Artykuł metodologiczny

Wizualne zapisy potencjału wywołanego u myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego wielokanałowego czujnika EEG skóry głowy

DOI:

10.3791/56927

⸱

12 stycznia 2018

 ,  ,  , 
1Department of Biomedical Science and Engineering (BMSE), Gwangju Institute of Science and Technology (GIST), 2School of Electrical Engineering and Computer Science (EECS), Gwangju Institute of Science and Technology (GIST), 3School of Mechanical Engineering (SME), Gwangju Institute of Science and Technology (GIST)

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaprojektowaliśmy 16-kanałowy czujnik EEG typu suchego, który jest nieinwazyjny, odkształcalny i wielokrotnego użytku. W artykule opisano cały proces od wytworzenia proponowanej elektrody EEG do przetwarzania sygnałów wizualnego potencjału wywołanego (VEP) mierzonych na skórze głowy myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego wielokanałowego czujnika EEG.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dla środowisk badawczych EEG skóry głowy z udziałem myszy laboratoryjnych, zaprojektowaliśmy 16-kanałowy czujnik EEG typu suchego, który jest nieinwazyjny, odkształcalny i wielokrotnego użytku ze względu na strukturę tłoka, sprężyny i lufy oraz wytrzymałość mechaniczną wynikającą z materiałów metalowych. Cały proces uzyskiwania odpowiedzi VEP in vivo od myszy składa się z czterech etapów: (1) montażu czujnika, (2) przygotowania zwierząt, (3) pomiaru VEP i (4) przetwarzania sygnału. W artykule przedstawiono reprezentatywne pomiary odpowiedzi VEP od wielu myszy z rozdzielczością sygnału submikronapięciowego i rozdzielczością czasową poniżej stu milisekund. Chociaż proponowana metoda jest bezpieczniejsza i wygodniejsza w porównaniu z innymi wcześniej opisanymi metodami pozyskiwania EEG u zwierząt, nadal istnieją problemy, w tym jak zwiększyć stosunek sygnału do szumu i jak zastosować tę technikę w przypadku swobodnie poruszających się zwierząt. Proponowana metoda wykorzystuje łatwo dostępne zasoby i wykazuje powtarzalną odpowiedź VEP z zadowalającą jakością sygnału. W związku z tym metoda ta może być wykorzystana do podłużnych badań eksperymentalnych i wiarygodnych badań translacyjnych wykorzystujących nieinwazyjne paradygmaty.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ponieważ liczba pacjentów z starczymi chorobami zwyrodnieniowymi mózgu, takimi jak demencja, choroba Alzheimera, zespoły Parkinsona i udar mózgu, wzrosła wraz ze starzeniem się populacji i wzrostem średniej długości życia, długoterminowe obciążenie społeczne tymi chorobami również wzrosło1,2,3. Ponadto większości chorób neurorozwojowych, takich jak schizofrenia i autyzm, towarzyszą zaburzenia poznawcze i behawioralne, które wpływają na całe życie pacjenta2,3,4. Z tego powodu naukowcy starają się poprawić diagnostykę, profilaktykę, zrozumienie patologii, długoterminową obserwację i leczenie chorób mózgu. Pozostają jednak problemy wynikające ze złożoności mózgu i nieujawnionych patologii chorobowych. Badania translacyjne mogą być obiecującym narzędziem do identyfikowania rozwiązań, ponieważ umożliwiają transfer badań podstawowych do zastosowań klinicznych w krótszym czasie, przy niższych kosztach i z wyższym wskaźnikiem sukcesu w dziedzinach neuronauki5,6,7. Innym celem badań translacyjnych jest zbadanie możliwości zastosowania u ludzi, co wymaga nieinwazyjnych podejść eksperymentalnych na zwierzętach, które umożliwiają porównania z tą samą metodą u ludzi. Warunki te doprowadziły do powstania kilku istotnych potrzeb w zakresie opracowania nieinwazyjnych metod przygotowania zwierząt. Jedną z metod jest elektroencefalografia (EEG), która ujawnia dwuwymiarowe połączenia i aktywność kory mózgowej z wysoką rozdzielczością czasową i która korzysta z nieinwazyjnego protokołu. Rejestracja potencjału związanego ze zdarzeniami (ERP) jest jednym z typowych paradygmatów eksperymentalnych wykorzystujących EEG.

