Artykuł metodologiczny

Przeszczep arkusza komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej w celu zmniejszenia przecieku po częściowej kolektomii w modelu szczurzym

7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57213

⸱

11 sierpnia 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Clinical Sciences of Companion Animals, Faculty of Veterinary Medicine, Utrecht University, 2Department of Otorhinolaryngology, Erasmus MC University Medical Center, 3Department of Clinical Sciences and Public Health, Faculty of Veterinary Science, Mahidol University, 4Department of Surgery, Erasmus MC University Medical Center, 5Department of Orthopaedics, Erasmus MC University Medical Center, 6Hill's Pet Nutrition Inc.

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiono przygotowanie i przeszczep arkuszy komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej (ASC) na niedostatecznie zszyte zespolenia jelita grubego w modelu szczurzym. To nowatorskie zastosowanie pokazuje, że arkusze ASC mogą zmniejszyć nieszczelność zespolenia jelita grubego.

Streszczenie

Nieszczelność zespolenia jest katastrofalnym powikłaniem po operacji jelita grubego. Chociaż obecne metody zapobiegania wyciekom mają różny poziom skuteczności klinicznej, do tej pory były to rozwiązania niedoskonałe. Terapia komórkami macierzystymi z wykorzystaniem arkuszy ASC może zapewnić rozwiązanie tego problemu. ASC są uważane za obiecujących kandydatów do wspomagania gojenia tkanek ze względu na ich właściwości troficzne i immunomodulujące. W tym miejscu przedstawiamy metody produkcji arkuszy ASC o dużej gęstości, które są przeszczepiane na zespolenie jelita grubego w modelu szczurzym w celu zmniejszenia przecieku. ASC tworzyły arkusze komórek w termoczułych naczyniach hodowlanych, które można było łatwo odłączyć. W dniu przeszczepienia wykonano częściową kolektomię z 5-szwowym zespoleniem jelita grubego. Zwierzętom natychmiast przeszczepiono 1 arkusz ASC na szczura. Arkusze ASC przylegały samoistnie do zespolenia bez kleju, szwów czy biomateriału. Grupy zwierząt uśmiercano 3 i 7 dni po operacji. W porównaniu ze zwierzętami przeszczepionymi, częstość występowania ropni zespolenia i przecieków była wyższa u zwierząt kontrolnych. W naszym modelu przeszczepienie arkuszy ASC po zespoleniu jelita grubego zakończyło się sukcesem i wiązało się z niższym wskaźnikiem przeciekania.

Wprowadzenie

Częściowa kolektomia z pierwotnym zespoleniem to często wykonywana operacja, która może być wykonana w przypadku wielu chorób wpływających na okrężnicę, takich jak rak jelita grubego, choroba Leśniowskiego-Crohna i zapalenie uchyłków1,2. Najbardziej przerażającym powikłaniem po zespoleniu jelita grubego jest nieszczelność zespolenia3. Chociaż zidentyfikowano kilka czynników ryzyka związanych z nieszczelnościami zespolenia, rozwiązania zapobiegające przeciekom pozostają nieznane4,5.

Komórki zrębowe pochodzące z tkanki tłuszczowej (ASC) są związane z właściwościami przeciwzapalnymi i troficznymi6,7, co czyni te komórki obiecującymi kandydatami do terapii regeneracyjnych8. Skuteczność ASC w promowaniu gojenia tkanek wykazano w różnych tkankach, takich jak mięsień sercowy, skóra i przełyk9,10,11,12,13. Istnieje jednak niewiele doniesień na temat stosowania ASC w celu wspomagania gojenia jelit. Miejscowe przeszczepienie ASC do eksperymentalnych zespoleń jelita grubego za pomocą bioszwów pokrytych ASC lub wstrzyknięć surowiczych ASC nie wykazało poprawy w gojeniu14 lub nie zapobiegło przeciekowi zespolenia pomimo korzystniejszego gojenia zespolenia15.

