Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie i charakterystyka fantomów tkanek optycznych zawierających makrostrukturę

DOI:

10.3791/57031

⸱

12 lutego 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Texas A&M University, 2Deparment of Molecular Pathogenesis and Immunology, Texas A&M College of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Optyczne fantomy tkanek są niezbędnymi narzędziami do kalibracji i charakterystyki systemów obrazowania optycznego oraz walidacji modeli teoretycznych. W tym artykule szczegółowo opisano metodę wytwarzania fantomów, która obejmuje replikację właściwości optycznych tkanek i trójwymiarowej struktury tkanki.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Szybki rozwój nowych technik obrazowania optycznego zależy od dostępności tanich, konfigurowalnych i łatwo odtwarzalnych standardów. Poprzez replikację środowiska obrazowania można obejść kosztowne eksperymenty na zwierzętach w celu walidacji techniki. Przewidywanie i optymalizacja wydajności technik obrazowania in vivo i ex vivo wymaga przeprowadzania testów na próbkach, które są optycznie podobne do tkanek będących przedmiotem zainteresowania. Fantomy optyczne naśladujące tkanki stanowią standard oceny, charakterystyki lub kalibracji układu optycznego. Jednorodne polimerowe fantomy tkanek optycznych są szeroko stosowane do naśladowania właściwości optycznych określonego typu tkanki w wąskim zakresie spektralnym. Tkanki warstwowe, takie jak naskórek i skóra właściwa, można naśladować, po prostu układając te jednorodne fantomy płyty. Jednak wiele technik obrazowania in vivo stosuje się do bardziej złożonych przestrzennie tkanek, w których struktury trójwymiarowe, takie jak naczynia krwionośne, drogi oddechowe lub ubytki tkanek, mogą wpływać na działanie systemu obrazowania.

Ten protokół opisuje wytwarzanie fantomu naśladującego tkankę, który zawiera trójwymiarową złożoność strukturalną przy użyciu materiału o optycznych właściwościach tkanki. Tabele przeglądowe zawierają receptury indyjskiego atramentu i dwutlenku tytanu dla celów absorpcji i rozpraszania optycznego. Opisano metody charakteryzowania i dostrajania właściwości optycznych materiału. Fabrykacja fantomowa opisana w tym artykule ma wewnętrzną, rozgałęziającą się imitację drogi oddechowej; Jednak technika ta może być szeroko stosowana do innych struktur tkankowych lub narządowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fantomy tkanek są powszechnie używane do charakteryzowania i kalibracji systemów obrazowania optycznego i instrumentów spektroskopowych, w tym systemów multimodalnych zawierających ultradźwięki lub modalności jądrowe1,2,3,4. Fantomy zapewniają kontrolowane środowisko optyczne do charakterystyki systemu i kontroli jakości wielu technik obrazowania biologicznego. Fantomy naśladujące tkanki są użytecznymi narzędziami w przewidywaniu wydajności systemu i optymalizacji projektu systemu pod kątem wykonywanego zadania fizjologicznego; Na przykład, aby przewidzieć głębokość sondowania sond spektroskopowych do oceny marginesów guza5. Właściwości optyczne i konstrukcję strukturalną fantomów można dostroić tak, aby naśladowały specyficzne środowisko fizjologiczne, w którym instrument będzie używany, co pozwala zarówno na studia wykonalności, jak i weryfikację działania systemu3,6,7. Weryfikacja działania systemu obrazowania za pomocą realistycznych fantomów optycznych przed rozpoczęciem badań przedklinicznych lub klinicznych zmniejsza ryzyko nieprawidłowego działania lub pozyskania bezużytecznych danych podczas badań in vivo. Powtarzalność i stabilność fantomów optycznych sprawia, że można je dostosować do indywidualnych standardów kalibracji dla technik optycznych w celu monitorowania zmienności wewnątrz i między urządzeniami, szczególnie w wieloośrodkowych badaniach klinicznych z różnymi instrumentami, operatorami i warunkami środowiskowymi8,9.

Fantomy naśladujące tkanki służą również jako przestrajalne i powtarzalne modele fizyczne do walidacji teoretycznych modeli optycznych. Symulacje pomagają w projektowaniu i optymalizacji instrumentów optycznych in vivo, jednocześnie zmniejszając potrzebę przeprowadzania eksperymentów na zwierzętach10,11. Opracowanie i walidacja symulacji optycznych w celu dokładnego odwzorowania środowiska in vivo może być utrudnione ze względu na złożoność struktury tkanki, zawartość biochemiczną oraz lokalizację celu lub tkanki w organizmie. Zmienność między obiektami sprawia, że walidacja modeli teoretycznych przy użyciu pomiarów zwierząt lub ludzi jest trudna. Polimerowe fantomy tkanek optycznych pozwalają na walidację modeli teoretycznych, dostarczając znanego i powtarzalnego środowiska optycznego, w którym można badać migrację fotonów12,13,14,15.

