Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Procedury produkcyjne i pomiary dwójłomności do projektowania magnetycznie reagujących zespołów fosfolipidów chelatujących jony lantanowców

7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56812

⸱

3 stycznia 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Food Process Engineering, ETH Zurich, 2MAX IV Laboratory, Lund University

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiono procedury wytwarzania wysoce reagujących magnetycznie zespołów polimolekularnych chelatujących jony lantanowców. Odpowiedź magnetyczna jest podyktowana rozmiarem zespołu, który jest dostosowywany przez wytłaczanie przez membrany nanoporowe. Podatność magnetyczna zespołów i zmiany strukturalne wywołane temperaturą są monitorowane za pomocą pomiarów dwójłomności, techniki uzupełniającej magnetyczny rezonans jądrowy i rozpraszanie neutronów pod małym kątem.

Streszczenie

Dwucele to przestrajalne, podobne do dysku zespoły polimolekularne, utworzone z dużej różnorodności mieszanin lipidowych. Zastosowania obejmują zarówno badania strukturalne białek błonowych za pomocą magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR), jak i osiągnięcia nanotechnologiczne, w tym tworzenie optycznie aktywnych i magnetycznie przełączalnych żeli. Takie technologie wymagają dużej kontroli wielkości zespołu, odpowiedzi magnetycznej i odporności termicznej. Mieszaniny 1,2-dimyrystoilo-sn-glicero-3-fosfocholiny (DMPC) i jej koniugatu chelatującego fosfolipidów jonów lantanowców (Ln3+), 1,2-dimyrystoilo-sn-glicero-3-fosfo-etanolotriaminopentaoctanu (DMPE-DTPA), łączą się w wysoce wrażliwe magnetycznie zestawy, takie jak dwucele DMPC / DMPE-DTPA / Ln3+ (stosunek molowy 4:1:1). Wprowadzenie cholesterolu (Chol-OH) i pochodnych steroidów w dwuwarstwie skutkuje powstaniem kolejnego zestawu o unikalnych właściwościach fizykochemicznych. Dla danego składu lipidowego dopasowalność magnetyczna jest proporcjonalna do wielkości bicellego. Kompleksowanie Ln3+ powoduje bezprecedensowe reakcje magnetyczne zarówno pod względem wielkości, jak i kierunku wyrównania. Termoodwracalne zapadanie się struktur przypominających dyski w pęcherzyki po podgrzaniu pozwala na dostosowanie wymiarów zespołów poprzez wytłaczanie przez filtry membranowe o określonych rozmiarach porów. Magnetycznie ustawiane bicele są regenerowane przez schłodzenie do 5 °C, co skutkuje wymiarami montażowymi określonymi przez prekursory pęcherzyków. W tym miejscu wyjaśniono tę procedurę wytwarzania, a wyrównalność magnetyczną zespołów określa się ilościowo za pomocą pomiarów dwójłomności w polu magnetycznym 5,5 T. Sygnał dwójłomności, pochodzący z dwuwarstwy fosfolipidowej, umożliwia dodatkowo monitorowanie zmian polimolekularnych zachodzących w dwuwarstwie. Ta prosta technika jest uzupełnieniem eksperymentów NMR, które są powszechnie stosowane do charakteryzowania dwuceli.

Wprowadzenie

Bicele są dyskowymi zgromadzeniami polimolekularnymi otrzymywanymi z licznych mieszanin lipidowych.1,2,3,4,5 Są one szeroko stosowane do charakterystyki strukturalnej biomolekuł błonowych za pomocą spektroskopii NMR.6,7 Jednakże ostatnie wysiłki mają na celu rozszerzenie zakresu możliwych zastosowań.5,8,9 Najczęściej badanym systemem biceli jest mieszanina 1,2-dimyrystoylo-sn-glycero-3-fosfocholiny (DMPC), stanowiącej płaską część zgromadzenia, oraz fosfolipidu 1,2-diheksanoilo-sn-glycero-3-fosfocholiny (DHPC) pokrywającej krawędź.1,2,3 Geometria molekularna fosfolipidów tworzących dwuwarstwę determinuje architekturę samoorganizującej się struktury polimolekularnej.4,5 Zastąpienie DHPC związkiem DMPE-DTPA pozwala na otrzymanie systemów biceli o wysokiej podatności magnetycznej i możliwości regulacji.10,11 Bicele DMPC/DMPE-DTPA/Ln3+ (stosunek molowy 4:1:1) wiążą znacznie więcej paramagnetycznych jonów lantanowców (Ln3+) na powierzchni dwuwarstwy, co skutkuje wzmocnioną odpowiedzią magnetyczną.10 Ponadto zastąpienie rozpuszczalnych w wodzie cząsteczek DHPC kompleksami DMPE-DTPA/Ln3+ umożliwia tworzenie biceli odpornych na rozcieńczanie.11

Magnetyczna zdolność do wyrównywania planarnych zgromadzeń polimolekularnych jest determinowana przez ich całkowitą energię magnetyczną,

Równanie równowagi statycznej E_mag=-nΔχB²/2μ₀Nₐ, schemat do celów edukacyjnych. (1)

gdzie B to natężenie pola magnetycznego, Równania przenikalności magnetycznej μ₀=4π×10⁻⁷; kluczowy wzór na schemacie koncepcji fizycznej. stała magnetyczna, n liczba agregacji oraz Δχ w równaniu statycznej równowagi; ΣFx=0; schemat metody; użytek edukacyjny. molekularna anizotropia podatności diamagnetycznej lipidów tworzących dwuwarstwę. W związku z tym odpowiedź bicelli DMPC/DMPE-DTPA/Ln3+ na pola magnetyczne jest określana przez ich rozmiar (liczba agregacji n) oraz molekularną anizotropię podatności diamagnetycznej Δχ. Tę ostatnią można łatwo zmienić poprzez modyfikację rodzaju chelatowanego Ln3+.12,13,14,15 Wprowadzenie cholesterolu (Chol-OH) lub innych pochodnych steroidowych do dwuwarstwy daje możliwość regulacji zarówno liczby agregacji n, jak i podatności magnetycznej Δχ zgromadzeń.11,16,17,18,19 Dla danego składu lipidów większe zgromadzenia zawierają więcej lipidów zdolnych do przyczyniania się do Emag (większa liczba agregacji n), co skutkuje większą liczbą gatunków podatnych na orientację. Rozmiar bicelli DMPC/DHPC jest na przykład konwencjonalnie kontrolowany poprzez optymalizację stosunku składników lipidowych lub całkowitego stężenia.20,21,22 Chociaż jest to możliwe w bicellach DMPC/DMPE-DTPA/Ln3+, ich termoodwracalna transformacja z bicelli w pęcherzyki podczas ogrzewania oferuje dodatkowe opcje modyfikacji. Metody mechaniczne, takie jak ekstruzja przez filtry membranowe, pozwalają na kształtowanie pęcherzyków. Bicelle podatne na orientację magnetyczną są regenerowane po schłodzeniu do 5 °C, a ich wymiary zależą od pęcherzyków prekursorowych.11 W niniejszej pracy skupiamy się na potencjale procedur mechanicznego wytwarzania z użyciem DMPC/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 4:1:1) lub DMPC/Chol-OH/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 16:4:5:5) jako układów referencyjnych. Proces przebiega analogicznie w przypadku zastosowania innych Ln3+ niż Tm3+. Szeroki zakres możliwości oferowanych przez te techniki przedstawiono na Rysunku 1 i szczegółowo omówiono w innym opracowaniu.23