Miejscowe przeszczepienie ASC w zawiesinie lub w połączeniu z biomateriałami może być związane z niewystarczającą retencją komórek lub nieodpowiednim rozmieszczeniem przeszczepionych komórek11. Technologia arkuszy komórkowych16,17 oferuje innowacyjną metodę dostarczania ASC18,19. Dlatego w poprzednim badaniu zaproponowano nowatorskie podejście, w którym ASC zorganizowane w arkusz komórek można zastosować do eksperymentalnego zespolenia jelita grubego20. Badanie to wykazało, że przeszczep arkusza ASC jest skuteczny w zmniejszaniu nieszczelności zespolenia jelita grubego po częściowej kolektomii w modelu szczurzym. W tym artykule opisano przygotowanie arkusza ASC i technikę przeszczepu chirurgicznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Podskórna tkanka tłuszczowa w jamie brzusznej została pobrana od ludzkich dawców za zgodą Komisji Etyki Medycznej (#MEC-2014-092), Erasmus MC University Medical Center, Rotterdam, Holandia. Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komisję Etyczną ds. Doświadczeń na Zwierzętach, Erasmus MC University Medical Center, Rotterdam, Holandia (133-14-01).

1. Izolacja i kultura ASC człowieka

  1. Przygotować 3 ml pożywki izolacyjnej na 1 g tkanki tłuszczowej. Wymieszaj zmodyfikowaną pożywkę Eagle's Eagle's o niskim poziomie glukozy (LG-DMEM) z 10 g/l albuminy surowicy bydlęcej (BSA) i 1 g/l kolagenazy typu 1.
  2. Wypreparuj ludzką podskórną tkankę tłuszczową jamy brzusznej (n = 8, wszystkie kobiety, średni wiek 40 ± 9 lat) na małe kawałki (0,5 cm) za pomocą sterylnego ostrza chirurgicznego w rozmiarze 10, kleszczyków do tkanek Adson-Brown i nożyczek Metzenbauma w sterylnej komorze bezpieczeństwa biologicznego.
  3. Przechowuj wypreparowaną tkankę w sterylnej szklanej butelce do przechowywania pożywki. Zważyć całkowitą ilość wypreparowanej tkanki i rozpocząć trawienie od przygotowanego podłoża izolacyjnego (50 g tkanki tłuszczowej ze 150 ml pożywki izolacyjnej na butelkę). W tym miejscu można wstrzymać działanie protokołu, przechowując przez noc butelkę z wypreparowaną tkanką tłuszczową i pożywką izolacyjną w temperaturze 4 °C na mieszalniku rolkowym. Następnie podgrzej butelkę następnego dnia do temperatury pokojowej 25 °C przez 15 minut, zanim przejdziesz do następnego kroku.
    UWAGA: Podskórna tkanka tłuszczowa jamy brzusznej została pozyskana jako materiał resztkowy od dawców poddanych operacji rekonstrukcji piersi za zgodą Komisji Etyki Medycznej Erasmus MC (#MEC-200) i zgodnie z Kodeksem Postępowania: "Właściwe Wtórne Wykorzystanie Tkanki Ludzkiej" (). Resztki tkanki tłuszczowej wykorzystano wyłącznie od dawców, którzy nie zrezygnowali z wtórnego wykorzystania.
  4. Rozbioroną tkankę tłuszczową roztrawić w sterylnej szklanej butelce do przechowywania w shakerze-inkubatorze z prędkością 150 obr./min i temperaturze 37 °C przez 1 godzinę.
  5. Podzielony przefermentowany roztwór na probówki o pojemności 50 ml i odwirowywać probówki przez 10 minut przy 390 x g.
  6. Przygotować pożywkę hodowlaną: LG-DMEM uzupełniony 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS), 50 μg/ml gentamycyny i 1,5 μg/ml amzokulturyny B.
  7. Po odwirowaniu usunąć supernatant i ponownie zawiesić osad komórkowy w 20 ml pożywki hodowlanej (LG-DMEM uzupełniony 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS), 50 μg/ml gentamycyny i 1,5 μg/ml amfonicyny B). Ponownie odwirować komórki przez 5 minut przy 390 x g i usunąć supernatant.
  8. Zawiesić osad komórkowy za pomocą 10 ml pożywki hodowlanej (LG-DMEM uzupełniony 10% FBS, 50 μg/ml gentamycyny i 1,5 μg/ml amzotericyny B) i przefiltrować zawiesinę komórkową przez filtr 100 μm.
  9. Dodać 50 μl 3% roztworu kwasu octowego/błękitu metylenowego (do lizy czerwonych krwinek) do 50 μl zawiesiny komórek, wymieszać roztwór i użyć 10 μl do policzenia komórek. Wykonaj zliczanie komórek za pomocą hemocytometru. Następnie płytkie komórki o gęstości 40 000 komórek/cm2 w pożywce hodowlanej (LG-DMEM uzupełniony 30% FBS, 50 μg/ml gentamycyny i 1,5 μg/ml amhomenicyny B).
  10. Inkubować komórki w temperaturze 37 °C w wilgotnej atmosferze z 5% CO2 przez 24 godziny.
  11. Po inkubacji przemyć komórki ciepłym (37 °C) roztworem soli fizjologicznej buforowanym fosforanem (PBS) w celu usunięcia resztek komórek i zastąpić pożywkę 10% pożywką hodowlaną FBS ze świeżo dodanym kwasem askorbinowym-2-fosforanem (25 μg/ml) i ludzkim rekombinowanym czynnikiem wzrostu fibroblastów 2 (FGF2, 1 ng/ml).
  12. Subkultura ASC przy 90% zbiegu przy użyciu standardowego 0,25% roztworu trypsyny EDTA (3 ml dla kolby T175). Po 3-5 minutach zneutralizować 0,25% roztwór trypsyny EDTA za pomocą 10 ml pożywki hodowlanej (LG-DMEM uzupełnionej 10% FBS, 50 μg/ml gentamycyny i 1,5 μg/ml amzokulturyny B).
    UWAGA: Analiza cytometrii przepływowej przy użyciu typowych markerów powierzchniowych ASC i testów różnicowania trójliniowego została przeprowadzona wcześniej i wykazała, że ASC wyizolowane przy użyciu tego protokołu wykazywały cechy specyficzne dla ASC21,22.
  13. Przemyć komórki 10 ml pożywki hodowlanej (LG-DMEM uzupełniony o 10% FBS, 50 μg/ml gentamycyny i 1,5 μg/ml amzokulturyny B) dla kolby T175 i odwirować komórki przez 8 minut przy 250 x g. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki w 1 ml pożywki hodowlanej. Policz komórki za pomocą hemocytometru.
  14. Umieść komórki w kolbach hodowlanych T175 o gęstości 8 000 komórek/cm2.
  15. Przed dalszym użyciem zamrozić pozostałe ASC w ciekłym azocie z 10% dimetylosulfotlenkiem (DMSO) w pożywce hodowlanej.

