Artykuł metodologiczny

Techniki chirurgiczne zakładania cewnika i nefrektomii 5/6 w mysich modelach dializy otrzewnowej

DOI:

10.3791/56746

⸱

19 lipca 2018

 ,  ,  ,  , 
1Molecular Biology Research Centre Severo Ochoa, Spanish National Research Council, 2IdiPAZ Research Institute, La Paz University Hospital, 3Princesa Research Institute, La Princesa University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł pokazuje metodę chirurgicznego umieszczania u myszy cewnika dootrzewnowego podłączonego do portu dostępowego, który znajduje się z tyłu zwierzęcia. Ponadto wyjaśnia procedurę nefrektomii 5/6, aby przypominała stan mocznicowy pacjentów z chorobą Parkinsona.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dializa otrzewnowa (PD) to terapia nerkozastępcza polegająca na podawaniu i odzyskiwaniu płynu hiperosmotycznego w jamie otrzewnej w celu odprowadzenia wody i toksycznych metabolitów, których funkcjonalnie niewystarczające nerki nie są w stanie wyeliminować. Niestety, zabieg ten pogarsza stan otrzewnej. Uszkodzenie tkanki wywołuje początek stanu zapalnego w celu wyleczenia urazu. Jeśli uraz utrzymuje się, a stan zapalny staje się przewlekły, może prowadzić do zwłóknienia, które jest częstym zjawiskiem w wielu chorobach. W chorobie Parkinsona przewlekły stan zapalny i zwłóknienie, wraz z innymi specyficznymi procesami z nimi związanymi, prowadzą do pogorszenia zdolności ultrafiltracji, co oznacza niepowodzenie, a następnie zaprzestanie techniki. Praca z próbkami ludzkimi dostarcza informacji na temat tego pogorszenia, ale przedstawia techniczne i etyczne ograniczenia w uzyskiwaniu biopsji. Modele zwierzęce są niezbędne do zbadania tego pogorszenia, ponieważ przezwyciężają te niedociągnięcia.

W 2008 roku opracowano model przewlekłej infuzji myszy, który korzysta z szerokiej gamy genetycznie modyfikowanych myszy, otwierając możliwość badania zaangażowanych mechanizmów. W tym modelu zastosowano niestandardowe urządzenie przeznaczone dla myszy, składające się z cewnika przymocowanego do portu dostępowego, który jest umieszczony podskórnie z tyłu zwierzęcia. Procedura ta pozwala uniknąć ciągłego nakłuwania otrzewnej podczas długotrwałych eksperymentów, zmniejszając infekcje i stany zapalne spowodowane zastrzykami. Dzięki temu modelowi scharakteryzowano i modulowano uszkodzenia otrzewnej wywołane przewlekłą ekspozycją na płyn PD. Technika ta pozwala na infuzję dużych ilości płynów i może być stosowana do badania innych chorób, w których konieczne jest inokulowanie leków lub innych substancji przez dłuższy czas.

Ten artykuł pokazuje metodę chirurgicznego zakładania cewnika u myszy. Ponadto wyjaśnia procedurę nefrektomii 5/6 w celu naśladowania stanu niewydolności nerek występującego u pacjentów z chorobą Parkinsona.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Funkcja nerek i choroby nerek

Nerki są niezbędnymi organami zaangażowanymi w homeostazę, filtrację krwi i produkcję hormonów. Istnieją różne stany, które prowadzą do niewydolności nerek i późniejszego wystąpienia mocznicy, która została zdefiniowana jako grupa objawów ogólnoustrojowych spowodowanych nagromadzeniem produktów przemiany materii we krwi zatrzymanych w wyniku zaburzeń czynności nerek1. Ponadto, ponieważ niewydolność nerek jest również zaburzona przez zdolność homeostatyczną, może wystąpić nadciśnienie spowodowane przeciążeniem objętościowym, co jest również niebezpieczne, ponieważ może prowadzić do niewydolności serca1. Gdy wydolność funkcjonalna nerek jest mniejsza niż 10%-15%, pacjent musi przejść jedną z następujących opcji terapeutycznych: hemodializę, dializę otrzewnową (PD) lub przeszczep nerki.