Dla celów kalibracji systemu, stałe fantomy optyczne mogą składać się z pojedynczej jednorodnej płyty utwardzonego polimeru z rozpraszaniem optycznym, absorpcją lub fluorescencją dostosowaną do interesujących nas długości fal. Warstwowe fantomy polimerowe są często używane do naśladowania zmienności głębokości właściwości optycznych tkanek w modelach tkanek nabłonkowych16,17. Te struktury fantomowe są wystarczające do obrazowania i modelowania nabłonka, ponieważ struktura tkanki jest dość jednorodna w każdej warstwie. Jednak większe skale i bardziej złożone struktury wpływają na transport radiacyjny w innych narządach. Opracowano metody tworzenia bardziej złożonych fantomów w celu symulacji środowiska optycznego podskórnych naczyń krwionośnych18,19, a nawet całych narządów, takich jak pęcherz20. Modelowanie transportu światła w płucach stanowi wyjątkowy problem ze względu na rozgałęzioną strukturę granicy faz powietrze-tkanka; Stały fantom prawdopodobnie nie odtworzyłby dokładnie transportu radiacyjnego w narządzie21. Aby opisać metodę włączania złożonej struktury do fantomu optycznego, opisujemy metodę tworzenia wewnętrznej, powtarzalnej pustki drzewa fraktalnego, która reprezentuje trójwymiarową (3D) makroskopową strukturę dróg oddechowych (Rysunek 1).

W ciągu ostatnich kilku dekad, druk 3D stał się dominującą metodą szybkiego prototypowania urządzeń i modeli medycznych22, a optyczne fantomy tkanek nie są exception. 3D drukowanie było używane jako narzędzie do produkcji addytywnej do wytwarzania fantomów optycznych z kanałami23, sieci naczyń krwionośnych24, oraz modele małych zwierząt na całym ciele25. Metody te wykorzystują jeden lub dwa materiały drukarskie o unikalnych właściwościach optycznych. Opracowano również metody dostrajania właściwości optycznych materiału drukarskiego w celu naśladowania ogólnej, mętnej tkanki biologicznej25,26. Jednak zakres osiągalnych właściwości optycznych jest ograniczony przez materiał drukarski, zwykle polimer, taki jak akrylonitryl-butadien-styren (ABS)26, więc ta metoda nie jest odpowiednia dla wszystkich tkanek biologicznych. Polidimetylosiloksan (PDMS) jest optycznie przezroczystym polimerem, który można łatwo mieszać z cząstkami rozpraszającymi i pochłaniającymi o wyższym poziomie przestrajalności27,28. PDMS został również wykorzystany do formowania fantomów z modelami tętniaków w celu wdrożenia urządzeń zatorowych29,30. Te fantomy również wykorzystują rozpuszczalną część drukowaną w 3D, ale pozostają optycznie przezroczyste do wizualizacji rozmieszczenia urządzeń. Tutaj łączymy tę metodę z możliwością przestrojenia właściwości optycznych PDMS z rozpraszaniem i absorpcją cząstek, aby wytworzyć wstępny model tkanki i dróg oddechowych mysiego płuca.

Chociaż przedstawiony tutaj fantom jest specyficzny dla płuc, proces ten można zastosować do wielu innych organs. 3D drukowanie wewnętrznej struktury fantomu pozwala na dostosowanie projektu do dowolnego celu i skali do druku, czy to będzie sieć naczyń krwionośnych lub limfatycznych, szpik kostny, czy nawet czterokomorowa struktura serca31. Ponieważ interesują nas obrazowanie optyczne i modelowanie płuc32,33,34, zdecydowaliśmy się użyć drzewa fraktalnego czterech generacji jako wewnętrznej struktury do replikacji w fantomie polimerowym. Struktura ta została zaprojektowana tak, aby przybliżyć rozgałęzioną strukturę dróg oddechowych i mieć odrywający się materiał podporowy do procesu drukowania 3D. Można wydrukować bardziej anatomicznie poprawne drogi oddechowe, jeśli nie jest konieczny odrywający się materiał podporowy. Chociaż ten konkretny model reprezentuje drogę oddechową, wewnętrzna struktura fantomu nie musi pozostać pustką materialną. Po utwardzeniu otaczającego polimeru i rozpuszczeniu części wydrukowanej w 3D, struktura wewnętrzna może być wykorzystana jako ścieżka przepływu lub jako forma wtórna dla materiału o własnych unikalnych właściwościach absorpcji i rozpraszania. Na przykład, jeśli wewnętrzna struktura z tego protokołu została zaprojektowana jako kość cyfrowa, a nie droga oddechowa, struktura kości mogłaby zostać wydrukowana w 3D, uformowana za pomocą PDMS z optycznymi właściwościami palca, a następnie rozpuszczona z fantomu. Pustkę można następnie wypełnić mieszaniną PDMS o różnych właściwościach optycznych. Dodatkowo każda forma nie jest ograniczona do jednej rozpuszczalnej części. Fantom palca może zostać stworzony tak, aby zawierał kość, żyły, tętnice i ogólną warstwę tkanek miękkich, z których każda ma swoje unikalne właściwości optyczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Wybór i weryfikacja właściwości materiału matrycy

