Artykuł metodologiczny

Rejestracja ciśnienia w jamistach w celu oceny funkcji erekcji u gryzoni

DOI:

10.3791/56798

⸱

6 czerwca 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Pharmaceutical Biotechnology, School of Life Sciences, Jiangsu Engineering Research Center for microRNA Biology and Biotechnology, Nanjing University, 2Department of Andrology, The Affiliated Obstetrics and Gynecology Hospital of Nanjing Medical University, Nanjing Maternity and Child Health Care Hospital, 3School of Pharmaceutical Sciences, Nanjing Tech University, 4Department of Urology, Affiliated Drum Tower Hospital, School of Medicine, Nanjing University, 5Department of Ultrasound, Nanjing Qixia District Maternity and Child Health Care Hospital

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rejestracja ciśnienia w jamistości (ICP) jest ważną metodą oceny funkcji erekcji zwierząt doświadczalnych. Tutaj pokazano szczegółowy protokół procedury rejestracji ICP poprzez cewnikowanie crura penisa, a następnie elektryczną stymulację nerwów jamistych u szczurów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaburzenia erekcji (ED) definiowane są jako niezdolność do osiągnięcia lub utrzymania erekcji penisa, co stało się powszechnym zaburzeniem seksualnym u mężczyzn. Gryzonie są wykorzystywane w wielu badaniach do badań nad fizjologią/patologią funkcji erekcji. Funkcję erekcji u gryzoni można ocenić, mierząc ciśnienie wewnątrzjamiste (ICP). W praktyce ICP można monitorować po elektrycznej stymulacji nerwów jamistych (CN). Ciśnienie tętnicze tętnicy szyjnej (średnie ciśnienie tętnicze) jest używane jako odniesienie dla ICP. Korzystając z protokołów rejestracji ICP, wiele kluczowych parametrów funkcji erekcji można zmierzyć na podstawie krzywej odpowiedzi ICP. Pomiar ICP dostarcza więcej informacji niż test erekcji prącia wywołany apomorfiną i jest tańszy niż telemetryczne monitorowanie ciała gąbczastego prącia, co czyni tę metodę najpopularniejszą do oceny funkcji erekcji. Jednak w porównaniu z łatwym do wykonania testem funkcji erekcji wywołanym przez APO, udane nagrania ICP wymagają dbałości o szczegóły, praktyki i przestrzegania metody operacyjnej. W niniejszej pracy przedstawiono wprowadzenie do zapisu ICP u szczurów, aby skutecznie uzupełnić procedurę.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ED jest definiowane jako niezdolność do osiągnięcia lub utrzymania erekcji prącia i stało się powszechnym zaburzeniem seksualnym u mężczyzn1. Wykorzystywane są zwierzęta doświadczalne, które dostarczają powtarzalnych modeli do badania funkcji erekcji2. Przez długi czas kilka większych modeli zwierzęcych było wykorzystywanych do badania funkcji erekcji3,4,5. Chociaż gryzonie są stosunkowo małe w porównaniu z innymi zwierzętami, są również wykorzystywane do badania zaburzeń erekcji u mężczyzn ze względu na wykazywanie kilku zalet6. Po pierwsze, morfologiczne i funkcjonalne cechy płciowe ludzi są rekapitulowane u gryzoni. Po drugie, w porównaniu z większymi zwierzętami wykorzystywanymi w badaniach ED, gryzonie są bardziej ekonomiczne w zakupie, trzymaniu i utrzymaniu. Po trzecie, genetycznie zmodyfikowane modele gryzoni zapewniają przewagę w powtarzalnych i późniejszych badaniach behawioralnych, a także neurofizjologicznych. Dlatego gryzonie szybko stały się głównymi zwierzętami wykorzystywanymi w badaniach nad zaburzeniami erekcji u mężczyzn.