Schemat hydratacji i ekstruzji filmu lipidowego; DMPC, cholesterol; efekty temperatury; formowanie pęcherzyków.
Rysunek 1: Schematyczny przegląd możliwych procedur wytwarzania. Badane polimolekularne kompleksy chelatujące Ln3+, podatne na uporządkowanie magnetyczne, składają się z DMPC/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 4:1:1) lub DMPC/Chol-OH/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 16:4:5:5). Suchy film lipidowy jest hydratowany buforem fosforanowym 50 mM o wartości pH 7,4, a całkowite stężenie lipidów wynosi 15 mM. Efektywna hydratacja filmu lipidowego wymaga zastosowania cykli zamrażania i rozmrażania (FT) lub cykli ogrzewania i chłodzenia (H&C). Cykle H&C są niezbędne do regeneracji próbek po ostatnim etapie zamrażania i rozmrażania lub do regeneracji próbek przechowywanych w zamrożonym stanie przez dłuższy czas, jeżeli mają one zostać użyte bez dalszej ekstruzji. Kroki te zostały szczegółowo omówione przez Isabettini et al.23 Uzyskano kompleksy polimolekularne o maksymalnej podatności na uporządkowanie, co pozwoliło na otrzymanie różnych architektur kompleksów w zależności od składu lipidowego. Rozmiar biceli i stopień ich uporządkowania magnetycznego można regulować poprzez ekstruzję (Ext) przez membrany filtracyjne z nanoporami. Przedstawione czynniki uporządkowania Af zostały obliczone na podstawie dwuwymiarowych dyfraktogramów z małokątowego rozpraszania neutronów (SANS) dla próbki DMPC/Chol-OH/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 16:4:5:5) ekstruowanej przez pory o rozmiarach 800, 400, 200 lub 100 nm. Pomiary SANS są uzupełniającym sposobem ilościowego określania uporządkowania biceli, który nie zostanie tutaj omówiony bardziej szczegółowo.11,16 Wartość Af mieści się w zakresie od -1 (równoległe rozpraszanie neutronów lub prostopadłe uporządkowanie biceli względem kierunku pola magnetycznego) do 0 dla rozpraszania izotropowego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Struktura bicele została szeroko zbadana za pomocą wielu technik charakteryzacji.13 Orientację bicele poddanych działaniu pola magnetycznego ilościowo określano, wykorzystując spektroskopię NMR lub eksperymenty małokątowego rozpraszania neutronów (SANS).5,10,11,12,13,16,17,18,19,24,25 Jednakże przesunięcie i poszerzenie sygnałów NMR występujące w obecności Ln3+ stanowią poważne ograniczenia tej metody.15,26,27,28 Chociaż eksperymenty SANS nie obarczone są tym ograniczeniem, pożądane są alternatywne i bardziej dostępne techniki do rutynowego określania ilościowo orientacji indukowanej magnetycznie agregatów w roztworze. Pomiary dwójłomności stanowią realną i stosunkowo prostą alternatywę. Podobnie jak w eksperymentach NMR, pomiary dwójłomności dostarczają cennych informacji na temat reorganizacji lipidów i faz lipidowych występujących w dwuwarstwie. Ponadto monitorowane są transformacje geometryczne zachodzące w agregacie polimolekularnym przy zmianie warunków środowiskowych, takich jak temperatura.11,12,13,16 Dwójłomność indukowana magnetycznie Δn′ była wykorzystywana do badania różnych rodzajów układów fosfolipidowych.13,29,30 Pomiary dwójłomności oparte na technice modulacji fazy w polu magnetycznym są skuteczną metodą wykrywania orientacji bicele.12,16,18,29,31,32 Możliwość badania bicele za pomocą dwójłomności w wysokich polach magnetycznych do 35 T została również wykazana przez M. Liebi et al.13

Gdy światło spolaryzowane wpada do materiału anizotropowego, ulega ono załamaniu na falę zwykłą i nadzwyczajną.11 Dwie te fale mają różne prędkości i są przesunięte w fazie o opóźnienie δ. Stopień opóźnienia δ jest mierzony i przeliczany na sygnał dwójłomności Δn', zmiana współczynnika załamania, badanie optyczne, wzór, fotonika, diagram dopasowania widmowego., aby ilościowo określić stopień anizotropii w materiale przy użyciu

Równanie zmiany współczynnika załamania Δn'=-δλ/2πd; formuła do analizy pomiarów optycznych. (2)

gdzie λ jest długością fali lasera, a d jest grubością próbki. Fosfolipidy są optycznie anizotropowe, a ich oś optyczna pokrywa się z długimi osiami cząsteczkowymi, równolegle do ogonów węglowodorowych.11,12 Brak retardacji odnotowuje się, gdy fosfolipidy są zorientowane w roztworze w sposób losowy. Retardację mierzy się, gdy fosfolipidy są ustawione równolegle względem siebie. Magnetycznie indukowane dwójłomność Δn', zmiana współczynnika załamania, badanie optyczne, wzór, fotonika, diagram dopasowania widma. może mieć znak dodatni lub ujemny w zależności od orientacji cząsteczek w polu magnetycznym; patrz Rycina 2. Fosfolipidy ustawione równolegle do osi x spowodują ujemną wartość Δn', zmiana współczynnika załamania, badanie optyczne, wzór, fotonika, diagram dopasowania widma., natomiast te ustawione wzdłuż osi z spowodują wartość dodatnią Δn', zmiana współczynnika załamania, badanie optyczne, wzór, fotonika, diagram dopasowania widma.. Nie obserwuje się dwójłomności, gdy oś optyczna pokrywa się z kierunkiem propagacji światła, gdy fosfolipid jest ustawiony równolegle do osi y.