  1. Przed rozpoczęciem procesu wytwarzania fantomów (Rysunek 1), znajdź współczynniki absorpcji i zmniejszonego rozpraszania dla interesującej tkanki biologicznej na długości fali obrazowania. Wstępne szacunki można znaleźć w przypisach35,36. Konieczne może być jednak sprawdzenie współczynników optycznych.
  2. Korzystając z tabel przeglądowych dla współczynnika absorpcji, μa i współczynnika zmniejszonego rozpraszania, μs', przy długościach fal 488, 535, 632 i 775 nm (tabele 1–4 i Rysunki 2–3), wybierz stężenia tuszu indyjskiego i dwutlenku tytanu (TiO2), które są zbliżone do pożądanych właściwości optycznych. Te receptury są specyficzne dla fantomów wytwarzanych za pomocą PDMS. Ponieważ tabele te dostarczają danych eksperymentalnych na dyskretnych długościach fal, może być wymagana optymalizacja receptury dla konkretnego zastosowania.
  3. Wytwarzać płytę z polidimetylosiloksanu (PDMS) według wybranej receptury w celu potwierdzenia właściwości optycznych.
    1. Stosując stosunek wagowy żywicy PDMS do utwardzacza 10:1, wlej składniki do kubka mieszającego w następującej kolejności: żywica PDMS, TiO2, tusz indyjski, utwardzacz PDMS.
      UWAGA: Tutaj testujemy dwie receptury: 1) 2 mg TiO2 + 3,5 μl tuszu indyjskiego na g PDMS i 2) 1 mg TiO2 + 10 μl tuszu indyjskiego na g PDMS. Do każdej receptury stosuje się 4,5 g żywicy PDMS i 0,45 g utwardzacza PDMS z odpowiednią ilością cząstek optycznych.
    2. Mieszaj w mikserze prędkości (patrz tabela materiałów) przez 60 sekund. Jeśli cząsteczki TiO2 przykleją się do kubka miksującego (prawdopodobne przy wysokich stężeniach TiO2), wymieszaj ręcznie, aby usunąć cząstki z dna kubka i mieszaj w mikserze przez kolejne 30 sekund.
    3. Wlej mieszaninę do studzienek lub szalek Petriego, aby uzyskać cienkie (0,1-1 mm) płyty mieszanki.
    4. Odgazowywać płyty przez 10 minut, umieszczając je w hermetycznej komorze podciśnieniowej, a następnie wstawić do piekarnika nagrzanego do 80 °C na 30-60 minut. Wyjąć z piekarnika i ostudzić.
    5. Wyjmij schłodzoną płytę polimerową z pojemnika. Odetnij krawędzie, aby pozostawić płaską, jednolitą płytę. Zmierz grubość płyty za pomocą suwmiarki.
  4. Zmierz transmitancję (T) i współczynnik odbicia (R) płyty (płyt) za pomocą kuli całkującej. Dodatkowe szczegóły i instrukcje można znaleźć w podręczniku Inverse-Adding Duubling (IAD) 37.
    1. Włącz źródło światła i spektrometr konfiguracji kuli całkującej. Sprawdź wyrównanie systemu, aby upewnić się, że mała, skolimowana wiązka jest wyśrodkowana na portach wejściowych i wyjściowych kuli integrującej.
    2. Skalibruj system sfery całkującej.
      1. Wyłącz źródło, zakryj port wyjściowy kuli integrującej i nagraj trzy ciemne widma.
      2. Włącz ponownie źródło, aby uzyskać odniesienie do transmisji z zakrytym portem wyjściowym i pustym portem wejściowym. Zapisz trzy widma.
      3. Pomiary referencyjne współczynnika odbicia należy uzyskać przy użyciu wzorca (wzorców) współczynnika odbicia. Umieść każdy wzorzec w porcie wyjściowym kuli. Zapisz trzy widma dla każdego wzorca odbicia.
    3. Zmierz przepuszczalność płyty. Z nasadką na porcie wyjściowym, umieść płytę na porcie wejściowym kuli całkującej w celu pomiaru transmisji. Zapisz trzy widma.
    4. Zmierz współczynnik odbicia płyty. Zdejmij zaślepkę portu wyjściowego i umieść płytę na porcie wyjściowym w celu pomiaru współczynnika odbicia. Zapisz trzy widma.
  5. Określ właściwości optyczne za pomocą oprogramowania IAD. Pełny samouczek dotyczący oprogramowania można znaleźć w instrukcji IAD wraz z pobraniem oprogramowania37,38.
    1. Uśrednij trzy widma uzyskane dla każdego pomiaru.
    2. Korzystając z równań w IAD manual37, przekonwertuj te pomiary na wartości R i T. W razie potrzeby skondensuj pliki, zmniejszając częstotliwość próbkowania wzdłuż spektrum.
    3. Przygotuj plik wejściowy .rxt (materiał uzupełniający 1) dla IAD z długościami fal, współczynnikiem odbicia, transmitancją i grubością próbki zgodnie z opisem w instrukcji IAD37. Korzystając z wiersza polecenia (system operacyjny Windows) lub terminala (Mac OS), przejdź do właściwej ścieżki. Wpisz "iad 'nazwa pliku wejściowego'", aby uruchomić IAD. Oprogramowanie utworzy wyjściowy plik tekstowy z szacowanymi właściwościami optycznymi.
  6. Jeśli właściwości optyczne nie mieszczą się w dopuszczalnym zakresie (~15%) pożądanych wartości, odpowiednio zmodyfikuj przepis i powtórz kroki 1.3–1.5.