PD to interesująca opcja, która pozwala pacjentom kontynuować leczenie w zaciszu własnego domu lub praktycznie z dowolnego miejsca, unikając w ten sposób konieczności częstych wizyt i pobytów w szpitalu. Technika PD eliminuje małe toksyczne cząsteczki i nadmiar wody wytwarzany przez ciało2 poprzez wkroplenie płynu osmotycznego (płynu do dializy otrzewnowej, PDF) do jamy otrzewnej. To wkroplenie generuje gradient osmotyczny niezbędny do wymiany substancji rozpuszczonych i wody między naczyniami włosowatymi otrzewnej a PDF, proces znany jako ultrafiltracja (UF).

Uraz otrzewnej wywołany dializą otrzewnową

Jama otrzewnej pokryta jest błoną (PM) składającą się z monowarstwy komórek międzybłonka spoczywających na matrycy, w której znajduje się również kilka naczyń krwionośnych, fibroblastów, makrofagów i innych populacji komórek. Niestety, błona otrzewnowa zawsze ulega pewnym zmianom podczas leczenia PD, takim jak apoptoza i utrata komórek międzybłonka, przejście mezenchymalne komórek międzybłonka (MMT) i śródbłonka (end-MT), rekrutacja komórek zapalnych i fibrocytów, zmiany naczyniowe, angiogeneza, limfangiogeneza i/lub zwłóknienie3,4,5,6,7,8,9. Zmiany te są odpowiedzialne za rozwój niewydolności UF class10, co wyklucza kontynuację terapii, wymagając, aby pacjent otrzymał alternatywne leczenie, aby przeżyć (hemodializa lub przeszczep nerki). Dlatego u tych pacjentów konieczne jest opóźnienie lub kontrolowanie rozwoju tych zmian otrzewnej.

Spekuluje się, że sama mocznica może powodować stan zapalny11, ale najważniejszym czynnikiem lokalnym jest bioniezgodność PDF. Większość plików PDF używa glukozy jako środka osmotycznego, który powoduje stan zapalny. Ze względu na czas przechowywania plików PDF i sterylizację glukoza ulega procesowi degradacji i pojawiają się nowe produkty tej reakcji, generując więcej stanów zapalnych, MMT i apoptozy12,13. Ponadto istnieje również możliwość uszkodzeń mechanicznych spowodowanych metodą wkraplania. Wszystkie te czynniki, działając w sposób ciągły, mogą generować uporczywy i nawracający stan zapalny, prowadzący do przewlekłego stanu zapalnego, który prowadzi do pogorszenia błony i ostatecznie do niewydolności UF. W jaki sposób można zmniejszyć te szkody lub ich uniknąć, jest nadal kwestią badań.

Analiza rozwoju zmian chorobowych: od próbek ludzkich do modeli zwierzęcych

Praca z ludzkimi biopsjami jest czynnikiem ograniczającym ze względu na trudności w pobieraniu próbek tkanek. Próbki te można pobrać tylko z operacji wykonanych z powodu nieprawidłowego działania cewnika lub przeszczepu, zwykle po latach leczenia choroby Parkinsona. Podejście to jest przydatne do analizy zmian patologicznych, na które narażona jest błona otrzewnowa narażona na działanie PDF, ale nie jest wystarczające do zbadania rozwoju procesu. Inną możliwością jest analiza komórek odsączonych ze ścieków dializacyjnych, ale to nadal nie zapewnia pełnego scenariusza. Połączenie obu technik jest możliwe tylko w przypadku modeli zwierzęcych. Budowa otrzewnej jest podobna u ssaków, dlatego istnieją modele z różnymi gatunkami zwierząt. Istnieje kilka badań opartych na owcach (Rodela i wsp.14 oraz Barrell et al.15) i rabbit16,17 modeli; Jednak mniejsze zwierzęta są preferowane, ponieważ są łatwiejsze w trzymaniu i utrzymaniu, a także bardziej ekonomiczne. Użycie rats18,19,20,21,22,23,24 oferuje krótszy czas leczenia potrzebny do zaobserwowania zmian morfofunkcjonalnych. Stanowi on bardzo przydatny model do badania różnych zagadnień, takich jak wpływ leków przeciwzwłóknieniowych, takich jak na przykład BMP-7 (białko morfogenne kości-7)25 i RAS (układ renina-angiotensyna) celowanie26,27,28.