Diagram równowagi statycznej ze źródłem światła, polem magnetycznym (B), ruchem Browna i równaniami Δn'.
Rycina 2: Orientacja fosfolipidów i odpowiadający jej znak magnetycznie indukowanego dwójłomowania Symbol Δn', koncepcja zmiany współczynnika załamania światła w badaniach optycznych.. Znak zmierzonego Symbol Δn', koncepcja zmiany współczynnika załamania światła w badaniach optycznych. zależy od orientacji fosfolipidu w polu magnetycznym. Linie przerywane wskazują oś optyczną cząsteczki. Światło jest spolaryzowane pod kątem 45° i rozchodzi się w kierunku y. Pole magnetyczne B znajduje się w kierunku z. Rycina ta została zmodyfikowana na podstawie pracy M. Liebi.11 Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

W przypadku izotropowej zawiesiny koloidalnej biceli orientacja wynikająca z układu fosfolipidów w dwuwarstwie zostanie utracona, co sprowadzi opóźnienie δ do zera. Bicele muszą ulec uporządkowaniu, aby zorientować optycznie aktywne fosfolipidy w ich dwuwarstwach, co powoduje opóźnienie δ światła spolaryzowanego. W konsekwencji dwójłomność jest czułym narzędziem do ilościowego określania zdolności do wyrównywania magnetycznego kompleksów polimolekularnych. Bicele uporządkowane prostopadle do pola magnetycznego dadzą dodatnią wartość Δn', zmiana współczynnika załamania, badanie optyczne, wzór, fotonika, diagram dopasowania widma., natomiast te uporządkowane równolegle dadzą wartość ujemną Δn', zmiana współczynnika załamania, badanie optyczne, wzór, fotonika, diagram dopasowania widma.. Znak zależy od ustawienia aparatury i może zostać sprawdzony na próbce referencyjnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Procedura wytwarzania polimolekularnych kompleksów DMPC/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 4:1:1) oraz DMPC/Chol-OH/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 16:4:5:5)

  1. Przygotowania wstępne
    1. Wypłucz całe szkło raz chloroformem stabilizowanym etanolem (>99% chloroformu) i wysusz sprężonym powietrzem.
    2. Przygotuj dwa oddzielne roztwory stokowe DMPC i DMPE-DTPA o stężeniu 10 mg/mL w chloroformie stabilizowanym etanolem (>99% chloroformu), roztwór stokowy Chol-OH o stężeniu 10 mM w chloroformie stabilizowanym etanolem (>99% chloroformu) oraz roztwór stokowy TmCl3 o stężeniu 10 mM w metanolu.
    3. Przygotuj bufor fosforanowy 50 mM o pH 7,4, mieszając 0,121 g dwuwodnego fosforanu sodu jednowodnego i 0,599 g bezwodnego fosforanu sodu dwuwodnego w 100 mL ultraczystej H2O.
  2. Przygotowanie suchej warstwy lipidowej
    1. Odważ wymagane ilości amfifili (DMPC, DMPE-DTPA i opcjonalnie Chol-OH) oraz roztworów stokowych Ln3+ do oddzielnych szklanych naczyń typu snap-cup o pojemności 3 mL za pomocą strzykawki szklanej 2,5 mL.
      1. Dla objętości próbki 3 mL DMPC/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 4:1:1, całkowite stężenie lipidów 15 mM), odważ 3,6435 g roztworu stokowego DMPC, 1,4731 g roztworu stokowego DMPE-DTPA oraz 0,7126 g roztworu stokowego TmCl3.
      2. Dla objętości próbki 3 mL DMPC/Chol-OH/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 16:4:5:5, całkowite stężenie lipidów 15 mM), odważ 2,9148 g roztworu stokowego DMPC, 1,4731 g roztworu stokowego DMPE-DTPA, 1,0749 g roztworu stokowego Chol-OH oraz 0,7126 g roztworu stokowego TmCl3.
        UWAGA: Chloroform i metanol są toksyczne i lotne w temperaturze pokojowej. Pracować pod wyciągiem i niezwłocznie przeprowadzić pomiary masy.
    2. Przenieś zawartość naczyń snap-cup do kolby okrągłodennej o pojemności 25 mL. Wypłucz każde naczynie snap-cup do kolby okrągłodennej za pomocą około 2,5 mL odpowiedniego rozpuszczalnika.
    3. Usuń rozpuszczalnik pod próżnią w rotavaporze w temperaturze 40 °C. Ustaw ciśnienie początkowe na 30 000 Pa, aż do usunięcia większości rozpuszczalnika. Obniż ciśnienie do 100 Pa i susz próbkę w obrotach przez minimum 2 h. Uzyskaj jednorodną suchą warstwę lipidową na szklanych ściankach kolby.
    4. Umieść suchą warstwę lipidową na 1 minutę pod stałym strumieniem argonu, aby uniknąć utleniania lipidów w powietrzu, i przechowuj próbkę w zamrażarce przed rehydratacją.
  3. Hydratacja suchej warstwy lipidowej
    1. Dodaj 3 mL buforu fosforanowego do kolby okrągłodennej, aby osiągnąć całkowite stężenie lipidów 15 mM.