2. Przygotowanie rozpuszczalnej struktury wewnętrznej wydrukowanej w 3D

  1. Projektuj strukturę wewnętrzną za pomocą oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD). Konwertuj model bryły konstrukcji na plik stereolitograficzny w celu wytworzenia na drukarce 3D. Jeśli to możliwe, segmentowy skan CT można również przekształcić w plik stereolitograficzny zamiast rysować solidny model struktury wewnętrznej.
    UWAGA: Plik CAD dla użytej tutaj struktury drzewa fraktalnego znajduje się w Materiałach uzupełniających 2. Drukarka użyta w tym papierze jest drukarką wytłaczającą, więc część została zaprojektowana tak, aby zawierała odrywany materiał podporowy.
  2. Wybierz rozpuszczalny materiał do drukowania, taki jak alkohol poliwinylowy (PVA) lub polistyren udarowy (HIPS) (patrz Tabela materiałów). Wydrukuj model bryłowy w tym rozpuszczalnym materiale.
  3. Gdy drukowane części są wystarczająco schłodzone, rozbij, rozpuść lub obrabij materiał podporowy z części drukowanej. Spiłuj lub zeszlifuj wszelkie duże niedoskonałości.
  4. Wypoleruj parą wydrukowaną część, aby zmniejszyć chropowatość powierzchni.
    1. Po zabezpieczeniu części drukowanej w imadle wywierć otwór przelotowy z prześwitem na cienki drut stalowy lub nitinolowy w podstawie części drukowanej.
    2. Przeciągnij drut ze stali nierdzewnej lub nitinolu przez otwór. Zegnij końce drutu i zaczep razem. Pozwoli to na całkowite zanurzenie części w oparach acetonu w zlewce. Odłóż drut i część na bok.
    3. Napełnij dużą zlewkę acetonem w około 10%. Umieść zlewkę na płycie grzejnej podczas podgrzewania do 100 °C. UWAGA: Wykonaj tę czynność w dygestorium, aby zapobiec wdychaniu oparów acetonu.
    4. Gdy kondensacja par acetonu dotrze mniej więcej do połowy wysokości ścianki zlewki, zawieś zapętlony drut z imitacją dróg oddechowych na drugim drucie i zawieś w oparach acetonu na 15–30 s. Upewnij się, że wydrukowane części nie stykają się ze ściankami zlewki ani ze sobą nawzajem (w przypadku polerowania parą wielu części jednocześnie).
    5. Wyjmij wydrukowaną część i zawieś na pustej zlewce lub pojemniku. Pozostaw część do wyschnięcia na co najmniej 4 godziny.
  5. W razie potrzeby sprawdź, czy wymiary konstrukcji wewnętrznej mieszczą się w tolerancji projektu CAD. W zależności od wymagań dotyczących dokładności, do pomiaru konstrukcji można użyć suwmiarki lub skanera laserowego 3D.

