Artykuł metodologiczny

Synteza wolframianu sodu i mikrokapsułek molibdenianu sodu poprzez bakteryjne wydalanie minerałów

10K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57022

⸱

30 stycznia 2018

 ,  , 
1Department of Electronic and Computer Engineering, National Taiwan University of Science and Technology, 2Department of Marine Biotechnology, National Kaohsiung Marine University, 3Institute of Applied English, National Taiwan Ocean University

W tym artykule

Podsumowanie

Ta praca przedstawia protokół wytwarzania mikrokapsułek z wolframianu sodu i molibdenianu sodu za pomocą bakterii i odpowiadających im nanocząstek.

Streszczenie

Prezentujemy metodę, bakteryjne wydzielanie minerałów (BME), do syntezy dwóch rodzajów mikrokapsułek, wolframianu sodu i molibdenianu sodu, oraz odpowiadających im nanocząsteczek dwóch tlenków metali - pierwsza z nich jest tak mała jak 22 nm, a druga 15 nm. Karmiliśmy dwa szczepy bakterii, algi Shewanella i Pandoraea sp., różnymi stężeniami jonów wolframu lub molibdenianu. Stężenia wolframu i molibdenianu dostosowano tak, aby uzyskać mikrokapsułki o różnych proporcjach długości do średnicy. Odkryliśmy, że im wyższe stężenie, tym mniejsze były nanocząstki. Nanocząstki uzyskano w trzech proporcjach długości do średnicy: 10:1, 3:1 i 1:1, które osiągnięto poprzez karmienie bakterii odpowiednio niskim stężeniem, średnim stężeniem i wysokim stężeniem. Obrazy pustych mikrokapsułek zostały wykonane za pomocą skaningowej mikrosfery elektronowej (SEM). Ich struktury krystaliczne zweryfikowano za pomocą dyfrakcji rentgenowskiej (XRD) - struktura krystaliczna mikrokapsułek molibdenianu wynosi Na2MoO4, a mikrokapsułek wolframianowych to Na2WO4 z Na2W2O7. Wszystkie te syntezy zostały przeprowadzone w warunkach zbliżonych do warunków otoczenia.

Wprowadzenie

Nanocząsteczki tlenku metalu są wykorzystywane do dostarczania leków1, sztuczne kości konstrukcyjne2, kataliza heterogeniczna3, emisja w terenie4,5, ogniwa słoneczne6, czujniki gazu7, oraz baterie litowe8. W praktycznych zastosowaniach kluczowa jest wytrzymałość mechaniczna zarówno nanokryształów, jak i ich mikrostruktura. Wśród mikrostruktur, puste struktury skorupowe mogą być używane do tworzenia lekkich, wytrzymałych mechanicznie materiałów9. Wśród pustych struktur skorupowych kształt kulisty jest znany z tego, że jest sztywniejszy niż kształt elipsoidalny; Ten drugi ma większy stosunek długości do średnicy niż pierwszy10,11. W pracy opisano protokół syntezy sferycznych mikrokapsułek za pomocą bakterii metodą nietoksyczną w warunkach otoczenia, który kontrastuje z metodami alternatywnymi, w tym metodą syntezy matrycowej12, metodą syntezy wspomaganej rozpylaniem ultradźwiękowym13 i metodą hydrotermalną14. Niektóre z alternatywnych metod wymagają szablonów12, niektóre temperatury sięgającej 500 °C13, a niektóre wysokiego ciśnienia14. Jeśli chodzi o wynikową strukturę, metoda syntezy matrycy wykorzystująca matrycę drożdży prowadzi do struktury rdzeń-powłoka15, zamiast jednej z pojedynczą ścianką, a ta wykorzystująca matrycę E. coli tworzy strukturę o stosunku długości do średnicy 1,7:0,8 i nie jest kulista. 16.

W tej pracy stworzyliśmy mikrokapsułki z tlenku metalu o pojedynczej ściance i kulistym kształcie w warunkach otoczenia, wykorzystując metabolizm bakterii. W glikolizie bakteryjnej, procesie chemicznym, który metabolizuje źródła węgla, takie jak glukoza i laktoza, źródła węgla są uważane za źródło wytwarzanej w nich mocy redukującej. Manipulowaliśmy metabolizmem bakterii, dostosowując stężenie źródeł węgla, aby osiągnąć pożądane cele. Ta metoda jest przyjazna dla środowiska, wykorzystuje nietoksyczne środki i zużywa znacznie mniej energii elektrycznej. Wreszcie, metoda ta pozwala na masową produkcję mikrokapsułek po prostu poprzez zwiększenie objętości bulionu.

