. Ponieważ stres znacząco wpływa na poziom glukozy we krwi, upewnij się, że przeprowadzono zarówno adaptację myszy, jak i szkolenie naukowca.
  2. Przenieś zwierzęta na obszar doświadczalny w cichych i bezstresowych warunkach.
  3. Rozważ zastosowanie diety hiperkalorycznej w celu wywołania otyłości u myszy. Zobacz sekcję dyskusji, aby uzyskać dalsze porady.
  4. Zwierzęta poszczą przez 12 h w nocy, nie ograniczając dostępu do wody. Następnego dnia, po 12 godzinach postu, przygotuj glukometr zgodnie z protokołem producenta (patrz tabela materiałów), wkładając nowy pasek testowy do portu paska testowego.
  5. Naciąć końcówkę ogona sterylnymi nożyczkami, delikatnie trzymając mysz za ogon, i natychmiast zmierz poziom glukozy we krwi na czczo, nakładając swobodnie płynącą kroplę krwi (minimalna wielkość próbki 0,5 μl) na pasek testowy glukometru.
    UWAGA: Odliczanie czasu uruchamia się na ekranie po wystarczającym nałożeniu próbki krwi. Po 4 sekundach na ekranie pojawia się wynik testu.
  6. Następnie zważ i oznacz zwierzęta pojedynczo za pomocą kolorowego znakowania.
  7. Podawać 2 g glukozy/kg masy ciała we wstrzyknięciu dootrzewnowym. Upewnij się, że objętość wstrzyknięcia wynosi 0,1 ml/10 g masy ciała (igła 27 g i strzykawka o pojemności 1 cm3).
  8. Następnie zmierz poziom glukozy we krwi po 15, 30, 60 i 120 minutach, nakładając kroplę swobodnie płynącej krwi na nowy pasek testowy.
    UWAGA: Przepływ krwi można zwiększyć poprzez delikatne masowanie czubka ogona w kierunku czubka ogona. Jeśli rana ogonowa zaskorupia, wyczyść ją sterylnym wacikiem nasączonym 0,9% roztworem chlorku sodu.
  9. Pozwól zwierzętom odpocząć w ich domowych klatkach z nieograniczonym dostępem do wody między pomiarami.

2. Analiza funkcji płuc do pomiaru Res i cDyn

UWAGA: Aby pomiar Res i cDyn był niezakłócony, myszy muszą być wentylowane w głębokim znieczuleniu. Niezbędne jest bezstresowe obchodzenie się ze zwierzętami i właściwe monitorowanie znieczulenia. Aby uzyskać ogólne instrukcje dotyczące stosowania technik sterylnych, zapoznaj się z artykułem Hoogstraten-Miller i wsp.15

