Artykuł metodologiczny

Zastosowanie przewlekłej stymulacji do badania adaptacji fenotypowych mięśni szkieletowych szczurów wywołanych aktywnością skurczową

DOI:

10.3791/56827

⸱

25 stycznia 2018

 ,  , 
1Muscle Health Research Centre, York University, 2School of Kinesiology and Health Science, York University, 3National Heart, Lung, and Blood Institute, National Institutes of Health

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje wykorzystanie modelu przewlekłej aktywności skurczowej ćwiczeń do obserwacji wywołanych stymulacją adaptacji mięśni szkieletowych w tylnych kończynach szczura.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mięśnie szkieletowe to tkanka o dużych zdolnościach adaptacyjnych, ponieważ jej właściwości biochemiczne i fizjologiczne są znacznie zmienione w odpowiedzi na przewlekłe ćwiczenia. Aby zbadać podstawowe mechanizmy, które powodują różne adaptacje mięśni, w badaniach na zwierzętach zastosowano szereg protokołów ćwiczeń, takich jak bieżnia, bieganie na kółkach i pływanie. Jednak te modele ćwiczeń wymagają długiego okresu czasu, aby osiągnąć adaptacje mięśni, które mogą być również regulowane przez czynniki humoralne lub neurologiczne, ograniczając w ten sposób ich zastosowania w badaniu adaptacji wywołanych skurczem mięśni. Pośrednia stymulacja o niskiej częstotliwości (10 Hz) w celu wywołania przewlekłej aktywności skurczowej (CCA) została wykorzystana jako alternatywny model treningu fizycznego, ponieważ może z powodzeniem prowadzić do adaptacji mitochondriów mięśniowych w ciągu 7 dni, niezależnie od czynników ogólnoustrojowych. Niniejszy artykuł szczegółowo opisuje techniki chirurgiczne wymagane do zastosowania leczenia CCA do mięśni szkieletowych szczurów, do szerokiego zastosowania w przyszłych badaniach.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mięśnie szkieletowe mogą przystosować się do treningu poprzez zmiany w swojej bioenergetyce i strukturze fizycznej1. Jedną z głównych zmian spowodowanych treningiem wytrzymałościowym jest biogeneza mitochondriów, którą można ocenić poprzez wzrost ekspresji składników mitochondrialnych (np. podjednostek oksydazy cytochromu c [COX]), a także ekspresję koaktywatora transkrypcji, PGC-1α2. Coraz więcej badań wykazało, że wiele innych czynników, w tym obrót mitochondrialny i mitofagia, są również ważne dla adaptacji mięśni. Jednak mechanizmy, za pomocą których ostre lub przewlekłe ćwiczenia regulują te procesy w mięśniach szkieletowych, są nadal niejasne.

Aby nakreślić ścieżki regulujące adaptacje mięśni wywołane wysiłkiem fizycznym, różne modele ćwiczeń były powszechnie używane w badaniach na gryzoniach, w tym bieżnia, koło do biegania i ćwiczenia pływackie. Protokoły te mają jednak pewne ograniczenia, ponieważ potrzeba ~4 - 12 tygodni, aby zaobserwować te zmiany fenotypowe3,4,5. Jako alternatywna metoda eksperymentalna, przewlekła aktywność skurczowa (CCA) wywołana stymulacją o niskiej częstotliwości została skutecznie zastosowana, ponieważ może prowadzić do adaptacji mięśni w znacznie krótszym czasie (tj. do 7 dni), a jej efekty wydają się być porównywalne, a nawet większe niż w przypadku innych protokołów ćwiczeń. Co więcej, obecność hormonalal6, temperature7 i neurological effects8 może utrudniać zrozumienie reakcji mięśni na przewlekłe ćwiczenia. Na przykład hormon tarczycy9,10 i insulinopodobny czynnik wzrostu (IGF)-111 zostały zidentyfikowane jako pośredniczące w adaptacjach mięśni wywołanych treningiem, które mogą również regulować inne szlaki sygnałowe w mięśniach szkieletowych. Warto zauważyć, że efekty wywołane przez CCA są minimalnie regulowane przez czynniki ogólnoustrojowe, co pozwala skupić się na bezpośredniej reakcji mięśni szkieletowych na aktywność skurczową.