Korzystając z czystego tła genetycznego i spójnych warunków hodowli, modele gryzoni dostarczyły konsekwentnie powtarzalnych danych5,6,7,8. Spośród licznych dostępnych badań związanych z wieloma aspektami funkcji erekcji, test odpowiedzi erekcyjnej wywołany apomorfiną (APO) i test odpowiedzi ICP wywołany stymulacją elektryczną są najczęściej stosowanymi metodami, które wiarygodnie odzwierciedlają funkcję erekcji9,10,11,12. Test funkcji erekcji wywołany przez APO, opracowany przez Heaton i wsp.13, to test biologiczny, który wykorzystuje zjawisko, że podawanie apomorfiny szczurom wywołuje erekcję i ziewanie. Jako łatwy, nieinwazyjny i stabilny test biologiczny do oceny funkcji erekcji, test funkcji erekcji wywołany przez APO jest szeroko stosowany w wielu badaniach. Jednak ten test nie odzwierciedla odpowiednio jakości erekcji ani dynamicznych zmian w przepływie krwi związanych z reakcją na erekcję14. Pomiary ICP zostały początkowo opracowane przez Quinlana i wsp.15. W tej metodzie, cewnik jest umieszczany w tętnicy szyjnej w celu pomiaru ogólnoustrojowego ciśnienia krwi, a kolejny cewnik jest wprowadzany do ciała jamistego w celu zarejestrowania ICP. Przed lub w trakcie zapisu ICP, szczurom często podawano czynnik wazoaktywny i/lub stymulację polem elektrycznym głównego zwoju miednicy (MPG) lub CN14. Test ten okazał się wiarygodnym narzędziem do oceny terapii i leków stosowanych w leczeniu zaburzeń erekcji i prawdopodobnie będzie używany jako kluczowa metoda oceny w przyszłości6.

W porównaniu do łatwego do przeprowadzenia testu funkcji erekcji wywołanego przez APO, udane nagrania ICP wymagają dbałości o szczegóły, praktyki i przestrzegania metody działania. Dlatego w tym miejscu przedstawiamy szczegółowy opis, jak wykonać zapis ICP.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niniejszym badaniu wykorzystano trzymiesięczne i 18-miesięczne szczury rasy Sprague-Dawley. Wszystkie zwierzęta były traktowane zgodnie z wytycznymi NIH dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez lokalną Instytucjonalną Komisję ds. Opieki nad Zwierzętami i Etyki, w celu zminimalizowania cierpienia zwierząt. Protokoły zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Uniwersytecie Technicznym w Nankinie (Nankin, Chiny).

Szczury zostały podzielone na dwie grupy zgodnie z ich wiekiem i wstępnymi wynikami w teście funkcji erekcji wywołanym przez APO przed rejestracją ICP: grupa młodych normalnych (grupa YN) i grupa zaburzeń erekcji w podeszłym wieku (grupa AE)10.

1. Przygotowanie przed operacją

  1. Ręcznie wykonaj parę elektrod bipolarnych do zapisu ICP (Rysunek 1). Lekko zegnij końce elektrod i dostosuj odległość między dwiema elektrodami do szerokości 1-2 mm, jak pokazano na Rysunek 1A.
  2. Podłącz elektrody do stymulatora za pomocą dwóch zacisków krokodylkowych (Rysunek 1A,B).
  3. Zmontuj system cewnika: Najpierw podłącz igłę podskórną 23G do 3-kierunkowego kranu z rurką, a następnie podłącz kran do przetwornika ciśnienia. Następnie podłącz strzykawkę o pojemności 10 ml do trzeciego końca kurka, aby dostarczyć sól fizjologiczną z heparyny.
  4. Dokładnie sprawdzić, czy nie ma wycieków po napełnieniu całego układu solą fizjologiczną heparyny (200 U/ml). Następnie przekręć 3-drogowy kran odcinający, aby zamknąć kanał strzykawki lub kanał przetwornika ciśnienia ( Rysunek 1C).
  5. Podnieś igłę o 20 cm w górę poziomu drewnianej podkładki. Następnie skalibruj system rejestracji ciśnienia na 20 cm H2O. Następnie przesuń wysokość igły, aby sprawdzić dokładność systemu nagrywania. Powtarzaj kalibrację, aż dokładność zostanie potwierdzona.
  6. Przenieś szczury z pomieszczenia dla zwierząt na salę operacyjną i pozwól im przyzwyczaić się do sali operacyjnej przez co najmniej 30 minut.
  7. Autoklawowane narzędzia są spryskiwane 70% etanolem tuż przed zabiegiem

