Method Article

Metoda skutecznego ponownego fałdowania i oczyszczania domeny wiążącej ligand chemoreceptora

DOI:

10.3791/57092

⸱

December 12th, 2017

 , 
1Infection and Immunity Program, Monash Biomedicine Discovery Institute, 2Department of Microbiology, Monash University, 3Department of Biochemistry and Molecular Biology, Monash University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono procedurę ponownego fałdowania domeny wiążącej ligand peryplazmatyczny dCACHE chemoreceptora Campylobacter jejuni Tlp3 z ciał inkluzyjnych i oczyszczania w celu uzyskania miligramowych ilości białka.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Identyfikacja naturalnych ligandów chemoreceptorów i badania strukturalne mające na celu wyjaśnienie molekularnych podstaw specyficzności ligandów mogą być znacznie ułatwione dzięki produkcji miligramowych ilości czystych, pofałdowanych domen wiążących ligandy. Próby heterologicznej ekspresji peryplazmatycznych domen wiążących ligandy chemoreceptorów bakteryjnych w Escherichia coli (E. coli) często skutkują ich ukierunkowaniem na ciała inkluzyjne. W tym miejscu przedstawiono metodę odzyskiwania białek z ciał inkluzyjnych, ich ponownego fałdowania i oczyszczania, na przykładzie peryplazmatycznej domeny wiążącej ligand dCACHE chemoreceptora Campylobacter jejuni (C. jejuni) Tlp3. Podejście to obejmuje ekspresję białka będącego przedmiotem zainteresowania za pomocą rozszczepialnego6-znacznika His , izolację i solubilizację ciał inkluzyjnych za pośrednictwem mocznika, ponowne fałdowanie białka przez zubożenie mocznika oraz oczyszczanie za pomocą chromatografii powinowactwa, a następnie usuwanie znaczników i chromatografię wykluczania wielkości. Spektroskopia dichroizmu kołowego służy do potwierdzenia stanu fałdowania czystego białka. Wykazano, że protokół ten jest ogólnie przydatny do wytwarzania miligramowych ilości domen wiążących ligand peryplazmatyczny dCACHE innych chemoreceptorów bakteryjnych w postaci rozpuszczalnej i krystalizacyjnej.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykazano, że chemotaksja i ruchliwość odgrywają ważną rolę w patogenezie Campylobacter jejuni, promując kolonizację bakteryjną i inwazję gospodarza1,2,3. Chemotaksja pozwala bakteriom przemieszczać się w kierunku optymalnego środowiska do wzrostu, zgodnie z sygnałami chemicznymi. Proces ten polega na rozpoznawaniu wewnątrzkomórkowych i środowiskowych sygnałów chemicznych przez zestaw białek zwanych chemoreceptorami lub białkami podobnymi do przetworników (Tlp). Większość chemoreceptorów to białka osadzone w błonie z pozacytoplazmatyczną domeną wiążącą ligand (LBD), domeną transbłonową i cytoplazmatyczną domeną sygnalizacyjną, z których ta ostatnia oddziałuje z cytozolowymi białkami sygnalizacyjnymi, które przekazują sygnał do silników wiciowych4,5,6,7.

Jedenaście różnych chemoreceptorów zostało zidentyfikowanych w genomie C. jejuni<sup class="xref">4,8. Do tej pory scharakteryzowano tylko niektóre z tych chemoreceptorów, a specyficzność ligandów Tlp19, Tlp310,11, Tlp411, Tlp712 i Tlp1113 jest znana. Identyfikacja naturalnych ligandów pozostałych chemoreceptorów tego gatunku oraz licznych chemoreceptorów u innych bakterii może być znacznie ułatwiona dzięki produkcji pofałdowanych i wysoce czystych rekombinowanych chemoreceptorów LBDs14,15,16. Jednak próby heterologicznej ekspresji peryplazmatycznych LBD chemoreceptorów bakteryjnych w Escherichia coli często skutkują ich celowaniem w ciała inkluzyjne17,18,19. Niemniej jednak zjawisko to może ułatwić łatwą izolację i odzyskanie białka w ręku. W tym miejscu przedstawiono metodę odzyskiwania białek z ciał inkluzyjnych, ich ponownego fałdowania i oczyszczania, na przykładzie peryplazmatycznego LBD chemoreceptora C. jejuni Tlp3. Ten przykład został wybrany, ponieważ Tlp3-LBD należy do rodziny dCACHE20 domen sensorycznych, które są obficie występujące w dwuskładnikowych kinazach histydynowych i chemoreceptorach u prokariontów20,21,22,23.

