Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Kardiomiopatia wywołana tachykardią jako model przewlekłej niewydolności serca u świń

12.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57030

⸱

17 lutego 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology, First Faculty of Medicine, Charles University, 2Department of Cardiology, Na Homolce Hospital, 3Department of Cardiovascular Surgery, Second Faculty of Medicine, Charles University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół do wywołania kardiomiopatii wywołanej tachykardią u świń. Model ten stanowi skuteczny sposób badania hemodynamiki postępującej przewlekłej niewydolności serca i skutków zastosowanego leczenia.

Streszczenie

Stabilny i wiarygodny model przewlekłej niewydolności serca jest wymagany do wielu eksperymentów, aby zrozumieć hemodynamikę lub przetestować efekty nowych metod leczenia. Tutaj przedstawiamy taki model kardiomiopatii wywołanej tachykardią, która może być wytwarzana przez szybką stymulację serca u świń.

Pojedynczy przewód stymulacyjny jest wprowadzany przezżylnie do w pełni znieczulonej zdrowej świni, do wierzchołka prawej komory i utrwalony. Jego drugi koniec jest następnie tunelowany grzbietowo do okolicy przykręgowej. Tam jest on podłączony do zmodyfikowanego przez nas rozrusznika serca, który jest następnie wszczepiany do kieszeni podskórnej.

Po 4 - 8 tygodniach szybkiego stymulacji komorowej z szybkością 200 - 240 uderzeń/min, badanie fizykalne wykazało oznaki ciężkiej niewydolności serca - przyspieszony oddech, spontaniczny tachykardia zatokowa i zmęczenie. Echokardiografia i RTG wykazały rozszerzenie wszystkich komór serca, wysięki i ciężką dysfunkcję skurczową. Objawy te dobrze korespondują z niewyrównaną kardiomiopatią rozstrzeniową i utrzymują się również po ustaniu stymulacji.

Ten model kardiomiopatii wywołanej tachykardią może być wykorzystany do badania patofizjologii postępującej przewlekłej niewydolności serca, zwłaszcza zmian hemodynamicznych spowodowanych nowymi metodami leczenia, takimi jak mechaniczne wspomaganie krążenia. Metodologia ta jest łatwa do przeprowadzenia, a wyniki są solidne i powtarzalne.

Wprowadzenie

Różnorodność nowych metod leczenia niewydolności serca (HF), zwłaszcza rosnące na całym świecie zastosowanie mechanicznych systemów wspomagających krążenie i pozaustrojowego natleniania membranowego (ECMO) w praktyce klinicznej, znajduje odzwierciedlenie w przedklinicznych testach eksperymentalnych. Główny nacisk położono na zmiany hemodynamiczne wywołane badanymi metodami leczenia, a mianowicie na ogólnoustrojowe ciśnienie krwi1, kurczliwość mięśnia sercowego, zmiany ciśnienia i objętości w komorach serca oraz pracę serca2,3, przepływ krwi tętniczej w tętnicach ogólnoustrojowych i obwodowych, wraz z kompensacją metaboliczną4 - Regionalne wysycenie tkanek, perfuzja płuc i gazometria krwi. Inne badania są ukierunkowane na długoterminowe skutki wspomagania krążenia 5, współistniejące stany zapalne lub występowanie hemolizy. Wszystkie te rodzaje badań wymagają stabilnego biomodelu zastoinowej niewydolności serca.

Większość opublikowanych eksperymentów dotyczących wydajności lewej komory (LV) i hemodynamiki mechanicznego wspomagania krążenia została przeprowadzona na eksperymentalnych modelach ostrego HF2,6,7,8,9,10, a nawet na całkowicie nienaruszonych sercach. Z drugiej strony, w praktyce klinicznej mechaniczne wspomaganie krążenia jest często stosowane w stanie dekompensacji krążenia, która rozwija się na gruncie wcześniej występującej przewlekłej choroby serca. W takich sytuacjach mechanizmy adaptacyjne są w pełni rozwinięte i mogą odgrywać ważną rolę w niespójności wyników obserwowanych zgodnie z "ostrością lub przewlekłością" podstawowej choroby serca11. Dlatego stabilny model przewlekłej niewydolności serca może dostarczyć nowych informacji na temat mechanizmów patofizjologicznych i hemodynamiki. Chociaż istnieją powody, dla których stosowanie modeli przewlekłej niewydolności serca jest rzadkie - czasochłonne przygotowanie, niestabilność rytmu serca, kwestie etyczne i śmiertelność - ich zalety są oczywiste, ponieważ oferują one obecność długotrwałej aktywacji neurohumoralnej, ogólnej adaptacji ogólnoustrojowej, zmian funkcjonalnych kardiomiocytów oraz zmian strukturalnych mięśnia sercowego i zastawek12,13.