2. Przygotowanie arkusza ASC

  1. Termoczułe szalki hodowlane (o średnicy 3,5 cm) należy wstępnie pokryć 1 ml FBS, a następnie umieścić szalki w inkubatorze w temperaturze 37 °C na co najmniej 30 minut przed wysiewem komórek.
  2. Trypsynizować ASC za pomocą standardowego 0,25% roztworu trypsyny EDTA przez 3-5 minut (3 ml dla kolby hodowlanej T175). Jeśli po trypsynizacji pojawią się jakieś grudki komórek, przed zliczeniem przefiltruj je przez filtr 100 μm.
  3. Zneutralizować roztwór trypsyny za pomocą LG-DMEM uzupełnionego 10% FBS (10 ml dla kolby T175) i odwirować zawiesinę komórek przez 8 minut przy 250 x g. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki w 1 ml LG-DMEM uzupełnionym 10% FBS.
  4. Po pokryciu termoczułych naczyń hodowlanych FBS, przenieś naczynia z inkubatora na płytę grzewczą w temperaturze 37 °C i usuń FBS z naczynia.
  5. Nasiona ASC przy 400 000 komórek/cm2 (w sumie 3,52 ×10 6 komórek rozcieńczonych w 2 ml pożywki hodowlanej na szalkę).
  6. Ostrożnie rozprowadź komórki tak równomiernie, jak to możliwe, delikatnie kołysząc naczynie.
  7. Arkusze ASC do hodowli przez 48 godzin w temperaturze 37 °C w wilgotnej atmosferze z 5% CO2,
    UWAGA: Staraj się zminimalizować otwieranie drzwi inkubatora po wysiewie ASC, aby zapobiec spadkom temperatury, które mogą zakłócać tworzenie arkuszy ASC lub powodować przedwczesne odklejanie się uformowanych arkuszy ASC.