Jednak model mysi okazał się idealnym modelem z wieloma zaletami w stosunku do innych. Najciekawszą zaletą jest możliwość wykorzystania genetycznie modyfikowanych myszy do badania molekularnych i komórkowych podstaw uszkodzeń otrzewnej. W rzeczywistości myszy są często wykorzystywane do analizy wielu chorób, ponieważ istnieje wiele różnych szczepów o różnym, dobrze znanym pochodzeniu genetycznym. Inne zalety to zmniejszona przestrzeń wymagana do pomieszczeń, zmniejszone koszty eksperymentów (ze względu na mniejsze rozmiary zwierząt), łatwość obsługi, dostępność odczynników i rosnąca ilość dostępnych informacji na temat różnych szczepów myszy, ponieważ są one najczęściej wykorzystywanymi zwierzętami w badaniach.

Model oparty na myszach wykorzystujący wszczepione urządzenie był ostatnio ustalonym modelem dla PD29,30, i wykazano, że naśladuje pogorszenie stanu otrzewnej, którego doświadczają pacjenci z PD z powodu ekspozycji na PDF. Model ten współpracował w celu zrozumienia procesów patologicznych związanych z 31,32,33. Co więcej, został wykorzystany do walidacji różnych potencjalnych metod leczenia w celu złagodzenia tego pogorszenia za pomocą modulatorów immunologicznych i leków przeciwzapalnych oraz innych środków przeciwzwłóknieniowych i antyangiogennych, takich jak inhibitory COX-2 (cyklooksygenazy-2) 34, γ PPAR- (agoniści receptora aktywowanego proliferatorem peroksysomów-γ) 35, Tamoksyfen36, Paricalcitol (aktywator receptora witaminy D, który moduluje reakcję immunologiczną)37, Rapamycin38 oraz Nebivolol39.

Rozwijanie modelu myszy z wszczepionym cewnikiem

Celem tego modelu jest jak najbardziej upodobnienie techniki stosowanej u pacjentów z PD u ludzi, co pozwala na przeprowadzanie rozszerzonych terapii PD u małych zwierząt. Do tej pory przetestowano trzy techniki wkraplania płynu dializacyjnego do otrzewnej. Pierwsza z nich, ślepe nakłucie przedniej ściany brzucha, jest kontrowersyjna ze względu na liczne zagrożenia, jakie może ponieść, takie jak uszkodzenie otrzewnej, krwawienie i, jak to się robi na ślepo, nakłucie trzewne. Drugą techniką jest tzw. "otwarty system stały", w którym urządzenie do wstrzykiwania płynu umieszcza się na zewnątrz organizmu. Ta procedura jest najbardziej podobna do tej wykonywanej u ludzi. Nie pozwala jednak na opracowywanie długoterminowych eksperymentów, ponieważ może zwiększyć ryzyko infekcji i generalnie wymaga użycia znieczulenia w celu zakroplenia PDF, co może zakłócić wyniki. Trzecią techniką jest "system zamknięty". Dzięki takiemu podejściu całe urządzenie używane do wkraplania płynów znajduje się w ciele zwierzęcia. Płyn wstrzykuje się za pomocą igły przez port dostępowy, który umieszcza się podskórnie. Zabieg ten zmniejsza ryzyko infekcji otrzewnej i krwawienia, a także konieczność znieczulenia.

Aby zbadać wpływ mocznicy na chorobę Parkinsona, niedawno ustalono również model mysi 40 oparty na modelu infuzji PDF z cewnikiem. Model ten wprowadza nowatorską technikę wykonywania nefrektomii u myszy, zmniejszając w ten sposób czynność nerek. W niniejszym artykule opracowano modyfikację protokołu zastosowanego przez Ferrantelli i in. w 2015 roku40. Ten nowy protokół umożliwia implantację cewnika podczas nefrektomii, zmniejsza długość rany zadanej podczas operacji i ułatwia dostęp do nerek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Centrum Biologii Molekularnej Severo Ochoa (Madryt, Hiszpania).