W tym podejściu, konstrukcja wyrażenia, oparta na wektorze pET151/D-TOPO, została zaprojektowana tak, aby zawierała N-końcowy znacznik His6, po którym następuje miejsce cięcia proteazy wirusa wytrawiania tytoniu (TEV), w celu późniejszego usunięcia znacznika19. Protokół opisuje nadekspresję białek w E. coli, izolację i rozpuszczalność ciał inkluzyjnych za pośrednictwem mocznika oraz ponowne fałdowanie białek przez zubożenie mocznika. Po ponownym fałdowaniu próbka jest oczyszczana za pomocą chromatografii powinowactwa, z opcjonalnym usuwaniem znaczników i chromatografią wykluczającą rozmiar. Stan pofałdowania oczyszczonego białka potwierdza się za pomocą spektroskopii dichroizmu kołowego. Jest to zmodyfikowana wersja metody, która została wcześniej opracowana w celu odzyskania i oczyszczenia LBD innego chemoreceptora, Helicobacter pylori TlpC19. Ta procedura, podsumowana w Rysunek 1, daje 10 - 20 mg czystego, nieoznakowanego Tlp3-LBD na 1 l kultury bakteryjnej, o czystości białka >90%, zgodnie z szacunkami SDS-PAGE.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Ekspresja jego 6-tlp3-LBD w E. coli

  1. Zaszczepić 150 ml sterylnego bulionu Luria-Bertani (LB) zawierającego 50 μg mL-1 ampicyliny komórkami BL21-Codon-Plus(DE3)-RIPL przekształconymi wektorem pET151/D-TOPO w celu ekspresji His 6-Tlp3-LBD (reszty aminokwasowe 42-291) i inkubować go w temperaturze 37 °C w wytrząsarce (średnica orbity, 25 mm) z prędkością 200 obr./min przez noc.
  2. Przygotować sześć 2 litrowych kolb Erlenmeyera zawierających 800 ml sterylnego bulionu LB i 50 μg ml-1 ampicyliny. Zaszczepić każdą kolbę 20 ml nocnej kultury uzyskanej w kroku 1.1. Inkubować je w temperaturze 37 °C, wytrząsając w sposób ciągły z prędkością 200 obr./min, aż gęstość optyczna przy długości fali 600 nm osiągnie 0,6.
  3. Pobrać 1 ml podwielokrotności z jednej z kolb (nieindukowana próbka kontrolna), osad za pomocą wirówki stołowej (13 000 x g, 4 °C, 10 min) i odrzucić supernatant. Przechowywać osad bakteryjny w temperaturze -20 °C do późniejszej analizy SDS-PAGE.
  4. Indukować ekspresję białka przez dodanie 1 mM izopropylu β-D-tiogalaktozydu (IPTG) do każdej kolby z hodowlą. Kontynuować inkubację kolb w temperaturze 37 °C w wytrząsarce z prędkością 200 obr./min przez dodatkowe 4 godziny.
  5. Zebrać komórki przez odwirowanie przy 5 000 x g przez 15 minut w temperaturze 4 °C i odrzucić supernatant.
    UWAGA: W tym momencie procedurę można wstrzymać, umieszczając osad komórkowy w zamrażarce o temperaturze -80 °C w celu przechowywania.

2. Izolacja i denaturacja ciał inkluzyjnych

  1. Przenieść wszystkie osady komórkowe otrzymane w kroku 1.5 do zlewki o pojemności 250 ml i dodać 100 ml buforu A (10 mM Tris-HCl, pH 8,0, 150 mM NaCl). Poczekaj, aż komórki całkowicie się rozmrozą (jeśli są zamrożone) i ponownie zawieś osad. Próbkę należy przechowywać na lodzie, chyba że wskazano inaczej.
  2. Przepuść zawieszone komórki przez homogenizator wysokociśnieniowy trzy razy, aby zlizować komórki i zapewnić całkowite ścinanie genomowego DNA.
  3. Odwirować lizat przy 10 000 x g przez 15 minut w temperaturze 4 °C. Pobrać 1 ml próbki supernatantu (frakcji rozpuszczalnej) i przechowywać ją w temperaturze -20 °C do późniejszej analizy SDS-PAGE. Resztę supernatantu należy odrzucić i umieścić osad na lodzie.
    UWAGA: Ta pastylka jest koloru białego (łatwo odróżnić ją od nieprzerwanych komórek, które mają odcień brązu) i zawiera ciała inkluzji.
  4. Zawiesić dokładnie osady inkluzji w 20 ml lodowatego buforu B (10 mM Tris-HCl pH 8,0, 0,2 mM fluorek fenylometanosulfonylu (PMSF), 1% Triton X-100). Ułatwia to rozpuszczanie błony i białek błonowych. Wirować przez 1-2 minuty, aby wspomóc ponowne podwieszenie.
  5. Odwirować próbkę o masie 10 000 x g przez 15 minut w temperaturze 4 °C i odrzucić supernatant.
  6. Dokładnie zawiesić osad w 20 ml lodowatego buforu B, wirując probówkę przez 1 - 2 minuty. Upewnij się, że osad jest rozbity na małe kawałki. Pipetować próbkę w górę i w dół, aby ułatwić ponowne zawieszenie osadów.
    UWAGA: Ważne jest, aby dokładnie zawiesić osad, aby uzyskać ciała wtrącające wolne od zanieczyszczeń.
  7. Powtórz krok 2.5. Jeżeli supernatant jest mętny lub zabarwiony, należy powtarzać kroki 2.6 i 2.5 (w tej kolejności), aż supernatant stanie się klarowny i bezbarwny.
  8. Zawiesić osad w 20 ml lodowatego buforu C (10 mM Tris-HCl pH 8,0, 0,2 mM PMSF), wirując probówkę przez 1 - 2 minuty.
  9. Powtórz krok 2.5.
  10. Dodać 25 ml lodowatego buforu denaturującego D (10 mM Tris-HCl pH 8,0, 8 M mocznik, 10 mM ditiotreitol (DTT), 0,2 mM PMSF) w celu rozpuszczenia osadu ciał inkluzyjnych. Dokładnie zawiesić, wirując przez 1 - 2 minuty lub do momentu, gdy granulka zostanie rozbita na małe kawałki.
  11. Mieszać zawiesinę przez obrót osiowy z prędkością obrotową 30 obr./min przez 30 - 120 min w temperaturze 4 °C.
  12. Klarować zdenaturowany roztwór białka przez odwirowanie w temperaturze 30 000 x g, 4 °C przez 30 minut, umieścić supernatant na lodzie i wyrzucić osad.
  13. Zmierz stężenie białka za pomocą testu Bradforda. 24 Weź porcję do analizy żelu SDS i umieść ją w temperaturze -20 °C.
    UWAGA: W tym momencie procedurę można wstrzymać poprzez szybkie zamrożenie poddanej próbki w ciekłym azocie i utrzymanie jej w temperaturze -80 °C do przechowywania.