  1. Skalibruj pletyzmograf przed każdym zestawem eksperymentów i przygotuj ustawienia badania w oprogramowaniu (patrz Tabela materiałów).
  2. Przed zabiegiem należy głęboko znieczulić zwierzęta poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie ksylazyny (10 mg/kg masy ciała) i ketaminy (100 mg/kg masy ciała) (igła 27 g i strzykawka 1 cm3). Upewnij się, że objętość wstrzyknięcia wynosi 0,1 ml/10 g na masę ciała.
    UWAGA: Ponieważ ketamina ma prawidłowe działanie przeciwbólowe u myszy, nie jest konieczne dodatkowe leczenie bólu. Inwazyjny zabieg cewnika tchawicy/pletyzmografu trwa około 5-7 minut, po czym można rozpocząć zbieranie danych.
  3. Umieść mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała.
  4. Zakryj oczy maścią, aby zapobiec wysuszeniu w znieczuleniu.
  5. Stale monitoruj głębokość znieczulenia za pomocą reakcji na szczypanie palca.
    UWAGA: Dodatkowe podanie środka znieczulającego może być konieczne w celu utrzymania znieczulenia na płaszczyźnie operacyjnej.
  6. Zwilż sierść pola operacyjnego w okolicy tarczycy 70% etanolem.
  7. Ostrożnie naciąć skórę w linii środkowej na około 1 cm między wcięciem szyjnym mostka a spojeniem bulwy mostka, unosząc ją kleszczami i przycinając skórę podczas oględzin nożyczkami (Rysunek 1A).
  8. Wizualizuj leżącą pod spodem tkankę tłuszczową i tarczycę.
  9. Odsłoń tchawicę poprzez ostrożne oddzielenie obu płatów tarczycy na przesmyku i rozcięcie mięśni mostka i mostka (Rysunek 1B). Należy uważać, aby nie uszkodzić żadnych naczyń krwionośnych i nie spowodować krwawienia, ponieważ może to spowodować niekorzystny wpływ na układ sercowo-naczyniowy, a ostatecznie na pomiary.
  10. Następnie przełóż pleciony szew chirurgiczny 4-0 między tchawicą a przełykiem za pomocą kleszczy. Ostrożnie naciąć tchawicę w pobliżu krtani między chrząstkami tchawicy za pomocą mikronożyczek.
  11. Zaintubuj rurką dotchawiczą (średnica 0,04 cala / 1,02 mm) pod kontrolą wzrokową (Rysunek 1C). Przymocuj rurkę poprzez podwiązanie do szwu chirurgicznego, aby uniknąć nieszczelności w systemie.
  12. Następnie przenieś zwierzę do podgrzewanego łóżka komory ciała i podłącz rurkę dotchawiczą do płyty czołowej (Rysunek 1D) i włącz wentylację, naciskając przycisk wentylacji na przednim panelu sterownika (Rysunek 1E).
  13. Zbadaj wentylację, obserwując ruch klatki piersiowej równolegle z szybkością wentylacji. Aby potwierdzić prawidłowe ułożenie rurki dotchawiczej, upewnij się, że obie strony klatki piersiowej poruszają się jednocześnie.
  14. Obserwuj sygnał ciśnienia na ekranie komputera (Rysunek 1F). Upewnij się, że krzywe wentylacji są jednolite. Jeśli tak nie jest, odczep zwierzę i sprawdź stronę operacyjną. Uważaj na krew lub śluz blokujący rurkę dotchawiczą.
    UWAGA: Dla dorosłych zwierząt o masie ciała 20-25 g ustawienia respiratora pokazane na Rysunek 2 są sugerowane zgodnie z zaleceniami producenta.
  15. Aby kontrolować zmiany ciśnienia przezpłucnego podczas wentylacji, włóż rurkę przełykową (0,04 cala / 1,02 mm średnicy) do przełyku na głębokości zbliżonej do poziomu płuc. Obserwuj ekran podczas umieszczania tuby. Umieść rurkę w miejscu, w którym na ekranie widoczne jest maksymalne odchylenie ciśnienia i minimalne artefakty serca.
  16. Po zabiegu należy przygotować zwierzę do pomiaru. Ponownie wstrzyknąć znieczulenie poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie ketaminy (100 mg/kg masy ciała) za pomocą igły 27 G i strzykawki o pojemności 1 cm3. Upewnij się, że objętość wstrzyknięcia wynosi 0,1 ml/10 g na masę ciała.
    UWAGA: Aby ocenić nadwrażliwość oskrzeli, nebulizuj metacholinę, nieselektywnego agonistę receptora muskarynowego przywspółczulnego układu nerwowego, który indukuje zwężenie oskrzeli. Akwizycja danych odbywa się w czterech różnych fazach (Rysunek 3).
  17. Rozpocznij akwizycję danych zgodnie z protokołem producenta.
    UWAGA: Oprogramowanie automatycznie prowadzi użytkowników przez proces akwizycji.
  18. Nanieść 10 μl PBS (nośnika) na nebulizator i rozpocząć nebulizację po 5 minutach od aklimatyzacji. Następnie następuje 3-minutowa faza odpowiedzi, w której mierzy się Res (cmH2O/mL/s) i cDyn (mL/cmH2O). Na koniec zapewnij zwierzęciu 3-minutową fazę rekonwalescencji przed następną nebulizacją.
  19. Postępuj zgodnie z oprogramowaniem, stopniowo nakładając 10 μl metacholiny o rosnącym stężeniu (2,5 μg/10 μl, 6,25 μg/10 μl i 12,5 μg/10 μl) na respirator.
  20. Po wykonaniu i zarejestrowaniu wszystkich pomiarów należy złożyć zwierzę w stan uśmiercenia przez zwichnięcie szyjki macicy.