Uwaga: Wykorzystano samice myszy C57BL/6J w wieku od 12 do 14 tygodni i ważące około 20 g na początku badania. Wszystkie zwierzęta były trzymane w standardowych warunkach i otrzymywały jedzenie i wodę ad libitum. Stan zdrowia był sprawdzany codziennie. Wymagany materiał, taki jak rękawiczki, obłożnica, cewnik, szewy i igły, powinien być sterylny.

1. Zakładanie cewnika

Uwaga: Jeśli nerki nie zostaną usunięte, pozostają w pełni funkcjonalne, więc nie uwzględnia wpływu mocznicy, co pozwala na badanie ekspozycji na PDF w izolacji. Operacja polega na wprowadzeniu do jamy otrzewnej tylko dystalnego krańca cewnika i umieszczeniu portu dostępowego na grzbiecie zwierzęcia, zapewniając do niego dostęp. Procedura umieszczania cewnika jest następująca:

  1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej i zapewnij znieczulenie za pomocą 4% izofluranu i tlenu o natężeniu przepływu 0,4 l/min aż do utraty odruchu prostowania.
    1. Utrzymuj zwierzę z 2% izofluranem w 100% tlenu o przepływie 0,3 l/min za pomocą rurki nosowej podłączonej do aparatu anestezjologicznego. Potwierdź prawidłowe znieczulenie, oceniając napięcie mięśniowe i reakcję na stymulację.
    2. Sprawdzaj tempo i głębokość oddychania podczas całego procesu. Używaj maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. Zaleca się, aby zabiegi były wykonywane w komorze przepływowej, aby zapewnić utrzymanie sterylnych warunków podczas operacji.
  2. Ogolić prawy bok i grzbiet zwierząt, aby wykonać operację, a następnie wstrzyknąć płyn do portu wejściowego w czystym miejscu. Umieść zwierzę w pozycji bocznej spoczywającej na lewym boku na stole operacyjnym, z systemem termicznym zapewniającym, że jego temperatura nie spadnie.
  3. Zdezynfekuj obszar 1% roztworem glukonianu chlorheksydyny. Wykonaj małe nacięcie (0,5 cm) nożyczkami w skórze na prawym boku ciała i ostrożnie oddziel je nożyczkami od sąsiedniej warstwy mięśniowej, tak aby cały obszar grzbietu zwierzęcia był dobrze oddzielony, aby później móc z łatwością wprowadzić port dostępu. Proszę zapoznać się z Rysunek 1, aby zobaczyć materiały wymagane do wykonania procedury.
  4. Wykonaj małe nacięcie o średnicy około 1 mm przez warstwę mięśniową i wprowadź końcówkę cewnika i pierwszy plastikowy pierścień. Spowodowane uszkodzenie otrzewnej jest minimalne.
  5. Zszyj ścianę otrzewnej ciasno wokół cewnika, za pomocą niewchłanialnego szwu 5,0 lub 6,0. Jeden plastikowy pierścień znajduje się wtedy wewnątrz jamy otrzewnej, a drugi między mięśniem a skórą. Cewnik jest w ten sposób mocowany, aby zapobiec wyciekaniu płynu do przestrzeni podskórnej.
  6. Włóż port dostępowy do przestrzeni podskórnej w kierunku ogona myszy, nie przymocowując go do stałej pozycji na skórze, ponieważ może swędzieć, a zwierzęta mogą drapać i gryźć skórę.
  7. Zamknij ranę skóry niewchłanialnym szwem 5,0 lub 6,0. Usunąć znieczulenie wziewne i pozwolić zwierzęciu odzyskać przytomność. Nie pozostawiaj myszy bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Po całkowitym wyzdrowieniu mysz może wrócić do towarzystwa innych zwierząt.
    Uwaga: Eksperymenty można rozpocząć po 4 do 7 dniach rekonwalescencji pooperacyjnej.
  8. Zapewnij znieczulenie, rozpuszczając 3 ml ibuprofenu (20 mg/ml) w 250 ml wody pitnej na dzień zabiegu.
  9. W okresie pooperacyjnym należy codziennie sprawdzać stan zdrowia zwierzęcia, sprawdzając, czy na skórze nie ma zaczerwienionych obszarów, szczeciniastych włosów lub ran.
  10. Wstrzyknij płyn, trzymając zwierzę (bez znieczulenia) za ogon i chwytając jedną ręką port dostępowy, a drugą igłę. Przed wstrzyknięciem zdezynfekować obszar 1% roztworem glukonianu chlorheksydyny. Interesujące jest użycie specjalnych igieł (igieł Hubera), które są fazowane w celu rozchylenia zamiast przebijania silikonowej przegrody portu dostępowego (Rysunek 1A). Wystarczą dwa zastrzyki dziennie przez 40 dni, aby zaobserwować zmiany w otrzewnej (Ryc. 3).
  11. Po zakończeniu eksperymentu poddaj mysz eutanazji przez uduszenie dwutlenkiem węgla lub zwichnięcie szyjki macicy.