Przed tą metodą, istniały dwie inne metody wykorzystujące metabolizm bakterii do wytwarzania minerałów: biologicznie indukowana mineralizacja (BIM)17 i biologicznie kontrolowana mineralizacja (BCM)18. Ani BIM, ani BCM nie mogą być używane do wytwarzania mikrokapsułek wolframianu sodu i molibdenianu, takich jak nasz proces, który jest oznaczony jako bakteryjne wydzielanie minerałów (BME)19. W tym eksperymencie kształt mikrokapsułek można kontrolować tak, aby miał stosunek długości do średnicy od 10:1 do 1:1, a wielkość ziaren nanocząstek, które tworzą otoczki, można regulować w zakresie od 15 nm do 110 nm.

Protokół

Uwaga: Do przeprowadzenia eksperymentu używaj rękawiczek lateksowych, okularów ochronnych i fartucha laboratoryjnego. Za każdym razem, gdy korzystasz z szafy bezpieczeństwa biologicznego, włącz wentylator szafki i utrzymuj drzwi szafy do połowy zamknięte.

1. Przygotowanie szklanych koralików

  1. Umieść 100 szklanych koralików o średnicy 3 mm w butelce laboratoryjnej o pojemności 100 ml, a następnie szczelnie ją zakorkuj.
  2. Zawartość należy sterylizować w autoklawie w temperaturze 120 °C przez 10 min.
  3. Pozostaw butelkę do ostygnięcia do temperatury pokojowej, a następnie umieść ją w szafie bezpieczeństwa biologicznego.

2. Przygotowanie bulionu lizogenicznego (LB)

  1. Rozpuść 8 g proszku bulionu LB-Lennox w butelce laboratoryjnej o pojemności 500 ml z 400 ml wody.
  2. Mieszaj zawartość za pomocą mieszadła magnetycznego z PTFE przez 20 minut, a następnie szczelnie zakrępuj.
  3. Zawartość należy sterylizować w autoklawie w temperaturze 120 °C przez 10 min.
  4. Pozostaw roztwór do ostygnięcia do temperatury pokojowej i umieść go w komorze bezpieczeństwa biologicznego.
  5. Za pomocą pipety przelej bulion na osiem 15-mililitrowych probówek wirówkowych w komorze bezpieczeństwa biologicznego (każda po 12,5 ml).
  6. Pozostałą ilość bulionu rozmieścić w trzech butelkach laboratoryjnych o pojemności 100 ml w komorze bezpieczeństwa biologicznego (każda o pojemności 100 ml każda). Szczelnie zakręć trzy butelki. Przechowuj je w komorze bezpieczeństwa biologicznego.

3. Kultura glonów Shewanella

  1. Użyj głęboko zamrożonego szczepu kriokonserwowanego.
  2. W komorze bezpieczeństwa biologicznego za pomocą szpatułki ze stali nierdzewnej pobrać 1 ml zamrożonego materiału z zamrożonej probówki i umieścić go w probówce wirówkowej przygotowanej w kroku 3.5.
  3. Inkubować kultury przez 24 godziny w inkubatorze o temperaturze 37 °C.

4. Przygotowanie szalek Petriego LB-Lennox (rosół z agarem)

  1. Rozpuść dwie tabletki LB-Lennox (bulion z agarem) w 100 ml butelce laboratoryjnej ze 100 ml wody.
  2. Mieszaj zawartość za pomocą mieszadła magnetycznego z PTFE przez 20 minut, a następnie szczelnie przykryj.
  3. Zawartość należy sterylizować w autoklawie w temperaturze 120 °C przez 10 min.
  4. W komorze bezpieczeństwa biologicznego ręcznie rozatrakuj 100 ml roztworu na 4 szalki Petriego, upewniając się, że każda z nich otrzyma ~25 ml. Pozostaw roztwór do ostygnięcia do temperatury pokojowej.