    2. Przeprowadź cykl zamrażania i rozmrażania (FT), zanurzając obracającą się kolbę w ciekłym azocie, aż zostanie całkowicie zamrożona (ciekły azot przestanie wrzeć), a następnie podgrzej do 60 °C, umieszczając próbkę na 5 min w łaźni wodnej, stale obracając kolbą, aby ułatwić proces topnienia. Przed każdym cyklem zamrażania, gdy próbka jest w stanie ciekłym, zastosuj 30 s wstrząsania w wortexie, aby wspomóc hydratację warstwy lipidowej.
      UWAGA: Po drugim cyklu zamrażania i rozmrażania na ściankach kolby nie powinna być widoczna żadna warstwa lipidowa.
    3. Powtórz krok 1.3.2 łącznie pięć razy. Zamknij kolbę korkiem, aby uniknąć niepotrzebnego odparowania buforu fosforanowego, gdy próbka jest gorąca. Protokół można przerwać, gdy próbka jest zamrożona.
    4. Przeprowadź dwa cykle nagrzewania i chłodzenia (H&C), aby ustabilizować próbkę po ostatnim etapie zamrażania, lub przechowuj w zamrożeniu do dwóch miesięcy. Podgrzej próbkę do 40 lub 60 °C odpowiednio dla DMPC/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 4:1:1) lub DMPC/Chol-OH/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 16:4:5:5), a następnie schłodź do 5 °C z szybkością 1 °C/min. Utrzymuj próbkę przez 5 min w maksymalnej i minimalnej temperaturze cyklu.
    5. Następnie określ sygnał dwójłomności próbki w zewnętrznym polu magnetycznym (krok 2) lub przeprowadź dalszą ekstruzję próbki w celu dostosowania wymiarów biceli i podatności na wyrównanie magnetyczne (krok 1.4).
      Uwaga: Próbki DMPC/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 4:1:1) składają się głównie z biceli o średniej średnicy hydrodynamicznej DH wynoszącej 70 nm, co wynika z rozkładu liczbowego otrzymanego z pomiarów dynamicznego rozpraszania światła (DLS) w 5 °C. Próbki te zawierają również większe agregaty polimolekularne o średniej DH 500 nm, co wykazuje rozkład intensywności. Próbki DMPC/Chol-OH/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 16:4:5:5) są wysoce polidysperyjne pod względem rozmiaru, przy czym typowe rozkłady intensywności wskazują na średnią DH 700 nm, podczas gdy rozkłady liczbowe wykazują populację zdominowaną przez mniejsze bicele w zakresie rozmiaru 200 nm. Bardziej szczegółowe rozkłady rozmiarów oraz obrazy z kriomikroskopii elektronowej transmisyjnej tych próbek zostały opisane przez Isabettini et al.23
  4. Ekstruzja agregatów polimolekularnych.
    1. Zmontuj ekstruder zgodnie z Rysunkiem 3. Do obsługi używaj rękawiczek i pęset z ochronnymi rurkami kwarcowymi. Zwilż papier filtracyjny (5) kilkoma kroplami buforu, aby umożliwić optymalne umieszczenie filtra membranowego (6). Upewnij się, że papier nie ma zagięć po nałożeniu oringa (7) na wierzch.
      UWAGA: Proces ekstruzji testowano na filtrach membranowych (6) o średnicy porów 800, 400, 200 i 100 nm; patrz Rysunek 7.
    2. Ustaw łaźnię wodną na 40 °C dla próbek DMPC/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 4:1:1) lub 60 °C dla próbek DMPC/Chol-OH/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 16:4:5:5), aby zagwarantować powstanie wezykul podatnych na ekstruzję.
    3. Podłącz ekstruder do butli z azotem pod ciśnieniem za pomocą wysokociśnieniowej rurki PVC (> 4 MPa) wyposażonej w adaptery serto i przecisnij ciekawy materiał przez membranę. Do ekstruzji przez filtry membranowe (6) o średnicy porów 200 nm i więcej zazwyczaj wymagane jest ciśnienie 1 MPa. Dla mniejszych filtrów membranowych (6) o średnicy porów 100 nm wymagane jest ciśnienie 1,5-2,5 MPa.
      UWAGA: Wymień filtr membranowy, jeśli do ekstruzji próbki wymagane są nienaturalnie wysokie ciśnienia (>2,5 MPa) (jest to pierwszy objaw zapychania).
    4. Otwórz pokrywę (10) i wprowadź próbkę za pomocą szklanej pipety 2 mL. Następnie zamknij pokrywę (10) i otwórz zawór ciśnienia (12), trzymając rurkę wylotową próbki (2). Zamknij zawór ciśnienia (12) po zakończeniu cyklu ekstruzji, upuść ciśnienie i kontynuuj następny cykl.
      UWAGA: Nie pozostawiaj próbki zbyt długo w kontakcie z gorącym naczyniem z płaszczem (8), aby uniknąć nadmiernych strat próbki wskutek odparowania. 30-60 s to wystarczający czas, aby próbka 3 mL wyrównała temperaturę w ekstruderze przed otwarciem zaworu ciśnienia (12).
    5. Przeprowadź 10 cykli ekstruzji dla danego rozmiaru porów membrany, jak pokazano na Rysunku 3. Większość systemów bicel jest ekstruowana 10 razy przez membrany o średnicy porów 200 nm i kolejnych 10 razy przez membrany o średnicy porów 100 nm, co gwarantuje porównywalność próbek.
    6. Teraz określ sygnał dwójłomności próbki w zewnętrznym polu magnetycznym (krok 2).