Ogólnie rzecz biorąc, dostępność i różnorodność modeli zwierzęcych wykorzystywanych do badań hemodynamicznych jest szeroka i oferuje wybór dla wielu konkretnych potrzeb. Do tych eksperymentów wybierane są głównie modele świń, psów, owiec lub z mniejszymi ustawieniami mysich modeli, które oferują dobrą symulację oczekiwanych reakcji ludzkiego ciała14. Co więcej, coraz częściej spotykane są eksperymenty z pojedynczymi organami15. Aby wiarygodnie naśladować patofizjologię niewydolności serca, krążenie jest sztucznie pogarszane. Uszkodzenie serca może być spowodowane różnymi metodami, często przez niedokrwienie, arytmię, przeciążenie ciśnieniem lub kardiotoksyczne działanie leków, przy czym każda z nich prowadzi do hemodynamicznego pogorszenia modelu. Aby stworzyć prawdziwy model przewlekłej niewydolności serca, należy przewidzieć czas na rozwinięcie długoterminowej adaptacji całego organizmu. Taki niezawodny i stabilny model jest dobrze reprezentowany przez kardiomiopatię wywołaną tachykardią (TIC), która może być wytwarzana przez szybką stymulację serca u zwierząt doświadczalnych.

Wykazano, że w predysponowanych sercach, długotrwałe nieustanne tachyarytmie mogą prowadzić do dysfunkcji skurczowej i rozszerzenia ze zmniejszoną pojemnością minutową serca. Stan określany jako TIC został po raz pierwszy opisany w 191316, szeroko stosowany w eksperymentach od 1962 roku17, a obecnie jest dobrze rozpoznanym zaburzeniem. Jego pochodzenie może leżeć w różnego rodzaju arytmiach - zarówno częstoskurcz nadkomorowy, jak i komorowy może prowadzić do postępującego pogorszenia funkcji skurczowej, dwukomorowego poszerzenia i postępujących objawów klinicznych niewydolności serca, w tym wodobrzusza, obrzęków, letargu i ostatecznie dekompensacji serca prowadzącej do nieuleczalnej niewydolności serca i, jeśli nie jest leczona, śmierci.

Podobne efekty tłumienia krążenia zaobserwowano poprzez wprowadzenie stymulacji serca o wysokiej częstotliwości w modelach zwierzęcych. W modelu świniowym tętno przedsionkowe lub komorowe powyżej 200 uderzeń na minutę jest wystarczająco silne, aby wywołać schyłkową fazę HF w okresie 3 - 5 tygodni (faza postępująca) z cechami TIC, chociaż istnieją różnice międzyosobnicze18,19. Wyniki te dobrze odpowiadają niewyrównanej kardiomiopatii i, co ważne, są zachowane również po ustaniu stymulacji (faza przewlekła)19,20,21,22,23.

Modele TIC świń, psów lub owiec były wielokrotnie przygotowywane do badania patofizjologii HF14, ponieważ zmiany w LV naśladują cechy kardiomiopatii rozstrzeniowej24. Charakterystyka hemodynamiczna jest dobrze opisana - zwiększone ciśnienie końcoworozkurczowe w komorze serca, zmniejszona pojemność minutowa serca, zwiększony ogólnoustrojowy opór naczyniowy i rozszerzenie obu komór. W przeciwieństwie do tego, przerost ścian nie jest obserwowany konsekwentnie, a nawet ścieńczenie ścian zostało opisane przez niektórych badaczy25,26. Wraz z postępem wymiarów komorowych rozwija się niedomykalność na zastawkach przedsionkowo-komorowych26.

W tej publikacji przedstawiamy protokół wytwarzania TIC poprzez długotrwałą szybką stymulację serca u świń. Ten biomodel stanowi skuteczny sposób badania niewyrównanej kardiomiopatii rozstrzeniowej, hemodynamiki postępującej przewlekłej niewydolności serca z niską pojemnością minutową serca oraz skutków zastosowanego leczenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Niniejszy protokół eksperymentalny został przeanalizowany i zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet Ekspertów ds. Zwierząt na Pierwszym Wydziale Medycyny Uniwersytetu Karola i przeprowadzony w laboratorium eksperymentalnym Uniwersytetu, Katedrze Fizjologii Pierwszego Wydziału Medycyny Uniwersytetu Karola w Pradze, w Republice Czeskiej, zgodnie z ustawą nr 246/1992 Coll. dotyczącą ochrony zwierząt przed okrutnym traktowaniem. Wszystkie zwierzęta były traktowane i utrzymywane zgodnie z Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, 8. wydanie, opublikowane przez National Academies Press w 2011 roku. Wszystkie procedury wykonano zgodnie ze standardami weterynaryjnymi, a po zakończeniu każdego badania zwierzę zostało uśpione i przeprowadzono nekropsję. Ze względu na odpowiednią anatomię do eksperymentu włączono pięć zdrowych mieszańców samic świń (Sus scrofa domestica) w wieku do 6 miesięcy. Ich średnia masa ciała w dniu gromadzenia danych wynosiła 66 ± 20 kg.

