Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wpływ stosowania olejku eterycznego z tymianku na obciążenie mikrobiologiczne podczas suszenia mięsa

9.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57054

⸱

14 marca 2018

 ,  ,  , 
1Department of Sustainable Technologies, Faculty of Tropical AgriSciences, Czech University of Life Sciences Prague, 2Department of Quality of Agricultural Products, Faculty of Agrobiology, Food and Natural Resources, Czech University of Life Sciences Prague

W tym artykule

Podsumowanie

Mikroorganizmy, takie jak Escherichia coli, które zanieczyszczają produkty mięsne, powodują choroby przenoszone drogą pokarmową. Zastosowanie olejków eterycznych w procesie suszenia mięsa nie zostało dogłębnie zbadane. W tym miejscu przedstawiamy nowatorską metodę nakładania olejku eterycznego z tymianku na mięso podczas suszenia w celu zmniejszenia obciążenia mikrobiologicznego w suszonym mięsie.

Streszczenie

Mięso to wysokobiałkowy posiłek, który jest używany do przygotowania suszonego mięsa, popularnej przekąski spożywczej, gdzie ważna jest konserwacja i bezpieczeństwo. Aby zapewnić bezpieczeństwo żywności i przedłużyć okres przydatności do spożycia mięsa i produktów mięsnych, w celu kontroli i eliminacji bakterii przenoszonych przez żywność stosuje się syntetyczne lub naturalne konserwanty. Wzrosło zainteresowanie zastosowaniem naturalnych dodatków do żywności do mięsa. Mikroorganizmy, takie jak Escherichia coli, zanieczyszczają mięso i produkty mięsne, powodując choroby przenoszone drogą pokarmową. Dlatego konieczne jest usprawnienie procesu konserwacji mięsa. Jednak stosowanie olejków eterycznych podczas suszenia mięsa nie zostało dogłębnie zbadane. W związku z tym istnieje możliwość zwiększenia wartości suszonego mięsa i zmniejszenia ryzyka chorób przenoszonych drogą pokarmową poprzez stosowanie olejków eterycznych podczas procesu suszenia. W niniejszym protokole przedstawiamy nowatorską metodę aplikacji olejku eterycznego z tymianku (TEO) podczas suszenia mięsa, a konkretnie w postaci pary bezpośrednio w komorze suszącej. Do oceny używamy minimalnego stężenia hamującego (MIC) w celu wykrycia liczby szkodliwych bakterii w próbkach poddanych działaniu substancji w porównaniu z próbkami surowymi. Wstępne wyniki pokazują, że metoda ta jest realną i alternatywną alternatywą dla syntetycznych konserwantów oraz że znacznie zmniejsza obciążenie mikrobiologiczne suszonego mięsa.

Wprowadzenie

Suszenie jako tradycyjna metoda konserwacji żywności jest stosowana od czasów starożytnych. W dzisiejszych czasach rośnie zainteresowanie suszeniem jako skuteczną metodą konserwacji żywności1,2,3. Służy do produkcji różnych specjalnie przetworzonych mięs. Jednym z najbardziej znanych jest suszone mięso.

Suszona, jedna z najstarszych metod konserwacji mięsa, opiera się na peklowaniu i suszeniu w celu obniżenia aktywności wody, a tym samym przedłużenia okresu przydatności do spożycia4. W dzisiejszych czasach suszone mięso jako konserwowane wędliny jest nadal bardzo popularne, gdzie bezpieczeństwo żywności, smak i konsystencja mają kluczowe znaczenie. Preparat Jerky może być stosowany do prawie każdego rodzaju mięsa, w tym wołowiny, wieprzowiny, drobiu lub dziczyzny5, i wymaga pokrojenia mięsa w chude paski i wysuszenia. Zazwyczaj marynowanie mięsa w roztworze peklującym lub wędzenie jest używane wraz z suszeniem, aby nadać suszonemu suszeniu charakterystyczny smak6.