2. Wykonanie nefrektomii 5/6 i założenie cewnika

Uwaga: Aby lepiej odwzorować sytuację u pacjentów z chorobą Parkinsona, możliwe jest wykonanie nefrektomii 5/6, co pozwala tylko na szczątkową czynność nerek. W takim przypadku należy pobrać próbki surowicy w celu analizy poziomu mocznika poprzez ekstrakcję 250 μl krwi przez nakłucie żyły twarzowej, co najmniej jeden dzień przed rozpoczęciem operacji, w trakcie leczenia i podczas składania zwierząt w ofierze. Zaleca się, aby zabiegi były wykonywane w komorze przepływowej, aby zapewnić utrzymanie sterylnych warunków podczas operacji.

  1. Znieczulij myszy za pomocą izofluranu, jak w kroku 1.1.
  2. Środek przeciwbólowy należy podać za pomocą 0,1 mg/kg buprenorfiny, wstrzykniętej podskórnie w szyję zwierzęcia i rozpuszczając 3 ml ibuprofenu (20 mg/ml) w 250 ml wody pitnej na dzień przed i w dniu zabiegu.
  3. Ogolić boki i grzbiet zwierząt w celu wykonania operacji, a następnie wstrzyknięcia płynu w porcie dostępowym w czystym miejscu.
  4. Wykonaj nacięcie około 0,5 cm w skórze, po lewej stronie, blisko żeber, aby mieć bezpośredni dostęp do lewej nerki.
  5. Otwórz małe nacięcie w mięśniu, aby wyjąć lewą nerkę z otrzewnej, usuwając torebkę i nadnercza. Aby usunąć kapsułkę, konieczne jest lepsze utrzymanie nerki poza jamą otrzewnej.
  6. Spal i przetnij skrajne krawędzie nerki za pomocą kauteryzatora (patrz Rysunek 1, aby zapoznać się z potrzebnymi materiałami).
  7. Ponownie wprowadzić nerkę do jamy otrzewnej i zszyć rany na mięśniu i skórze nierozpuszczalnym szwem 5,0 lub 6,0.
  8. Następnego dnia całkowicie usuń prawą nerkę i wprowadź cewnik, wykonując to samo nacięcie, co w celu usunięcia nerki. Ponownie znieczulij mysz izofluranem i wstrzyknij podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny tuż przed zabiegiem chirurgicznym. Rozpuść również 3 ml ibuprofenu (20 mg/ml) w 250 ml wody pitnej dzień przed i w dniu zabiegu.
  9. Wykonaj nacięcie w skórze o długości około 0,5 cm i za pomocą nożyczek oddziel skórę z tyłu zwierzęcia od mięśnia, aby otworzyć przestrzeń, w której będzie zlokalizowany port dostępowy.
  10. Wykonaj nacięcie mięśnia (około 0,3-0,4 cm), aby wyjąć prawą nerkę z jamy otrzewnej.
  11. Usuń kapsułkę i nadnercza, aby mieć lepszy dostęp do nerki. Podwiązać żyłę nerkową, tętnicę i moczowód za pomocą niewchłanialnego szwu 5,0 lub 6,0 i całkowicie usunąć nerkę.
  12. Zszyj ranę w mięśniu otrzewnej, wprowadzając koniec cewnika tak, aby mięsień pozostał między dwoma plastikowymi pierścieniami, jak wyjaśniono wcześniej (krok 1.5).
  13. Wprowadzić port dostępowy do przestrzeni podskórnej i zszyć skórę, jak wyjaśniono w krokach 1.6 i 1.7.