3. Częściowa kolektomia i zespolenie jelita grubego

  1. Samce szczurów rasy Wistar (o masie ciała od 250 do 350 g) należy indukować i utrzymywać w inhalacji 1 l/min izofluranu (1,5-5%)/tlen i wstrzyknąć domięśniowo 0,05 mg/kg buprenorfiny.
  2. Gdy zwierzęta znajdą się w znieczuleniu ogólnym, oceń głębokość znieczulenia za pomocą testów odruchowych. Nałóż na oczy maść do oczu zawierającą witaminę A, aby zapobiec wysuszeniu. Gdy znieczulenie jest uważane za wystarczające do operacji, należy aseptycznie przygotować brzuch, goląc włosy i dwukrotnie spryskując obszar operacyjny 70% etanolem. Ułóż brzuch sterylnymi papierowymi zasłonami. Stosuj technikę aseptyczną i utrzymuj sterylne pole podczas całego zabiegu chirurgicznego.
  3. Wykonaj nacięcie brzucha w linii środkowej o długości 5 cm za pomocą sterylnego ostrza chirurgicznego w rozmiarze 10 i przedłuż nacięcie nożyczkami Metzenbaum. Zidentyfikuj i zewnętrznij okrężnicę i odsuń okrężnicę od pozostałej części jamy brzusznej gazami zwilżonymi solą fizjologiczną. Zidentyfikuj prawą, środkową i lewą tętnicę kolkową w krezce, tępo rozetnij wokół każdego naczynia za pomocą komara Halsted i podwiąż każde naczynie za pomocą niewchłanialnego plecionego jedwabiu 4/0.
  4. Odizoluj odcinek okrężnicy między 1,0 cm abordowo do jelita ślepego a 0,5 cm powyżej tętnicy krezkowej ogonowej. Przeciąć zdrową okrężnicę za pomocą nożyczek Metzenbaum. Po wycięciu odcinka okrężnicy zbliż do siebie proksymalny i dystalny koniec okrężnicy, wprowadzając dwa długie waciki bawełniane przezodbytniczo przez dystalną okrężnicę, a następnie do bliższego końca okrężnicy.
  5. Za pomocą mikroskopu chirurgicznego stworzyć niedostatecznie zszyte zespolenie end-to-end poprzez jednowarstwowe szycie odwracające za pomocą 5 szwów przerywanych (niewchłanialny monofilament poliamid 8/0). Umieść przerwane szwy przez wszystkie warstwy ściany jelita grubego i ustaw węzły zewnątrzświetlisto.
  6. Podziel szczury losowo na grupę kontrolną lub grupę arkuszy ASC.

4. Przeszczep arkusza ASC

  1. Pozwól szalkom hodowlanym ostygnąć do temperatury pokojowej na 40 minut przed przeszczepem in vivo, aby ułatwić odklejanie arkusza ASC.
    UWAGA: Po oderwaniu arkusze ASC kurczą się do około 2 cm średnicy. Żywotność arkusza ASC utrzymuje się na wysokim poziomie przez co najmniej 3-6 godzin po odłączeniu20.
  2. Usuń pożywkę hodowlaną i zastąp ją 1 ml wolnego od surowicy LG-DMEM.
  3. Delikatnie chwyć krawędzie arkusza ASC za pomocą atraumatycznych kleszczy i połóż stronę naczynia arkusza ASC na linii zespolenia.
  4. Ostrożnie rozciągnij arkusz ASC około 0,25 cm powyżej i poniżej linii zespolenia za pomocą atraumatycznych kleszczy i owiń prześcieradło wokół okrężnicy. Podnieś okrężnicę do góry, aby owinąć arkusz ASC wokół strony grzbietowej.
    UWAGA: Arkusze ASC przylegają samoistnie do linii zespolenia, nie ma potrzeby stosowania kleju tkankowego ani żadnego innego biomateriału. Grupa kontrolna nie otrzymuje żadnego dodatkowego leczenia.
  5. Usuń bawełniane waciki i zmień rękawice i instrumenty. Wymień okrężnicę w jamie brzusznej. Zamknij jamę brzuszną-linea alba jedną warstwą szwów biegowych za pomocą wchłanialnego plecionego kwasu poliglikolowego 5/0. Zszyj tkankę podskórną i skórkę razem w jednej warstwie szwów biegowych za pomocą wchłanialnego plecionego kwasu poliglikolowego 5/0.