Pomimo ogromnego zainteresowania suszeniem w celu prawdziwego konserwowania żywności, ryzyko wybuchu epidemii przez E. coli przez żywność ze słabo wysuszonego mięsa jest krytyczne i musi być kontrolowane. Istnieją badania donoszące o wybuchach zapalenia żołądka i jelit przenoszonego przez żywność, szczególnie w przypadku E. coli O157:H7, przypisywanych nieodpowiedniemu przetwarzaniu ciepła podczas suszenia w domu. Podobne przypadki miały miejsce nawet w komercyjnie przygotowanych jerky7,8,9. Levine i wsp. 10 zaproponował, że mikroorganizmy przenoszone przez żywność mogą przetrwać umiarkowane warunki suszenia (około 60 °C) stosowane przez komercyjnych producentów suszonego mięsa. Bakteria E. coli O157:H7 ogniska chorób przenoszonych drogą pokarmową w połowie lat 90. przypisywano mielonym suszonym produktom mięsnym6,11. Co ciekawe, we wszystkich poprzednich przypadkach główne ryzyko są powodowane przez patogeny bakteryjne uznane za żywotne, ale niezdolne do hodowli (VBNC). Pod wpływem różnych stresów, takich jak zmiany temperatury lub głód, komórki E. coli mogą wejść w określony stan znany jako stan VBNC12,13. Komórki VBNC mogą być następnie reanimowane z powrotem do komórek hodowlanych poprzez wystawienie na działanie odpowiednich warunków, a następnie stanowić zagrożenie dla zdrowia ludzkiego z powodu zanieczyszczenia przenoszonego przez żywność14,15. Oznacza to, że jeśli mięso jest spożywane natychmiast po wysuszeniu produktu, jest bezpieczne. Jednak w przypadku nieodpowiedniego przechowywania, takiego jak zwiększona wilgotność, istnieje duże ryzyko reaktywacji patogenów i rozwoju drobnoustrojów.

Oprócz metod suszenia i marynowania, istnieje duże zapotrzebowanie ze strony konsumentów na stosowanie naturalnych produktów jako alternatywy dla dodatków w celu poprawy jakości żywności16,17. Szczególnym zainteresowaniem cieszyło się zastosowanie naturalnych dodatków do żywności w mięsie zamiast klasycznych syntetycznych konserwantów18,19,20,21. Mimo że brakuje wystarczających dowodów eksperymentalnych na stosowanie olejków eterycznych podczas suszenia mięsa, wczesne badania w tej dziedzinie już wykazują pozytywne wyniki22,23.

Od średniowiecza ludzie uznają związki olejków eterycznych (EOC) za ich właściwości przeciwbakteryjne, owadobójcze i przeciwpasożytnicze24,25,26. Obecnie EOC należą do jednej z najważniejszych grup bioaktywnych związków naturalnych. Wśród różnych EOC tymol jest jednym z najbardziej znanych. Składa się w ponad 85% z TEO23. Ten fenol zapobiega degradacji mikrobiologicznej i chemicznej po dodaniu do żywności. Dodatkowo jego właściwości antybakteryjne mogą ulec poprawie w połączeniu z innymi naturalnymi konserwantami2,27,28,29,30. Obecnie tymianek (Thymus vulgaris), zioło należące do rodziny Lamiaceae, zostało uznane za środek aromatyzujący, a także bardzo skuteczny środek konserwujący mięso31. Badanie przeprowadzone przez García-Díez i wsp. 30 na produktach mięsnych stwierdziło, że TEO wykazuje szerszy wzorzec hamowania przeciwko patogenom przenoszonym przez żywność w porównaniu z innymi olejkami eterycznymi. W związku z tym istnieje możliwość zwiększenia wartości suszonego mięsa i zmniejszenia ryzyka chorób przenoszonych drogą pokarmową poprzez stosowanie olejków eterycznych podczas procesu suszenia.

W tym protokole prezentujemy nowatorską metodę stosowania TEO podczas suszenia mięsa, a konkretnie użycie go w formie pary bezpośrednio w komorze suszenia. Do oceny używamy MIC do określenia braku bakterii chorobotwórczych w próbkach poddanych działaniu substancji w porównaniu z surowymi. Wstępne wyniki pokazują, że metoda ta jest wysoce skuteczną alternatywą dla syntetycznych konserwantów i znacznie zmniejsza obciążenie mikrobiologiczne suszonego mięsa.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie mięsa