    Uwaga: Myszy powinny odpoczywać przez co najmniej 10 dni po tych operacjach, aby upewnić się, że rany w mięśniu otrzewnej są całkowicie zagojone i nie będzie wycieku do przestrzeni podskórnej podczas wstrzykiwania płynu. Wstrzyknąć płyn jak w kroku 1.10.
  14. Po zakończeniu eksperymentu poddaj zwierzęta eutanazji przez uduszenie dwutlenkiem węgla lub zwichnięcie szyjki macicy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 1 pokazuje wszystkie materiały wymagane do przestrzegania procedur opisanych w sekcji protokołu. W tym przykładzie myszy poddane lub niepoddane nefrektomii (8 zwierząt w grupie) (Ryc. 2) były narażone przez 40 dni (dwa wstrzyknięcia dziennie, odczekanie co najmniej 2 godzin między nimi) na mieszaninę dwóch różnych plików PDF, powszechnie stosowanych w praktyce klinicznej: Extraneal (PDF na bazie ikodekstryny) i Dianeal (PDF na bazi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pierwsze opublikowane dane analizujące zmiany wyładowań niezupełnych przy użyciu techniki "systemu zamkniętego" przeprowadzono w 2009 r.29 . Ten ścisły system oznacza, że całe urządzenie znajduje się wewnątrz ciała, a płyn jest wstrzykiwany igłą przez port dostępowy. Najważniejszym problemem technicznym w długoterminowych modelach zwierzęcych infuzji płynów przez cewnik jest występowanie niedrożności. Możliwe opcje to wykonanie omentektomii lub dodanie heparyny do plików PDF w celu zmniejszenia zr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują E. Ferrantelliemu i G. Liappasowi za wsparcie w ustanowieniu protokołu nefrektomii 5/6, R. Sánchez-Díaz i P. Martín za pomoc w ocenie azotu mocznikowego oraz E. Hevia i F. Núñez za pomoc w opiece nad myszami. Prace te były wspierane przez dotacje SAF2016-80648R z "Ministerio de Economía y Competitividad"/Fondo Europeo de Desarrollo Regional (MINECO/FEDER) dla Manuela Lópeza-Cabrery oraz PI 15/00598 z funduszy Fondo de Investigaciones Sanitarias (FIS)-FEDER, dla Abelardo Aguilera.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Minute Mouse Port 4French z koralikami retencyjnymi i otworami krzyżowymiTechnologie dostępuMMP-4S-061108A Igły punktowe
Posi-Grip Huber 25 ga. X 1/2´ i ostry;  Technologie dostępuPG25-500
Zestaw do kauteryzacji wysokotemperaturowejBovie18010-00
ForaneabbVie880393.4 HO
niewchłanialny szew 6/0Laboratorio Agaró6121
Nożyczki Kleszcze Fine Science Tools14079-10
Fine Science Tools11002-12
zaciskFine Science Tools13002-10
Buprenorfina 0,3 mg/ml
produkt farmaceutyczny wacikiprodukt farmaceutyczny
Dalsy (Ibuprofen) 20mg/ml zawiesina doustnaAbbVie  S.R.L. produkt farmaceutyczny
bawełniane