5. Ocena pooperacyjna i obserwacja

  1. Po operacji należy natychmiast nawodnić zwierzęta za pomocą podskórnego wstrzyknięcia 5 ml ciepłej soli fizjologicznej. Umieść zwierzęta pod lampą grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała i monitorować parametry życiowe, dopóki zwierzęta nie odzyskają wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję leżącą w mostku.
    UWAGA: Zwierzęta, które przeszły operację, nie były zwracane do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowiały. Po wyzdrowieniu zapewnij swobodny dostęp do wody i regularnej karmy dla szczurów. W celu złagodzenia bólu pooperacyjnego należy podawać 0,05 mg/kg buprenorfiny podskórnie co 6-8 godzin przez 3 dni. W żadnym momencie tego badania nie podawano antybiotyków.
  2. Otrzymuj codzienne oceny kliniczne dotyczące samopoczucia i wagi. W przypadku bardzo niskiego wyniku dobrego samopoczucia lub znacznej utraty wagi, zwierzęta powinny zostać poddane eutanazji przez wykrwawienie poprzez punkcję serca, jeszcze pod narkozą.
  3. W 3. lub 7. dniu po operacji należy ponownie znieczulić szczury 1 l/min izofluranu (1,5-5%)/inhalację tlenową bez buprenorfiny i wykonać ponowną laparotomię z nacięciem w kształcie litery U. Sprawdź jamę brzuszną pod kątem oznak zapalenia otrzewnej, zwężenia, zrostów włóknistych i obecności ropni. Oceń nasilenie zrostów i ropnia zarówno w jamie brzusznej, jak i w okolicy zespolenia.
  4. Określić ciśnienie rozrywające zespolenie przez wdmuchiwanie powietrza do zamkniętego odcinka jelita grubego, w tym zespolenia. Zapisz ciśnienie powietrza i miejsce pęknięcia w momencie pierwszego wycieku powietrza jako ciśnienie rozrywające.
  5. Usunąć okrężnicę z każdego uśmierconego zwierzęcia i przymocować przecięty segment okrężnicy - zawierający zespolenie jelita grubego - za pomocą 4% buforowanego formaldehydu, a następnie zatopić parafinę i pociąć okrężnicę na odcinki o grubości 4 μm.
  6. Poddaj eutanazji zwierzęta w znieczuleniu bezpośrednio po pobraniu segmentu zespolenia przez wykrwawienie przez nakłucie serca. Potwierdź śmierć zwierzęcia przy braku ruchu oddechowego i biciu serca.
  7. Wykonaj barwienia histochemiczne, takie jak Hematoxylina i Eozyna oraz czerwień Picro Sirius, oraz barwienia immunohistochemiczne z przeciwciałami przeciwko ludzkim mitochondriom, komórkom śródbłonka szczura (anty-CD34) i komórkom układu odpornościowego (CD3+, CD163+).
  8. Digitalizacja slajdów w celu analizy komputerowej i porównania grup zwierząt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Schemat blokowy niniejszego badania, przedstawiający zarówno hodowlę arkuszy ASC, jak i procedurę resekcji i anastomozy jelita grubego, został przedstawiony na Rysunku 1. Rysunek 2 przedstawia morfologię mikroskopową arkuszy ASC oraz wygląd makroskopowy arkusza ASC podczas i po oddzieleniu. Rysunek 3 przedstawia poszczególne etapy oddzielania i transplantacji arkuszy ASC. Rysunek...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Nieszczelność zespolenia jest najpoważniejszym zdarzeniem niepożądanym po resekcji jelita grubego z zespoleniem pierwotnym. Nadal brakuje optymalnych technik zapobiegania przerwaniu zespolenia i przeciekaniu. Przeprowadzono lokalne zastosowanie szeregu biomateriałów, uzyskując różne wyniki 25,26,27. Celem terapii komórkowych jest ułatwienie naprawy tkanek poprzez wymianę tkanek lub stymulację miejscowego gojenia poprzez wydziela...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że badanie zostało przeprowadzone przy braku jakichkolwiek powiązań handlowych lub finansowych, które mogłyby być interpretowane jako potencjalny konflikt interesów.