1. Znieczulenie ogólne

  1. Po 1 dniu głodówki wprowadź znieczulenie poprzez domięśniowy podaż midazolamu (0.3 mg/kg) i chlorowodorku ketaminy (15 - 20 mg/kg) w okolicy pośladkową.
  2. Wprowadź kaniulę obwodową do brzegowej żyły usznej w celu dożylnego podawania leków.
  3. Podaj dożylnie bolusy propofolu (2 mg/kg) i morfiny (0.1 - 0.2 mg/kg).
  4. Zapewnij zwierzętom tlen za pomocą maski twarzowej i przeprowadź intubację przezrotną przy użyciu rurki endotrachealnej z mankietem o średnicy 6.5 - 7.5 mm.
  5. Kontynuuj całkowite znieczulenie dożylne za pomocą kombinacji propofolu (6 - 12 mg/kg/h), midazolamu (0.1 - 0.2 mg/kg/h) oraz morfiny (0.1 - 0.2 mg/kg/h), dostosowując dawki do indywidualnych reakcji – do momentu zniesienia oddechów spontanicznych, odruchów rogówkowych oraz reakcji motorycznych. Zabezpiecz oczy zwierzęcia maścią, aby zapobiec wysychaniu.
  6. Uruchom wentylację mechaniczną za pomocą automatycznego urządzenia w obiegu zamkniętym, ustawionego na tryb adaptacyjnej wentylacji wspomaganej (ASV), aby utrzymać docelowe stężenie CO2 w powietrzu wydychanym na poziomie 38 - 42 mmHg oraz odpowiednią saturację hemoglobiny w zakresie 95 - 99%. Monitoruj wszystkie funkcje życiowe, w szczególności częstotliwość akcji serca i temperaturę ciała.
  7. Unieruchom zwierzę, delikatnie mocując jego kończyny do stołu operacyjnego w pozycji na plecach.
  8. Podaj antybiotyki o szerokim spektrum działania – 1 g cefazoliny dożylnie poprzez kaniulę w żyle usznej.

2. Implantacja elektrody komorowej

  1. Zlokalizuj miejsca operacyjne i odpowiednio ogol skórę za pomocą brzytwy w (1) obszarze żylnym powyżej mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowatego oraz (2) w jednostronnym obszarze przykręgowym na tylnej stronie szyi zwierzęcia.
  2. Używając naczyniowej sondy ultradźwiękowej, zwizualizuj zewnętrzną żyłę szyjną i zaznacz jej położenie na skórze. Zlokalizuj również tętnicę szyjną, aby zapobiec jej uszkodzeniu.
  3. Po szerokiej dezynfekcji skóry za pomocą powidonu jodowego, przykryj obszar sterylnym polem operacyjnym z otworem nad zaznaczonym obszarem żylnym.
  4. Przygotuj wszystkie narzędzia niezbędne do implantacji stymulatora i zachowaj ich sterylność. Kluczowe jest utrzymanie sterylnego środowiska przez cały czas trwania procedury.
  5. Wykonaj nacięcie skóry równolegle nad zewnętrzną żyłą szyjną, tworząc płytką kieszeń podskórną w tkance miękkiej o głębokości nie większej niż 10 mm. Nie odsłaniaj żadnych dużych naczyń.
  6. Z dna wcześniej utworzonej kieszeni wprowadź osłonkę do zewnętrznej żyły szyjnej, stosując standardową technikę Seldingera. Najpierw wprowadź cienki prowadnik przez igłę punkcyjną 12G, a następnie po prowadniku wprowadź plastikową osłonkę wprowadzającą 7-French z dylatatorem.
  7. Pod kontrolą fluoroskopii wprowadź przez tę osłonkę elektrodę stymulującą o długości 58 cm i ustaw jej końcówkę wyrostku prawej komory. Następnie usuń osłonkę i ustal aktywną końcówkę elektrody w mięśniu sercowym poprzez wykręcenie heliksy.
  8. Przetestuj parametry stymulacji – sygnał wykryty przez elektrodę z elektrokardiogramu komorowego oraz impedancja muszą być stabilne; próg stymulacji powinien być niższy niż amplituda 1 V przy czasie trwania impulsu 0.4 ms.
  9. Nałóż gumową tulejkę na elektrodę stymulującą i przymocuj oba elementy razem do dna utworzonej podskórnej kieszeni żylnej za pomocą dwóch szwów z niewchłanialnej nici plecionej. Ważne jest, aby wprowadzić wystarczającą długość elektrody stymulującej, biorąc pod uwagę możliwy przyszły wzrost zwierzęcia.