3. Budowa formy żaroodpornej

UWAGA: Przygotuj szczelną, żaroodporną formę, aby uformować fantom PDMS. Wybierz geometrię formy, aby jak najlepiej pasowała do ostatecznego projektu fantomu. Tutaj opisana jest prostokątna forma wielokrotnego użytku.

  1. Zaprojektuj solidną podstawę modelu formy do druku 3D. Ta forma przeznaczona jest do fantomu o podstawie 1,17 cm x 1,79 cm. Podstawa formy posiada wgłębienie o grubości 1 mm i głębokości 5 mm o wymiarach wewnętrznych dopasowanych do podstawy fantomu. Pozwala to na usunięcie formy do bocznicy oraz demontaż i ponowne użycie formy.
  2. Wydrukuj podstawę formy z wstawką o wystarczającej szerokości, aby zabezpieczyć bocznice formy.
  3. Umieść sidingi we wnękach podstawy formy. Tutaj arkusze poliwęglanu o grubości 1 mm są używane jako oblicówki formowe.
  4. Za pomocą taśmy żaroodpornej uszczelnij krawędzie formy. Konieczne jest, aby wszystkie rogi i krawędzie były wystarczająco uszczelnione, bez pęcherzyków powietrza w taśmie, aby zapobiec wyciekom podczas procesu formowania.
  5. Umieść poliwęglanową płytę podstawy wewnątrz formy przygotowanej w kroku 3.4. Ta płyta podstawy jest tym samym arkuszem poliwęglanu o grubości 1 mm, co oblicówka formy i nadaje podstawie fantomowej gładką powierzchnię bez szorstkości wydrukowanej w 3D powierzchni podstawy formy. Przyklej całkowicie wysuszoną, wypolerowaną parowo część do płyty podstawy. Poczekaj, aż klej wyschnie.

4. Produkcja fantomu polimerowego

UWAGA: Użyj zweryfikowanej receptury dla materiału matrycy masowej, określonej w kroku 1 dla konkretnego zastosowania. Protokół ten zawiera kroki dla zdrowego fantomu mysiej tkanki płucnej przy długości fali 535 nm z μs 40 cm-1 i μa 2 cm-1. Użyteczne może być wyprodukowanie drugiego fantomu bez cząstek optycznych, który mógłby służyć jako odniesienie w procesie produkcji.

  1. Wlej 9,1 g żywicy PDMS do plastikowego kubka do mieszania. Dodać 20 mg rutylu TiO2, a następnie 35 μl tuszu indyjskiego. Na koniec dodaj 0,91 g utwardzacza na wierzch mieszanki. Postępuj zgodnie z protokołem mieszania w kroku 1.3.2.
  2. Wlej końcową mieszaninę polimerów do żaroodpornej formy.
  3. Wlej niewielką ilość mieszaniny do osobnego pojemnika, aby utworzyć płytę polimerową w celu potwierdzenia właściwości optycznych materiału. Upewnij się, że wylano wystarczającą ilość polimeru, aby uzyskać płytę o grubości co najmniej 100 μm.
  4. Umieść zarówno imitację formy do udrażniania dróg oddechowych, jak i oddzielną płytę w słoiku dzwonowym w celu odgazowania. Rozpocznij proces próżniowy. Jeśli polimer w imitacji formy dróg oddechowych zacznie się unosić, wpuść powietrze z powrotem do słoika dzwonowego, aby rozerwać pęcherzyki powierzchniowe, a następnie zacznij ponownie wciągać powietrze. Powtarzaj ten proces, aż polimer nie wzrośnie znacząco. Zajmie to od 5 do 10 minut, w zależności od tego, ile powietrza zostało uwięzione w kroku 4.2. Gdy PDMS przestanie się podnosić, kontynuuj odgazowywanie przez kolejne 15 minut.
  5. Po odgazowaniu powoli wpuść powietrze z powrotem do komory. Usunąć zarówno imitację drogi oddechowej, jak i płytę polimerową i umieścić w suszarce równej w temperaturze 80 °C na 2 godziny.
  6. Wyjmij fantom i płytę z piekarnika i pozostaw do ostygnięcia na 20 minut. Zdemontuj formę polimerową skalpelem bez przecinania utwardzonego polimeru. Oderwij płytę podstawy od podstawy dróg oddechowych.
  7. Umieścić fantom w podgrzanej (60 °C) ~0,5 M kąpieli zasadowej wodorotlenku sodu (NaOH) aż do całkowitego rozpuszczenia części wewnętrznej. Optycznie czysty fantom referencyjny może pomóc w określeniu czasu rozpuszczania elementu wewnętrznego. Po rozpuszczeniu struktury wewnętrznej wyjmij fantom z kąpieli i pozostaw do całkowitego wyschnięcia (~24 h) przed wykonaniem jakichkolwiek pomiarów optycznych.