  1. Nabyć polędwicę wołową (świeża wołowina z biceps femoris) w lokalnym sklepie mięsnym i przetransportować ją do laboratorium.
    UWAGA: Zaleca się transport polędwicy w temperaturze otoczenia (20 - 25 °C) przez czas nie dłuższy niż 20 min w hermetycznie zamkniętym worku.
  2. Aby wysterylizować zewnętrzną powierzchnię mięśnia wołowego, w komorze z laminarnym przepływem powietrza opłukać mięsień, spryskując go 70% (v/v) etanolem przez 10 s za pomocą butelki z atomizerem o pojemności 500 mL. Należy zużyć 0,025 g etanolu na 1 cm2 powierzchni mięśnia.
  3. Aseptycznie usunąć zewnętrzną warstwę mięsa za pomocą noża, aby zapobiec pozostaniu etanolu wewnątrz mięśnia. Usunąć około 3 mm tkanki z wnętrza mięśnia, aby zachować jednorodność jego powierzchni.
  4. Zapakować mięsień do plastikowego szczelnego worka i przenieść do zamrażarki.
  5. Przechowywać mięsień w temperaturze -18 °C przez 1 dzień. Następnie rozmrozić zamrożony mięsień w temperaturze 4 °C przez 6 h.
    UWAGA: Do rozmrażania zaleca się przeniesienie mięśnia z zamrażarki do lodówki.
  6. W komorze z laminarnym przepływem powietrza pokroić każdy mięsień na plastry o grubości 0,5 cm za pomocą krojacza do mięsa. Następnie za pomocą noża pociąć je na małe prostokątne próbki o wymiarach 5 × 2,5 cm2.
  7. Zapakować prostokątne próbki mięsa do plastikowych worków i przechowywać w zamrażarce w temperaturze -18 °C do późniejszego użycia.

2. Przygotowanie standaryzowanego inokulum i procedura szczepienia w laminarnym szafce bezpiecznej

  1. Przygotuj zstandaryzowane szczepionki (1,5 × 108 CFU/mL) z E. coli ATCC 25922 do inokulacji próbek mięsa.
    1. W celu przygotowania zapasu szczepionki, najpierw przenieś liofilizowaną kulturę bakteryjną (dostarczoną przez dostawcę) do sterylnej probówki o pojemności 15 mL, uprzednio wypełnionej 10 mL sterylnej buforowanej pożywki Mueller-Hinton (BMHB). Inkubuj zawiesinę przez 24 h w temperaturze 37 °C.
      1. Przygotuj roztwór zapasowy bakterii w następujący sposób: pobierz około 0,1 - 0,2 mL zawiesiny bakteryjnej i rozcieńcz w fiolce o pojemności 20 mL zamkniętej gumowym korkiem z aluminiową kapselką, uprzednio wypełnionej 15 mL sterylnej BMHB. Inkubuj zawiesinę przez 24 h w temperaturze 37 °C.
      2. Przechowuj w lodówce w temperaturze 4 °C do czasu przygotowania zstandaryzowanej szczepionki.
    2. Z roztworu zapasowego (patrz krok 2.1.1) E coli pobierz około 0,1 - 0,2 mL zawiesiny bakteryjnej i rozcieńcz w sterylnej plastikowej probówce o pojemności 15 mL, uprzednio wypełnionej 10 mL sterylnej buforowanej pożywki Mueller-Hinton (BMHB). Inkubuj probówkę w temperaturze 37 °C przez 24 h.
    3. Aby przygotować zstandaryzowaną szczepionkę (1,5 × 108 CFU/mL), dodaj niewielkie ilości tej zawiesiny do sterylnej probówki o pojemności 15 mL, uprzednio wypełnionej 10 mL sterylnej BMHB.
    4. Dokładnie wymieszaj zawiesinę na wortexie i zmierz gęstość optyczną (OD) przy 600 nm za pomocą densytometru32.
    5. Powtarzaj kroki 2.1.3 - 2.1.4, aż OD wyrażona jako wartość w skali McFarlanda wzrośnie o 0,5 w porównaniu do wartości czystej BMHB.
  2. W procedurze inokulacji umieść prostokątne próbki mięsa na dwóch różnych arkuszach folii aluminiowej (20 cm x 30 cm) – jeden dla próbek kontrolnych, a drugi dla inokulowanych próbek mięsa.
    1. Na drugim arkuszu folii aluminiowej inokuluj surowe prostokątne próbki mięsa 80 µL zawiesiny bakterii wybranego szczepu (co odpowiada 1,2 × 108 CFU na próbkę mięsa), równomiernie rozprowadzając szczepionkę na powierzchni.
      1. Nanieś pipetą 40 µL na jedną stronę próbki i delikatnie rozprowadź na powierzchni za pomocą sterylnego rozprowadzacza do komórek. Pozostaw do wyschnięcia na 10 min. Powtórz tę samą procedurę dla pozostałej części zawiesiny na drugiej stronie próbki.