Zewnętrzna jednostka dla CCA została po raz pierwszy wprowadzona przez Tylera i Wrighta12 i została opracowana z modyfikacjami12. Krótko mówiąc, urządzenie składa się z trzech głównych części: detektora podczerwieni, który można włączać i wyłączać pod wpływem światła podczerwonego, generatora impulsów i wskaźnika impulsów (Rysunek 1). Szczegółowy projekt obwodu stymulatora został opisany wcześniej13. Szczegółowe i szczegółowe cechy CCA można znaleźć bardziej szczegółowo w wielu artykułach przeglądowych14,15,16,17. Krótko mówiąc, protokół stymulacji ma na celu aktywację wspólnego nerwu strzałkowego przy niskiej częstotliwości (tj. 10 Hz), a unerwione mięśnie (mięsień piszczelowy przedni [TA] i mięsień prostownik długi palca [EDL]) są zmuszone do kurczenia się przez określony czas (np. 3 - 6 godzin). Z biegiem czasu przesuwa to wyżej wymienione mięśnie do bardziej tlenowego fenotypu, o czym świadczy wzrost zarówno gęstości naczyń włosowatych18, jak i zawartości mitochondriów19,20,21. Tak więc metoda ta jest sprawdzonym modelem naśladowania niektórych z głównych adaptacji treningu wytrzymałościowego w mięśniach szkieletowych szczurów.

Ten artykuł przedstawia szczegółową procedurę operacji wszczepienia elektrody w celu wywołania CCA, aby naukowcy mogli zastosować ten model w swoich badaniach nad ćwiczeniami. CCA jest doskonałym modelem do badania przebiegu adaptacji mięśni w czasie, zapewniając w ten sposób skuteczne narzędzie do badania różnych zdarzeń molekularnych i sygnalizacyjnych zarówno we wczesnych, jak i późniejszych punktach czasowych po rozpoczęciu treningu fizycznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury związane ze zwierzętami zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu York. Po przybyciu do ośrodka dla zwierząt na Uniwersytecie York wszystkie szczury miały co najmniej pięć dni na aklimatyzację w środowisku przed zabiegiem chirurgicznym, z jedzeniem dostarczanym ad libitum. Chociaż protokół ten był wcześniej stosowany do innych gatunków15,17,22, obecny artykuł opiera się na pionierskiej pracy Pette i współpracowników23 i skupia się w szczególności na modelu szczura.

1. Przygotowanie Jednostki Przewlekłej Aktywności Skurczowej

  1. Za pomocą woltomierza sprawdź potencjał pastylkowych baterii litowych.
    UWAGA: Potencjał każdego akumulatora powinien wynosić 3,0 ± 0,10 V.
  2. Włóż dwie lub trzy baterie do gniazda urządzenia tak, aby całkowity potencjał wynosił 6 - 9 V.
    UWAGA: To od badaczy zależy, ile potencjału (6 lub 9 V) należy utrzymać podczas całej procedury eksperymentalnej. W zależności od projektu badania i pożądanej intensywności bodźca można użyć 2 lub 3 baterii.
  3. Sprawdź, czy urządzenie działa prawidłowo za pomocą wskaźnika impulsu, wystawiając urządzenie na 1 impuls emitowany przez przenośne światło stroboskopowe na podczerwień.

2. Zabieg chirurgiczny przewlekłej aktywności skurczowej

UWAGA: Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne przed zabiegiem chirurgicznym. Zarówno w trakcie, jak i bezpośrednio po zabiegu, temperatura ciała szczurów jest utrzymywana przez poduszkę grzewczą. Pożądane jest wykonanie zabiegu chirurgicznego na serwirapie chirurgicznym. Chirurg powinien nosić sterylne rękawice chirurgiczne, a także czysty fartuch laboratoryjny. W razie potrzeby zaleca się noszenie jednorazowej maski oddechowej.