3. Izolacja płuc do ilościowej analizy histomorfometrycznej dorosłych myszy

  1. Głęboko znieczulić zwierzę poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie ksylazyny (10 mg/kg masy ciała) i ketaminy (100 mg/kg masy ciała) (igła 27 g i strzykawka o pojemności 1 cm3). Objętość wstrzyknięcia powinna wynosić 0,1 ml/10 g na masę ciała.
    UWAGA: Po osiągnięciu stanu tolerancji chirurgicznej przygotowanie trwa około 5 minut, po którym następuje perfuzja narządowa i 30 minut na utrwalenie.
  2. Gdy zwierzę osiągnie stan tolerancji chirurgicznej (negatywna reakcja na uszczypnięcie palca), zdezynfekuj zwierzę 70% etanolem i przymocuj zwierzę do podkładki za pomocą taśmy chirurgicznej.
  3. Złożyć zwierzę w ofierze przez nakłucie serca i krwawienie. Krótko otwórz brzuch z przyśrodkowym nacięciem przez skórę i otrzewną za pomocą nożyczek.
  4. Zlokalizuj przeponę w kierunku wątroby i ostrożnie oddziel wątrobę od przepony.
  5. Wykonaj małe nacięcie w przeponie za pomocą nożyczek i nakłuj lewą komorę serca igłą 20 G przymocowaną do strzykawki o pojemności 2 ml. Powoli wykrwawić zwierzę.
    UWAGA: Powolne i ostrożne wykrwawianie jest ważne, aby zapobiec zapadaniu się komór z powodu podciśnienia, hamując niezakłócony przepływ krwi.
  6. Wypreparuj płuco, delikatnie otwierając klatkę piersiową przez nacięcie przymostkowe na całej długości klatki piersiowej za pomocą zakrzywionych, nożyczek.
  7. Następnie podnieś klatkę piersiową, aby odsłonić jamę opłucnowej (Rysunek 3C). Usuń grasicę, aby zobaczyć serce i płuca.
    UWAGA: Możliwe jest opcjonalne wstrzyknięcie do prawej komory, a następnie perfuzja układu naczyniowego płuc za pomocą lodowatego PBS, a następnie roztworu utrwalającego [np. 4% (masa/objętość) paraformaldehydu (PFA)]. Należy pamiętać, że istnieje zwiększone ryzyko pęknięcia przegród pęcherzyków płucnych i niekorzystnego wpływu na strukturę płuc przy użyciu tej metody.
  8. Wypreparuj płuco, najpierw ostrożnie usuwając serce.
  9. Następnie przełóż pleciony szew chirurgiczny 4-0 między tchawicą a przełykiem za pomocą kleszczy.
  10. Następnie ostrożnie naciąć tchawicę w pobliżu krtani między chrząstkami tchawicy, zaintubować kaniulą dożylną (26 G) i nadmuchać płuco przez utrwalenie pod stałym ciśnieniem 20 cmH2Oza pomocą utrwalacza [np. 4% (masa/objętość) PFA].
  11. W celu utrwalenia PFA pozostaw utrwalacz na 30 minut w temperaturze pokojowej. Następnie podwiązaj tchawicę i usuń kaniulę. Następnie należy ostrożnie wyciąć płuco, nie uszkadzając tkanki, i przechowywać je w środku utrwalającym w temperaturze 4 °C przez noc.
    UWAGA: Alternatywnie, zgodnie z dokumentem konsensusu ATS/ETS 2,5% buforowanym GA OsO4, roztwór Uracylu jest używany do prawidłowej stabilizacji tkanek. W celu dalszego przygotowania tkanek zobacz artykuł konsensusu autorstwa Hsia i wsp.14

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reprezentatywne wyniki dootrzewnowego testu tolerancji glukozy (ipGTT) (Rysunek 4), test funkcji płuc (Rysunek 5), oraz reprezentatywne obrazy ilustrujące płuca zabarwione hematoksyliną i eozyną (Rysunek 6).