5. Przygotowanie bakterii monoklonalnych

  1. W komorze bezpieczeństwa biologicznego oznacz trzy butelki przygotowane odpowiednio w kroku 2.6, #1, #2 i #3.
  2. Odpipetować 0,1 ml powstałej zawiesiny bakteryjnej w kroku 3.3 do butelki #1. Zakręć butelkę i obracaj nią ręcznie przez 1 minutę, aby uzyskać jednorodny roztwór.
  3. Odpipetować 0,1 ml powstałego płynu bakteryjnego w kroku 5.2 do butelki #2. Zakręć butelkę i obracaj nią ręcznie przez 1 minutę, aby uzyskać jednorodny roztwór.
  4. Odpipetować 0,1 ml powstałego płynu bakteryjnego w kroku 5.3 do butelki #3. Zakręć butelkę i potrząsaj nią ręcznie przez 1 minutę, aby uzyskać jednorodny roztwór.
  5. Odpipetować płyn z butelki #3 do 4 szalek Petriego przygotowanych w kroku 4.4, używając objętości 0,02 ml każda.
  6. Umieść szklane koraliki przygotowane w kroku 1.3 do 4 używanych szalek Petriego, po 4 koraliki w każdym naczyniu.
  7. Zamknij pokrywki szalek Petriego i potrząsaj nimi ręcznie przez 1 minutę.
  8. Odwrócić szalki Petriego do góry nogami i inkubować w inkubatorze o temperaturze 37 °C przez 24 godziny.

6. Namnażanie bakterii monoklonalnych

  1. Pobierz 7 probówek przygotowanych w kroku 2.5.
  2. Za pomocą szpatułki ze stali nierdzewnej należy wybrać powstałe bakterie monoklonalne z 4 szalek Petriego przygotowanych w kroku 5.8 i umieścić je osobno w 7 probówkach.
  3. Pozostawić 7 probówek w inkubatorze o temperaturze 37 °C na 24 godziny.
  4. Wybierz ten z największym rozproszeniem światła za pomocą wizualnej metody kolorymetrycznej.

7. Przygotowanie bulionu LB-Lennox z glukozą i solą

  1. Wlej 10 g bulionu LB-Lennox, 10 g NaCl i 10 g glukozy do butelki laboratoryjnej o pojemności 500 ml. Dodaj wodę, aż objętość osiągnie 450 ml.
  2. Mieszaj zawartość za pomocą mieszadła magnetycznego z PTFE przez 20 minut.
  3. Zawartość należy sterylizować w autoklawie w temperaturze 120 °C przez 10 min.

8. Przygotowanie wolframianu sodu

  1. Umieść 16,5 g wolframianu sodu Na2WO4,2H 2O w 100 ml butelce laboratoryjnej za pomocą szpatułki ze stali nierdzewnej. Dodaj wodę, aż objętość osiągnie 50 ml.
  2. Mieszaj zawartość za pomocą mieszadła magnetycznego z PTFE przez 20 minut.
  3. Zawartość należy sterylizować w autoklawie w temperaturze 120 °C przez 10 min.
  4. W komorze bezpieczeństwa biologicznego należy pobrać filtrat przez próżniowy filtr z włókna szklanego o porach 1 μm.

9. Przygotowanie LB z glukozą, solą i wolframianem sodu

  1. W komorze bezpieczeństwa biologicznego wlać ręcznie filtrat uzyskany w kroku 8.4 do roztworu z glukozą i solą przygotowanego w kroku 7.3.
  2. W komorze bezpieczeństwa biologicznego porcjować pipetą 500 ml otrzymanego roztworu z kroku 9.1 do probówek wirówkowych o pojemności 10 x 50 ml.

10. Hodowla bakterii

  1. Do komory bezpieczeństwa biologicznego pobrać płyn przygotowany w kroku 6.4 i przelać go pipetą do 10 probówek przygotowanych w kroku 9.2, przy czym każda probówka otrzymuje 0,05 ml.
  2. Inkubować 10 probówek w inkubatorze o temperaturze 37 °C przez 120 godzin.