3. Suszenie i aplikacja TEO

  1. Przenieś obie folie aluminiowe zawierające prostokątne próbki mięsa z laminarnej szafy bezpieczeństwa do suszarki: przykryj każdą z nich folią aluminiową, a następnie umieść próbki wewnątrz suszarki.
  2. Przeprowadź suszenie w standardowej suszarce laboratoryjnej.
    UWAGA: Najpierw rozgrzej piec do 5 °C. Procedura ta może potrwać 20 min.
    1. Susz próbki kontrolne przez 6 h w temperaturze 5 °C, przy wartościach wilgotności względnej powietrza suszącego w zakresie 30 - 45%.
      UWAGA: Wartości wilgotności względnej powietrza suszącego zmieniają się w czasie w zależności od szybkości odparowywania cieczy z mięsa.
  3. Oblicz objętość zastosowanego TEO i wyraź stężenie olejku eterycznego jako objętość TEO na objętość suszarki (mL/L powietrza). Na przykład dawka 1,5 mL TEO w 53 L (objętość suszarki) daje stężenie 0,028 mL/L powietrza. Aby wyznaczyć MIC TEO dla E. coli, zastosuj dawki 1,5 mL (0,028 mL/L powietrza), 1 mL (0,019 mL/L powietrza) oraz 0,75 mL (0,014 mL/L powietrza).
  4. Przed suszeniem, w celu aplikacji oparów TEO (z tymolem jako głównym składnikiem 79%), nasącz papier filtracyjny (12 cm x 20 cm) dawką 1,5 mL TEO i umieść go w suszarce przed wentylatorem.
  5. Susz próbki mięsa traktowane TEO, stosując tę samą procedurę co w przypadku próbek kontrolnych (kroki 3.1 i 3.2).
    UWAGA: Po zakończeniu procesu suszenia i wyjęciu próbek, włącz piec na 3 h w temperaturze 80 °C i ustaw wskaźnik zaworu powietrznego na 10% odprowadzenia powietrza, aby oczyścić piec z pozostałości olejku eterycznego.