Wiele poprzednich badań wykorzystywało nieinwazyjne metody EEG do kierowania do ludzi, podczas gdy metody inwazyjne, takie jak implantów i elektrody typu biegunowego, były używane w badaniach na zwierzętach8,9,10,11,12. Jakość sygnału i charakterystyka tych metod są w znacznym stopniu uzależnione od inwazyjności umieszczenia czujnika. Aby badania translacyjne zakończyły się sukcesem, Garner położył nacisk na stosowanie tych samych warunków do badań na zwierzętach, co do badań na ludziach13. W przypadku podstawowych badań na zwierzętach nieinwazyjne metodologie EEG nie są jednak powszechne. Nowatorskie podejście wykorzystujące nieinwazyjny system czujników EEG skóry głowy, skupiający się na myszach laboratoryjnych, byłoby niezawodnym i wydajnym narzędziem do badań translacyjnych, które można zastosować również do nieinwazyjnych paradygmatów dla ludzi.

Liczne badania EEG na myszach utorowały drogę do komercjalizacji wielokanałowych elektrod opartych na płytce drukowanej (PCB)14,15,16. Chociaż przyjęli metodę inwazyjną, mieli ograniczoną liczbę kanałów (3-8), co utrudniało obserwację dynamiki mózgu na dużą skalę. Ponadto zastosowania mogą być ograniczone ze względu na ich inwazyjność i wysokie koszty. W innym badaniu KIST (Korea Institute of Science and Technology) opracował 40-kanałową elektrodę cienkowarstwową na bazie poliimidu i przymocował ją do czaszki myszy 17,18,19,20. W tej pracy uzyskano największą liczbę kanałów EEG myszy. Był jednak słaby mechanicznie i niełatwy do ponownego użycia; W związku z tym nie nadawało się do długotrwałych obserwacji, co prowadziło do osłabienia sygnału, być może spowodowanego reakcją immunologiczną. W międzyczasie Troncoso i Mégevand uzyskali sensoryczny potencjał wywołany (SEP) na czaszkach gryzoni za pomocą trzydziestu dwóch elektrod ze stali nierdzewnej zabezpieczonych perforowaną siatką z poli(metakrylanu metylu) (PMMA, szkło akrylowe)21,22,23. Pomimo wysokiej jakości sygnału, elektrody były mechanicznie elastyczne i delikatne; W związku z tym miały trudności z zastosowaniem ich w wielu eksperymentach. Ponadto metoda ta była nadal mało inwazyjna. Chociaż metody te zapewniają dobrą jakość sygnału, powierzchnia czaszki myszy jest ograniczona, dlatego liczba elektrod jest ograniczona za pomocą elektrody ze stali nierdzewnej. Wiele wcześniejszych badań EEG na myszach wykazało kilka ograniczeń. W tym badaniu pokażemy nową metodę pomiaru EEG mającą zastosowanie w przedklinicznych badaniach translacyjnych z wykorzystaniem nieinwazyjnego czujnika wielokanałowego typu suchego.