3. Podskórne tunelowanie elektrody

  1. Ułożyć zwierzę na boku i zdezynfekować wcześniej ogoloną okolicę skóry bocznie od kręgosłupa, a następnie przykryć sterylną draperią chirurgiczną z otworem. Należy upewnić się, że kieszeń podskórna w okolicy żylnej oraz elektroda pozostają sterylne.
  2. Naciąć skórę bocznie od kręgosłupa i utworzyć głęboką, przestronną kieszeń podskórną. Wykonać tępe preparowanie i zatamować wszelkie ewentualne krwawienia.
  3. Pobrać miękki gumowy przedłużacz z jałowego zestawu do infuzji i odciąć oba jego końce. Za pomocą narzędzia do tunelowania utworzyć bezpośredni tunel podskórny łączący kieszeń żylną z grzbietową kieszenią podskórną, wykorzystując ten przedłużacz.
  4. Połączyć wolny koniec rurki z elektrodą komorową, nasuwając ją na konektor IS-1, a następnie przeciągnąć elektrodę przez utworzony tunel do grzbietowej kieszeni podskórnej, ciągnąc rurkę w kierunku grzbietowym. Połączenie można dodatkowo zabezpieczyć jedwabną nicią.
  5. Usunąć zarówno narzędzie do tunelowania, jak i przedłużacz, eksponując elektrodę komorową w grzbietowej kieszeni podskórnej.

4. Implantacja rozrusznika serca

  1. Przygotować wszczepialny dwujamowy stymulator serca z elementem łączącym w kształcie litery „Y”. Połączenie „Y” umożliwia zbieżne połączenie obu wyjść stymulatora i ich wspólne podłączenie do pojedynczej elektrody stymulującej (Rysunek 1 i Rysunek 2). Taka konfiguracja zapewni w późniejszym czasie szeroki zakres częstotliwości stymulacji.
  2. Po podłączeniu elektrody stymulującej dokręcić wszystkie śruby połączeń IS-1 w głowicy stymulatora oraz w połączeniu elektrody „Y”.
  3. Umieścić cały system stymulacji w głębokiej kieszeni grzbietowej. Musi być tam wystarczająco dużo miejsca, aby wygodnie pomieścić jednostkę stymulatora oraz ewentualny nadmiar elektrody.
  4. Sprawdzić końcowe parametry stymulacji. Upewnić się, że stymulacja komór serca jest możliwa z obu wyjść stymulatora.
  5. Przepłukać pęcherzyki jodopowidonem i zamknąć obie kieszenie podskórne. Do zszycia warstw tkanki włóknistej użyć wchłanialnej nici plecionej, a do adaptacji skóry szwu niewchłanialnego.

5. Opieka pooperacyjna

  1. Uważnie obserwuj zwierzę, aż odzyska ono wystarczającą świadomość.
  2. Kontynuuj stosowanie dożylnego schematu antybiotykoterapii o szerokim spektrum działania aż do zagojenia ran – cefazolina 1 g co 12 h. Podawaj leki przeciwbólowe w odpowiednich dawkach, np. morfinę 0,2 mg/kg co 6–12 h przez 3 dni w formie wstrzyknięć podskórnych. W razie potrzeby dostosuj dawkę, aby skutecznie zapobiegać bólowi.
  3. Umieść zwierzę w komfortowym, spokojnym pomieszczeniu w temperaturze pokojowej. Zapewnij swobodny dostęp do wody i odpowiedniej karmy.
  4. Regularnie opatruj rany za pomocą sterylnych gazików, aby zapewnić czyste gojenie.
  5. Aby zapewnić odpoczynek po zabiegu chirurgicznym, utrzymuj rozrusznik w stanie inhibicji przez rytm serca natywnego przez co najmniej 3 dni.
  6. Usuń niewchłanialne szwy skórne po całkowitym wygojeniu, około 10–14 dni po zabiegu.