  1. Znieczulenie szczurów poniżej 1 - 3% inhalacji izofluranu tlenem, który jest obsługiwany przez system parownika gazowego. Upewnij się, że zwierzę jest w pełni uspokojone, sprawdzając szczypanie palców tylnych kończyn oraz obserwując głębokość i częstość oddechów. Nałóż lubrykant do oczu na oczy, aby uniknąć wysuszenia. Zastosować podskórne wstrzyknięcie meloksykamu (0,5 mg/ml) w dawce 2 mg/kg.
    UWAGA: Zaleca się również multimodalne stosowanie środka przeciwbólowego (np. Meloksykam plus lidokaina) w celu zminimalizowania bólu w trakcie i po zabiegu.
  2. Delikatnie ogol lewą tylną kończynę, a także pasek wokół tułowia od tyłu szyi, wokół tyłu kończyn przednich i w poprzek przedniej części klatki piersiowej. Delikatnie przetrzyj ogolone miejsca jodem i alkoholem etylowym w celu dezynfekcji.
  3. Gdy zwierzę leży na brzuchu, wykonaj małe nacięcie (~0,5 cm) z tyłu szyi pośrodku ogolonego obszaru (wyczuwalny obszar między łopatkami) za pomocą skalpela (ostrze nr 10).
  4. Zlokalizuj wspólny nerw strzałkowy.
    1. Przetoczyć zwierzę na prawy bok i wykonać nacięcie o długości ~2 - 3 cm w skórze lewej tylnej kończyny. Celuj w obszar nacięcia wokół grup mięśni górnej części uda, który jest wyznaczony między dołeczkiem stawu kolanowego a plecami w pobliżu początku ogona.
      UWAGA: Uważaj, aby nie zanieczyścić pierwszego obszaru nacięcia podczas zmiany pozycji ciała.
    2. Za pomocą zakrzywionych nożyczek chirurgicznych z końcówką rozetnij obszar podskórny szeroko ~3,5 - 4 cm, oddzielając skórę od leżącego pod nią mięśnia, aby utworzyć kieszeń między otwartą skórą a leżącym pod nią mięśniem. Otwórz skórę z leżącej pod spodem tkanki na całym obwodzie nacięcia (~1,5cm2).
    3. Wykonaj małe nacięcie (mniej niż 0,5 cm) na mięśniu dwugłowym uda nożyczkami chirurgicznymi, upewniając się, że końcówki nożyczek przecinają mięsień bezpośrednio w dół.
    4. Delikatnie otwórz obszar cięcia, aż widoczne będą wewnętrzne grupy mięśni i wspólny nerw strzałkowy (głębokość zewnętrznych tkanek mięśniowych (tj. bicepsa, uda) wynosi około ~0,5 cm). Za pomocą kleszczy delikatnie dotknij/uszczypnij widoczny nerw i obserwuj reakcje docelowych grup mięśni (np. mięśnia TA) i palców u nóg (widoczne zgięcie grzbietowe), aby potwierdzić, że wspólny nerw strzałkowy jest izolowany.
      UWAGA: Ten krok należy wykonać z najwyższą ostrożnością, aby uniknąć przecięcia lub uszkodzenia nerwu.
    5. Zamocuj okno, otwierając je metalowymi zwijaczami tak, aby rozmiar okna wynosił ~1,5cm2 z nerwem strzałkowym leżącym pośrodku okna. Użyj małych metalowych haczyków przymocowanych do pasków i/lub gumek, które są przymocowane do powierzchni stołu (lub tablicy operacyjnej) (Rysunek 2A).
  5. Przymocuj drut po obu stronach nerwu.
    1. Przygotuj ~50 - 60 cm cienkiego drutu ze stali nierdzewnej pokrytego politetrafluoroetylenem (PTFE) i złóż go na pół.
      UWAGA: Pomocne może być wystawienie drutu pokrytego PTFA na działanie światła UV przed zabiegiem.
    2. Zawieś złożoną część drutu w szczelinie pręta ze stali nierdzewnej o długości 30 cm. Przełóż pręt wraz z drutem podskórnie od otwartej kieszeni kończyny tylnej w kierunku małego obszaru nacięcia z tyłu szyi, w kształcie litery L w górę nogi i wzdłuż środka pleców.
    3. Znajdź dwa końce drutu na tylnej kończynie. Zdejmij izolację z przewodów, ponieważ wszystkie przewody są izolowane PTFE. Za pomocą skalpela ostrożnie zdejmij końce drutu o ~1,5 cm. Jeśli przewody ulegną postrzępieniu, odetnij je i ponownie zdejmij. Owiń odizolowane końce drutu wokół stępionej igły 21-G (5 razy), tworząc cewkę. Gdy zwoje są już prawidłowo wykonane, zwolnij z nich igłę.