4. Analiza mikrobiologiczna

  1. Przed zaszczepieniem mięsa bakteriami należy sprawdzić próbki pod kątem ewentualnych zanieczyszczeń. Pojawienie się śluzu oraz wykrycie silnych i ostrych zapachów świadczą o psuciu się mięsa. Jeśli konsystencja jest śluzowata, może to oznaczać, że bakterie zaczęły namnażać się na powierzchni mięsa.
  2. Aby ocenić wydajność inokulacji, należy przebadać surowe próbki poddane inokulacji pod kątem obecności *E. coli* ATCC 2592 i porównać je z nieinokulowanymi próbkami kontrolnymi przed procedurą suszenia. W tym celu:
    1. Wypłucz każdą próbkę mięsa (2 próbki kontrolne i 2 próbki inokulowane). Zawieś każdą próbkę mięsa w sterylnej kolbie w buforowanej wodzie peptonowej (8,5 g NaCl, 1 g peptonu, 5 tabletek soli fizjologicznej z buforem fosforanowym i 1 g Polisorbatasu 80 w 1 l wody) w stosunku 1:10 (m/v) przy pH w zakresie 7–7,3. Mieszaj na wytrząsarce z prędkością 140 obr./min przez 10 min w temperaturze pokojowej.
      UWAGA: Należy umyć ręce niezwłocznie po przeprowadzeniu procedury inokulacji.
    2. Oznacz liczbę bakterii za pomocą zmodyfikowanej procedury kroplowej 6 × 6 opisanej przez Chena, Nace'a i Irwina33 na agarze PCA (Plate Count Agar) i agarze MacConkey (MCA).
      UWAGA: Metoda kropelkowa 6 × 6 wykorzystuje metodę mikrorozcieńczeń w bulionie do przygotowania dziesięciokrotnych rozcieńczeń seryjnych badanej próbki za pomocą pipety wielokanałowej, co jest mniej pracochłonne i bardziej ekonomiczne w porównaniu z metodą konwencjonalną33,34.
    3. Przeprowadzić hodowlę dziesięciokrotnych rozcieńczeń seryjnych próbek metodą kroplową na płytce 6 × 6 w celu oceny E. coli.
      UWAGA: W szczególności dla metody kroplowania 6 × 6 do hodowli należy użyć sześciu 5 µL- krople z sześciu wybranych rozcieńczeń badanegopóbrania nanosi się za pomocą pipety wielokanałowej. Na odpowiednio osuszonych szalkach Petriego krople szybko wchłaniają się w agar, co sprawia, że wysiew tą metodą jest bardzo wygodny i łatwy w obsłudze34.
    4. Inkubować szalki Petriego w temperaturze 37 °C przez 24 h. Po okresie inkubacji należy ocenić liczbę kolonii E. coli na szalkach Petriego (CFU g-1)-1 mięsa suszonego), zgodnie z opisem w sekcji 5.
  3. Po wysuszeniu należy pobrać dwie zaszczepione wysuszone próbki i porównać je z dwiema wysuszonymi, niezaszczepionymi próbkami kontrolnymi w celu oceny żywotności E. coliodpowiednio. Aby określić obecność lub brak E. coli z tych czterech spróbki, przeprowadzić proces wstępnego namnażania każdej próbki mięsa w następujący sposób:
    1. Każdą próbkę mięsa zawiesić w sterylnym kolbie z buforowaną wodą peptonową (patrz krok 4.2.1) i inkubować na wytrząsarku przy 140 obr./min przez 10 min w temperaturze pokojowej. Następnie inkubować każdą kolbę przy 37 °C przez 6 h w celu wstępnego namnożenia.
    2. W celu oceny i hodowli bakterii należy zastosować tę samą procedurę, która została opisana w krokach 4.2.2 – 4.2.4.