2. Procedura chirurgiczna

  1. Znieczulić szczura dootrzewnowym wstrzyknięciem pentobarbitalu sodu w dawce 45 mg/kg masy ciała i odczekać 5-10 minut. Uszczypnij palce u stóp, aby potwierdzić prawidłowe znieczulenie.
  2. Ogol sierść brzucha i szyi golarką elektryczną i połóż szczura na plecach na poduszce grzewczej.
  3. Przetrzyj obszar operacji wacikami nasączonymi 10% roztworem powidonu i jodu, a następnie wacikami nasączonymi 70% etanolem. Zastosuj również maść okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu oczu.
  4. Cewnikować lewą tętnicę szyjną.
    1. Chwyć skórę szyi kleszczami i wykonaj poziome nacięcie na środku szyi. Naciąć mięśnie, ostrożnie odsłonić lewą tętnicę szyjną i odizolować 5-milimetrowy odcinek naczynia.
    2. Ostrożnie oddziel tętnicę szyjną od nerwu błędnego za pomocą kleszczy, narysuj jedwabny szew pod tętnicą szyjną i załóż luźny krawat na ogonowy koniec naczynia, a następnie wykonaj kolejny ciasny węzeł na czaszkowym końcu naczynia.
    3. Doogonowo zaciśnij naczynie za pomocą zacisku buldoga nad szwem, aby zatrzymać przepływ krwi.
    4. Ostrożnie wykonaj nacięcie na naczyniu nożyczkami mikrochirurgicznymi i wprowadź cewnik tętniczy w kierunku serca za pomocą haka do mikropreparowania i kleszczy.
    5. Zapnij luźną ligaturę ogonową wokół cewnika, aby ją zabezpieczyć. Zdejmij zacisk buldoga, aby przywrócić przepływ krwi.
  5. Odizoluj CN i umieść elektrodę
    1. Podnieś skórę i mięśnie brzucha za pomocą kleszczy. Nożyczkami preparacyjnymi przetnij dolną część brzucha do penisa, aby wykonać nacięcie w linii środkowej.
    2. Delikatnie wepchnij jelito wacikiem do górnej części jamy brzusznej.
    3. Chwyć pęcherz kleszczami i wyciągnij pęcherz z jamy brzusznej. Odsłoń płaty brzuszne prostaty, które znajdują się w brzusznej części cewki moczowej.
    4. Wyciągnij płaty brzuszne prostaty, pęcherzyk nasienny i nasieniowód, aby odsłonić płat grzbietowy prostaty. Znajdź punkt przylegania nasieniowodów i prostaty.
    5. Oddziel przestrzeń między prostatą a nasieniowodami. Ostrożnie odsłoń włóknistą torebkę, która znajduje się z tyłu punktu połączenia prostaty i nasieniowodów. Następnie znajdź główny ganglion miednicy (Rysunek 2).
      UWAGA: Główny ganglion miednicy i nerwy jamiste można zobaczyć na powierzchni prostaty.
    6. Ostrożnie osusz obszar CN sterylnym wacikiem. Ostrożnie odizoluj i zaczep prawy nerw jamisty za pomocą elektrod bipolarnych.
  6. Cewnikowanie lewej rury piersiowej
    1. Wytnij małe nacięcie w skórze penisa nożyczkami preparacyjnymi, a następnie ostrożnie ogołocij skórę trzonu penisa.
    2. Rozetnij mięśnie prącia prążkowanego. Znajdź górną gałąź kości łonowej.
    3. Odsłoń mięsień opuszkowo-gąbczasty, który zakrywa gąbczastą cebulkę.
    4. Oddziel mięsień opuszkowo-gąbczasty od mięśnia kulszowo-jamistego za pomocą zakrzywionych kleszczy.
    5. Ostrożnie odizoluj mięsień kulszowo-jamisty za pomocą zakrzywionych kleszczy, a następnie przetnij mięsień kulszowo-jamisty, aby odsłonić białą osłonkę białawą ciała jamistego.
    6. Postępując zgodnie z anatomicznym kierunkiem ciała jamistego, ostrożnie włóż igłę do ciała jamistego przez białą osłonkę białawą.
      UWAGA: Jest to kluczowy krok dla pomyślnego cewnikowania. Można wstrzyknąć niewielką ilość heparynizowanej soli fizjologicznej i zaobserwować lekki guzowaty prącie, jeśli igła została wprowadzona prawidłowo.
    7. Ostrożnie zwolnić igłę i unikać przesuwania się igły lub przerwania rurki łączącej. Sprawdź, czy nie ma wycieków.