6. Protokół stymulacji rozrusznikiem

  1. Protokół stymulacji należy rozpocząć po odpowiednim okresie odpoczynku. Początkowo należy zwiększyć stymulowaną częstotliwość rytmu komór do 200 uderzeń/min, ustawiając dwujamowy stymulator w trybie D00, 100 uderzeń/min i jednocześnie korygując opóźnienie przedsionkowo-komorowe (AV) do 300 ms (aby dokładnie dopasować interwał stymulacja-stymulacja, patrz Tabela 1). Wybrać stymulację jednobiegunową w obu wyjściach.
  2. Stopniowo zwiększaj stymulowaną częstotliwość akcji serca do 220 uderzeń/min po 1 tygodniu i do 240 uderzeń/min po 2 tygodniach (Rysunek 3Należy kontynuować stymulację z tą częstotliwością, chyba że nie będzie ona tolerowana hemodynamicznie. Jeśli HF będzie wzrastać zbyt szybko, należy zmniejszyć częstotliwość stymulacji serca, a następnie ponownie ją zwiększyć po kolejnym tygodniu.
  3. Należy codziennie wykonywać osłuchiwanie akcji serca, EKG oraz odczyt parametrów stymulatora w celu weryfikacji częstości akcji serca i stałych parametrów stymulacji, w tym stanu naładowania baterii.

7. Indukcja i monitorowanie niewydolności serca

  1. Zapewnij regularną opiekę wyspecjalizowanego lekarza weterynarii i monitoruj ogólny stan zdrowia zwierzęcia. Obserwacje kliniczne dotyczące wzrostu częstości akcji serca i oddechów, ocena peryferyjnej pulsoksymetrii oraz spadek spontanicznej aktywności fizycznej lub apetytu dostarczają informacji o progresji HF.
  2. Wykorzystaj zalety bezprzewodowego odczytu danych z przezskórnego stymulatora oraz, jeśli to możliwe, ciągłego zapisu ECG – częste, niestabilne tachykardie komorowe (VT) są oznaką zaawansowanej progresji HF.
  3. Stosuj oceny echokardiograficzne w celu ujawnienia strukturalnych i funkcjonalnych zmian w sercu. Zadbaj o znalezienie optymalnego okna obrazowania zgodnie z anatomią świni i rozszerzeniem serca – aby uzyskać typowy obraz 4 jam, umieść przetwornik po prawej stronie tuż poniżej wyrostka xifoidego i skieruj go w stronę szyi lub lewego barku. Do obrazowania w osi krótkiej wykorzystuj okna międzyżebrowe. Po kilku tygodniach zauważalny powinien być spadek frakcji wyrzutowej komór w rytmie własnym serca oraz zastawkowe cofki przedsionkowo-komorowe.
    UWAGA: Występują znaczne różnice osobnicze w tolerancji stymulacji komór o wysokiej częstotliwości. Dlatego konieczne jest częste monitorowanie i indywidualnie dostosowywanie protokołu stymulacji.

Schemat rozrusznika; proces sygnalizacji serca; urządzenie podłączone do serca w celu regulacji rytmu.
Rycina 1: Schemat jednostki stymulacji serca. Rozrusznik dwujamowy (1), adapter w kształcie litery „Y” (2) zbieżnie prowadzący oba wyjścia rozrusznika do pojedynczej elektrody stymulującej (3). Końcówka elektrody jest utrwalona w części apikalnej jamy RV (4). Taka konfiguracja zapewnia szeroki zakres wysokich częstotliwości stymulacji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Zdjęcie rentgenowskie i konfiguracja urządzenia rozrusznika serca ilustrująca rozmieszczenie elektrod i baterii.
Rycina 2: Jednostka do stymulacji serca. Zdjęcie rentgenowskie (A) i fotografia (B) dwuizbowego rozrusznika serca (1), adaptera w kształcie litery „Y” (2) oraz elektrody do stymulacji komór (3). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Pożądana HRUstawienie częstotliwości stymulacji rozrusznikaOdstęp od kroku do kroku
uderzeń/minuderzeń/minms
200100300
220110270
240120250
250125240

Tabela 1: Parametry stymulatora. Aby umożliwić stymulację serca z wysoką częstotliwością za pomocą wszczepionego, zmodyfikowanego wewnętrznie dwujamowego stymulatora, w tabeli przedstawiono pożądaną częstotliwość stymulacji serca (HR) oraz odpowiadające jej wartości odstępów między impulsami (pace to pace). Stymulator musi zostać ustawiony w trybie pracy D00 przy częstotliwości wynoszącej połowę pożądanej HR, a opóźnienie przedsionkowo-komorowe (AV delay) musi zostać ustawione na odpowiadający mu odstęp między impulsami w milisekundach.