Układ prasy filtracyjnej do separacji ciało stałe-ciecz; zawiera dyski filtrujące, zawory; schemat.
Rycina 3: Ekstruder laboratoryjny wykorzystywany do preparowania biceli i pęcherzyków. Ekstruder jest montowany od dołu do góry: (1) uchwyt, (2) przestrzeń do zbierania próbek z plastikową rurką wylotową o średnicy wewnętrznej 2,4 mm i o-ringiem, (3) i (4) duża i mała siatka stabilizująca, (5) papier filtracyjny, (6) filtry membranowe, (7) o-ring, (8) naczynie z płaszczem, (9) górna pokrywa z wlotem i przyłączem ciśnieniowym, (10) osłona, (11) śruby motylkowe, (12) zawór ciśnieniowy. Po prawej stronie przedstawiono szkic zmontowanego ekstrudera. Azot (N2) jest dostarczany z naczynia ciśnieniowego, a naczynie z płaszczem (9) jest podłączone do łaźni wodnej w celu kontroli temperatury. Próbka przechodzi przez 10 cykli ekstruzji dla danej średnicy porów filtra membranowego (ścieżka próbki zaznaczona na niebiesko). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

2. Pomiary dwójłomności polimolekularnych kompleksów DMPC/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 4:1:1) oraz DMPC/Chol-OH/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 16:4:5:5).

  1. Zmontuj i podłącz układ do pomiaru dwójłomności zgodnie z Rysunkiem 4 i zasil odpowiednie elementy elektroniczne. Na tym etapie nie umieszczaj PEM, próbki ani drugiego polaryzatora na drodze wiązki lasera. Aby uniknąć wykrywania światła laserowego rozproszonego wstecz, zakryj powierzchnie odbijające, np. aluminiowe uchwyty luster, czarnym papierem.
  2. Ustaw lustra tak, aby zmaksymalizować natężenie światła laserowego w detektorze, co jest reprezentowane przez natężenie prądu stałego Wzór na równowagę statyczną, ΣFx=0, cyfrowy schemat do celów edukacyjnych i analizy. uzyskanego z filtru dolnoprzepustowego na Rysunku 4B.
    UWAGA: Podczas ustawiania luster należy stosować odpowiednią ochronę oczu; w przypadku pierwszej manipulacji z laserami skonsultuj się z instruktorem ds. bezpieczeństwa laserowego.
  3. Obróć pierwszy skrzyżowany polaryzator liniowy (utrzymując go prostopadle do padającej wiązki lasera), aby zmaksymalizować Wzór na równowagę statyczną, ΣFx=0, cyfrowy schemat do celów edukacyjnych i analizy..