ipGTT przeprowadzono u otyłych myszy (niebieskich) po 7 tygodniach diety wysokotłuszczowej (HFD). Standardowe myszy karmione dietą służyły j...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszy raport zawiera trzy protokoły dla trzech różnych metod analizy wpływu otyłości na metabolizm glukozy i wyniki płucne. Po pierwsze, test tolerancji glukozy daje możliwość analizy wewnątrzkomórkowego wychwytu glukozy i może wskazywać na insulinooporność. Po drugie, pletyzmografia całego ciała jest techniką pomiaru czynności płuc, a tym samym jest pomocna w testowaniu skuteczności nowych metod leczenia. Po trzecie, ustandaryzowany protokół fiksacji jest niezbędny do ilościowej analizy morfometrycznej w celu oceny ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymenty były wspierane przez Marga and Walter Boll-Stiftung, Kerpen, Niemcy; Projekt 210-02-16 (MAAA), Projekt 210-03-15 (MAAA) oraz przez Niemiecką Fundację Badawczą (DFG; AL1632-02; MAAA), Bonn, Niemcy; Centrum Medycyny Molekularnej w Kolonii (CMMC; Szpital Uniwersytecki w Kolonii; Program Awansu Zawodowego; MAAA), Köln Fortune (Wydział Lekarski, Uniwersytet w Kolonii; KD).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
GlucoMen LXA.Menarini diagnostics, Firneze, Włochy38969glukometr
GlucoMen LX SensorA.Menarini diagnostics, Firneze, Włochy39765Paski testowe
Glukoza 20%B. Braun, Melsung, Niemcy2356746
FinePointe SoftwareDSI, MC s´ Hertogenbosch, Holandia601-1831-002
Jednostanowiskowy stół pod mysz FinePointe RCDSI, MC s´ Hertogenbosch, Holandia601-1831-001
Kontroler FPRCDSI, MC s´ Hertogenbosch, Holandia601-1075-001
Blok aerozolowy FPRCDSI, MC s´ Hertogenbosch, Holandia601-1106-001
Głowica aerogenowa 5.2-4umDSI, MC s´ Hertogenbosch, Holandia601-2306-001
KleszczeFST, Kolumbia Brytyjska, Kanada11065-07
nożyczkiFST, Kolumbia Brytyjska, Kanada14105-12
MikronożyczkiFST, Kolumbia Brytyjska, Kanada15000-00
Perma-Hand 4-0Ethicon, Portoryko, USA736HSzew
chirurgicznyRoti-Histofix 4%RothP087.14% Paraformaldehyd
KetasetZoetis, Berlin, Niemcy10013389Ketamina
Rompun 2%Bayer, Leverkusen, Niemcy770081Ksylazyna