11. Zbiory minerałów BME

  1. Ultradźwięki każdej z 10 probówek w kroku 9.2 przy 20 kHz z mocą 150 W przez 1 godzinę.
  2. Odwirować probówki o masie 2,025 x g przez 1 godzinę.
  3. Usunąć klarowny płyn z probówek za pomocą pipety, dodać wodę, a następnie powtórzyć kroki 11.1 i 11.2 jeszcze raz.
  4. Usunąć klarowną ciecz z probówek za pomocą pipety, dodać alkohol, a następnie ultrasonizować je przy 20 KHz z 150 W przez 1 godzinę.
  5. Odwirować probówki o masie 2,025 x g przez 1 godzinę.
  6. Powtórz kroki 11.4 i 11.5 jeszcze raz
  7. Zbierz minerały BME, usuwając klarowny płyn z probówek za pomocą pipety, a następnie natychmiast zakryj probówki bez uruchamiania procesu suszenia.

12. Temperatura oscylacyjna z Pandoraea sp. i molibdenianem

  1. Hodowla Pandoraea sp. w taki sam sposób, jak w krokach 2, 3, 4, 5 i 6 dla glonów Shewanella. Wynik tego kroku odpowiada wynikowi kroku 6.4.
  2. Przygotuj bulion LB zarówno z glukozą, jak i solą w taki sam sposób, jak w krokach 7, 8 i 9, z wyjątkiem tego, że 16,5 g wolframianu sodu w kroku 7.1 zastępuje się 12 g molibdenianu sodu, Na2MoO4 · 2H2O. Wynik tego kroku odpowiada wynikowi kroku 9.2.
  3. Do komory bezpieczeństwa biologicznego pobrać płyn przygotowany w kroku 12.1 i przelać go pipetą do 10 probówek przygotowanych w kroku 12.2, przy czym każda probówka otrzymuje 0,05 ml.
  4. Inkubować 10 probówek w kroku 12.3 w oscylujących temperaturach przez 120 godzin w obustronnej łaźni wstrząsającej, oscylując temperaturę 5 razy między 25 °C a 37 °C, przy czym każda temperatura trwa 12 godzin.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia rzeczywiste mikrokapsułki sferyczne. Oba szczepy bakterii, Shewanella algae i Pandoraea sp., mają pierwotnie stosunek długości do średnicy wynoszący 3:1. Aby uzyskać stosunek długości do średnicy 1:1, wymagane jest wysokie stężenie (>10 mM) oksyanionów metali. Niskie stężenie (<5 mM) oksyanionów może prowadzić do stosunku długości do średnicy 10:1, jak na Rysunku 2, co może wynikać z napływu oksyanionów blokującego podział binarny bakterii. Wreszcie, aby uzyskać stosunek długości do średnicy 3:1, taki jak na Rysunku 3, potrzebne jest średnie stężenie (~20 mM) oksyanionów. Formowanie się sferycznych powłok o stosunku długości do średnicy 1:1 może być wywołane przez mechanizmy bakteryjne dążące do zmniejszenia powierzchni w celu zrównoważenia poboru oksyanionów podczas ich dyfuzji przez błonę komórkową. Trzy powyższe rysunki wspólnie wskazują, że stosunek długości do średnicy można regulować w zakresie od 10:1 do 1:1 poprzez prostą zmianę stężenia oksyanionów.

Rycina 4 oraz Rycina 5 przedstawiają ziarna nanocząsteczek molibdenianu sodu o różnych rozmiarach: mniejsze o wielkości 15 nm i większe o wielkości 10 nm. Należy zauważyć, że na Rycynie 5, na niezniszczonych powłokach, cząstki o rozmiarze 10 nm wciąż mogą tworzyć łańcuchy, formując powłoki porowate. Większe ziarna uzyskano poprzez 5-krotne oscylowanie temperatury pożywki hodowlanej między 25 °C a 37 °C, przy czym każda temperatura była utrzymywana przez 12 h. Podczas oscylacji temperatury możliwe jest nie tylko otrzymanie ziaren o różnych rozmiarach, ale także zachowanie struktury mikrosferycznej, co oznacza, że poprzez samą kontrolę temperatury pożywki możemy wytwarzać mikrokapsułki o różnej wielkości ziaren, od 15 nm do 10 nm.