Aby przezwyciężyć ograniczenia poprzednich metodologii EEG dla zwierząt, które obejmowały wewnętrzną złożoność przygotowania zwierząt, inwazyjność, wysokie koszty, marnotrawstwo i słabą wytrzymałość mechaniczną, staraliśmy się opracować nową elektrodę, która wykazuje elastyczność, status suchego typu, możliwości wielokanałowe, nieinwazyjność i możliwość ponownego użycia. W poniższym protokole opiszemy proces pomiaru zapisów wizualnego potencjału wywołanego (VEP) na skórze głowy myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego, wielokanałowego sensora EEG. Metoda ta wykorzystuje łatwo dostępne zasoby, obniżając w ten sposób barierę wejścia do eksperymentów na zwierzętach w dziedzinie inżynierii biomedycznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opieka nad zwierzętami i obchodzenie się z nimi były zgodne z wytycznymi instytucjonalnymi Instytutu Nauki i Technologii Gwangju (GIST).

UWAGA: Procedura pozyskiwania sygnału VEP od myszy in vivo składa się z czterech kroków: (1) montaż czujnika, (2) przygotowanie zwierząt, (3) pomiar VEP i (4) przetwarzanie sygnału.

1. Zespół czujnika

  1. Przygotuj szesnaście pinów na jedną elektrodę nieinwazyjną.
    UWAGA: Każda elektroda typu pinowego składa się z trzech części: tłoka głowicy sondy, sprężyny wewnętrznej i cylindra, jak pokazano na Rysunek 1a. Długość każdego sworznia wynosi 13 mm, a regulowana długość napięcia wstępnego sprężyny wynosi 1 mm.
  2. Wytnij dwa kawałki podłoża z włókna szklanego (grubość: 1,5 mm) o rozmiarach 15 mm × 17 mm (szerokość × wysokość).
    UWAGA: Nieprzewodzące podłoże z włókna szklanego działa jak izolator, który oddziela wiele sygnałów odbieranych jednocześnie ze skóry głowy myszy.
  3. Wykonaj szesnaście otworów o średnicy 1,2 mm każdy za pomocą precyzyjnej maszyny do grawerowania, jak pokazano na Rysunek 1c.
    1. Rozłóż koordynację sondy równomiernie w odstępie 2 mm na płaskim podłożu: +7/0, +2/-2, +2/0, +2/+2, 0/-4, 0/-2, 0/0 (bregma), 0/+2, 0/+4, -2/-3, -2/-1, -2/+1, -2/+3, -4/-2, -4/0, -4/+2 (przednio-tylna/boczna z podstawą bregma, w mm)24,25,26.
  4. Ułóż dwa podłoża i nałóż jedną kroplę szybko działającego kleju adhezyjnego między warstwy podłoża, tworząc podwójną warstwę o grubości 3 mm, podtrzymującą szesnaście stabilnych i równoległych elektrod podczas akwizycji sygnału.
  5. Zamontuj szesnaście elektrod na podłożu jedna po drugiej ręcznie.
    UWAGA: Mniejsza średnica otworu zatrzymuje każdą elektrodę na tej samej długości. Każda średnica otworu jest nieco mniejsza niż najgrubsza średnica cylindra w obrębie pojedynczego trzpienia (1,3 mm), co umożliwia szczelne zamocowanie elektrod bez żadnego poluzowania.
  6. i połącz końcową część kubka lutowniczego każdej elektrody ze złączem odpornym na dotyk.
  7. Zakryj i ukryj nieosłonięte połączenia rurkami termokurczliwymi do izolacji elektrycznej.

2. Przygotowanie zwierząt

  1. Znieczulić mysz dootrzewnowym (i.p.) wstrzyknięciem mieszaniny ketamina:ksylazyna 100:10 (100 mg/mL:10 mg/ml) w ilości 10 μl/g masy ciała.
    UWAGA: Sprawdź, czy znieczulenie zwierzęcia jest odpowiednie, ciągnąc za jedną nogę lub poprawiając ogon przed rozpoczęciem przygotowań.
  2. Nałóż maść na oczy, aby rogówka myszy była wilgotna za pomocą bawełnianego wacika.
  3. Usuń włoski wokół głowy i ramion za pomocą maszynki do strzyżenia włosów, a następnie rozprowadź dostępny w handlu krem do depilacji i trzymaj go w tym miejscu przez 3-4 minuty.
  4. Nałożony depilator usuń szpatułką, a resztę przetrzyj wilgotnymi chusteczkami, kilkakrotnie nakładając wodę.