3. Stymuluj CN

  1. Otwórz program do rejestracji sygnału ciśnienia i rozpocznij nagrywanie sygnału ciśnienia.
  2. Ustaw parametry stymulacji: 15 Hz, szerokość impulsu 5 milisekund, 5 woltów i czas trwania 60 s. Stymulować CN przy częstotliwości 15 Hz z szerokością impulsu 5 ms.
    UWAGA: Podczas stosowania stymulacji elektrycznej można zaobserwować gwałtowny wzrost ICP.
  3. Pozostaw 30-minutową przerwę na odpoczynek między stymulacjami. Maksimum kolejnej stymulacji u każdego zwierzęcia wynosi trzy razy.

4. Zakończ procedurę

  1. Po zarejestrowaniu należy przeprowadzić eutanazję poprzez wstrzyknięcie nadmiaru pentobarbitalu sodu w dawce 150 mg/kg masy ciała. Potwierdź śmierć szczurów, sprawdzając ich ciśnienie tętnicze. Usuń szczury i wyczyść narzędzia chirurgiczne.

5. Analiza danych

  1. Zapisz i wyeksportuj dane z oprogramowania. Odpowiedź jest zwykle wyrażana jako stosunek ICP do średniego ogólnoustrojowego ciśnienia tętniczego (MAP). Stosunek szczytowego ICP/MAP obliczono w celu oceny funkcji erekcji.
  2. Zbierz dane od co najmniej pięciu szczurów i przeanalizuj je za pomocą oprogramowania statystycznego. Różnice uznaje się za istotne statystycznie, gdy p < 0,05 przy użyciu testu t-Studenta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Liczne badania wykazały, że zaburzenia erekcji u starszych mężczyzn stają się powszechnym problemem. Jednak leczenie jest ograniczone w leczeniu związanych ze starzeniem się ED16. W modelach zaburzeń erekcji związanych ze starzeniem się gryzoni wiele terapii jest testowanych na funkcji erekcji starzejących się szczurów. Jak wprowadziliśmy powyżej, test zapisu ICP może być wykorzystany do odróżnienia zwierząt z zaburzeniami erekcji od całkowitej populacji zwierząt d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jako bezpośrednia miara funkcji erekcji, ICP jest wiarygodną metodą14. Pozwala na pozyskiwanie danych na temat podstawowego ICP, piku ICP, plateau ICP, czasu do erekcji i czasu detumescencji, czasu trwania odpowiedzi itp. Oprócz tych bezpośrednio mierzonych parametrów istnieją inne parametry indeksu: (1) "T80", czas osiągnięcia 80% szczytowego ICP; (2) »D20« – czas do zmniejszenia wartości szczytowej ICP do 20%; (3) »ΔT80«, szybkość wzrostu ciśnienia (na sekundę) przy T80; oraz (4) »ΔD20«...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Fundusze Badań Podstawowych dla Uniwersytetów Centralnych (020814380018, 020814380077), Chińską Radę Stypendialną (CSC, nr 201606195024), Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Jiangsu (BK20160138), oraz Kluczowy Projekt wspierany przez Fundację Rozwoju Nauki i Technologii, Uniwersytet Medyczny w Nankinie (2014NJMUZD053).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Animal
RatsSzczep: Sprague-Dawley Wiek: 2-3 miesiące
Szczep szczurów: Sprague-Dawley Wiek: 15-18 miesięcy
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Reodczynniki
SalineSigma-Aldrich, S7653rozpuścić 8,5 grama chlorku sodu w wodzie destylowanej
Roztwór sodu pentobarbitaluSigma-Aldrich, P3761rozpuścić 1 gram w 100 ml soli fizjologicznej
Powidon-jodBTP Pharmaceutical Co. Limited10% (V/V)
EtanolChina National Pharmaceutical Group Corporation (SINOPHARM)70% (V/V)
HeparynaSigma-Aldrich, H3149rozpuszcza heparynę 20000U w 100 ml soli fizjologicznej
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiały
Igła podskórnaShandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd. 23G
Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd10 ml
Trójdrożny kranChengdu Fabryka instrumentówTSK 01
ElektrodaChengdu Fabryka instrumentówJST-1
Rurka cewnikaChengdu fabryka instrumentówPE-10, PE-50
Nożyczki operacyjneSprzęt operacyjny w Szanghaju fabrykaJ22010, J22020
Okulistyczne nożyczki operacyjneFabryka sprzętu operacyjnego w SzanghajuY00010, Y00020
Kleszcze okulistyczneFabryka sprzętu operacyjnego w SzanghajuJD1010, JD1020
MicroScissorsWorld Precision InstrumentsSzew jedwabny WAA260
Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd. 5-0
Nazwa<silny>FirmaNumer katalogowyKomentarze
Sprzęt
StymulatorNanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H)15 Hz, impuls 5 ms, 5 V, czas trwania 60 s i odstęp 5 minut
Wielokanałowy system przetwarzania sygnałuNanjing medease science and technology co., ltd (model 4C501H)Model ciśnienia krwi
Przetwornik ciśnieniaBeijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Company Limited (model YP100)40KPa
Strzykawka