Rysunek 6 przedstawia uszkodzoną ścianę z większymi ziarnami pozostającymi obok otworu w ścianie. Grubość ściany wynosi około 2 nm, a większe ziarno ma około 40-60 nm. Różnica w wielkości może wynikać z odmiennych procesów metabolicznych, które nie zostały jeszcze zidentyfikowane.

Obraz SEM nanocząstek, mikroskopia elektronowa, analiza morfologii powierzchni, duże powiększenie.
Rysunek 1: Obraz SEM pustych sferycznych powłok o stosunku długości do średnicy wynoszącym 1:1. Struktura ta była zbudowana z wolframianu sodu wydzielanego przez Shewanella algae z glukozą jako źródłem węgla. Przedrukowano za zgodą ECS J. of Solid State Sci. and Tech., 6(3), N313 (2017). Copyright 2017, The Electrochemical Society. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

Obraz SEM komórek bakteryjnych; stosowany w mikrobiologii do analizy struktury komórkowej.
Rysunek 2: Obraz SEM pustych powłok długich filamentów o stosunku długości do średnicy 10:1. Struktura ta była zbudowana z molibdanu sodu wydzielanego przez Pandoraea sp. z glukozą jako źródłem węgla. Przedrukowano za zgodą ECS J. of Solid State Sci. and Tech., 6(3), N313 (2017). Copyright 2017, The Electrochemical Society. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Obraz z transmisyjnego mikroskopu elektronowego, morfologia powierzchni nanocząstek, badania w dziedzinie inżynierii materiałowej.
Rysunek 3: Obraz SEM uszkodzonych pustych powłok w kształcie prętów o stosunku długości do średnicy wynoszącym 3:1. Struktura ta była zbudowana z tungstenu sodu wydzielanego przez Shewanella algae z glukozą jako źródłem węgla. Przedrukowano za zgodą ECS J. of Solid State Sci. and Tech., 6(3), N313 (2017). Copyright 2017, The Electrochemical Society. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

Obraz z transmisyjnego mikroskopu elektronowego przedstawiający strukturę powierzchni nanocząstek przy dużym powiększeniu.
Rysunek 4: Obraz SEM rozbitych powłok molibdenianu sodu o rozmiarze ziarna 15 nm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Mikrografia SEM struktury powierzchni nanomateriału przy powiększeniu 25 0x do analizy materiałowej.
Rysunek 5: Obraz SEM rozbitych i nierozbitych powłok molibdenianu sodu o rozmiarze ziarna 10 nm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

Obraz z transmisyjnego mikroskopu elektronowego powierzchni nanorurki, powiększenie 150 0x, przedstawiający nanostruktury.
Rycina 6: Obraz SEM pękniętych pustych powłok o stosunku długości do średnicy wynoszącym 1:1. Struktura ta była zbudowana z wolframianu sodu wydzielanego przez Shewanella algae z glukozą jako źródłem węgla. Ziarna o rozmiarze około 40-60 nm znajdują się na zewnątrz otoczki, bezpośrednio obok dużego otworu, podczas gdy sama otoczka składa się z ziaren o rozmiarze około 2 nm. Przedrukowano za zgodą ECS J. of Solid State Sci. and Tech., 6(3), N313 (2017). Copyright 2017, The Electrochemical Society. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Jeśli chodzi o samospójność wyników eksperymentalnych, kluczowe znaczenie ma przygotowanie i namnażanie bakterii monoklonalnych. W tym eksperymencie, różniącym się od eksperymentów z syntezą matryc15,16, wykorzystano bioaktywne bakterie Gram-ujemne. Aby uzyskać pojedynczą ścianę, wybraliśmy bakterie prokariotyczne zamiast bakterii eukariotycznych, takich jak drożdże15. Aby uzyskać kulisty kształt ze stosunkiem długości do średnicy 1:1, zamiast większego stosunku długości do średnicy16, karmiliśmy bakterie znacznie wyższym stężeniem oksyanionów, aby manipulować nimi, aby skurczyły się do kulistego kształtu, tworząc mikrokapsułki o pojedynczej, okrągłej i cienkiej ściance (<30 nm).

Ponieważ BME opiera się głównie na dostosowaniu stężenia oksyanionów w celu kontrolowania metabolizmu bakterii, ma dwa ograniczenia. Po pierwsze, stężenie oksyanionów jest ograniczone przez rozpuszczalność, chociaż stężenie powinno być jak najwyższe. Po drugie, metabolizm większości bakterii zatrzyma się w temperaturze powyżej 45 °C lub poniżej 5 °C, odpowiednio górnej i dolnej granicy naszego eksperymentu.