    4. Używając jedwabiu chirurgicznego w rozmiarze 6-0, zabezpiecz każdą ze zwojów po obu stronach wspólnego nerwu strzałkowego (Rysunek 2A).
      1. Zrób węzeł na samym końcu cewki i zszyj go po lewej stronie nerwu. Upewnij się, że cewka znajduje się w odległości 1,5 - 2,5 mm od nerwu.
      2. Aby zabezpieczyć cewkę, załóż dwa lub trzy dodatkowe szwy wzdłuż cewki.
      3. Powtórz te kroki po prawej stronie nerwu.
    5. Zastosuj 2-3 krople roztworu antybiotyku (ampicylina w soli fizjologicznej; 132 mg/ml), a następnie ostrożnie zszyj okienko (tj. tkankę mięśniową mięśnia dwugłowego uda) za pomocą jedwabiu w rozmiarze 5-0.
  6. Luźno nawiń pozostały luz drutu (mniej więcej o średnicy palca wskazującego) i wepchnij do kieszonki podskórnej powyżej zszytego nacięcia mięśnia dwugłowego uda (mniej więcej nad biodrem).
  7. Ponownie zastosuj 2-3 krople roztworu antybiotyku (ampicylina w soli fizjologicznej; 132 mg/ml). Zamknij otwartą skórę przez zszycie.
  8. Podłącz przewody (wychodzące z obszaru nacięcia szyi) do stymulatora CCA.
    1. Połącz gniazda pinowe z przewodami.
      1. Przetnij drucianą pętlę wychodzącą z nacięcia w górnej części szyi, aby utworzyć 2 końce drutu (prowadzą one do zwojów zszytych po obu stronach nerwu strzałkowego).
      2. Za pomocą skalpela oderwij końce drutów o ~0,5 cm. Odetnij postrzępione druty, jeśli występują.
      3. Powoli wepchnij odizolowane części przewodów do otworu w gniazdach pinowych i za pomocą lutownicy przewody do gniazd pinowych.
    2. Opcjonalnie sprawdź podłączenie przewodów.
      1. Podłącz kołki do dużego stymulatora stołowego za pomocą zacisków krokodylkowych.
      2. Dostarcz pojedynczy impuls o napięciu 9 V (0,1 ms, 10 Hz), aby potwierdzić, że mięsień TA kurczy się, a lewa stopa zgina grzbietowo.
    3. Przełóż końcówki przewodów połączonych szpilkami przez sterylną gazikę o wymiarach ~4 cm x 4 cm.
    4. Podłącz piny do stymulatora CCA.
      1. Przełóż przewody przez otwór w podstawie skrzynki stymulatora.
        UWAGA: To pudełko jest domową komorą na stymulator CCA i ma wymiary 3,5 cm × 3,5 cm × 2,5 cm13.
      2. Włóż kołki do gniazd przyłączeniowych w jednostce CCA. Delikatnie włóż jednostkę CCA do komory. Użyj lepkiego przyklejenia, aby zabezpieczyć jednostkę CCA na dnie komory.
    5. Za pomocą taśmy sportowej lub porowatej taśmy chirurgicznej przymocuj komorę taśmą wokół ogolonego tułowia. Zamknij górną część komory trzema warstwami taśmy i zakończ, owijając taśmę wokół boków pudełka stymulatora, aby zabezpieczyć pudełko (Rysunek 2B).
  9. Sprawdź, czy CCA działa, wystawiając urządzenie na pojedynczy impuls światła podczerwonego (widmo długości fali >770 nm), które jest emitowane przez przenośne światło stroboskopowe na podczerwień.
    UWAGA: Jeśli CCA działa prawidłowo, naukowcy będą mogli zobaczyć, jak mięśnie kończyn tylnych (>tj. TA) kurczą się w odpowiedzi na światło podczerwone.
  10. Obserwuj szczura i monitoruj jego temperaturę, aż w pełni odzyska przytomność. Umieść go w klatce dla jednej osoby, aby zapobiec szkodom ze strony innych zwierząt i nie pozostawiaj żadnych tuneli ani plastikowych przedmiotów w klatce do końca badania, aby zmniejszyć ryzyko uszkodzenia stymulatora lub zranienia zwierzęcia. Zaopatrzenie w butelkę na wodę zawierającą amoksycylinę (0,5 mg/ml).
  11. Dawkę 1 mg/kg mc. meloksykamu należy stosować podskórnie co 24 godziny po zabiegu, który trwa co najmniej 72 godziny.