3. Ponowne fałdowanie białek

  1. Przygotować 250 ml buforu E (3 M mocznik, 100 mM Tris-HCl pH 8,0, 0,4 M monochlorowodorku L-argininy, 20 mM zredukowanego L-glutationu, 2 mM utlenionego L-glutationu) w zlewce o pojemności 500 ml i schłodzić bufor do temperatury 4 °C.
  2. Dodać 60 mg zdenaturowanej mieszanki białkowej zawierającej His 6-Tlp3-LBD otrzymany w kroku 2.13 do 250 ml buforu E, mieszając bufor z prędkością 500 obr./min. Inkubować mieszankę do ponownego składania w temperaturze 4 °C, ciągle mieszając przy 500 obr./min przez 24-48 godzin. Końcowe stężenie białka na tym etapie wynosi 0,2 mg mL-1.
  3. Przygotuj 7 l buforu A w wiadrze o pojemności 8 - 10 l i schładzaj go do temperatury 4 °C w ramach przygotowań do następnego kroku (krok 3.4), który będzie miał miejsce w ciągu 24 - 48 godzin (patrz schemat blokowy w Rysunek 1).
  4. Zanurz ~50 cm kawałek rurki dializacyjnej o średnicy 28 mm, z odcięciem masy cząsteczkowej przy 12 - 14 kDa, w 200 ml 10 mM soli disodowej kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA-Na2) i podgrzej ją nad płomieniem gazowym do wrzenia. Przepłukać membranę dializacyjną 200 ml ddH2O.
  5. Zacisnąć jeden koniec błony dializacyjnej zamknięciem rurki dializacyjnej i przenieść 250 ml mieszaniny do ponownego składania otrzymanej w kroku 3.2 do rurki dializowej. Zamknij otwarty koniec innym zaciskiem. Sprawdź integralność membrany, aby upewnić się, że nie ma wycieków.
  6. Umieścić rurkę dializacyjną w wiadrze do dializy ze wstępnie schłodzonymi 7 litrami buforu A przygotowanego w kroku 3.3. Umieść mieszadło magnetyczne, upewniając się, że nie będzie dotykać rurki dializacyjnej podczas mieszania.
  7. Dializować próbkę w temperaturze 4 °C, kontynuując mieszanie przy prędkości 500 obr./min i zmieniać bufor co najmniej cztery razy w ciągu 12 godzin. Po ostatniej wymianie buforu pozostawić próbkę do dializy przez noc.
    UWAGA: Podczas dializy nadmiar mocznika (~3 M) jest stopniowo usuwany ze zdenaturowanego roztworu białka, co umożliwia ponowne fałdowanie białka. Obfite wytrącanie białek można zaobserwować pod koniec dializy.
  8. Wyjąć rurkę dializacyjną z wiadra i przenieść jej zawartość do zlewki o pojemności 500 ml. Roztwór białkowy należy przechowywać na lodzie, chyba że wskazano inaczej.
  9. Przefiltruj roztwór białka przez membranę o wielkości porów 0,43 μm do szklanej butelki o pojemności 500 ml, aby usunąć wszelkie wytrącone białko.