Pomimo tych dwóch ograniczeń, BME ma ogromny potencjał w zakresie wytwarzania materiałów z tlenków metali o znaczeniu praktycznym. Aby uzasadnić to twierdzenie, wypróbujemy tę metodę do wytwarzania mikrokapsułek cyrkonowych i mikrokapsułek żelaza - te pierwsze są dobrym materiałem kandydującym na sztuczne kości, a drugie do dostarczania leków.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca jest wspierana przez Ministerstwo Nauki i Technologii, Tajwan, Republika Chińska, w ramach grantu o numerze MOST 105-2221-E-011-008, a także przez Advanced-Connectek Inc., Taipei, Taiwan, ROC pod numerem kontraktu RD Ref. No. 6749 i Dept. Ref. No. 011 przez Graduate Institute of Electro-Optical Engineering, National Taiwan University of Science and Technology.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
LB(Lennox)bulion z tabletkami agarowymiSigma-AldrichL70751 tabletka na 50 ml bulionu z agarem
Bulion LB (Lennox)Sigma-AldrichL3022-1KGLB (Lennox) w proszku 1 kg
Dekstroza bezwodnaOdczynnik Nihon ShiyakuPL 78695glukoza
Odczynnik do butelizacji wolframianu soduNihon ShiyakuPL 76050Na2WO4 · 2H2O
Odczynnik do Molibdenianu SoduNihon ShiyakuPL103564Na2MoO4 · 2H2O
Odczynnik do chlorku soduNihon ShiyakuPL 68131
NaCl Etanol 99,5%Acros organiczneAC615090040CH3CH2OH
WodaWyprodukowana na naszym uniwersyteciewody dejonizowanej
Tomin Medical Equipmenco, Ltd., Tajpej, Tajwan, ROCTM-329ciepło do 120 stopni C przez 10 minut
systemu cyfrowego wirówki, Nowe Tajpej, Tajwan, wirówka DSC302SD ROCprzy 2025 x
g-80 ° C LodówkaPanasonicMDF-U3386SSłuży do głębokiego zamrażania szczepu kriokonserwacyjnego
Homogenizator ultradźwiękowy Sonikator Procesor Zakłócacz komórekLenoxUPS-150częstotliwość 20 KHz moc 150 W
Inkubatorklientazamówienieciepło do 40 & stopni; C lub schłodzić do 18 & deg; C z czasem cotrol
Wzajemne kąpiele wstrząsoweKingtech Scientific Co., LtdWBS-L
Cyfrowa płyta grzejna do mieszaniaCorning#6797-620Dużywać z mieszadłem magnetycznym PTFE
Szafa bezpieczeństwa biologicznegoZong Yen co., LTDZYBH-420Wszystkie procesy związane z bakteriami są wykonywane tutaj
Skaningowy mikroskop elektronowyJEOLJSM-6500FObrazy SEM
Probówka wirówkowa 50 mlFalcon14-432-22
15 ml probówka wirówkowaFalcon14-959-53A Butelka laboratoryjna
100 mlDuran21 801 24 5
Butelka laboratoryjna 500 mlDuran21 801 44 5
Szpatułka ze stali nierdzewnejChemglassCG-1981-10
Jednorazowe mieszadła z PTFEFisherS68066
Plastikowe szalki PetriegoFisherS33580A
Algi ShewanellaDzięki uprzejmości autora #3Dzięki uprzejmości autora #3
Pandoraea sp.Dzięki uprzejmości autora #3Dzięki uprzejmości autora #3
autoklaw System laboratoryjny wykonany przez na