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Meyer, T. W., Hostetter, T. H. Uremia. New England Journal of Medicine. 357 (13), 1316-1325 (2007).
  2. Pyper, R. A. Peritoneal Dialysis. Ulster Medical Journal. 17 (2), 179-187 (1948).
  3. Chaimovitz, C. Peritoneal dialysis. Kidney International. 45 (4), 1226-1240 (1994).
  4. Aguilera, A., Yanez-Mo, M., Selgas, R., Sanchez-Madrid, F., Lopez-Cabrera, M. Epithelial to mesenchymal transition as a triggering factor of peritoneal membrane fibrosis and angiogenesis in peritoneal dialysis patients. Current Opinion in Investigational Drugs. 6 (3), 262-268 (2005).
  5. González-Mateo, G. T., et al. Pharmacological modulation of peritoneal injury induced by dialysis fluids: is it an option. Nephrology Dialysis Transplantation. , (2011).
  6. Mateijsen, M. A., et al. Vascular and interstitial changes in the peritoneum of CAPD patients with peritoneal sclerosis. Peritoneal Dialysis International. 19 (6), 517-525 (1999).
  7. Williams, J. D., et al. Morphologic changes in the peritoneal membrane of patients with renal disease. Journal of the American Society of Nephrology. 13 (2), 470-479 (2002).
  8. Dobbie, J. W. Pathogenesis of peritoneal fibrosing syndromes (sclerosing peritonitis) in peritoneal dialysis. Peritoneal Dialysis International. 12 (1), 14-27 (1992).
  9. Loureiro, J., et al. Blocking TGF-beta1 protects the peritoneal membrane from dialysate-induced damage. Journal of the American Society of Nephrology. 22 (9), 1682-1695 (2011).
  10. Aroeira, L., et al. Epithelial to mesenchymal transition and peritoneal membrane failure in peritoneal dialysis patients: pathologic significance and potential therapeutic interventions. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (7), 2004-2013 (2007).
  11. Zhang, J., et al. Regulatory T cells/T-helper cell 17 functional imbalance in uraemic patients on maintenance haemodialysis: A pivotal link between microinflammation and adverse cardiovascular events. Nephrology. 15 (1), 33-41 (2010).
  12. Welten, A. G., et al. Single exposure of mesothelial cells to glucose degradation products (GDPs) yields early advanced glycation end-products (AGEs) and a proinflammatory response. Peritoneal Dialysis International. 23 (3), 213-221 (2003).
  13. De Vriese, A. S., Tilton, R. G., Mortier, S., Lameire, N. H. Myofibroblast transdifferentiation of mesothelial cells is mediated by RAGE and contributes to peritoneal fibrosis in uraemia. Nephrology Dialysis Transplantation. 21 (9), 2549-2555 (2006).
  14. Rodela, H., Yuan, Z., Hay, J., Oreopoulos, D., Johnston, M. Reduced lymphatic drainage of dialysate from the peritoneal cavity during acute peritonitis in sheep. Peritoneal Dialysis International. 16 (2), 163-171 (1996).
  15. Barrell, G. K., McFarlane, R. G., Slow, S., Vasudevamurthy, M. K., McGregor, D. O. CAPD in sheep following bilateral nephrectomy. Peritoneal Dialysis International. 26 (5), (2006).
  16. Schambye, H. T., et al. Bicarbonate- versus lactate-based CAPD fluids: a biocompatibility study in rabbits. Peritoneal Dialysis International. 12 (3), 281-286 (1992).
  17. Garosi, G., Gaggiotti, E., Monaci, G., Brardi, S., Di Paolo, N. Biocompatibility of a peritoneal dialysis solution with amino acids: histological evaluation in the rabbit. Peritoneal Dialysis International. 18 (6), 610-619 (1998).
  18. Elema, J. D., Hardonk, M. J., Koudstaal, J., Arends, A. Acute enzyme histochemical changes in the zona glomerulosa of the rat adrenal cortex. I. The effect of peritoneal dialysis with a glucose 5 percent solution. Acta endocrinologica (Oslo). 59 (3), 508-518 (1968).
  19. Liard, J. Influence of sodium withdrawal by a diuretic agent or peritoneal dialysis on arterial pressure in one-kidney Goldblatt hypertension in the rat. Pflügers Archives. 344, 109-118 (1973).
  20. Beelen, R. H., Hekking, L. H., Zareie, M., vanden Born, J. Rat models in peritoneal dilysis. Nephrology Dialysis Transplantation. 16 (3), 672-674 (2001).
  21. Sun, Y., et al. Treatment of established peritoneal fibrosis by gene transfer of Smad7 in a rat model of PD. American Journal of Nephrology. 30 (1), 84-94 (2009).