4. Oczyszczanie jego6-znakowanego białka za pomocą unieruchomionej chromatografii powinowactwa jonów metali

  1. Naładować i zrównoważyć 5 ml wstępnie wypełnionej kolumny chelatującej.
    1. Podłącz kolumnę do pompy perystaltycznej, upewniając się, że w rurce łączącej nie jest uwięzione powietrze.
    2. Przemyć kolumnę, przepuszczając przez 25 - 50 ml ddH2O.
    3. Naładuj kolumnę, ładując 3 ml 0,1 M NiCl2, a następnie przepuszczając przez 25 ml ddH2O.
    4. Zrównoważyć kolumnę z 25 ml buforu F (bufor ładujący, 20 mM Tris-HCl pH 8,0, 500 mM NaCl, 20 mM imidazolu).
  2. Dostosować ponownie sfałdowaną próbkę białka otrzymaną w kroku 3.9 do składu buforu F, dodając 2,5 ml 1 M Tris-HCl pH 8,0, 25 ml 5 M NaCl i 2,5 ml 2 M roztworów podstawowych imidazolu.
  3. Załadować próbkę do kolumny z szybkością 5 ml/min lub mniejszą i odrzucić przepływowe (niezwiązane białka).
  4. Przemyć kolumnę 50 - 100 ml buforu F w celu usunięcia niespecyficznie związanych białek i wyrzucić przepływ
    5. .
  5. Eluować Jego 6-Tlp3-LBD za pomocą 25 ml buforu G (bufor elucyjny, 20 mM Tris-HCl, 500 mM NaCl, 500 mM imidazol) i połączyć przepływające frakcje zawierające białko (oznaczone przy użyciu odczynnika Bradforda).
  6. Zmierzyć stężenie białka w próbce zbiorczej za pomocą testu Bradforda. Pobrać małą porcję do analizy SDS-PAGE i umieścić w temperaturze -20 °C.

5. Usunięcie6-tagowego tagu za pomocą proteazy TEV (opcjonalnie)

  1. Przygotować i schłodzić do temperatury 4 °C 4 l buforu H (bufor rozszczepiający TEV, 10 mM Tris-HCl pH 8,0, 150 mM NaCl, 1 % (v/v) glicerolu, 2 mM DTT).
  2. Wyciąć około 5 - 7 cm rurki do dializy (średnica 2 - 3 cm) i zanurzyć ją w 200 ml ddH2O.
  3. Dodaj Jego6-znakowaną proteazę TEV do białka His6-tag przygotowanego w kroku 4.5, aby uzyskać końcowy stosunek molowy 1 TEV: 8 białka.
  4. Zacisnąć jeden koniec rurki za pomocą nakrętki rurki do dializy i napełnić ją mieszaniną białka/proteazy TEV. Zamknij drugi koniec i upewnij się, że nie ma wycieków.
  5. Umieścić rurkę dializacyjną we wstępnie schłodzonym 4 litrze buforu H (od kroku 5.1) i inkubować ją w temperaturze 4 °C, ciągle mieszając przez 2 godziny. Zmienić bufor i kontynuować dializę przez noc, aby umożliwić zakończenie reakcji rozszczepienia, w której pośredniczy TEV.
  6. W międzyczasie przygotować i schłodzić (4 °C) 4 l buforu I (10 mM Tris-HCl pH 8,0, 150 mM NaCl, 1 % (v/v) glicerolu) w ramach przygotowań na następny dzień.
  7. Po całonocnej dializie wymienić bufor na bufor przygotowany w kroku 5.6 i dializować przez kolejne 1-2 godziny w temperaturze 4 °C.
  8. Wyjąć probówkę z wiadra do dializy, odpiąć jeden koniec rurki i przenieść roztwór białka do probówki Falcon o pojemności 50 ml. Przefiltrować roztwór przez filtr strzykawkowy o porach 0,43 μm i trzymać go na lodzie, chyba że zaznaczono inaczej.
  9. Zmierzyć objętość próbki i dostosować stężenie Tris, NaCl i imidazolu do składu buforu F (np. na 25 ml roztworu białkowego w buforze J dodać 0,25 ml 1 M Tris-HCl pH 8,0, 1,75 ml 5 M NaCl i 0,25 ml 2 M imidazolu).
  10. Przygotuj 5 ml kolumny chelatującej HP HiTrap zgodnie z opisem w kroku 4.1.
  11. Załadować próbkę do kolumny (natężenie przepływu: 5 ml/min) i zebrać przepływ, który zawiera nieoznakowany Tlp3-LBD (pozostałości 42 - 291). Nierozszczepione białko, rozszczepione Jego6-tag iJego 6-TEV są zatrzymywane przez kolumnę.
  12. Przemyć kolumnę 5 ml buforu F (bufor ładujący), aby umożliwić przepływ całego nieoznakowanego białka i zebranie eluatu.
  13. Zebrać eluat otrzymany w krokach 5.11 i 5.12 i zmierzyć stężenie białka. Pobrać małą porcję i przechowywać ją w temperaturze -20 °C do analizy SDS-PAGE.