5. Weryfikacja fabrykacji fantomów

  1. W razie potrzeby zweryfikuj geometrię fantomu za pomocą obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI) o wysokiej rozdzielczości lub obrazowania mikrotomografii komputerowej (CT). Metody te zapewniają weryfikację 3D struktur wewnętrznych w mętnym materiale o rozdzielczości osiowej <400 μm39,40. Alternatywnie, optycznie przezroczysty fantom referencyjny może być zobrazowany optycznie w celu sprawdzenia, czy wydrukowana część jest całkowicie rozpuszczona, a pozostała pusta przestrzeń ma prawidłową geometrię.
    UWAGA: Zweryfikowaliśmy wewnętrzną geometrię optycznie nieprzezroczystego fantomu (2 mg TiO2 + 3,5 μl tuszu indyjskiego) za pomocą mikro-CT na North Star Imaging (NSI) X50. Fantom został zobrazowany z rozdzielczością 20 μm we wszystkich wymiarach (Materiały Uzupełniające 3, 4).
  2. Sprawdź właściwości optyczne fantomu za pomocą płyty polimerowej i kuli całkującej (opisanej w krokach 1.5–1.6).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby zademonstrować technikę wytwarzania fantomów, stworzono fantomy tkanki płucnej myszy, które symulowały zmierzone właściwości optyczne wyciętej zdrowej i objętej stanem zapalnym mysiej tkanki płucnej przy długości fali 535 nm (Tabela 5). Ta długość fali będąca przedmiotem zainteresowania to długość fali wzbudzenia dla białka fluorescencyjnego tdTomato stosowanego w rekombinowanych szczepach reporterowych prątków w poprzednich badaniach33. Pomiar...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pokazaliśmy metodę tworzenia fantomów optycznych reprezentujących mysie płuco z wewnętrzną strukturą rozgałęzioną, aby symulować wewnętrzną granicę faz powietrze-tkanka. Właściwości optyczne mysiej tkanki płucnej uzyskuje się poprzez włączenie unikalnych stężeń optycznie rozpraszających i absorbujących cząstek rozmieszczonych jednorodnie w polimerze o matrycy masowej. Te właściwości optyczne można dostroić tak, aby naśladować wartości fizjologiczne w różnych zakresach spektralnych tkanek w różnych stanach (tj. t...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została wsparta przez National Science Foundation CAREER award no. CBET-1254767 i Narodowy Instytut Alergii i Chorób Zakaźnych grant nr R01 AI104960. Serdecznie dziękujemy Patrickowi Griffinowi i Danowi Tranowi za ich pomoc w pomiarach charakteryzacyjnych oraz Texas A&M Cardiovascular Pathology Laboratory w zakresie obrazowania mikro-CT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dow Corning Sylgard 184 Silikonowa kapsułka bezbarwna 0,5 kg ZestawEllsworth Adhesives184 SIL ELAST KIT 0,5 KGPolidimetylosiloksan: baza polimerowa do fantomów optycznych
Biały rutyl Dwutlenek tytanu w proszkuAtlantic Equipment EngineersTI-602Rozpraszanie cząstek dla fantomów optycznych
Pióro wieczne Higgins India InkMichaels Craft Stores  10015483Cząstki pochłaniające dla fantomów optycznych
Taśma żaroodpornaUlineS-7595Taśma żaroodporna do form polimerowych
Drukarka 3D Fortus 360mcStratasysN/APotrafi przełączać materiał konstrukcyjny i nośny za pomocą tego modelu drukarki
ABS Materiał modelu kości słoniowejStratasysSDS-000001Materiał do drukowania części formy i / lub wykorzystania jako podpora do drukowania struktury wewnętrznej 
SR-30 Rozpuszczalny nośnikStratasys400638-0001Podstawowy rozpuszczalny materiał podporowy do drukowania struktury wewnętrznej
Flacktek SpeedmixerFlacktek Inc.DAC 150.1 FVDo efektywnego mieszania polimerów i cząstek 
Kula całkującaEdmund Optics58-585Do pomiaru właściwości optycznych
Płyty robocze z poliwęglanu (1 mm)StratasysN/AMożna również użyć używanych poliwęglanowych płyt roboczych z drukarki Stratasys