3. Pomiar VEP

UWAGA: Cały proces pomiaru VEP odbywał się w ciemnej klatce Faradaya (szerokość, głębokość × × wysokość: 61 × 61 × 60 cm).

  1. Zamontuj głowę myszy na ramie stereotaktycznej, umieszczając nauszniki w kanałach słuchowych myszy i dokręcając je precyzyjnie na miejscu.
  2. Zamontuj czujnik w specjalnie wykonanym uchwycie elektrody ( Rysunek 1b) i przymocuj uchwyt czujnika do ramy stereotaktycznej, jak pokazano na Rysunek 1d.
  3. Zlokalizuj elastyczny czujnik EEG, biorąc pod uwagę zarówno pozycję elektrody referencyjnej, jak i pozycję bregma27. Następnie bardzo ostrożnie opuść czujnik w kierunku pionowym, tak aby tłoki elektrod z układem stykały się równomiernie ze skórą głowy myszy na zakrzywionym marginesie.
    UWAGA: Dolna odległość jest mniejsza niż 1 mm, co jest regulowaną długością tłoka.
  4. Sprawdź, czy impedancje mieszczą się w odpowiednim zakresie od 100 kΩ do 2 MΩ. Zmień położenie elektrody, gdy dowolna wartość impedancji pinu wykracza poza zakres28.
  5. Umieść fotostymulator w odległości 20 cm od oczu myszy.
  6. Przed rozpoczęciem eksperymentu dostosuj mysz na 10 minut w ciemnej klatce, aby uzyskać ciemną adaptację wizualną.
    1. Ustaw parametry urządzeń eksperymentalnych w następujący sposób: Częstotliwość próbkowania: 500 Hz; Filtrowanie wycinania: 60 Hz; Interwał między bodźcami: 10 s; Czas trwania błysku: 10 ms; Liczba bodźców błyskowych: 100 prób/uczestnika.
      UWAGA: Lampa błyskowa to białe oświetlenie LED o natężeniu 550 ± 20% natężenia ruchu w odległości 20 cm.