6. Chromatografia wykluczająca rozmiar (filtracja żelowa) Tlp3-LBD

  1. Przygotować 1 l buforu A (10 mM Tris-HCl pH 8,0, 150 mM NaCl) i przefiltrować go za pomocą membrany 0,43 μm.
  2. Zrównoważyć kolumnę wykluczającą wielkość 26/60 z buforem A przy natężeniu przepływu 4 ml/min.
  3. Zagęścić próbkę białka otrzymaną w kroku 5.13 do objętości 3-4 ml za pomocą koncentratora odśrodkowego o pojemności 15 ml z wartością odcięcia 10 kDa (4 °C, 4 000 x g).
  4. Sklarować roztwór białkowy przez odwirowanie w temperaturze 13 000 x g, 4 °C przez 30 minut w celu usunięcia wytrąconego białka.
  5. Załadować próbkę do wstępnie zrównoważonej kolumny filtracyjnej z żelem 26/60. Przeprowadzić chromatografię w buforze A przy natężeniu przepływu 4 ml/min. Monitoruj ślad UV. Tlp3-LBD eluuje się w objętości retencyjnej 210 - 220 ml. Połącz frakcje szczytowe.
  6. Zmierz stężenie białka. Weź małą porcję do analizy SDS-PAGE.

7. SDS-PAGE Analiza próbek pobranych na różnych etapach oczyszczania białka

  1. Przygotować 1 l buforu do pracy SDS-PAGE (bufor J), zawierającego 25 mM Tris, 250 mM glicyny o pH 8,3 i 0,1% (w/v) dodecylosiarczanu sodu (SDS).
  2. Przygotuj 10 ml 5x buforu ładującego SDS-PAGE (bufor K), zawierającego 0,25 M Tris-HCl pH 6,8, 10% (w/v) SDS, 50% (v/v) glicerolu, 1 mM DTT i 0,05% błękitu bromofenolowego.
  3. Odczekać, aby podwielokrotności zebrane podczas różnych etapów oczyszczania (etapy 1.3, 2.3, 2.13, 4.6, 5.13, 6.6) uległy rozmrożeniu.
  4. Dla każdej próbki zmieszać objętość odpowiadającą 15 μg białka ogółem z 2 μl buforu ładującego 5x SDS-PAGE i dostosować objętość do 10 μl za pomocą ddH2O.
  5. Podgrzewać próbki w temperaturze 95 °C przez 5–10 minut, wirować je w temperaturze 10 000 x g przez 30 sekund i przenieść próbki do czystej probówki.
  6. Przygotuj żel SDS-PAGE, używając 15% poliakryloamidowego żelu separującego (dla 5 ml: 2,5 ml 30% (w/v) bis-akrylamidu, 1,2 ml 1,5 M Tris-HCl pH 8,8, 1,2 ml ddH2O, 50 μL 10% (w/v) SDS, 50 μL 20% (w/v) nadsiarczanu amonu (APS), 3 μl tetrametyloetylenodiaminy (TEMED) i 5% poliakryloamidu żelu do układania w stos (na 2 ml): 340 μL 30% (w/v) bis-akrylamidu, 250 μL 1 M Tris pH 6,8, 1,37 mL ddH2O, 20 μL 10% (w/v) SDS, 20 μL 20% (w/v) APS, 2 μL TEMED).
  7. Zmontuj aparat do elektroforezy i napełnij go buforem do uruchamiania 1x SDS zgodnie z zaleceniami producenta.
  8. Załadować marker masy cząsteczkowej białka i próbki przygotowane w kroku 7.5. Wykonaj elektroforezę przy stałym prądzie 25 mA.
  9. Przenieść żel do pojemnika i spłukać go ddH2O. Dodać 150 ml roztworu barwiącego Coomassie Blue zawierającego 25% (v/v) izopropanolu, 10% (v/v) kwasu octowego i 0,03% (w/v) Brilliant Blue R-250. Umieść pojemnik na poziomej platformie obrotowej na 30 minut w temperaturze pokojowej.
  10. Spłukać żelddH2O i umieścić w roztworze odbarwiającym zawierającym 5% (v/v) metanolu i 7% (v/v) kwasu octowego. Odbarwić podczas mieszania za pomocą poziomej platformy obrotowej przez 1 godzinę.
  11. Zobrazuj żel i przeanalizuj.

8. Spektroskopia dichroizmu kołowego (CD) Analiza spektroskopii drugorzędowej struktury ponownie złożonego czystego białka