Wykresy EKG pokazujące zmienność częstości akcji serca w ciągu trzech tygodni; zmiany bpm przy regulacji opóźnienia AV.
Rycina 3: Protokół stymulacji. Faza progresywna indukcji TIC rozpoczyna się po 3-dniowym okresie odpoczynku. Następnie rozrusznik ustawia się w trybie D00 z częstotliwością stymulacji wynoszącą 50% pożądanej częstotliwości stymulacji, a opóźnienie AV ustawia się zgodnie z dopasowanym odstępem stymulacji do stymulacji (patrz Tabela 1). Dzięki adapterowi w kształcie litery „Y” oba wyjścia rozrusznika są prowadzone do jednej elektrody stymulującej. bpm = uderzenia/minutę. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Testowanie modelu: Po wystąpieniu wyraźnych objawów zdezkompensowanej przewlekłej niewydolności serca ponownie zastosowano znieczulenie i wentylację mechaniczną zgodnie z opisanymi powyżej zasadami, jednak dawkowanie dostosowano ze względu na niski rzut serca27. Ze względu na możliwe działanie kardiodepresyjne środków znieczulających niezbędny jest uważny, intensywny monitoring funkcji życiowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przewlekła niewydolność serca jest poważnym problemem zdrowotnym, który w znacznym stopniu przyczynia się do zachorowalności i śmiertelności. Patogeneza i progresja niewydolności serca u ludzi jest złożona, dlatego odpowiedni model zwierzęcy ma kluczowe znaczenie dla zbadania mechanizmów leżących u podstaw i przetestowania nowych metod terapeutycznych, które mają na celu zakłócenie rodzimego postępu ciężkiej choroby. Aby zbadać jego patogenezę, do testów eksperymentalnych wykorzystuje się duże modele zwierzęce.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty badawcze Uniwersytetu Charlesa GA UK nr 538216 i GA UK nr 1114213.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Medicine
midazolamRocheDormicumznieczulający
chlorowodorek ketaminyRichter GedeonCalypsolznieczulający
propofolB.BraunPropofolznieczulenie
cefazolinMedochemieAzepo
antybiotyk Srebrny Aerozol aluminiowyHenry Schein9003273nalewka
powidon jodEgis PrahaBetadinedezynfekcja
morfinaBiotika BohemiaMorphin 1% injprzeciwbólowe
Tools
Metzenbaum nożyczki, lancet z ostrzem #22, kleszcze DeBakey, sterownik igłowypodstawowy sprzętchirurgiczny
kauteryzator
2-0 VicrylEthiconV323Hwchłanialny szew pleciony
2-0 Perma-Hand SilkEthiconA185Hjedwabny szew krawatowy
2-0 ProleneEthicon8433Hniewchłanialny szew
Urządzenia diagnostyczne
ESP C-armRentgenowskie fluorograficzne ramię CGE HealthcareESP
Acuson x300ultrasonograficznySiemens Healthcare
echokardiograficznaAcuson P5-1Siemens Healthcare
ultrasonograficzna naczyniowaAcuson VF10-5Siemens Healthcare
okołonaczyniowego
TS420Transonic Systemsmoduł przepływu okołonaczyniowego
TruWave Edwards LifesciencesT001660Aprzetwornik ciśnienia wypełniony płynem
7.0F VSL PigtailTransonic Systemscewnik czujnika ciśnienia
INVOS 5100C Pulsoksymetr mózgowy/somatycznySomanetics/MedtronicSpektroskopia bliskiej podczerwieni
Cewnik CCO ComboLifesciences744F75Cewnik do tętnicy płucnej Swan-Ganz
Vigillace IIMonitor rzutu sercaEdwards LifesciencesVIG2E
7.0F VSL PigtailTransonic Systemscewnik ciśnieniowo-objętościowy
ADV500Transonic SystemsSystem ciśnieniowo-objętościowy
akwizycji i analizy danychLabChart i PowerLabADInstruments
Prism 6GraphPad oprogramowanie
Urządzenia stymulacyjne
ICS 3000Biotronic349528programator stymulatora
ERA 3000Biotronic128828zewnętrzny rozrusznik
Effecta DRBiotronic371199dwukomorowy rozrusznik
Tendril STSSt. Jude Medical2088TC/58stymulacja komorowa przewód
Adapter stałyOsypkaArtykuł 53422zbieżna część łącząca "Y"
Ołowiany adapter stałyOsypkaArtykuł 53904zbieżna część łącząca "Y"
Wprowadzacz Tear-AwayB.Braun5210593odrywana osłona wprowadzająca 
Split Cath TunnelermedCompAST-Llinia infuzyjna do tunelowania
Urządzenia medyczne MPH2200045linia łącząca
System Sonda Sonda Sondy przepływu 3PSB, 4PSB i 6PSB Transonic Systems Edwards System Analiza statystyczna serca serca serca