Bibliografia

  1. Chertok, B., Moffat, B. A., David, A. E., Yu, F., Bergemann, C., Ross, B. D., Yang, V. Iron Oxide Nanoparticles as a Drug Delivery Vehicle for MRI Monitored Magnetic Targeting of Brain Tumors. Biomaterials. 29 (4), 487(2008).
  2. Mansur, C., Pope, M., Pascucci, M. R., Shivkumar, S. Zirconia-Calcium Phosphate Composites for Bone Replacement. Ceramics Int. 24, 11(1998).
  3. Wang, Y., Arandiyan, H., Jason Scott, J., Bagheri, A., Dai, H., Amal, R. Recent advances in ordered meso/macroporousmetal oxides for heterogeneous catalysis: a review. J. Mater. Chem. A. 5, 8825(2017).
  4. Kleshch, V. I., Rackauskas, S., Nasibulin, A. G., Kauppinen, E. I., Obraztsova, E. D., Obraztsov, A. N. Field Emission Properties of Metal Oxide Nanowires. J. of Nanoelectron. and Optoelectron. 7, 35(2012).
  5. Ismagilov, R. R., Tuyakova, F. T., Kleshch, V. I., Obraztsova, E. A., Obraztsov, A. N. CVD nanographite films covered by ALD metal oxides: structural and field emission properties. Phys. Status Solidi C. 12 (7), 1022(2015).
  6. Mor, G. K., Shankar, K., Paulose, M., Varghese, O. K., Grimes, C. A. Use of Highly-Ordered TiO2 Nanotube Arrays in Dye-Sensitized Solar Cells. NANO LETT. 6 (2), 215-218 (2006).
  7. Lee, J. -H. Gas sensors using hierarchical and hollow oxide nanostructures: Overview. Sensors and Actuators B. 140, 319(2009).
  8. Poizot, P., Laruelle, S., Grugeon, S., Dupont, L., Tarascon Shankar, J. -M. Nano-sized transition-metal oxides as negative-electrode materials for lithium-ion batteries. Nature. 407, 496(2000).
  9. Jang, D., Meza, L. R., Greer, F., Greer, J. R. Fabrication and deformation of three-dimensional hollow ceramic nanostructures. Nature Materials. 12, 893(2013).
  10. Lazarus, A., Florijn, H. C. B., Reis, P. M. Geometry-Induced Rigidity in Nonspherical Pressurized Elastic Shells. PRL. 109, 144301(2012).
  11. Vella, D., Ajdari, A., Vaziri, A., Boudaoud, A. Indentation of Ellipsoidal and Cylindrical Elastic Shells. PRL. 109, 144302(2012).
  12. Xu, H., Wang, W. Template Synthesis of Multishelled Cu2O Hollow Spheres with a Single-Crystalline Shell Wall. Angew. Chem. Int. Ed. 46, 1489(2007).
  13. Li, B., Shao, X., Hao, Y., Zhao, Y. Ultrasonic-spray-assisted synthesis of metal oxide hollow/mesoporous microspheres for catalytic CO oxidations. RSC Adv. 5, 85640(2015).
  14. Yu, J., Wang, G. Hydrothermal Synthesis and Photocatalytic Activity of Mesoporous Titania Hollow Microspheres. Powder Tech. 301, 96(2016).
  15. Xu, G., Zhang, X., Cui, H., Zhang, Z., Ding, J., Wu, J. Facile synthesis of mesoporous SnO2 microspheres using bioactive yeast cell. Powder Tech. 301, 96(2016).
  16. Nomura, T., Tanii, S., Ishikawa, M., Tokumoto, H., Konishi, Y. Synthesis of hollow zirconia particles using wet bacterial templates. Adv. Powder Tech. 24, 1013(2013).
  17. Frankel, R. B., Bazylinski, D. A. Biologically Induced Mineralization by Bacteria. Rev. in Mineralogy and Geochem. 54 (1), 95(2003).
  18. Bazylinski, D. A., Frankel, R. B. Biologically Controlled Mineralization in Prokaryotes. Rev. in Mineralogy and Geochem. 54 (1), 217(2003).
  19. Lin, P. -H., Huang, Y. -T., Lin, F. -W. Sodium Tungstate and Sodium Molybdate Hollow Microspheres Biologically Controlled Mineralization in Prokaryotes. ECS J. of Solid State Sci. and Tech. 6 (3), N3113(2017).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Synteza mikrokapsu ekShewanella AlgaePandoraea Spskaningowa mikroskopia elektronowadyfrakcja rentgenowskatworzenie nanocz stekwarunki otoczenia
Synteza wolframianu sodu i mikrokapsułek molibdenianu sodu poprzez bakteryjne wydalanie minerałów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.