  1. Przenieść 0,5-1 mg ponownie sfałdowanego białka otrzymanego w kroku 6.6 do rurki dializacyjnej i umieścić ją w wiadrze do dializy zawierającym 5 litrów buforu L (50 mM fosforanu sodu o pH 7,4), wstępnie schłodzonego do temperatury 4 °C. Próbkę należy dializować w temperaturze 4 °C przy ciągłym mieszaniu i wykonać co najmniej 3-4 zmiany buforu w ciągu 2-4 godzin przed pozostawieniem próbki do dializy na noc.
  2. Zagęścić odciśnięty roztwór białka do 0,06 mg mL-1 za pomocą odśrodkowego koncentratora o masie 10 kDa.
  3. Klarować roztwór przez odwirowanie w temperaturze 13 000 x g, 4 °C przez 30 min.
  4. Zapisać widmo CD dalekiego UV próbki w temperaturze 25 °C w zakresie długości fal 200–260 nm za pomocą spektropolarymetru o częstotliwości skanowania 20 nm min-1. Należy użyć buforu dializacyjnego jako ślepej próby. Powtórz zapis w trzech egzemplarzach i wygeneruj uśrednione widmo.
  5. Oblicz zawartość struktury drugorzędowej, dekonwoluując widma CD za pomocą programu CDSSTR z DichroWeb sever25 (http://dichroweb.cryst.bbk.ac.uk).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rekombinowana ekspresja Jego 6-Tlp3-LBD w E. coli spowodowała depozycję białka w ciałach inkluzyjnych. Wydajność ekspresji z 1 l kultury bakteryjnej obliczona w kroku 2.13 wynosiła około 100 mg He 6-Tlp3-LBD zdeponowanego w ciałach inkluzyjnych. Procedura izolacji białek, opisana tutaj i zilustrowana w Rysunek 1, składa się z rozpuszczenia ciał inkluzyjnych, ponownego fałdowania i oczyszczania białek za pomocą chromatografii powinowactwa,...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono prostą procedurę ekspresji i ponownego fałdowania z ciał inkluzyjnych peryplazmatycznego LBD bakteryjnego chemoreceptora Tlp3. Przygotowanie czystego białka obejmuje nadekspresję genu kodowanego plazmidem pET w E. coli, oczyszczanie i rozpuszczanie ciał inkluzyjnych, ponowne fałdowanie zdenaturowanego białka i jego oczyszczanie przez kolejne etapy chromatografii powinowactwa i wykluczania wielkości. Ułatwiona przez mocznik denaturacja i ponowne fałdowanie za pośrednictwem rozcieńczania/dializy są k...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Yu C. Liu za jego wczesną pracę nad produkcją Tlp3-LBD. Mayra A. Machuca jest zadłużona w Departamento Admistrativo de Ciencia, Tecnología e Innovación COLCIENCIAS za stypendium doktoranckie.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Tris baseAMRESCO497
Chlorek sodu (NaCl)MERK MILIPORE1064041000
AmpicylinaG-BIOSCIENCESA051-B
Fluorek fenylometanosulfonylu (PMSF)MERCK52332
Triton x-100AMRESCO694
Isopropyl β-D-tiogalaktozyd (IPTG)ASTRAL SCIENTIFIC PTY LTD
MocznikAMRESCOVWRC0568
DithiothreitolASTRAL SCIENTIFIC PTY LTDC-1029
Monochlorowodorek L-argininySIGMA-ALDRICHA5131
Zredukowany L-glutationSIGMA-ALDRICHG4251
Utleniony L-glutationSIGMA-ALDRICHG4376
Fosforan sodu dwuzasadowy (Na2HPO4)SIGMA-ALDRICH7558-79-4
Fosforan sodu jednozasadowy (NaH2PO4)SIGMA-ALDRICH10049-21-5
Sól disodowa kwasu etylenodiaminotetraoctowego odwodniona (EDTA)AMRESCOVWRC20302.260
ImidazolSIGMA-ALDRICHI2399
GlicerolASTRAL SCIENTIFIC PTY LTD
Chlorek niklu (NiCl2)SIGMA-ALDRICH339350
GlicynaAMRESCOVWRC0167
Dodecylosiarczan sodu (SDS)SIGMA-ALDRICHL4509
Niebarwiona drabinka białkowa, szeroka Zakres (10-250 kDa)NEW ENGLAND BIOLABSP7703
Amicon Ultracel Koncentrator odśrodkowy (Millipore)MERCKUFC901096
50 ml Rurka FalconRurkaBDAA352070
LIVINGSTONE INTERNATIONAL PTYDializa
Wężowa skóra Rurki do dializyTHERMO SCIENTIFIC™68100
Paczkowana kolumna chelatująca HiTrap HPGE HEALTHCARE LIFE SCIENCES17-0408-01
Homogenizator wysokociśnieniowy EmulsiFlex-C5AVESTINEmulsiFlex™ - Pompa
P-1GE HEALTHCARE LIFE SCIENCES18-1110-91
Kolumna wykluczająca rozmiar Superdex 200 HiLoad 26/60 GE HEALTHCARE NAUKI PRZYRODNICZE
Spektropolarymetr JASCO J-815JASCOJ-815
AST0487 BIOGB0232 do dializy FALCON perystaltyczna C5 28989336