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kelly, T., Yang, W., Chen, C. S., Reynolds, K., He, J. Global burden of obesity in 2005 and projections to 2030. Int J Obes (Lond). 32, 1431-1437 (2008).
  2. Freemantle, N., Holmes, J., Hockey, A., Kumar, S. How strong is the association between abdominal obesity and the incidence of type 2 diabetes? International journal of clinical practice. 62, 1391-1396 (2008).
  3. Wassink, A. M. J., et al. Waist circumference and metabolic risk factors have separate and additive effects on the risk of future Type 2 diabetes in patients with vascular diseases. A cohort study. Diabetic Medicine. 28, 932-940 (2011).
  4. Oktay, A. A., et al. The Interaction of Cardiorespiratory Fitness with Obesity and the Obesity Paradox in Cardiovascular Disease. Progress in cardiovascular diseases. , (2017).
  5. Azamar-Llamas, D., Hernandez-Molina, G., Ramos-Avalos, B., Furuzawa-Carballeda, J. Adipokine Contribution to the Pathogenesis of Osteoarthritis. Mediators Inflamm. 2017, 5468023(2017).
  6. Koenig, S. M. Pulmonary complications of obesity. The American journal of the medical sciences. 321, 249-279 (2001).
  7. Stunkard, A. J. Current views on obesity. The American journal of medicine. 100, 230-236 (1996).
  8. Murugan, A. T., Sharma, G. Obesity and respiratory diseases. Chron Respir Dis. 5, 233-242 (2008).
  9. Zammit, C., Liddicoat, H., Moonsie, I., Makker, H. Obesity and respiratory diseases. International journal of general medicine. 3, 335-343 (2010).
  10. Ouchi, N., Parker, J. L., Lugus, J. J., Walsh, K. Adipokines in inflammation and metabolic disease. Nat Rev Immunol. 11, 85-97 (2011).
  11. McArdle, M. A., Finucane, O. M., Connaughton, R. M., McMorrow, A. M., Roche, H. M. Mechanisms of obesity-induced inflammation and insulin resistance: insights into the emerging role of nutritional strategies. Front Endocrinol (Lausanne). 4, 52(2013).
  12. Ayala, J. E., et al. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice. Disease models & mechanisms. 3, 525-534 (2010).
  13. Bates, J. H., Irvin, C. G. Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle. J Appl Physiol. 94 (1985), 1297-1306 (2003).
  14. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).
  15. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1, Unit 1 12 11-11 12-14 (2008).
  16. Heydemann, A. An Overview of Murine High Fat Diet as a Model for Type 2 Diabetes Mellitus. Journal of diabetes research. 2016, 2902351(2016).
  17. Asha, G. V., Raja Gopal Reddy, M., Mahesh, M., Vajreswari, A., Jeyakumar, S. M. Male mice are susceptible to high fat diet-induced hyperglycaemia and display increased circulatory retinol binding protein 4 (RBP4) levels and its expression in visceral adipose depots. Archives of physiology and biochemistry. 122, 19-26 (2016).
  18. Jovicic, N., et al. Differential Immunometabolic Phenotype in Th1 and Th2 Dominant Mouse Strains in Response to High-Fat Feeding. PLoS One. 10, e0134089(2015).
  19. Fontaine, D. A., Davis, D. B. Attention to Background Strain Is Essential for Metabolic Research: C57BL/6 and the International Knockout Mouse Consortium. Diabetes. 65, 25-33 (2016).
  20. Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, E15-E26 (2008).
  21. Heijboer, A. C., et al. Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice. Journal of lipid research. 46, 582-588 (2005).
  22. Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. Evaluation of glucose homeostasis. Current protocols in molecular biology. Chapter 29, Unit 29B.23 (2007).
  23. McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. Am J Physiol Endocrinol Metab. 297, E849-E855 (2009).
  24. Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse. Diabetes. 55, 390-397 (2006).
  25. Lodhi, I. J., Semenkovich, C. F. Why we should put clothes on mice. Cell Metab. 9, 111-112 (2009).
  26. Swoap, S. J., Gutilla, M. J., Liles, L. C., Smith, R. O., Weinshenker, D. The full expression of fasting-induced torpor requires beta 3-adrenergic receptor signaling. J Neurosci. 26, 241-245 (2006).
  27. Geiser, F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor. Annu Rev Physiol. 66, 239-274 (2004).
  28. Mead, J. Mechanical properties of lungs. Physiological reviews. 41, 281-330 (1961).
  29. Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J Appl Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
  30. Lundblad, L. K., et al. Penh is not a measure of airway resistance! Eur Respir J. 30, 805(2007).
  31. Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice. J Appl Physiol. 97, 286-292 (2004).
  32. Fairchild, G. A. Measurement of respiratory volume for virus retention studies in mice. Applied microbiology. 24, 812-818 (1972).
  33. Brown, R. H., Wagner, E. M. Mechanisms of bronchoprotection by anesthetic induction agents: propofol versus ketamine. Anesthesiology. 90, 822-828 (1999).
  34. Goyal, S., Agrawal, A. Ketamine in status asthmaticus: A review. Indian journal of critical care medicine: peer-reviewed, official publication of Indian Society of Critical Care Medicine. 17, 154-161 (2013).
  35. Doi, M., Ikeda, K. Airway irritation produced by volatile anaesthetics during brief inhalation: comparison of halothane, enflurane, isoflurane and sevoflurane. Canadian journal of anaesthesia = Journal canadien d'anesthesie. 40, 122-126 (1993).
  36. Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 299, L843-L851 (2010).
  37. Weibel, E. R., Limacher, W., Bachofen, H. Electron microscopy of rapidly frozen lungs: evaluation on the basis of standard criteria. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 516-527 (1982).
  38. Rolls, G. Process of Fixation and the Nature of Fixatives. , (2017).
  39. Winsor, L. Tissue processing. Laboratory histopathology. Woods, A., Ellis, R. , 4.2-1-4.2-39 (1994).
  40. Histochemistry, theoretical and applied. Pearse, A. , Churchill Livingstone. London. (1980).
  41. Weibel, E. R. Morphological basis of alveolar-capillary gas exchange. Physiological reviews. 53, 419-495 (1973).
  42. Bur, S., Bachofen, H., Gehr, P., Weibel, E. R. Lung fixation by airway instillation: effects on capillary hematocrit. Experimental lung research. 9, 57-66 (1985).
  43. Bachofen, H., Ammann, A., Wangensteen, D., Weibel, E. R. Perfusion fixation of lungs for structure-function analysis: credits and limitations. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 528-533 (1982).
  44. Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemporary topics in laboratory animal science. 43, 42-51 (2004).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Intraperitoneal Glucose Tolerance TestLung Function MeasurementLung FixationObesity MetabolismAirway ResistanceRespiratory System ComplianceTracheal IntubationMethacholine ChallengeHistological AssessmentPressure Fixation

Related Articles