3. Przewlekła aktywność skurczowa

  1. Po operacji należy odczekać co najmniej 5 - 7 dni na pełne wyleczenie obszarów nacięć i szwów w mięśniach szkieletowych / wokół nich.
    UWAGA: W trakcie i po zabiegu CCA należy dokładnie sprawdzić stan każdego zwierzęcia, obserwując jego zachowania (np. jedzenie, picie i/lub poruszanie się). Ponadto określ ewentualny silny stres lub działania niepożądane, sprawdzając zmianę masy ciała przed i po zabiegu CCA.
  2. W dniu stymulacji CCA włącz CCA, wystawiając stymulator na pojedynczy impuls światła podczerwonego (zakres długości fali >770 nm) za pomocą przenośnego światła stroboskopowego na podczerwień.
  3. Zastosuj 3 lub 6 godzin stymulacji CCA 10 Hz.
    UWAGA: Ramy czasowe stymulacji zależą od badacza. Częstotliwość stymulacji nigdy nie została zmieniona w tych eksperymentach i z naszego doświadczenia wynika, że zaobserwowano tylko bardzo skromną poprawę adaptacji mitochondrialnej poprzez wydłużenie stymulacji z 3 do 6 godzin dziennie. Jeśli to możliwe, sprawdzaj stymulację i zwierzę co 30 - 60 minut.
  4. Po upływie żądanego okresu CCA wyłącz jednostkę CCA poprzez ekspozycję na światło podczerwone (ta sama procedura, co włączanie urządzenia).
  5. W przypadku stosowania przez kilka dni powtórz kroki od 3.2 do 3.4.
  6. Określ czas pobrania tkanki. Na przykład należy pobrać tkanki 24 godziny po wystąpieniu ostatniego ataku CCA (tj. 18 godzin po ostatniej stymulacji CCA trwającej 6 godzin), który jest przeprowadzany w znieczuleniu, tak jak podczas zabiegu chirurgicznego CCA. Natychmiast po pobraniu wszystkich tkanek należy poddać zwierzęta eutanazji poprzez wycięcie serca, gdy zwierzę jest jeszcze pod narkozą.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykazaliśmy, że przewlekła aktywność skurczowa (CCA) jest skutecznym narzędziem do wywoływania korzystnych adaptacji mitochondriów w mięśniach szkieletowych. Szczury poddane 7-dniowej terapii CCA (6 godzin dziennie) wykazują zwiększoną biogenezę mitochondriów w stymulowanym mięśniu w porównaniu z niestymulowaną przeciwległą (kontrolną) kończyną tylną. Ten wzrost biogenezy mitochondriów wskazuje na zwiększoną ekspresję białka PGC-1α (Figura 3A), uważanego za główny regu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model przewlekłej aktywności skurczowej (CCA) ćwiczeń, poprzez stymulację mięśni o niskiej częstotliwości in vivo, jest doskonałym modelem do badania fenotypowych adaptacji mięśni do ćwiczeń 13,24,25,26. Jak wykazano w poprzednich badaniach 20,27, CCA jest skutecznym narzędziem, za pomocą którego naukowcy mogą kontrolować objęt...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jesteśmy wdzięczni Liamowi Tyronowi za jego fachowe odczytanie manuskryptu. Prace te były wspierane przez fundusze z Kanadyjskiej Rady ds. Badań Przyrodniczych i Inżynieryjnych (NSERC) dla D. A. Hooda. D. A. Hood jest również kierownikiem Kanadyjskiej Katedry Badawczej Fizjologii Komórki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sprague Dawley RatCharles RiverStrain 400
Jednostka przewlekłej aktywności skurczowejDomowa
CCA pudełko ochronne (3,5 x 3,5 x 2,5 cm)Domowej robotynie dotyczyPudełko powinno być wykonane z nieprzezroczystego materiału lub pokryte nieprzezroczystą taśmą
Baterie litowo-jonowe pastylkowe (3 V)PanasonicCR2016
MedwireLeico Przemysł316SS7/44T
Pin lutowniczy (gniazdo)Digi-KeyED6218-ND
Zonas porowata taśmaJohnson & Johnson5104
Jedwab do szycia (rozmiar 5)Ethicon640G
Jedwab do szycia (rozmiar 6)Ethicon706G
Zakrzywione nożyczki (11,5 cm długości)FST14075-11
Zakrzywione nożyczki (15 cm długości)F.S.T.14111-15
Delikatne kleszczyki hemostatyczne (długość 16 cm)Lawton06-0230
Skalpel Feather3
Kleszcze zakrzywioneF.S.T.11052-10
Pręt ze stali nierdzewnej (30 cm; średnica 7 mm)DomowydotyczyPręt powinien mieć 5 mm szczelinę na jednym końcu, aby przytrzymać drut do tunelowania pod skórą
Klips do nakładania kleszczykówKLS Martin20-916-12
Zszywki (klipsy)BbraunBN507R
Metalowe haczyki/zwijaczDomowej robotyn/a
Powidon-jod (500 mL)Rougier#NPN00172944
Ampicylina sodowaNovopharm#DIN00872644
MetacamBoehringer#DIN02240463
Multimetr cyfrowy (woltomierz)Soar CorporationME-501
Stroboskop cyfrowy LEDLutron Electronic EnterpriseDT-2269
jednostka Nie