5. Przegląd wyników

  1. Po zakończeniu inkubacji należy wyjąć szalki Petriego z inkubatora i ocenić wyniki w następujący sposób:
    1. Aby ocenić całkowitą liczbę kolonii, należy zbadać płytki pod kątem obecności mezofilnych bakterii tlenowych na PCA (białe punkty) oraz typowych E. coli kolonie (od czerwonych do ciemnoróżowych) na MCA. W przypadku braku patogenu na obu agarach nie stwierdza się wzrostu.
    2. Policz kolonie i określ ilość E. coli (CFU/g-1 obecności (suszonego mięsa).
      UWAGA: Policz liczbę kolonii (N) przy dwóch kolejnych rozcieńczeniach zawierających 30 lub mniej kolonii na kroplę (Rysunek 1). Liczba N CFU/g-1 mięsa suszonego określa się w następujący sposób35
      Równanie równowagi statycznej: N=C/ν(n₁+0.1n₂)d, istotne dla badania wzorów fizycznych.
      gdzie, C czy zsumowano liczbę kolonii ze wszystkich kropel, v objętość rozcieńczenia próbki użyta na jedną kroplę (w tym przypadku 0,05 ml), n1 jest liczbą kropli użytych przy pierwszym rozcieńczeniu, n2 jest liczbą kropel użytych podczas drugiego rozcieńczenia, a d oznacza rozcieńczenie, z którego pobrano pierwsze odczyty.
  2. Aby przeanalizować dane mikrobiologiczne, należy przekształcić liczbę kolonii na log CFU g⁻¹-1 i poddać je analizie wariancji (ANOVA) w celu oceny głównych efektów zastosowanego leczenia36.
    1. Wykonaj test Tukey’a dla najmniejszej istotnej różnicy (Tukey HSD) w celu przeprowadzenia wielokrotnych porównań średnich36 oraz określić istotne różnice między wariantami doświadczalnymi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Metodę opracowano wcześniej, wykorzystując olejek z oregano (OEO) w celu poprawy bezpieczeństwa żywności i zwiększenia wartości mięsa suszonego. Ogólnie rzecz biorąc, poprzednie eksperymenty wykazały, że E. coli przechodzi w stan VBNC podczas suszenia jako strategię przetrwania. Potwierdza to brak bakterii kulturowalnych po zakończeniu suszenia22. W związku z tym proces wstępnego wzbogacania trwający 6 godzin był konieczny, aby umożliwić policzenie szczepu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wcześniejsze badania wykazały, że mikroorganizmy wywołujące choroby przenoszone przez żywność przeżywają suszenie10. Dlatego konieczne jest stosowanie konserwantów przed suszeniem, aby zapewnić bezpieczeństwo żywności. W tym badaniu skupiamy się na wykorzystaniu TEO. Powody są dwojakie: po pierwsze, istnieje duże zapotrzebowanie konsumentów na stosowanie produktów naturalnych jako alternatywnych dodatków w celu poprawy jakości żywności16; Po drugie, wcześniejsze badanie wyk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Wewnętrzną Agencję Grantów Wydziału Nauk Rolniczych (numer projektu: 20175013) oraz CIGA 20182023 oba granty, z Czeskiego Uniwersytetu Przyrodniczego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Krajalnica do mięsaKalorikKP 3530z Miami Gardens, FL, USA
Szafa bezpieczeństwa laminarnegoFaster s.r.lz Włoch
Wyciśnięta butelka 500 mlMerci632 524 325 025z CZ
Standardowa suszarka laboratoryjna UFE 400MemmertDE 66812464z Niemiec
InkubatorBT 120N/Az CZ
Lodówka i zamrażarkaBoschKGN34VW20Gfirmy DE
DensytometrBiosan220 000 050 122Łotwa; dostawca Merci, CZ
em>Escherichia coli ATCC 25922OxoidCL7050z CZ
VortexChromservis22008013z CZ
Sterylizowane probówki plastikowe 15 mlGama331 000 020 115od CZ, dostawca Merci
20 ml fiolka do wstrzykiwańZdrowa fiolkahvft169z Chin
20 mm sterylny korek z gumy butylowejMerci22008013z CZ
20 mm aluminiowa nakrętkaZdrowa fiolkaN/Az Chin
Olejek eteryczny z tymiankuSigma AldrichW306509z St Louis, MO, USA
Mueller Hinton BulionOxoidCM0337od CZ
NaClPenta16610-31000z CZ
PeptoneOxoidLP0034z CZ
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiSigma AldrichP4417z CZ
Polysorbate 80 (Tween 80)RothT 13502z DE, dostawca P-lab
Shaker SHO-1DVerkonDH. WSR04020od CZ,  10 - 300 obr./min. 350 x 350 mm z platformą na kolby
Etanol 70%BiofermN/Aod CZ
MacConkey AgarOxoidCM007od CZ
Liczba płytek AgarOxoidCM0325od CZ
Bibuła filtracyjnaMerci480 622 080 040od CZ
Kolby Erlenmeyera 250 mlSimax610 002 122 636z CZ; dostawca Merci CZ
Pipeta wielokanałowaSocorexS852820ze Szwajcarii; dostawca P lab, CZ
Płytka do mikromiareczkowaniaGammaV400916CZ
Pipeta mikrolitrowa 100-1000 μ LEppendorf333 120 000 062z Niemiec; dostawca Merci, CZ
<