Bibliografia

  1. Ostadal, P., et al. Direct comparison of percutaneous circulatory support systems in specific hemodynamic conditions in a porcine model. Circ Arrhythm Electrophysiol. 5 (6), 1202-1206 (2012).
  2. Ostadal, P., et al. Increasing venoarterial extracorporeal membrane oxygenation flow negatively affects left ventricular performance in a porcine model of cardiogenic shock. J Transl Med. 13, 266(2015).
  3. Shen, I., et al. Left ventricular dysfunction during extracorporeal membrane oxygenation in a hypoxemic swine model. Ann Thorac Surg. 71 (3), 868-871 (2001).
  4. Hala, P., et al. Regional tissue oximetry reflects changes in arterial flow in porcine chronic heart failure treated with venoarterial extracorporeal membrane oxygenation. Physiol Res. 65 (Supplementum 5), S621-S631 (2016).
  5. Church, J. T., et al. Normothermic Ex-Vivo Heart Perfusion: Effects of Live Animal Blood and Plasma Cross-Circulation. ASAIO J. , (2017).
  6. Bavaria, J. E., et al. Changes in left ventricular systolic wall stress during biventricular circulatory assistance. Ann Thorac Surg. 45 (5), 526-532 (1988).
  7. Shen, I., et al. Effect of extracorporeal membrane oxygenation on left ventricular function of swine. Ann Thorac Surg. 71 (3), 862-867 (2001).
  8. Ostadal, P., et al. Novel porcine model of acute severe cardiogenic shock developed by upper-body hypoxia. Physiol Res. 65 (4), 711-715 (2016).
  9. Ostadal, P., et al. Noninvasive assessment of hemodynamic variables using near-infrared spectroscopy in patients experiencing cardiogenic shock and individuals undergoing venoarterial extracorporeal membrane oxygenation. J Crit Care. 29 (4), e611-e695 (2014).
  10. Mlcek, M., et al. Hemodynamic and metabolic parameters during prolonged cardiac arrest and reperfusion by extracorporeal circulation. Physiol Res. 61 (Suppl 2), S57-S65 (2012).
  11. Tarzia, V., et al. Extracorporeal life support in cardiogenic shock: Impact of acute versus chronic etiology on outcome. J Thorac Cardiovasc Surg. 150 (2), 333-340 (2015).
  12. Howard, R. J., Stopps, T. P., Moe, G. W., Gotlieb, A., Armstrong, P. W. Recovery from heart failure: structural and functional analysis in a canine model. Can J Physiol Pharmacol. 66 (12), 1505-1512 (1988).
  13. Moe, G. W., Armstrong, P. Pacing-induced heart failure: a model to study the mechanism of disease progression and novel therapy in heart failure. Cardiovasc Res. 42 (3), 591-599 (1999).
  14. Power, J. M., Tonkin, A. M. Large animal models of heart failure. Aust N Z J Med. 29 (3), 395-402 (1999).
  15. Trahanas, J. M., et al. Achieving 12 Hour Normothermic Ex Situ Heart Perfusion: An Experience of 40 Porcine Hearts. ASAIO J. 62 (4), 470-476 (2016).
  16. Gossage, A. M., Braxton Hicks, J. A. On auricular fibrillation. Quarterly Journal of Medicine. 6, 435-440 (1913).
  17. Whipple, G. H., Sheffield, L. T., Woodman, E. G., Theophilis, C., Friedman, S. Reversible congestive heart failure due to chronic rapid stimulation of the normal heart. Proceedings of the New England Cardiovascular Society. 20 (1), 39-40 (1962).
  18. Spinale, F. G., Grine, R. C., Tempel, G. E., Crawford, F. A., Zile, M. R. Alterations in the myocardial capillary vasculature accompany tachycardia-induced cardiomyopathy. Basic Res Cardiol. 87 (1), 65-79 (1992).
  19. Shinbane, J. S., et al. Tachycardia-induced cardiomyopathy: a review of animal models and clinical studies. J Am Coll Cardiol. 29 (4), 709-715 (1997).
  20. Moe, G. W., Stopps, T. P., Howard, R. J., Armstrong, P. W. Early recovery from heart failure: insights into the pathogenesis of experimental chronic pacing-induced heart failure. J Lab Clin Med. 112 (4), 426-432 (1988).
  21. Takagaki, M., et al. Induction and maintenance of an experimental model of severe cardiomyopathy with a novel protocol of rapid ventricular pacing. J Thorac Cardiovasc Surg. 123 (3), 544-549 (2002).
  22. Tomita, M., Spinale, F. G., Crawford, F. A., Zile, M. R. Changes in left ventricular volume, mass, and function during the development and regression of supraventricular tachycardia-induced cardiomyopathy. Disparity between recovery of systolic versus diastolic function. Circulation. 83 (2), 635-644 (1991).