4. Procedury przetwarzania sygnału odpowiedzi VEP

  1. Epoka
    1. Aby uzyskać ciągły pomiar danych szeregowych, wyodrębnij każdą epokę, aby utworzyć segmenty VEP pojedynczej próby od okresu przed bodźcem (-300 ms) do okresu po bodźcu (600 ms), w oparciu o początek bodźca błyskawicznego.
      UWAGA: Ponieważ wielokrotnie przeprowadzamy stymulację błyskową w ponad 100 próbach dla każdego badanego, na tym etapie wyodrębnianych jest łącznie 100 epok VEP dla każdej myszy. Epoka EEG to proces, w którym określone okna czasowe są wyodrębniane z danych sygnału EEG mierzonych w sposób ciągły.
  2. Ponowne odniesienie (odniesienie średnie)
    1. Oblicz średnią sygnałów EEG ze wszystkich czternastu kanałów elektrod w każdym punkcie czasowym, a następnie odejmij uśrednioną wartość z każdego kanału. Powtórz tę procedurę dla wszystkich epok VEP.
  3. Wykonaj filtrowanie pasmowo-przepustowe sygnału od ~1 do 100 Hz za pomocą filtra o skończonej odpowiedzi impulsowej (FIR).
  4. Korekta linii bazowej
    1. Oblicz średnią sygnałów EEG w okresie przed bodźcem (okres podstawowy, -300 ~ 0 ms) dla każdego kanału, a następnie odejmij tę średnią od każdego punktu w przebiegu (-300 ~ 600 ms). Dostosowuje to oś amplitudy odpowiedzi VEP, aby ułatwić obserwację zmian fal mózgowych po stymulacji. Powtórz ten krok dla wszystkich epok VEP.
  5. Odpowiedzi na Grand VEP
    1. Uśrednij epoki VEP z jednej próby, aby utworzyć uśrednione przebiegi VEP dla każdego kanału. Następnie oblicz średnią ogólną odpowiedzi VEP dla każdego kanału w odniesieniu do wszystkich badanych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obliczyliśmy średnią zespołową odpowiedzi VEP od jedenastu myszy, jak pokazano w Rysunek 2. Wynik ten pokazuje odpowiedzi VEP uzyskane w tym eksperymencie od okresu przed stymulacją (-300 ms) do okresu po stymulacji (600 ms), ponieważ stymulacja jest podawana w czasie 0 s. Zauważalne jest, że sygnał waha się tylko przez chwilę (mniej niż 300 ms) po stymulacji, podczas gdy sygnał stabilizuje się w czasie w okresie po stymulacji. Co więcej, czternaście kanałów można podz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W pierwszej kolejności skupiliśmy się na konstrukcji czujnika, stawiając na praktyczność poprzez zminimalizowanie skomplikowanych procedur chirurgicznych. Odkształcalny czujnik EEG składa się z szesnastu pinów: czternastu do rejestracji, jednego do masy i ostatniego do elektrod odniesienia. Każda elektroda ma strukturę tłoka, sprężyny i cylindra, która nadaje odkształcalność powierzchni styku elektrody, dzięki czemu ułatwiają one równomierne i stabilne pozyskiwanie sygnału z zakrzywionej i delikatnej skóry głowy myszy. B...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była częściowo wspierana przez GIST Research Institute (GRI), projekt GIST-Caltech Research Collaboration Project poprzez grant udzielony przez GIST w 2017 roku. Projekt jest również wspierany przez grant badawczy (NRF-2016R1A2B4015381) Narodowej Fundacji Badawczej (NRF) finansowany przez rząd koreański (MEST) oraz przez program badań podstawowych KBRI prowadzony przez Koreański Instytut Badań nad Mózgiem finansowany przez Ministerstwo Nauki, ICT i Planowania Przyszłości (17-BR-04).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ketamina 50 Inj. (Fiolka)Yuhan-KetaminaHCl 57,68 mg
Zoletil 50 Inj.Virbac-Tiletamina125 mg / Zolazepam 125 mg
Rompun 2% Inj.BAYER-Chlorowodorekksylazyny 23,32 mg/ml
Hycell roztwór 2%20 mg
Puralube Vet Maść 3,5 mgPharmaderm-roztwór
soli fizjologicznej Inj.  JW Pharmaceutical -NaCl 9 g/1000 ml
Veet Krem do depilacji – Nogi & Ciało - Skóra wrażliwaReckitt Benckiser-depilatory
Skins - Chirurgiczny marker do skórySurgmedS-3000STERYLNY - Marker Multi-Tip z linijką i zestawem etykiet
Mikroszpatułki ze stali nierdzewnejHEATHROW SCIENTIFICHS15907  Jeden okrągły płaski koniec, 2L x 5/16W
"cotton swap
Stereotaktyczny, Desktop Digi Pojedynczyadapter myszy RWD Life Science68025
RWD Life Science68010
Pasek do uszu myszy bez pęknięciaRWD Life Science68306
Mitsar-EEG 202-24 Wzmacniacz MITSAR
Oprogramowanie do akwizycji EEGStudioStymulator błysku MITSAR
White MITSARMITSAR Stymulator
BCI2000 oprogramowanieSchalk lab
g.USBampg.tec0216
g.Power-g.USBampg.tec0247
  Złącze dotykowe w stylu 441 z prostym korpusemPlasticsOne441000PSW080001441 - 000 PSW 80" (CZARNE)
Standardowa sondaLEENOSK100CSWhttp://www.globalinterpark.com/detail/detail?prdNo=2114277241&dispNo=001851006012
Precyzyjne obrabiarki do grawerowaniaTINYROBOTinyCNC-6060C
Podgrzewacz3MFP301
Samil-hydroksypropylometyloceluloza błysku