Bibliografia

  1. Eklund, M. W., Peterson, M. E., Poysky, F. T., Paranjpye, R. N., Pelroy, G. A. Control of bacterial pathogens during processing of cold-smoked and dried salmon strips. J. Food Prot. 67 (2), 347-351 (2004).
  2. Mahmoud, B. S. M., et al. Preservative effect of combined treatment with electrolyzed NaCl solutions and essential oil compounds on carp fillets during convectional air-drying. Int. J. Food Microbiol. 106 (3), 331-337 (2006).
  3. Rahman, M. S., Guizani, N., Al-Ruzeiki, M. H., Al Khalasi, A. S. Microflora Changes in Tuna Mince During Convection Air Drying. Dry. Technol. 18 (10), 2369-2379 (2000).
  4. Faith, N. G., et al. Viability of Escherichia coli O157: H7 in ground and formed beef jerky prepared at levels of 5 and 20% fat and dried at 52, 57, 63, or 68 C in a home-style dehydrator. Int. J. Food Microbiol. 41 (3), 213-221 (1998).
  5. Hierro, E., De La Hoz, L., Ordóñez, J. A. Headspace volatile compounds from salted and occasionally smoked dried meats (cecinas) as affected by animal species. Food Chem. 85 (4), 649-657 (2004).
  6. Nummer, B. A., et al. Effects of Preparation Methods on the Microbiological Safety of Home-Dried Meat Jerky. J. Food Prot. 67 (10), 2337-2341 (2004).
  7. Greig, J. D., Ravel, A. Analysis of foodborne outbreak data reported internationally for source attribution. Int. J. Food Microbiol. 130 (2), 77-87 (2009).
  8. Eidson, M., Sewell, C. M., Graves, G., Olson, R. Beef jerky gastroenteritis outbreaks. J. Environ. Health. 62 (6), 9-13 (2000).
  9. Allen, K., Cornforth, D., Whittier, D., Vasavada, M., Nummer, B. Evaluation of high humidity and wet marinade methods for pasteurization of jerky. J. Food Sci. 72 (7), (2007).
  10. Levine, P., Rose, B., Green, S., Ransom, G., Hill, W. Pathogen testing of ready-to-eat meat and poultry products collected at federally inspected establishments in the United States, 1990 to 1999. J. Food Prot. 64 (8), 1188-1193 (1990).
  11. Keene, W. E., et al. An outbreak of Escherichia coli O157:H7 infections traced to jerky made from deer meat. JAMA. 277 (15), 1229-1231 (1997).
  12. Oliver, J. D. The viable but nonculturable state in bacteria. J. Microbiol. 43, 93-100 (2005).
  13. Oliver, J. D. Recent findings on the viable but nonculturable state in pathogenic bacteria. FEMS Microbiol. Rev. 34 (4), 415-425 (2010).
  14. Khamisse, E., Firmesse, O., Christieans, S., Chassaing, D., Carpentier, B. Impact of cleaning and disinfection on the non-culturable and culturable bacterial loads of food-contact surfaces at a beef processing plant. Int. J. Food Microbiol. 158 (2), 163-168 (2012).
  15. Li, L., Mendis, N., Trigui, H., Oliver, J. D., Faucher, S. P. The importance of the viable but non-culturable state in human bacterial pathogens. Front. Microbiol. 5, 258(2014).
  16. Hernández, H., Claramount, D., Kučerová, I., Banout, J. The effects of modified blanching and oregano essential oil on drying kinetics and sensory attributes of dried meat. J. Food Process. Preserv. , (2016).
  17. García-Díez, J., et al. The Impact of Essential Oils on Consumer Acceptance of Chouriço de vinho - A Dry-Cured Sausage Made from Wine-Marinated Meat - Assessed by the Hedonic Scale, JAR Intensity Scale and Consumers' "Will to Consume and Purchase.". J. Food Process. Preserv. 41 (4), (2017).
  18. Govaris, A., Solomakos, N., Pexara, A., Chatzopoulou, P. S. The antimicrobial effect of oregano essential oil, nisin and their combination against Salmonella Enteritidis in minced sheep meat during refrigerated storage. Int. J. Food Microbiol. 137 (2-3), 175-180 (2010).
  19. Holley, R. A., Patel, D. Improvement in shelf-life and safety of perishable foods by plant essential oils and smoke antimicrobials. Food Microbiol. 22 (4), 273-292 (2005).
  20. Petrou, S., Tsiraki, M., Giatrakou, V., Savvaidis, I. N. Chitosan dipping or oregano oil treatments, singly or combined on modified atmosphere packaged chicken breast meat. Int. J. Food Microbiol. 156 (3), 264-271 (2012).