Układ polarymetryczny; schemat optyczny A, schemat blokowy elektroniki B, zdjęcie aparatury C; badania dwójłomności.
Rycina 4: Schematyczny przedstawienie układu do pomiaru dwójłomności oraz połączeń sygnałów optycznych. A) Nadprzewodzący elektromagnes wytwarza pole magnetyczne o indukcji 5,5 T. Światło z lasera diodowego o długości fali 635 nm jest polaryzowane przez dwa skrzyżowane polaryzatory. Modulator fotoelastyczny PEM-90 pracuje z częstotliwością 50 KHz i amplitudą A0 wynoszącą 2,405 rad, umieszczony jest pomiędzy dwoma polaryzatorami. Próbka znajduje się w magnesie pomiędzy PEM a drugim polaryzatorem. Lustra niepolaryzujące prowadzą światło przez poszczególne elementy, a na koniec jest ono wykrywane przez fotodetektor. Monitorowane są pierwsza i druga harmoniczna Wzór na wzbudzenie optyczne \(I_{1\omega}\) na schemacie równań fotoniki dla analizy spektroskopowej. oraz Proces wzbudzenia optycznego, wzór I<sub>2ω</sub>, powiązany z badaniami fotonicznymi, schemat. sygnału AC, co pozwala na obliczenie sygnału dwójłomności dostarczającego informacji o magnetycznej podatności na orientację polimolekularnych kompleksów chelatowych Ln3+. Kuweta z próbką jest podłączona do zewnętrznej łaźni wodnej w celu kontroli temperatury (kolor niebieski). Temperaturę próbki monitoruje sonda temperatury (kolor czerwony). B) Sygnał z fotodetektora jest wprowadzany do filtru dolnoprzepustowego Sallen-Key drugiego rzędu (zasilacz 24 V AC) o częstotliwości odcięcia 360 Hz poprzez pleciony kabel zasilający DC ±12 V (3). Filtr dolnoprzepustowy wyodrębnia składową stałą Wzór na równowagę statyczną, ΣFx=0, cyfrowy schemat do celów edukacyjnych i analizy. i przekazuje ją do interfejsu PC (4) za pomocą kabla BNC 50 Ω. Sygnał z fotodetektora jest przekazywany do dwóch wzmacniaczy blokowych (które wyodrębniają pierwszą i drugą harmoniczną Wzór na wzbudzenie optyczne \(I_{1\omega}\) na schemacie równań fotoniki dla analizy spektroskopowej. oraz Proces wzbudzenia optycznego, wzór I<sub>2ω</sub>, powiązany z badaniami fotonicznymi, schemat.) za pomocą kabli BNC 50 Ω (1) i (2). Intensywności harmonicznych są wykrywane metodą detekcji fazoczułej. W związku z tym sygnał z PEM jest wykorzystywany jako sygnał referencyjny dla wzmacniaczy blokowych (wyjście 1f z PEM do pierwszego wzmacniacza blokowego i wyjście 2f do drugiego, połączone kablami BNC 50 Ω). Sygnały wyjściowe są przekazywane do jednostki interfejsu PC za pomocą kabli BNC 50 Ω. Jednostki akwizycji analogowej cFP-AI-110 i cFP-CB-1 digitalizują sygnał, który jest przesyłany do komputera za pomocą kabla RS 232 w celu monitorowania. Sonda temperatury typu K jest również podłączona do jednostki interfejsu PC, gdzie jednostki akwizycji analogowej cFP-CB-3 i cFP-TC-120 digitalizują sygnał przed przesłaniem go do komputera za pomocą kabla RS 232 do monitorowania. C) Zdjęcie schematycznego układu przedstawionego w części B. Kluczowe elementy są oznaczone odpowiednimi numerami od 1 do 4. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Umieść drugi skrzyżowany polaryzator liniowy prostopadle do padającej wiązki lasera, jak pokazano na Rysunku 4A. Zminimalizuj Formuła równowagi statycznej, ΣFx=0, schemat cyfrowy do celów edukacyjnych i analizy., ustawiając drugi polaryzator pod kątem 90° względem pierwszego.
  2. Umieść modulator fotoelastyczny (PEM) pod kątem 0° pomiędzy dwoma skrzyżowanymi polaryzatorami liniowymi oraz prostopadle do padającej wiązki lasera, jak pokazano na Rysunku 4A. Ustaw PEM na częstotliwość 50 kHz i amplitudę A0 wynoszącą 2,405 rad, jak pokazano na Rysunku 5A. Dzięki temu składowa stała (DC) staje się niezależna od dwójłomności, co wzmacnia Formuła równowagi statycznej, ΣFx=0, schemat cyfrowy do celów edukacyjnych i analizy..
    UWAGA: Oś optyczną PEM można dostroić o kilka stopni, aby utrzymać stałą wartość Formuła równowagi statycznej, ΣFx=0, schemat cyfrowy do celów edukacyjnych i analizy. w powietrzu przed pomiarem każdej próbki.
  3. Odczekaj 1 h po włączeniu lasera i urządzeń elektronicznych w celu stabilizacji sygnału. Sygnał jest stabilny, gdy autofazowanie wzmacniaczy lock-in pozostaje stałe.
  4. Umieść próbkę w kontrolowanej temperaturowo kuwecie kwarcowej o długości drogi świetlnej 10 mm i podłącz ją do zewnętrznej kąpieli wodnej, początkowo ustawionej na 5 °C.
  5. Wprowadź termoparę typu K o grubości 0,5 mm (sondę temperatury) bezpośrednio do próbki, aby monitorować jej temperaturę. Zweryfikuj, czy sonda nie zakłóca wiązki laserowej, umieszczając biały papier na drodze lasera (za kuwetą) i sprawdzając, czy sonda nie rzuca cienia.
    UWAGA: Różnica między temperaturą rejestrowaną przez kąpiel wodną a temperaturą próbki wynosi 2-3 °C.
  6. Umieść kuwetę w otworze magnesu, jak pokazano na Rysunku 4A. Światło laserowe rozchodzi się poziomo przez próbkę, jest odchylane przez lustra niepolaryzacyjne i wykrywane przez fotodetektor.
    UWAGA: Laser jest skierowany w dół, przez próbkę, a następnie wraca tą samą drogą w górę, aby zniwelować efekty Faradaya (tj. obrót płaszczyzny polaryzacji światła wywołany polem magnetycznym podczas ruchu w dół jest znoszony podczas powrotu w przeciwnym kierunku).
  7. Zastosuj stały przepływ sprężonego powietrza w temperaturze pokojowej i pod ciśnieniem 10000 Pa na kuwetę, aby zapobiec kondensacji wody na ściankach ogniwa, co mogłoby zmniejszyć intensywność sygnału i zwiększyć szum. Jest to szczególnie istotne podczas pomiarów w 5 °C.
  8. Wykrywaj pierwszą i drugą harmoniczną Formuła wzbudzenia optycznego \(I_{1\omega}\) w schemacie równania fotoniki dla analizy spektroskopowej. oraz Proces wzbudzenia optycznego, formuła I<sub>2ω</sub> związana z badaniami fotonicznymi, schemat. sygnału AC za pomocą dwóch wzmacniaczy lock-in. Wykonaj autofazowanie wzmacniaczy lock-in, naciskając przycisk (2) pokazany na Rysunku 5B, i dostosuj czułość zgodnie z Rysunkiem 5B (1). Upewnij się, że na wzmacniaczach nie pojawia się więcej niż cztery czerwone paski, jak pokazano na Rysunku 5B (3), aby uniknąć przeładowania sygnału. Zapisz zastosowaną czułość dla obu wzmacniaczy lock-in w programie Tesla_Magnet_Const_V092, jak pokazano na Rysunku 5C (8). Program jest dostarczony jako informacje uzupełniające.
  9. Zwiększ pole magnetyczne do 5,5 T, dostarczając prąd do magnesu za pomocą programu Tesla_Magnet_Const_V092, jak pokazano na Rysunku 5C (5).
  10. Wyznacz dwójłomność Δn', zmiana współczynnika załamania, badanie optyczne, formuła, fotonika, schemat dopasowania widmowego. korzystając z równania 2, gdzie opóźnienie jest obliczane zgodnie z
    Równowaga statyczna; formuła δ=arctan(...) w metodzie polarymetrycznej; równanie do analizy optycznej. (3)
    gdzie przykład równowagi statycznej, ΣFx=0, schemat ilustrujący zasady równowagi sił oraz Schemat równowagi statycznej; ΣFx=0, ΣFy=0; ilustracja równowagi sił i momentów. to funkcje Bessela pierwszego rodzaju, z Równanie funkcji Bessela J₁(2.405)=0.5191, analiza matematyczna, formuła. oraz Równanie funkcji Bessela, J2(2.405) = 0.4317, analiza matematyczna, ilustracja formuły..11,13,18,33,34 Wykreśl opóźnienie w programie Tesla_Magnet_Const_V092, jak pokazano na Rysunku 5C (4).
    UWAGA: Opóźnienia wyliczonego przez program nie należy używać do obliczania sygnału dwójłomności, jeśli dwa wzmacniacze lock-in nie pracują z tą samą czułością (patrz krok 2.12). Zarejestrowane intensywności harmonicznych Formuła wzbudzenia optycznego \(I_{1\omega}\) w schemacie równania fotoniki dla analizy spektroskopowej. oraz Proces wzbudzenia optycznego, formuła I<sub>2ω</sub> związana z badaniami fotonicznymi, schemat. muszą zostać pomnożone przez czułość wzmacniaczy lock-in, aby uzyskać poprawne jednostki. Ponadto sygnał dwójłomności mierzony w polu magnetycznym musi zostać znormalizowany poprzez odjęcie średniego sygnału dwójłomności uzyskanego przy 0 T.
  11. Monitoruj sygnał dwójłomności próbki przy stałej lub zmiennej temperaturze (1 °C/min), regulując temperaturę kąpieli wodnej podłączonej do kuwety pokazanej na Rysunku 4.
  12. Zarejestruj dane eksperymentalne, wypełniając opis eksperymentu na Rysunku 5C (8), podając nazwę pliku w (9) i naciskając przycisk „START log” (10).