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Alzheimer's Association. Alzheimer's disease facts and figures. Alzheimers Dement. 12 (4), 459-509 (2016).
  2. Birbeck, G. L., Meyer, A. C., Ogunniyi, A. Nervous system disorders across the life course in resource-limited settings. Nature. 527 (7578), S167-S171 (2015).
  3. World Health Organization. Neurological disorders: public health challenges. , World Health Organization. (2006).
  4. Meyer, U., Feldon, J., Dammann, O. Schizophrenia and Autism: Both Shared and Disorder-Specific Pathogenesis Via Perinatal Inflammation? Pediatr Res. 69 (5), 26r-33r (2011).
  5. Freedman, L. P., Cockburn, I. M., Simcoe, T. S. The Economics of Reproducibility in Preclinical Research. PLoS Biol. 13 (6), e1002165(2015).
  6. Cummings, J. L., et al. Alzheimer's disease drug development: translational neuroscience strategies. CNS Spectr. 18 (3), 128-138 (2013).
  7. Roelfsema, P. R., Treue, S. Basic neuroscience research with nonhuman primates: a small but indispensable component of biomedical research. Neuron. 82 (6), 1200-1204 (2014).
  8. Wu, C., Wais, M., Sheppy, E., del Campo, M., Zhang, L. A glue-based, screw-free method for implantation of intra-cranial electrodes in young mice. J Neurosci Methods. 171 (1), 126-131 (2008).
  9. Yu, F. H., et al. Reduced sodium current in GABAergic interneurons in a mouse model of severe myoclonic epilepsy in infancy. Nat Neurosci. 9 (9), 1142-1149 (2006).
  10. Parmentier, R., et al. Anatomical, physiological, and pharmacological characteristics of histidine decarboxylase knock-out mice: evidence for the role of brain histamine in behavioral and sleep-wake control. J Neurosci. 22 (17), 7695-7711 (2002).
  11. Handforth, A., Delorey, T. M., Homanics, G. E., Olsen, R. W. Pharmacologic evidence for abnormal thalamocortical functioning in GABA receptor beta3 subunit-deficient mice, a model of Angelman syndrome. Epilepsia. 46 (12), 1860-1870 (2005).
  12. Wu, C., Wais, M., Zahid, T., Wan, Q., Zhang, L. An improved screw-free method for electrode implantation and intracranial electroencephalographic recordings in mice. Behav Res Methods. 41 (3), 736-741 (2009).
  13. Garner, J. P. The Significance of Meaning: Why Do Over 90% of Behavioral Neuroscience Results Fail to Translate to Humans, and What Can We Do to Fix It? Ilar Journal. 55 (3), 438-456 (2014).
  14. Naylor, E., Harmon, H., Gabbert, S., Johnson, D. Automated sleep deprivation: simulated gentle handling using a yoked control. Sleep. 12 (1), 5-12 (2010).
  15. Naylor, E., et al. Simultaneous real-time measurement of EEG/EMG and L-glutamate in mice: A biosensor study of neuronal activity during sleep. J Electroanal Chem (Lausanne). 656 (1-2), 106-113 (2011).
  16. Naylor, E., et al. Molecules in Neuroscience. Proceedings of the 13th International Conference on In Vivo Methods, , 12-16 (2010).
  17. Choi, J. H., et al. A flexible microelectrode for mouse EEG. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc, , 1600-1603 (2009).
  18. Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. S. High resolution electroencephalography in freely moving mice. J Neurophysiol. 104 (3), 1825-1834 (2010).