  21. Ballester-costa, C., Sendra, E., Viuda-martos, M. Assessment of Antioxidant and Antibacterial Properties on Meat Homogenates of Essential Oils Obtained from Four Thymus Species Achieved from Organic Growth. Foods. 6 (8), 59(2017).
  22. Hernández, H., et al. The effect of oregano essential oil on microbial load and sensory attributes of dried meat. J. Sci. Food Agric. 97 (1), 82-87 (2017).
  23. García-Díez, J., Alheiro, J., Falco, V., Fraqueza, M. J., Patarata, L. Chemical characterization and antimicrobial properties of herbs and spices essential oils against pathogens and spoilage bacteria associated to dry-cured meat products. J. Essent. Oil Res. 29 (2), 117-125 (2017).
  24. Cavanagh, H. M. A. Antifungal Activity of the Volatile Phase of Essential Oils: A Brief Review. Nat. Prod. Commun. 2 (12), 1297-1302 (2007).
  25. Tajkarimi, M. M., Ibrahim, S. A., Cliver, D. O. Antimicrobial herb and spice compounds in food. Food Control. 21 (9), 1199-1218 (2010).
  26. Nedorostova, L., Kloucek, P., Kokoska, L., Stolcova, M., Pulkrabek, J. Antimicrobial properties of selected essential oils in vapour phase against foodborne bacteria. Food Control. 20 (2), 157-160 (2009).
  27. Burt, S. Essential oils: Their antibacterial properties and potential applications in foods - A review. Int. J. Food Microbiol. 94 (3), 223-253 (2004).
  28. Ramanathan, L., Das, N. Studies on the control of lipid oxidation in ground fish by some polyphenolic natural products. J. Agric. Food Chem. 40 (1), 17-21 (1992).
  29. Yamazaki, K., Yamamoto, T., Kawai, Y., Inoue, N. Enhancement of antilisterial activity of essential oil constituents by nisin and diglycerol fatty acid ester. Food Microbiol. 21 (3), 283-289 (2004).
  30. García-Díez, J., Alheiro, J., Falco, V., Fraqueza, M. J., Patarata, L. Synergistic activity of essential oils from herbs and spices used on meat products against food borne pathogens. Nat. Prod. Commun. 12 (2), 281-286 (2017).
  31. Hussein Hamdy Roby, M., Atef Sarhan, M., Abdel-Hamed Selim, K., Ibrahim Khalel, K. Evaluation of antioxidant activity, total phenols and phenolic compounds in thyme (Thymus vulgaris L.), sage (Salvia officinalis L.), and marjoram (Origanum majorana L.) extracts. Ind. Crops Prod. 43, 827-831 (2013).
  32. Gouveia, A. R., et al. The Antimicrobial Effect of Essential Oils Against Listeria monocytogenes in Sous vide Cook-Chill Beef during Storage. J. Food Process. Preserv. 41 (4), (2017).
  33. Chen, C., Nace, G., Irwin, P. A 6 x 6 drop plate method for simultaneous colony counting and MPN enumeration of Campylobacter jejuni, Listeria monocytogenes, and Escherichia coli. J. Microbiol. Methods. 55 (2), 475-479 (2003).
  34. Herigstad, B., Hamilton, M., Heersink, J. How to optimize the drop plate method for enumerating bacteria. J. Microbiol. Methods. 44 (2), 121-129 (2001).
  35. Greenwood, M., Roberts, D. Practical food microbiology. , Blackwell Pub. Available from: https://drive.google.com/file/d/0BzyVOLllJ0B1YmlEemZ5M1RZekU/view?ts=590d8019 (2003).
  36. Vaughan, G. M., Corballis, M. C. Beyond tests of significance: Estimating strength of effects in selected ANOVA designs. Am. Psychol. Assoc. 72 (3), Available from: http://dx.doi.org/10.1037/h0027878 204-213 (1969).
  37. Smith-Palmer, A., Stewart, J., Fyfe, L. Antimicrobial properties of plant essential oils and essences against five important food-borne pathogens. Lett. Appl. Microbiol. 26 (2), 118-122 (1998).
  38. Burt, S. a, Reinders, R. D. Antibacterial activity of selected plant essential oils against Escherichia coli O157:H7. Lett. Appl. Microbiol. 36 (3), 162-167 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Escherichia coliminimalne stężenie hamująceaplikacja w fazie gazowejmetoda wysiewu kropelkowegoagar Plate Countagar MacConkeyrozcieńczenia seryjne
Wpływ stosowania olejku eterycznego z tymianku na obciążenie mikrobiologiczne podczas suszenia mięsa
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.