Podziękowania

Autorzy są wdzięczni Prof. Dr. S.E.R. Hoviusowi, Dr. M.A.M. Mureau i wszystkim chirurgom z Oddziału Chirurgii Plastycznej za pobranie podskórnej tkanki tłuszczowej. P. Sukho jest wspierany przez grant z programu The Netherlands Fellowship (NFP-12/435), podczas prowadzenia badania. Y.M. Bastiaansen-Jenniskens jest wspierany przez granty z Dutch Arthritis Foundation (LP11).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
LG DMEMGibco, Technologie życiowe22320022izolacja i hodowla ASC
Kolagenaza typu IGibco, Life technologies17100-01ASC Izolacja
Albumina surowicy bydlęcejSigma-AldrichA9418ASC Izolacja
Surowica bydlęcapłodu Gibco, Life technologies10270-106FBS, izolacja i hodowla ASC
3% octu kwas z błękitem metylenowymStemcell Technologies7060Izolacja ASC
GentamycynaGibco, Life technologies15750-037Izolacja i hodowla ASC
Amfonicyna BGibco, Life technologies15290-018do izolacji i hodowli ASC
(Gallenkamp Environmental Shaker Model 10X 400)Akribis ScientificF240Izolacja
ASCWirówkaHettichlabRotina380ASC izolacja i hodowla
Bufor fosforanowy sól fizjologicznaGibco, Life technologies14190-094PBS, izolacja i hodowla ASC
Kwas askorbinowy-2-fosforanSigma-AldrichA8960Izolacja i hodowla ASC
Ludzki rekombinowany czynnik wzrostu fibroblastów 2AbD SerotecAF-100-15FGF2, izolacja i hodowla ASC
Trypsyna EDTAGibco, Life technologies25200-056Kultura ASC
DimetylosulfotlenekSigma-AldrichD2650-5xDMSO, ASC
zamrażanie Termoczułe naczynia hodowlaneNunc Thermo scientific174904ASC
Niewchłanialny jedwab pleciony 4/0B Braun21151042surgery
Niewchłanialna żyłka poliamid 8/0B BraunG1118170chirurgii
Wchłanialny pleciony kwas poliglikolowy 5/0B BraunC1048207chirurgii
Wytrząsarka Przygotowanie arkusza