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dasti, J. I., Tareen, A. M., Lugert, R., Zautner, A. E., Gross, U. Campylobacter jejuni: a brief overview on pathogenicity-associated factors and disease-mediating mechanisms. Int J Med Microbiol. 300 (4), 205-211 (2010).
  2. Josenhans, C., Suerbaum, S. The role of motility as a virulence factor in bacteria. Int J Med Microbiol. 291 (8), 605-614 (2002).
  3. Morooka, T., Umeda, A., Amako, K. Motility as an intestinal colonization factor for Campylobacter jejuni. J Gen Microbiol. 131 (8), 1973-1980 (1985).
  4. Zautner, A. E., Tareen, A. M., Gross, U., Lugert, R. Chemotaxis in Campylobacter jejuni. Eur J Microbiol Immunol (Bp). 2 (1), 24-31 (2012).
  5. Zhulin, I. B. The superfamily of chemotaxis transducers: from physiology to genomics and back. Adv Microb Physiol. 45, 157-198 (2001).
  6. Fernando, U., Biswas, D., Allan, B., Willson, P., Potter, A. A. Influence of Campylobacter jejuni fliA, rpoN and flgK genes on colonization of the chicken gut. Int J Food Microbiol. 118 (2), 194-200 (2007).
  7. Salah Ud-Din, A. I., Roujeinikova, A. Methyl-accepting chemotaxis proteins: a core sensing element in prokaryotes and archaea. Cell Mol Life Sci. , (2017).
  8. Parkhill, J., et al. The genome sequence of the food-borne pathogen Campylobacter jejuni reveals hypervariable sequences. Nature. 403 (6770), 665-668 (2000).
  9. Hartley-Tassell, L. E., et al. Identification and characterization of the aspartate chemosensory receptor of Campylobacter jejuni. Mol Microbiol. 75 (3), 710-730 (2010).
  10. Rahman, H., et al. Characterisation of a multi-ligand binding chemoreceptor CcmL (Tlp3) of Campylobacter jejuni. PLoS Pathog. 10 (1), e1003822(2014).
  11. Li, Z., et al. Methyl-accepting chemotaxis proteins 3 and 4 are responsible for Campylobacter jejuni chemotaxis and jejuna colonization in mice in response to sodium deoxycholate. J Med Microbiol. 63 (Pt 3), 343-354 (2014).
  12. Tareen, A. M., Dasti, J. I., Zautner, A. E., Gross, U., Lugert, R. Campylobacter jejuni proteins Cj0952c and Cj0951c affect chemotactic behaviour towards formic acid and are important for invasion of host cells. Microbiology. 156 (Pt 10), 3123-3135 (2010).
  13. Day, C. J., et al. A direct-sensing galactose chemoreceptor recently evolved in invasive strains of Campylobacter jejuni. Nat Commun. 7, 13206(2016).
  14. McKellar, J. L., Minnell, J. J., Gerth, M. L. A high-throughput screen for ligand binding reveals the specificities of three amino acid chemoreceptors from Pseudomonas syringae pv. actinidiae. Mol. Microbiol. 96 (4), 694-707 (2015).
  15. Fernandez, M., Morel, B., Corral-Lugo, A., Krell, T. Identification of a chemoreceptor that specifically mediates chemotaxis toward metabolizable purine derivatives. Mol. Microbiol. 99 (1), 34-42 (2016).
  16. Corral-Lugo, A., et al. Assessment of the contribution of chemoreceptor-based signaling to biofilm formation. Environ. Microbiol. , (2015).
  17. Machuca, M. A., Liu, Y. C., Roujeinikova, A. Cloning, expression, refolding, purification and preliminary crystallographic analysis of the sensory domain of the Campylobacter chemoreceptor for aspartate A (CcaA). Acta Crystallogr F Struct Biol Commun. 71 (Pt 1), 110-113 (2015).
  18. Machuca, M. A., Liu, Y. C., Beckham, S. A., Roujeinikova, A. Cloning, refolding, purification and preliminary crystallographic analysis of the sensory domain of the Campylobacter chemoreceptor for multiple ligands (CcmL). Acta Crystallogr F Struct Biol Commun. 71 (Pt 2), 211-216 (2015).
  19. Liu, Y. C., Roujeinikova, A. Expression, refolding, purification and crystallization of the sensory domain of the TlpC chemoreceptor from Helicobacter pylori for structural studies. Protein Expr. Purif. 107, 29-34 (2015).
  20. Upadhyay, A. A., Fleetwood, A. D., Adebali, O., Finn, R. D., Zhulin, I. B. Cache Domains That are Homologous to, but Different from PAS Domains Comprise the Largest Superfamily of Extracellular Sensors in Prokaryotes. PLoS Comput. Biol. 12 (4), e1004862(2016).
  21. Bardy, S. L., Briegel, A., Rainville, S., Krell, T. Recent advances and future prospects in bacterial and archaeal locomotion and signal transduction. J. Bacteriol. , (2017).
  22. Glekas, G. D., et al. The Bacillus subtilis chemoreceptor McpC senses multiple ligands using two discrete mechanisms. J. Biol. Chem. 287 (47), 39412-39418 (2012).
  23. Liu, Y. C., Machuca, M. A., Beckham, S. A., Gunzburg, M. J., Roujeinikova, A. Structural basis for amino-acid recognition and transmembrane signalling by tandem Per-Arnt-Sim (tandem PAS) chemoreceptor sensory domains. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 71 (Pt 10), 2127-2136 (2015).