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. NIH Consensus Conference. Impotence. NIH Consensus Development Panel on Impotence. JAMA. 270 (1), 83-90 (1993).
  2. Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models. J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).
  3. Lue, T. F., Takamura, T., Schmidt, R. A. Hemodynamics of erection in the monkey. J Urol. 130 (6), 1237-1241 (1983).
  4. Carati, C. J., Creed, K. E., Keogh, E. J. Autonomic control of penile erection in the dog. J Physiol. 384, 525-538 (1987).
  5. Steers, W. D., Mallory, B., de Groat, W. C. Electrophysiological study of neural activity in penile nerve of the rat. Am J Physiol. 254 (6 Pt 2), R989-R1000 (1988).
  6. Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K. Animal models of erectile dysfunction. J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).
  7. Burnett, A. L., Lowenstein, C. J., Bredt, D. S. Nitric oxide: A physiologic mediator of penile erection. Science. 257 (5068), 401-403 (1992).
  8. Oh, T. Y., Kang, K. K., Ahn, B. O. Erectogenic effect of the selective phosphodiesterase type 5 inhibitor, DA-8159. Arch Pharm Res. 23 (5), 471-476 (2000).
  9. Ouyang, B., Sun, X., Han, D. Human urine-derived stem cells alone or genetically-modified with FGF2 Improve type 2 diabetic erectile dysfunction in a rat model. PLoS One. 9 (3), e92825(2014).
  10. Pan, F., Xu, J., Zhang, Q. Identification and characterization of the MicroRNA profile in aging rats with erectile dysfunction. J Sex Med. 11 (7), 1646-1656 (2014).
  11. Cho, M. C., Park, K., Kim, S. W. Restoration of erectile function by suppression of corporal apoptosis, fibrosis and corporal veno-occlusive dysfunction with rho-kinase inhibitors in a rat model of cavernous nerve injury. J Urol. 193 (5), 1716-1723 (2015).
  12. Hannan, J. L., Matsui, H., Sopko, N. A. Caspase-3 dependent nitrergic neuronal apoptosis following cavernous nerve injury is mediated via RhoA and ROCK activation in major pelvic ganglion. Sci Rep. 6, 29416(2016).
  13. Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model. J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).
  14. Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research. J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).
  15. Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W. The rat as a model for the study of penile erection. J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).
  16. Albersen, M., Orabi, H., Lue, T. F. Evaluation and treatment of erectile dysfunction in the aging male: A mini-review. Gerontology. 58 (1), 3-14 (2012).
  17. Hedlund, P., Matsumoto, K., Andersson, K. -E. Animal Models of Erectile Dysfunction. Curr Prot Pharmacol. 29, 5.41.1-5.41.22 (2005).
  18. Giuliano, F., Bernabe, J., Rampin, O. Telemetric monitoring of intracavernous pressure in freely moving rats during copulation. J Urol. 152 (4), 1271-1274 (1994).
  19. Bernabe, J., Rampin, O., Giuliano, F. Intracavernous pressure changes during reflexive penile erections in the rat. Physiol Behav. 57 (5), 837-841 (1995).
  20. Bernabe, J., Rampin, O., Sachs, B. D. Intracavernous pressure during erection in rats: an integrative approach based on telemetric recording. Am J Physiol. 276 (2 Pt 2), R441-R449 (1999).
  21. Adachi, H., Kodama, K., Ishihara, H. Evaluation of erectile response by continuous measurement of penile diameter in rats. J Pharmacol Toxicol Methods. 41 (4), 147-152 (1999).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Funkcja erekcyjna gryzonistymulacja nerwu jamistegokaniulacja t tnicy szyjnejsystem soli fizjologicznej z heparynkalibracja przetwornika ci nieniaodnoga cia a jamistegoizolacja mi nia izchiokavernouselektryczna stymulacja nerwuanaliza krzywej odpowiedzi ICP

Powiązane artykuły