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Holloszy, J. O., Coyle, E. F. Adaptations of skeletal muscle to endurance exercise and their metabolic consequences. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 56 (4), 831-838 (1984).
  2. Hood, D. A. Invited Review: contractile activity-induced mitochondrial biogenesis in skeletal muscle. J Appl Physiol. 90 (3), 1137-1157 (2001).
  3. Fernandes, T., et al. Exercise training restores the endothelial progenitor cells number and function in hypertension: implications for angiogenesis. J Hypertens. 30 (11), 2133-2143 (2012).
  4. Chabi, B., Adhihetty, P. J., O'Leary, M. F., Menzies, K. J., Hood, D. A. Relationship between Sirt1 expression and mitochondrial proteins during conditions of chronic muscle use and disuse. J Appl Physiol. 107 (6), 1730-1735 (2009).
  5. Lessard, S. J., et al. Resistance to aerobic exercise training causes metabolic dysfunction and reveals novel exercise-regulated signaling networks. Diabetes. 62 (8), 2717-2727 (2013).
  6. Irrcher, I., Adhihetty, P. J., Sheehan, T., Joseph, A. M., Hood, D. A. PPARgamma coactivator-1alpha expression during thyroid hormone- and contractile activity-induced mitochondrial adaptations. Am J Physiol Cell Physiol. 284 (6), C1669-C1677 (2003).
  7. Tamura, Y., et al. Postexercise whole body heat stress additively enhances endurance training-induced mitochondrial adaptations in mouse skeletal muscle. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 307 (7), R931-R943 (2014).
  8. Mosole, S., et al. Long-term high-level exercise promotes muscle reinnervation with age. J Neuropathol Exp Neurol. 73 (4), 284-294 (2014).
  9. Irrcher, I., Walkinshaw, D. R., Sheehan, T. E., Hood, D. A. Thyroid hormone (T3) rapidly activates p38 and AMPK in skeletal muscle in vivo. J Appl Physiol. 104 (1), 178-185 (2008).
  10. Lesmana, R., et al. The change in thyroid hormone signaling by altered training intensity in male rat skeletal muscle. Endocr J. 63 (8), 727-738 (2016).
  11. Hokama, J. Y., Streeper, R. S., Henriksen, E. J. Voluntary exercise training enhances glucose transport in muscle stimulated by insulin-like growth factor I. J Appl Physiol. 82 (2), 508-512 (1997).
  12. Tyler, K. R., Wright, A. J. A. Light weight portable stimulators for stimulation of skeletal muscles at different frequencies and for cardiac pacing. J Physiol Lond. 307, 6-7 (1980).
  13. Takahashi, M., Rana, A., Hood, D. A. Portable electrical stimulator for use in small animals. J Appl Physiol. 74 (2), 942-945 (1993).
  14. Ljubicic, V., Adhihetty, P. J., Hood, D. A. Application of animal models: chronic electrical stimulation-induced contractile activity. Can J Appl Physiol. 30 (5), 625-643 (2005).
  15. Pette, D., Vrbova, G. What does chronic electrical stimulation teach us about muscle plasticity? Muscle Nerve. 22 (6), 666-677 (1999).
  16. Pette, D. Historical Perspectives: plasticity of mammalian skeletal muscle. J Appl Physiol. 90 (3), 1119-1124 (2001).