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Curatolo, A., Kennedy, B. F., Sampson, D. D. Structured three-dimensional optical phantom for optical coherence tomography. Opt Express. 19 (20), 19480-19485 (2011).
  2. Miranda, D. A., Cristiano, K. L., Gutiérrez, J. C. Breast phantom for mammary tissue characterization by near infrared spectroscopy. J Phys Conf Ser. 466 (1), 012018(2013).
  3. Solomon, M., et al. Multimodal Fluorescence-Mediated Tomography and SPECT/CT for Small-Animal Imaging. J Nucl Med. 54 (4), 639-646 (2013).
  4. Wagnières, G., et al. An optical phantom with tissue-like properties in the visible for use in PDT and fluorescence spectroscopy. Phys Med Biol. 42 (7), 1415-1426 (1997).
  5. Rajaram, N., Reesor, A. F., Mulvey, C. S., Frees, A. E., Ramanujam, N. Non-Invasive, Simultaneous Quantification of Vascular Oxygenation and Glucose Uptake in Tissue. PLoS ONE. 10 (1), 0117132(2015).
  6. Niedre, M. J., Turner, G. M., Ntziachristos, V. Time-resolved imaging of optical coefficients through murine chest cavities. J Biomed Opt. 11 (6), 064017(2006).
  7. Schmidt, F. E. W., et al. Multiple-slice imaging of a tissue-equivalent phantom by use of time-resolvedoptical tomography. Appl Opt. 39 (19), 3380-3387 (2000).
  8. Cerussi, A. E., et al. Tissue phantoms in multicenter clinical trials for diffuse optical technologies. Biomed Opt Express. 3 (5), 966-971 (2012).
  9. Marín, N. M., et al. Calibration standards for multicenter clinical trials of fluorescence spectroscopy for in vivo diagnosis. J Biomed Opt. 11 (1), 014010(2006).
  10. Alexandrakis, G., Rannou, F. R., Chatziioannou, A. F. Tomographic bioluminescence imaging by use of a combined optical-PET (OPET) system: a computer simulation feasibility study. Phys Med Biol. 50 (17), 4225-4241 (2005).
  11. Wan, Q., Beier, H. T., Ibey, B. L., Good, T., Coté, G. L. Optical Diagnostics and Sensing VII. Coté, G. L., Priezzhev, A. V. , SPIE. (2007).
  12. Chen, C., et al. Preparation of a skin equivalent phantom with interior micron-scale vessel structures for optical imaging experiments. Biomed Opt Express. 5 (9), 3140-3149 (2014).
  13. Pogue, B. W., Patterson, M. S. Review of tissue simulating phantoms for optical spectroscopy, imaging and dosimetry. J Biomed Opt. 11 (4), 041102(2006).
  14. Wróbel, M. S., et al. Use of optical skin phantoms for preclinical evaluation of laser efficiency for skin lesion therapy. J Biomed Opt. 20 (8), 085003(2015).
  15. Cubeddu, R., Pifferi, A., Taroni, P., Torricelli, A., Valentini, G. A solid tissue phantom for photon migration studies. Phys Med Biol. 42 (10), 1971-1979 (1997).
  16. Bae, Y., Son, T., Park, J., Jung, B. Fabrication of a thin-layer solid optical tissue phantom by a spin-coating method: pilot study. J Biomed Opt. 18 (2), 025006(2013).
  17. Park, J., et al. Design and Performance Validation of Phantoms Used in Conjunction with Optical Measurement of Tissue V. Nordstrom, R. J., et al. , SPIE. (2013).
  18. Luu, L., Roman, P. A., Mathews, S. A., Ramella-Roman, J. C. Microfluidics based phantoms of superficial vascular network. Biomed Opt Express. 3 (6), 1350-1364 (2012).
  19. Chen, A. I., et al. Multilayered tissue mimicking skin and vessel phantoms with tunable mechanical, optical, and acoustic properties. Med Phys. 43 (6), Part 1 3117-3131 (2016).
  20. Lurie, K. L., Smith, G. T., Khan, S. A., Liao, J. C., Ellerbee, A. K. Three-dimensional, distendable bladder phantom for optical coherence tomography and white light cystoscopy. J Biomed Opt. 19 (3), 036009(2014).
  21. Golabchi, A., et al. Refractive errors and corrections for OCT images in an inflated lung phantom. Biomed Opt Express. 3 (5), 1101-1109 (2012).
  22. Rengier, F., et al. 3D printing based on imaging data: review of medical applications. Int J Comput Assist Radiol and Surg. 5 (4), 335-341 (2010).