  19. Lee, M., Shin, H. S., Choi, J. H. Simultaneous recording of brain activity and functional connectivity in the mouse brain. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc, , 2934-2936 (2009).
  20. Lee, M., Kim, D., Shin, H. S., Sung, H. G., Choi, J. H. High-density EEG recordings of the freely moving mice using polyimide-based microelectrode. JoVE-J Vis Exp. (47), e2562(2011).
  21. Mégevand, P., Quairiaux, C., Lascano, A. M., Kiss, J. Z., Michel, C. M. A mouse model for studying large-scale neuronal networks using EEG mapping techniques. Neuroimage. 42 (2), 591-602 (2008).
  22. Megevand, P., et al. Long-term plasticity in mouse sensorimotor circuits after rhythmic whisker stimulation. J Neurosci. 29 (16), 5326-5335 (2009).
  23. Troncoso, E., Muller, D., Czellar, S., Zoltan Kiss, J. Epicranial sensory evoked potential recordings for repeated assessment of cortical functions in mice. J Neurosci Methods. 97 (1), 51-58 (2000).
  24. Bauschatz, J. D., Guido, V. E., Marden, C. C., Davisson, M. T., Donahue, L. R. Preliminary skull characterization and comparison of C57BL/6J, C3H/heSnJ, BALB/cByJ and DBA/2J inbred mice. , http://craniofacial.jax.org/characteristics.html (2014).
  25. Keith, B., Franklin, G. P., Paxinos, G. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , Academic. California. (2008).
  26. Kawakami, M., Yamamura, K. I. Cranial bone morphometric study among mouse strains. Bmc Evol Biol. 8, (2008).
  27. Strain, G. M., Tedford, B. L. Flash and pattern reversal visual evoked potentials in C57BL/6J and B6CBAF1/J mice. Brain Res Bull. 32 (1), 57-63 (1993).
  28. Schalk, G., McFarland, D. J., Hinterberger, T., Birbaumer, N., Wolpaw, J. R. BCI2000: A general-purpose, brain-computer interface (BCI) system. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 51 (6), 1034-1043 (2004).
  29. Kim, D., Yeon, C., Kim, K. Development and Experimental Validation of a Dry Non-Invasive Multi-Channel Mouse Scalp EEG Sensor through Visual Evoked Potential Recordings. Sensors. 17 (2), 326(2017).
  30. Yeon, C., Kim, D., Kim, K., Chung, E. SENSORS, 2014 IEEE. , IEEE. 519-522 (2014).
  31. Kim, D., Yeon, C., Chung, E., Kim, K. SENSORS, 2015 IEEE. , IEEE. 1-4 (2015).
  32. Lin, C. T., et al. Novel dry polymer foam electrodes for long-term EEG measurement. IEEE Trans Biomed Eng. 58 (5), 1200-1207 (2011).
  33. Lopez-Gordo, M. A., Sanchez-Morillo, D., Pelayo Valle, F. Dry EEG electrodes. Sensors (Basel). 14 (7), 12847-12870 (2014).
  34. Fang, Q., Bedi, R., Ahmed, B., Cosic, I. Engineering in Medicine and Biology Society, 2004. IEMBS'04. 26th Annual International Conference of the IEEE. 2995-2998 IEEE, , 2995-2998 (2004).
  35. Maffei, L., Fiorentini, A., Bisti, S. Neural correlate of perceptual adaptation to gratings. Science. 182 (4116), 1036-1038 (1973).
  36. Ernst, M., Lee, M. H., Dworkin, B., Zaretsky, H. H. Pain perception decrement produced through repeated stimulation. Pain. 26 (2), 221-231 (1986).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

EEG sk ry g owy myszysuchy sensor EEGnieinwazyjne EEGwielokana owe EEGpomiar VEPprzetwarzanie sygna wstela stereotaktycznykonfiguracja fotostymulatoraprzygotowanie znieczulonej myszy

Powiązane artykuły