  17. Pette, D., Vrbova, G. The Contribution of Neuromuscular Stimulation in Elucidating Muscle Plasticity Revisited. Eur J Transl Myol. 27 (1), 6368(2017).
  18. Skorjanc, D., Jaschinski, F., Heine, G., Pette, D. Sequential increases in capillarization and mitochondrial enzymes in low-frequency-stimulated rabbit muscle. Am J Physiol. 274 (3 Pt 1), C810-C818 (1998).
  19. Kim, Y., Hood, D. A. Regulation of the autophagy system during chronic contractile activity-induced muscle adaptations. Physiol Rep. 5 (14), (2017).
  20. Memme, J. M., Oliveira, A. N., Hood, D. A. Chronology of UPR activation in skeletal muscle adaptations to chronic contractile activity. Am J Physiol Cell Physiol. 310 (11), C1024-C1036 (2016).
  21. Ljubicic, V., et al. Molecular basis for an attenuated mitochondrial adaptive plasticity in aged skeletal muscle. Aging (Albany NY). 1 (9), 818-830 (2009).
  22. Schwarz, G., Leisner, E., Pette, D. Two telestimulation systems for chronic indirect muscle stimulation in caged rabbits and mice. Pflugers Arch. 398 (2), 130-133 (1983).
  23. Simoneau, J. A., Pette, D. Species-specific effects of chronic nerve stimulation upon tibialis anterior muscle in mouse, rat, guinea pig, and rabbit. Pflugers Arch. 412 (1-2), 86-92 (1988).
  24. Ohlendieck, K., et al. Effects of chronic low-frequency stimulation on Ca2+-regulatory membrane proteins in rabbit fast muscle. Pflugers Arch. 438 (5), 700-708 (1999).
  25. Brown, M. D., Cotter, M. A., Hudlicka, O., Vrbova, G. The effects of different patterns of muscle activity on capillary density, mechanical properties and structure of slow and fast rabbit muscles. Pflugers Arch. 361 (3), 241-250 (1976).
  26. Skorjanc, D., Traub, I., Pette, D. Identical responses of fast muscle to sustained activity by low-frequency stimulation in young and aging rats. J Appl Physiol. 85 (2), 437-441 (1998).
  27. Kim, Y., Triolo, M., Hood, D. A. Impact of Aging and Exercise on Mitochondrial Quality Control in Skeletal Muscle. Oxid Med Cell Longev. 2017, 3165396(2017).
  28. Callewaert, L., Puers, B., Sansen, W., Jarvis, J. C., Salmons, S. Programmable implantable device for investigating the adaptive response of skeletal muscle to chronic electrical stimulation. Med Biol Eng Comput. 29 (5), 548-553 (1991).
  29. Kern, H., et al. Electrical stimulation counteracts muscle decline in seniors. Front Aging Neurosci. 6, 189(2014).
  30. Zampieri, S., et al. Physical exercise in aging human skeletal muscle increases mitochondrial calcium uniporter expression levels and affects mitochondria dynamics. Physiol Rep. 4 (24), (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Chronic Contractile ActivitySkeletal Muscle AdaptationsMitochondrial BiogenesisPeroneal Nerve StimulationElectrical Coil ImplantationInfrared Stimulation ControlPGC 1 Alpha ExpressionAutophagy Lysosomal SystemsTranscription Factor EBMuscle Phenotypic Changes

Powiązane artykuły