Układ modulatora fotoelastycznego, interfejs sterowania magnesem Tesli, pomiar właściwości optycznych, wyświetlanie danych.
Rysunek 5: Ilustracje zastosowanych ustawień oraz zrzuty ekranu programu. A) Ustawienia PEM: retardacja 2,405 rad, długość fali 635 nm, częstotliwość 50 Hz. Białe kółka wskazują ustawienia do aktywacji (USR = retardacja zdefiniowana przez użytkownika, LOC = lokalny tryb pracy). B) Ustawienia wzmacniacza lock-in. Czułość (1) musi zostać wybrana przed każdym pomiarem, zgodnie z wymogami w kroku 2.11. Na wyświetlaczu (3) nie powinno pojawić się więcej niż cztery czerwone paski, aby uniknąć przesterowania sygnału. Przesterowanie następuje w momencie zapalenia się czerwonej diody LED w (1), co uniemożliwia wykonanie pomiaru. Przed każdym pomiarem należy nacisnąć przycisk auto phase (2). C) Zrzuty ekranu programu Tesla_Magnet_Konst_V092 udostępnione jako informacje uzupełniające. Program umożliwia sterowanie polem magnetycznym oraz rejestrację wszystkich wyjść sygnałowych w funkcji czasu. Natężenie pola magnetycznego oraz temperatura próbki są przedstawione na wykresie (1). Pierwsza i druga harmoniczna Wzór wzbudzenia optycznego \(I_{1\omega}\) w schemacie równania fotoniki dla analizy spektroskopowej. i Proces wzbudzenia optycznego, wzór I<sub>2ω</sub>, powiązany z badaniami fotonicznymi, schemat. sygnału prądu przemiennego zmierzonego przez dwa wzmacniacze synchroniczne przedstawiono na wykresie (2). Natężenie prądu stałego Wzór równowagi statycznej, ΣFx=0, schemat cyfrowy do celów edukacyjnych i analizy. zostały przedstawione na wykresie (3). Retardację obliczono zgodnie z opisem w kroku 2.13 i przedstawiono na wykresie (4). Natężenie pola magnetycznego ustawiono w (5). Bezpośredni pomiar temperatury zarejestrowany przez termoparę typu K przedstawiono w (6), a sygnały wyjściowe (Równania równowagi statycznej ΣFx=0, MA=0, schemat, słowa kluczowe do celów edukacyjnych, analiza naprężeń. i Koncepcja optyki nieliniowej, symbol \(I_{2\omega}\), odnoszący się do procesów podwajania częstotliwości.) w (7). Dodatkowe informacje o próbce, takie jak zastosowana czułość wzmacniaczy, nazwa próbki itp., mogą zostać wprowadzone w (8). Dane mogą być rejestrowane i eksportowane do pliku .txt wskazanego w (9). Rozpoczęcie i zakończenie akwizycji danych odbywa się za pomocą przycisku „START log” (10). Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Sygnał dwójłomności próbki nieekstrudowanego DMPC/DMPE-DTPA/Tm3+ (stosunek molowy 4:1:1) monitorowano w polu magnetycznym o indukcji 5,5 T podczas cyklu ogrzewania i chłodzenia w zakresie od 5 do 40 °C i z powrotem z szybkością 1 °C/min (Rysunek 6). Wyniki pomiarów dwójłomności potwierdziły silne uporządkowanie magnetyczne w temperaturze 5 °C, z wartością 1,5 x 10-5, co jest wynikiem dwukrotnie wyższym niż w przypadku opisanych układów e...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Szczegółowy opis tego, jak pomiary dwójłomności zostały wykorzystane w połączeniu z eksperymentami SANS do oceny metod generowania wysoce magnetycznie responsywnych zgrupowań fosfolipidów chelatujących Ln3+ , znajduje się w pracy Isabettini et al.23 Zaproponowane protokoły wytwarzania są również stosowalne dla zgrupowań składających się z dłuższych fosfolipidów DPPC i DPPE-DTPA lub dla tych zawierających chemicznie zmodyfikowane pochodne steroidów w swojej dwuwarstwie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Nauki za finansowanie SMhardBi (numer projektu 200021_150088/1). Eksperymenty SANS przeprowadzono w szwajcarskim sspalacyjnym źródle neutronów SINQ, Paul Scherrer Instute, Villigen, Szwajcaria. Autorzy serdecznie dziękują dr. Joachimowi Kohlbrecherowi za jego wskazówki dotyczące eksperymentów SANS. Stanowisko do pomiaru dwójłomności w warunkach silnych pól magnetycznych zostało zainspirowane istniejącym układem w laboratorium magnetycznym wysokiego pola HFML w Nijmegen w Holandii. Dziękujemy Bruno Pfisterowi za pomoc w opracowaniu elektroniki układu dwójłomności, Janowi Corsano i Danielowi Kiechlowi za skonstruowanie szkieletów umożliwiających precyzyjne i łatwe ustawienie lasera oraz dr Bernhardowi Kollerowi za bieżące wsparcie techniczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1,2-dimyristoilo-sn-glicero-3-fosfocholina (DMPC)Avanti Polar Lipids850345P>99%
1,2-dimyrystoilo-sn-glicero-3-fosfoetanoloamina-dietylenotriaminooctan kwasu heksmonowego (DMPE-DTPA)Avanti Polar Lipids790535P>99%
chlorek tulu(III)Sigma-Aldrich439649bezwodny, proszek, 99,9% na bazie metali śladowych
Chlorek dysprozu(III)Sigma-Aldrich325546bezwodny, proszek, 99,9% na bazie metali śladowych
Chlorek iterbu(III)Sigma-Aldrich439614bezwodny, proszek, 99,9% na bazie metali śladowych
ChloroformSigma-Aldrich319988zawiera etanol jako stabilizator, odczynnik ACS, ≥ 99,8%
MetanolSigma-Aldrich34860≥ 99,9%
CholesterolAmresco433Ultra czysty
gatunek D2OARMAR chemikalia141099,8 atom % D
Ultraczysta wodaMilliporeSynergy pak2 (SYPK0SIX2), Millipack GP (MPGP02001)
elektroniczny miernik pHMetrohm17440010
Whatmann Nuclepore 25 mm 100nm filtr membranowyVWR515-2028
Whatmann Nuclepore 25 mm Filtr membranowy 200nmVWR515-2029
Filtr membranowy Whatmann Nuclepore 25 mm 400nmVWR515-2030
Filtr membranowy Whatmann Nuclepore 25 mm 800nmVWR515-2032
Whatmann Bibuła filtracyjnaVWR230600
25 ml kolba okrągłodennaVWR201-135214/23 NS
Szklany kubek zatrzaskowy 3 mlVWR548-0554ND18, 18x30mm
Szklana strzykawka 2,5 mlHamilton
Diwodorofosforan sodu dwuwodnyMerk1.06342Sól używana do produkcji buforu fosforanowego
wodorofosforan soduMerk1.06586Sól używana do produkcji buforu fosforanowego
Ciekły azotCarbagas-
Gazowy azot pod ciśnieniemCarbagas-butelkabarowa
Wytłaczarka lipidowa 10 mlLipex-Wpełni wyposażona w termobeczkę
Wysokociśnieniowa rura PVCGR NETUM-musiwytrzymać więcej niż 4 MPa
Adaptery SertoSertot-nitrylowe
mlVWR612-1702długości 230 mm
NewportLPM635-25C
DSP Dwufazowy wzmacniacz blokującySRSSR830
Detektor fotodiodySilonex Inc.SLSD-71N55mm2, krzem, fotoprzewodzący
5,5 T Kriogeniczny magnetycznykriogeniczny / Oerlikon AG-12bar chłodzony elektrociepłownie. Sprężarka RW4000/6000, kriogłowica RGD 5/100 TA
Filtr dolnoprzepustowy drugiego rzędubudowy w domuZasilacz liniowy 24V DC, drugiego rzędu, klucz Sallen, częstotliwość odcięcia 360 Hz, +/- 12V, max 10 mA
Modulator fotoelastycznyHindsinstruments PEM-90
Glan-Thompson Polaryzator kalcytowyNewport10GT04o średnicy 25,4 mm
Kuweta na próbki kwarcoweHellma165-10-40Cela z kontrolowaną temperaturą, 0,8 ml, długość ścieżki 10 mm
Sonda temperaturyThermocontrol-TypK, średnica 0,5 mm, Thermocoax
Lustra niepolaryzacyjneNewport50326-1002
RS 232National Instruments189284-02Do podłączenia do portu RS-232 z przodu kompaktowych sterowników FieldPoint
BNC 50 i Omega; i złączaNational Instruments763389-01
cFP-AI-110National Instruments777318-1108-kanałowy analogowy moduł wejściowy napięcia i prądu do kompaktowego FieldPoint
cFP-CB-1National Instruments778618-01Zintegrowany blok złączy do okablowania do Compact FieldPoint I/O
cFP-CB-3National Instruments778618-03Zintegrowany blok złączy izotermicznych do podłączenia termopar do modułu cFP-TC-120
cFP-TC-120National Instruments777318-1208-kanałowy moduł wejściowy termopary do kompaktowego FieldPoint
cFP-1804National Instruments779490-01Interfejs Ethernet/szeregowy dla NI Compact FieldPoint
LabView 2010National Instruments-Industrial
power zasilanieTraco PowerTCL 060-124100-240V AC
Łaźnia wodnaJulaboFP40-HEcyrkulator chłodniczy/grzewczy
Rękawice Szklane pipety VWR-2 Laser diodowy o do 25,4 mm