  22. Schilte, M. N., et al. Peritoneal dialysis fluid bioincompatibility and new vessel formation promote leukocyte-endothelium interactions in a chronic rat model for peritoneal dialysis. Microcirculation. 17 (4), 271-280 (2010).
  23. Peng, Y. M., et al. A new non-uremic rat model of long-term peritoneal dialysis. Physiological Research. 60 (1), 157-164 (2011).
  24. Stavenuiter, A. W., Farhat, K., Schilte, M. N., Ter Wee, P. M., Beelen, R. H. Bioincompatible impact of different peritoneal dialysis fluid components and therapeutic interventions as tested in a rat peritoneal dialysis model. International Journal of Nephrology. 2011, 742196(2011).
  25. Loureiro, J., et al. BMP-7 blocks mesenchymal conversion of mesothelial cells and prevents peritoneal damage induced by dialysis fluid exposure. Nephrology Dialysis Transplantation. 25 (4), 1098-1108 (2010).
  26. Duman, S., et al. Does enalapril prevent peritoneal fibrosis induced by hypertonic (3.86%) peritoneal dialysis solution? Peritoneal Dialysis International. 21 (2), 219-224 (2001).
  27. Duman, S., et al. Intraperitoneal enalapril ameliorates morphologic changes induced by hypertonic peritoneal dialysis solutions in rat peritoneum. Advances in Peritoneal Dialysis. 20, 31-36 (2004).
  28. Duman, S., Sen, S., Duman, C., Oreopoulos, D. G. Effect of valsartan versus lisinopril on peritoneal sclerosis in rats. International Journal of Artificial Organs. 28 (2), 156-163 (2005).
  29. González-Mateo, G. T., et al. Chronic exposure of mouse peritoneum to peritoneal dialysis fluid: structural and functional alterations of the peritoneal membrane. Peritoneal Dialysis International. 29 (2), 227-230 (2009).
  30. González-Mateo, G. T., et al. Modelos animales de diálisis peritoneal: relevancia, dificultades y futuro. Nefrología. Supl. 6, 17-22 (2008).
  31. Rodrigues-Diez, R., et al. IL-17A is a novel player in dialysis-induced peritoneal damage. Kidney International. 86 (2), 303-315 (2014).
  32. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Pharmacological modulation of peritoneal injury induced by dialysis fluids: is it an option. Nephrology Dialysis Transplantation. 27 (2), 478-481 (2012).
  33. Liappas, G., et al. Immune-Regulatory Molecule CD69 Controls Peritoneal Fibrosis. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (12), 3561-3576 (2016).
  34. Aroeira, L. S., et al. Cyclooxygenase-2 Mediates Dialysate-Induced Alterations of the Peritoneal Membrane. Journal of the American Society of Nephrology. 20 (3), 582-592 (2009).
  35. Sandoval, P., et al. PPAR-[gamma] agonist rosiglitazone protects peritoneal membrane from dialysis fluid-induced damage. Laboratory Investigation. 90 (10), 1517-1532 (2010).
  36. Loureiro, J., et al. Tamoxifen ameliorates peritoneal membrane damage by blocking mesothelial to mesenchymal transition in peritoneal dialysis. PLoS One. 8 (4), e61165(2013).
  37. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Paricalcitol reduces peritoneal fibrosis in mice through the activation of regulatory T cells and reduction in IL-17 production. PLoS One. 9 (10), e108477(2014).
  38. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Rapamycin Protects from Type-I Peritoneal Membrane Failure Inhibiting the Angiogenesis, Lymphangiogenesis, and Endo-MT. BioMed Research International. 2015, 989560(2015).
  39. Liappas, G., et al. Nebivolol, a beta1-adrenergic blocker, protects from peritoneal membrane damage induced during peritoneal dialysis. Oncotarget. 7 (21), 30133-30146 (2016).
  40. Ferrantelli, E., et al. A Novel Mouse Model of Peritoneal Dialysis: Combination of Uraemia and Long-Term Exposure to PD Fluid. Biomed Research International. 2015, 106902(2015).
  41. Altmann, C., et al. Early peritoneal dialysis reduces lung inflammation in mice with ischemic acute kidney injury. Kidney International. 92 (2), 365-376 (2017).
  42. Peters, T., et al. Mouse model of foreign body reaction that alters the submesothelium and transperitoneal transport. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 300 (1), F283-F289 (2011).
  43. Flessner, M. F., et al. Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Jama otrzewnastan mocznicowyinfuzja p yn wmodyfikacja genetycznauszkodzenie tkanek

Powiązane artykuły