  23. Wang, J., et al. Three-dimensional printing of tissue phantoms for biophotonic imaging. Opt Lett. 39 (10), 3010-3013 (2014).
  24. Ghassemi, P., et al. Evaluation of Mobile Phone Performance for Near-Infrared Fluorescence Imaging. IEEE Trans Biomed Eng. 64 (7), 1650-1653 (2017).
  25. Bentz, B. Z., Chavan, A. V., Lin, D., Tsai, E. H. R., Webb, K. J. Fabrication and application of heterogeneous printed mouse phantoms for whole animal optical imaging. Appl Opt. 55 (2), 280-287 (2016).
  26. Diep, P., et al. Three-dimensional printed optical phantoms with customized absorption and scattering properties. Biomed Opt Express. 6 (11), 4212-4220 (2015).
  27. Pogue, B. W., Patterson, M. S. Review of tissue simulating phantoms for optical spectroscopy, imaging and dosimetry. Journal of Biomedical Optics. 11 (4), 041102-041116 (2006).
  28. de Bruin, D. M., et al. Optical phantoms of varying geometry based on thin building blocks with controlled optical properties. J Biomed Opt. 15 (2), 025001-025010 (2010).
  29. Boyle, A. J., et al. In vitro performance of a shape memory polymer foam-coated coil embolization device. Med Eng Phys. 49, 56-62 (2017).
  30. Hwang, W., Singhal, P., Miller, M. W., Maitland, D. J. In Vitro Study of Transcatheter Delivery of a Shape Memory Polymer Foam Embolic Device for Treating Cerebral Aneurysms. J Med Dev. 7 (2), 020932(2013).
  31. Sgaragli, G., Frosini, M. Human Tuberculosis I. Epidemiology, Diagnosis and Pathogenetic Mechanisms. Curr Med Chem. 23 (25), 2836-2873 (2016).
  32. Mufti, N., Kong, Y., Cirillo, J. D., Maitland, K. C. Fiber optic microendoscopy for preclinical study of bacterial infection dynamics. Biomed Opt Express. 2 (5), 1121-1134 (2011).
  33. Nooshabadi, F., et al. Intravital fluorescence excitation in whole-animal optical imaging. PLoS One. 11 (2), 0149932(2016).
  34. Nooshabadi, F., et al. Intravital excitation increases detection sensitivity for pulmonary tuberculosis by whole-body imaging with beta-lactamase reporter enzyme fluorescence. J Biophotonics. , (2016).
  35. Duck, F. A. Physical Properties of Tissue: A Comprehensive Reference Book. , Academic Press, Inc. (1990).
  36. Tuchin, V. V., Tuchin, V. Tissue optics: light scattering methods and instruments for medical diagnosis. 13, SPIE press. Bellingham. (2007).
  37. Prahl, S. Everything I think you should know about Inverse Adding-Doubling. , Oregon Tech. (2011).
  38. Inverse Adding-Doubling v.3-9-12. , (2014).
  39. Link, T. M., et al. A Comparative Study of Trabecular Bone Properties in the Spine and Femur Using High Resolution MRI and CT. J Bone Miner Res. 13 (1), 122-132 (1998).
  40. Batiste, D. L., et al. High-resolution MRI and micro-CT in an ex vivo rabbit anterior cruciate ligament transection model of osteoarthritis. Osteoarthr cartil. 12 (8), 614-626 (2004).
  41. Greening, G. J., et al. Characterization of thin poly(dimethylsiloxane)-based tissue-simulating phantoms with tunable reduced scattering and absorption coefficients at visible and near-infrared wavelengths. J Biomed Opt. 19 (11), 115002(2014).
  42. Meissner, S., Knels, L., Krueger, A., Koch, T., Koch, E. Simultaneous three-dimensional optical coherence tomography and intravital microscopy for imaging subpleural pulmonary alveoli in isolated rabbit lungs. J Biomed Opt. 14 (5), 054020(2009).
  43. Morris, A. H., et al. A new nuclear magnetic resonance property of lung. J Appl Phys. 58 (3), 759-762 (1985).
  44. Hearon, K., et al. Porous Shape Memory Polymers. Polym Rev (Phila Pa). 53 (1), 41-75 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wytwarzanie PDMSstruktura drukowana w 3Dsfera ca kuj caw a ciwo ci optycznena ladowanie tkanekpolerowanie parowemateria rozpuszczalnytransport wiat amodel dr g oddechowych

Powiązane artykuły