Bibliografia

  1. Sanders, C. R., Hare, B. J., Howard, K. P., Prestegard, J. H. Magnetically-oriented phospholipid micelles as a tool for the study of membrane-associated molecules. Prog. Nucl. Magn. Reson. Spectrosc. 26, 421-444 (1994).
  2. Glover, K. J., et al. Structural evaluation of phospholipid bicelles for solution-state studies of membrane-associated biomolecules. Biophys. J. 81 (4), 2163-2171 (2001).
  3. Katsaras, J. H. T. A., Pencer, J., Nieh, M. -P. "Bicellar" lipid mixtures as used in biochemical and biophysical studies. Naturwissenschaften. 92 (8), 355-366 (2005).
  4. Sanders, C. R., Prosser, R. S. Bicelles: a model membrane system for all seasons? Structure. 6 (10), 1227-1234 (1998).
  5. Dürr, U. H. N., Soong, R., Ramamoorthy, A. When detergent meets bilayer: birth and coming of age of lipid bicelles. Prog. Nucl. Magn. Reson. Spectrosc. 69, 1-22 (2013).
  6. Dürr, U. H. N., Gildenberg, M., Ramamoorthy, A. The magic of bicelles lights up membrane protein structure. Chem. Rev. 112, 6054-6074 (2012).
  7. Ujwal, R., Abramson, J. High-throughput crystallization of membrane proteins using the lepidic bicelle method. J. Vis. Exp. (59), (2012).
  8. Barbosa-Barros, L., et al. Bicelles: lipid nanostructured platforms with potential dermal applications. Small. 6, 807-818 (2012).
  9. Lin, L., et al. Hybrid bicelles as a pH-sensitive nanocarrier for hydrophobic drug delivery. RSC Adv. 6, 79811-79821 (2016).
  10. Beck, P., et al. Novel type of bicellar disks from a mixture of DMPC and DMPE-DTPA with complexed lanthanides. Langmuir. 26 (8), 5382-5387 (2010).
  11. Liebi, M. Tailored phospholipid bicelles to generate magnetically switchable material. , ETH Zürich. Switzerland. PhD Thesis n° 21048, ISBN 978-3-905609-55-4 (2013).
  12. Liebi, M., et al. Magnetically enhanced bicelles delivering switchable anisotropy in optical gels. ACS. Appl. Mater. Interfaces. 6 (2), 1100-1105 (2014).
  13. Liebi, M., et al. Alignment of bicelles studied with high-field magnetic birefringence and small-angle neutron scattering measurements. Langmuir. 29, 3467-3473 (2013).
  14. Prosser, R. S., Hwang, J. S., Vold, R. R. Magnetically aligned phospholipid bilayers with positive ordering: a new model membrane system. Biophys J. 74, 2405-2418 (1998).
  15. Prosser, R. S., Bryant, H., Bryant, R. G., Vold, R. R. Lanthanide chelates as bilayer alignment tools in NMR studies of membrane-associated peptides. J. Magn. Reson. 141, 256-260 (1999).
  16. Liebi, M., Kohlbrecher, J., Ishikawa, T., Fischer, P., Walde, P., Windhab, E. J. Cholesterol increases the magnetic aligning of bicellar disks from an aqueous mixture of DMPC and DMPE-DTPA with complexed thulium ions. Langmuir. 28 (29), 10905-10915 (2012).
  17. Liebi, M., et al. Cholesterol-diethylenetriaminepentaacetate complexed with thulium ions integrated into bicelles to increase their magnetic alignability. J. Phys. Chem. B. 117 (47), 14743-14748 (2013).
  18. Isabettini, S., et al. Tailoring bicelle morphology and thermal stability with lanthanide-chelating cholesterol conjugates. Langmuir. 32, 9005-9014 (2016).
  19. Isabettini, S., et al. Mastering the magnetic susceptibility of magnetically responsive bicelles with 3β-Amino-5-Cholestene and complexed lanthanide ions. Phys. Chem. Chem. Phys. 19, 10820-10824 (2017).
  20. De Angelis, A. A., Opella, S. J. Bicelle samples for solid-state NMR of membrane proteins. Nat. Protoc. 2 (10), 2332-2338 (2007).
  21. Son, W. S., et al. "Q-Titration" of long-chain and short-chain lipids differentiates between structured and mobile residues of membrane proteins studied in bicelles by solution NMR spectroscopy. J. Magn. Reson. 214, 111-118 (2012).
  22. Avanti Polar Lipids Inc. Bicelle Preparation. , Available from: https://avantilipids.com/tech-support/liposome-preparation/bicelle-preparation (2017).
  23. Isabettini, S., et al. Methods for Generating Highly Magnetically Responsive Lanthanide-Chelating Phospholipid Polymolecular Assemblies. Langmuir. 33, 6363-6371 (2017).
  24. Nieh, M. -P., Glinka, C. J., Krueger, S., Prosser, R. S., Katsaras, J. SANS study on the effect of lanthanide ions and charged lipids on the morphology of phospholipid mixtures. Biophysical Journal. 82 (5), 2487-2498 (2002).
  25. Watts, A., Spooner, P. J. R. Phospholipid phase transitions as revealed by NMR. Chem. Phys. Lip. 57, 195-211 (1991).
  26. Bleaney, B. Nuclear magnetic-resonance shifts in solution due to lanthanide ions. J. Magn. Reson. 8, 91-100 (1972).
  27. Prosser, R. S., Volkov, V. B., Shiyanovskaya, I. V. Solid-state NMR studies of magnetically aligned phospholipid membranes: taming lanthanides for membrane protein studies. Biochem. Cell Biol. 76, 443-451 (1998).
  28. Prosser, R. S., Volkov, V. B., Shiyanovskaya, I. V. Novel chelate-induced magnetic alignment of biological membranes. Biophys. J. 75, 2163-2169 (1998).
  29. Shklyarevskiy, I. O., et al. Magnetic alignment of self-assembled anthracene organogel fibers. Langmuir. 21, 2108-2112 (2005).
  30. Christianen, P. C. M., Shklyarevskiy, I. O., Boamfa, M. I., Maan, J. C. Alignment of molecular materials in high magnetic fields. Physica B: Condens. Matter. 346, 255-261 (2004).
  31. Maret, G., Dransfeld, K. Biomolecules and polymers in high steady magnetic fields. Top. App. Phys. 57, 143-204 (1985).
  32. Gielen, J. C., Shklyarevskiy, I. O., Schenning, A. P. H. J., Christianen, P. C. M., Maan, J. C. Using magnetic birefringence to determine the molecular arrangement of supramolecular nanostructures. Sci. Tech. Adv. Mater. 10 (1), 014601(2009).
  33. Shklyarevskiy, I. O. Deformation and ordering of molecular assemblies in high magnetic fields. , Nijmegen University. The Netherlands. PhD Thesis, ISBN 90-9018956-4 (2005).
  34. Fuller, G. G. Optical rheometry of complex fluids. , Oxford University Press. NY. (1995).
  35. Walde, P., Cosentino, K., Engel, H., Stano, P. Giant vesicles: preparations and applications. ChemBioChem. 11, 848-865 (2010).
  36. Avanti Polar Lipids Inc. Liposome Preparation. , Available from: https://avantilipids.com/tech-support/liposome-preparation (2017).
  37. Avanti Polar Lipids Inc. Preparing Large, Unilamellar Vesicles by Extrusion (LUVET). , Available from: https://avantilipids.com/tech-support/liposome-preparation/luvet (2017).
  38. Isabettini, S., et al. Molecular engineering of lanthanide ion chelating phospholipids generating assemblies with a switched magnetic susceptibility. Phys. Chem. Chem. Phys. 19, 20991-21002 (2017).
  39. Battaglia, M. R., Ritchie, G. L. D. Molecular magnetic anisotropies from the Cotton-Mouton effect. J. Chem. Soc., Faraday Trans. 2. 73 (2), 209-221 (1977).
  40. Sprunt, S., Nounesis, G., Litster, J. D., Ratna, B., Shashidhar, R. High-field magnetic birefringence study of the phase behavior of concentrated solutions of phospholipid tubules. Phys. Rev. E. 48 (1), 328-339 (1993).
  41. Zhao, J., et al. Continuous paranematic ordering of rigid and semiflexible amyloid-Fe3O4 hybrid fibrils in an external magnetic field. Biomacromolecules. 17 (8), 2555-2561 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Zespo y magnetyczneekstruzja lipid wbicele domieszkowane DMPC DMPE DTPA i cholesterolemwyr wnywanie w polu magnetycznymtworzenie prekursor w p cherzyk wmonta z kontrol temperaturyprojektowanie z o onych uk ad w polimolekularnych
Procedury produkcyjne i pomiary dwójłomności do projektowania magnetycznie reagujących zespołów fosfolipidów chelatujących jony lantanowców
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.