  24. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 72, 248-254 (1976).
  25. Whitmore, L., Wallace, B. A. Protein secondary structure analyses from circular dichroism spectroscopy: methods and reference databases. Biopolymers. 89 (5), 392-400 (2008).
  26. Singh, S. M., Panda, A. K. Solubilization and refolding of bacterial inclusion body proteins. J Biosci Bioeng. 99 (4), 303-310 (2005).
  27. Lippincott, J., Apostol, I. Carbamylation of cysteine: a potential artifact in peptide mapping of hemoglobins in the presence of urea. Anal Biochem. 267 (1), 57-64 (1999).
  28. Cejka, J., Vodrazka, Z., Salak, J. Carbamylation of globin in electrophoresis and chromatography in the presence of urea. Biochim Biophys Acta. 154 (3), 589-591 (1968).
  29. Sun, S., Zhou, J. Y., Yang, W., Zhang, H. Inhibition of protein carbamylation in urea solution using ammonium-containing buffers. Anal Biochem. 446, 76-81 (2014).
  30. Hagel, P., Gerding, J. J., Fieggen, W., Bloemendal, H. Cyanate formation in solutions of urea. I. Calculation of cyanate concentrations at different temperature and pH. Biochim Biophys Acta. 243 (3), 366-373 (1971).
  31. Volkin, D. B., Mach, H., Middaugh, C. R. Degradative covalent reactions important to protein stability. Mol Biotechnol. 8 (2), 105-122 (1997).
  32. Stark, G. R. Reactions of cyanate with functional groups of proteins. 3. Reactions with amino and carboxyl groups. Biochemistry. 4 (6), 1030-1036 (1965).
  33. Lin, M. F., Williams, C., Murray, M. V., Conn, G., Ropp, P. A. Ion chromatographic quantification of cyanate in urea solutions: estimation of the efficiency of cyanate scavengers for use in recombinant protein manufacturing. J Chromatogr B Analyt Technol Biomed Life Sci. 803 (2), 353-362 (2004).
  34. Fischer, B., Sumner, I., Goodenough, P. Isolation, renaturation, and formation of disulfide bonds of eukaryotic proteins expressed in Escherichia coli as inclusion bodies. Biotechnol Bioeng. 41 (1), 3-13 (1993).
  35. Vallejo, L. F., Rinas, U. Strategies for the recovery of active proteins through refolding of bacterial inclusion body proteins. Microb Cell Fact. 3 (1), 11(2004).
  36. Porath, J. Immobilized metal ion affinity chromatography. Protein Expr Purif. 3 (4), 263-281 (1992).
  37. Bornhorst, J. A., Falke, J. J. Purification of proteins using polyhistidine affinity tags. Methods Enzymol. 326, 245-254 (2000).
  38. Stulik, K., Pacakova, V., Ticha, M. Some potentialities and drawbacks of contemporary size-exclusion chromatography. J Biochem Biophys Methods. 56 (1-3), 1-13 (2003).
  39. Kunji, E. R., Harding, M., Butler, P. J., Akamine, P. Determination of the molecular mass and dimensions of membrane proteins by size exclusion chromatography. Methods. 46 (2), 62-72 (2008).
  40. Folta-Stogniew, E. Oligomeric states of proteins determined by size-exclusion chromatography coupled with light scattering, absorbance, and refractive index detectors. Methods Mol Biol. 328, 97-112 (2006).
  41. Lebowitz, J., Lewis, M. S., Schuck, P. Modern analytical ultracentrifugation in protein science: a tutorial review. Protein Sci. 11 (9), 2067-2079 (2002).
  42. Machuca, M. A., Liu, Y. C., Beckham, S. A., Gunzburg, M. J., Roujeinikova, A. The Crystal Structure of the Tandem-PAS Sensing Domain of Campylobacter jejuni Chemoreceptor Tlp1 Suggests Indirect Mechanism of Ligand Recognition. J. Struct. Biol. 194 (2), 205-213 (2016).
  43. Rico-Jimenez, M., et al. Paralogous chemoreceptors mediate chemotaxis towards protein amino acids and the non-protein amino acid gamma-aminobutyrate. Mol. Microbiol. 88 (6), 1230-1243 (2013).
  44. Salah Ud-Din, A. I. M., Roujeinikova, A. The periplasmic sensing domain of Pseudomonas fluorescens chemotactic transducer of amino acids type B (CtaB): Cloning, refolding, purification, crystallization, and X-ray crystallographic analysis. Biosci. Trends. 11 (2), 229-234 (2017).
  45. Stockel, J., Doring, K., Malotka, J., Jahnig, F., Dornmair, K. Pathway of detergent-mediated and peptide ligand-mediated refolding of heterodimeric class II major histocompatibility complex (MHC) molecules. Eur J Biochem. 248 (3), 684-691 (1997).
  46. Cardamone, M., Puri, N. K., Brandon, M. R. Comparing the refolding and reoxidation of recombinant porcine growth hormone from a urea denatured state and from Escherichia coli inclusion bodies. Biochemistry. 34 (17), 5773-5794 (1995).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Chemoreceptor Ligand Binding DomainProtein RefoldingInclusion Body SolubilizationUrea Mediated SolubilizationAffinity ChromatographySize Exclusion ChromatographyCircular Dichroism SpectroscopyHis6 Tag CleavageTEV Protease TreatmentDialysis Buffer Exchange

Related Articles