  23. Schmitto, J. D., et al. Large animal models of chronic heart failure (CHF). J Surg Res. 166 (1), 131-137 (2011).
  24. Spinale, F. G., et al. Chronic supraventricular tachycardia causes ventricular dysfunction and subendocardial injury in swine. Am J Physiol. 259 (1 Pt 2), H218-H229 (1990).
  25. Chow, E., Woodard, J. C., Farrar, D. J. Rapid ventricular pacing in pigs: an experimental model of congestive heart failure. Am J Physiol. 258 (5 Pt 2), H1603-H1605 (1990).
  26. Howard, R. J., Moe, G. W., Armstrong, P. W. Sequential echocardiographic-Doppler assessment of left ventricular remodelling and mitral regurgitation during evolving experimental heart failure. Cardiovasc Res. 25 (6), 468-474 (1991).
  27. Roberts, F., Freshwater-Turner, D. Pharmacokinetics and anaesthesia. Contin Educ Anaesth Crit Care Pain. 7 (1), 25-29 (2007).
  28. Carter, B. S., Farrell, C., Owen, C. Microsurgical clip obliteration of middle cerebral aneurysm using intraoperative flow assessment. J Vis Exp. (31), (2009).
  29. Wolf, M., Ferrari, M., Quaresima, V. Progress of near-infrared spectroscopy and topography for brain and muscle clinical applications. J Biomed Opt. 12 (6), 062104(2007).
  30. Mateu Campos, M. L., et al. Techniques available for hemodynamic monitoring. Advantages and limitations. Med Intensiva. 36 (6), 434-444 (2012).
  31. Baan, J., et al. Continuous measurement of left ventricular volume in animals and humans by conductance catheter. Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).
  32. Ellenbroek, G. H., et al. Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction. J Vis Exp. (116), (2016).
  33. Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. J Vis Exp. (111), (2016).
  34. van Hout, G. P., et al. Admittance-based pressure-volume loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiol Rep. 2 (4), e00287(2014).
  35. Kass, D. A., et al. Comparative influence of load versus inotropic states on indexes of ventricular contractility: experimental and theoretical analysis based on pressure-volume relationships. Circulation. 76 (6), 1422-1436 (1987).
  36. Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
  37. Hendrick, D. A., Smith, A. C., Kratz, J. M., Crawford, F. A., Spinale, F. G. The pig as a model of tachycardia and dilated cardiomyopathy. Lab Anim Sci. 40 (5), 495-501 (1990).
  38. Wyler, F., et al. The Gottinger minipig as a laboratory animal. 5. Communication: cardiac output, its regional distribution and organ blood flow (author's transl). Res Exp Med (Berl). 175 (1), 31-36 (1979).
  39. Cruz, F. E., et al. Reversibility of tachycardia-induced cardiomyopathy after cure of incessant supraventricular tachycardia. J Am Coll Cardiol. 16 (3), 739-744 (1990).
  40. Umana, E., Solares, C. A., Alpert, M. A. Tachycardia-induced cardiomyopathy. Am J Med. 114 (1), 51-55 (2003).
  41. Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure: a critical link in the translation of basic science to clinical practice. Circ Heart Fail. 2 (3), 262-271 (2009).
  42. Xanthos, T., et al. Baseline hemodynamics in anesthetized landrace-large white swine: reference values for research in cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation models. J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (5), 21-25 (2007).
  43. Little, W. C. Diastolic dysfunction beyond distensibility: adverse effects of ventricular dilatation. Circulation. 112 (19), 2888-2890 (2005).
  44. Montgomery, C., Hamilton, N., Ianuzzo, C. D. Effects of different rates of cardiac pacing on rat myocardial energy status. Mol Cell Biochem. 102 (2), 95-100 (1991).
  45. Qin, F., Shite, J., Mao, W., Liang, C. S. Selegiline attenuates cardiac oxidative stress and apoptosis in heart failure: association with improvement of cardiac function. Eur J Pharmacol. 461 (2-3), 149-158 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

model świńskiszybkie stymulowanie komórimplantacja rozrusznikamonitorowanie echokardiograficzneprogresja niewydolności sercarozszerzenie komórdysfunkcja skurczowabadania sercowo-naczyniowe
Kardiomiopatia wywołana tachykardią jako model przewlekłej niewydolności serca u świń
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.