Bibliografia

  1. Kawahara, H., et al. Single-incision laparoscopic right colectomy for recurrent Crohn's disease. Hepatogastroenterology. 57 (102-103), 1170-1172 (2010).
  2. Saia, M., Buja, A., Mantoan, D., Agresta, F., Baldo, V. Colon Cancer Surgery: A Retrospective Study Based on a Large Administrative Database. Surg Laparo Endo Per. 26 (6), e126-e131 (2016).
  3. Snijders, H. S., et al. Meta-analysis of the risk for anastomotic leakage, the postoperative mortality caused by leakage in relation to the overall postoperative mortality. Eur J Surg Oncol. 38 (11), 1013-1019 (2012).
  4. Daams, F., Luyer, M., Lange, J. F. Colorectal anastomotic leakage: aspects of prevention, detection and treatment. World J Gastroentero. 19 (15), 2293-2297 (2013).
  5. Testini, M., et al. Bovine pericardium patch wrapping intestinal anastomosis improves healing process and prevents leakage in a pig model. PLoS One. 9 (1), e86627(2014).
  6. Kilroy, G. E., et al. Cytokine profile of human adipose-derived stem cells: expression of angiogenic, hematopoietic, and pro-inflammatory factors. J Cell Physiol. 212 (3), 702-709 (2007).
  7. Mussano, F., et al. Growth Factor Profile Characterization of Undifferentiated and Osteoinduced Human Adipose-Derived Stem Cells. Stem Cells Int. , 6202783(2017).
  8. Hassan, W. U., Greiser, U., Wang, W. Role of adipose-derived stem cells in wound healing. Wound Repair Regen. 22 (3), 313-325 (2014).
  9. Shudo, Y., et al. Addition of mesenchymal stem cells enhances the therapeutic effects of skeletal myoblast cell-sheet transplantation in a rat ischemic cardiomyopathy model. Tissue Eng Pt A. 20 (3-4), 728-739 (2014).
  10. Otsuki, Y., et al. Adipose stem cell sheets improved cardiac function in the rat myocardial infarction, but did not alter cardiac contractile responses to beta-adrenergic stimulation. Biomed Res. 36 (1), 11-19 (2015).
  11. Hamdi, H., et al. Epicardial adipose stem cell sheets results in greater post-infarction survival than intramyocardial injections. Cardiovasc Res. 91 (3), 483-491 (2011).
  12. Cerqueira, M. T., et al. Human adipose stem cells cell sheet constructs impact epidermal morphogenesis in full-thickness excisional wounds. Biomacromolecules. 14 (11), 3997-4008 (2013).
  13. Perrod, G., et al. Cell Sheet Transplantation for Esophageal Stricture Prevention after Endoscopic Submucosal Dissection in a Porcine Model. PLoS One. 11 (3), e0148249(2016).
  14. Pascual, I., et al. Adipose-derived mesenchymal stem cells in biosutures do not improve healing of experimental colonic anastomoses. Brit J Surg. 95 (9), 1180-1184 (2008).
  15. Yoo, J. H., et al. Adipose-tissue-derived Stem Cells Enhance the Healing of Ischemic Colonic Anastomoses: An Experimental Study in Rats. J Korean Soc Coloproctol. 28 (3), 132-139 (2012).
  16. Okano, T. Cell sheet engineering. Rinsho Shinkeigaku. 46 (11), 795-798 (2006).
  17. Chen, G., et al. Application of the cell sheet technique in tissue engineering. Biomed Rep. 3 (6), 749-757 (2015).
  18. Labbe, B., Marceau-Fortier, G., Fradette, J. Cell sheet technology for tissue engineering: the self-assembly approach using adipose-derived stromal cells. Methods Mol Biol. 702, 429-441 (2011).
  19. Sukho, P., et al. Adipose Tissue-Derived Stem Cell Sheet Application for Tissue Healing In Vivo: A Systematic Review. Tissue Eng Part B-Re. , (2017).
  20. Sukho, P., et al. Effects of adipose stem cell sheets on colon anastomotic leakage in an experimental model: Proof of principle. Biomaterials. 140, 69-78 (2017).
  21. Verseijden, F., et al. Angiogenic capacity of human adipose-derived stromal cells during adipogenic differentiation: an in vitro study. Tissue Eng Pt A. 15 (2), 445-452 (2009).
  22. Sukho, P., et al. Effect of Cell Seeding Density and Inflammatory Cytokines on Adipose Tissue-Derived Stem Cells: an in Vitro Study. Stem Cell Rev. 13 (2), 267-277 (2017).
  23. Surface, N. U. Cell Harvesting by Temperature Reduction. , Available from: https://tools.thermofisher.com/content/sfs/brochures/AppNote-Nunc-UpCell-N20230.pdf (2008).
  24. Wu, Z., et al. Colorectal anastomotic leakage caused by insufficient suturing after partial colectomy: a new experimental model. Surg Infect (Larchmt). 15 (6), 733-738 (2014).
  25. Wu, Z., et al. Reducing colorectal anastomotic leakage with tissue adhesive in experimental inflammatory bowel disease. Inflamm Bowel Dis. 21 (5), 1038-1046 (2015).
  26. Servier. Smart servier medical art. , http://smart.servier.com (2017).
  27. Wu, Z., et al. Reducing anastomotic leakage by reinforcement of colorectal anastomosis with cyanoacrylate glue. Eur Surg Res. 50 (3-4), 255-261 (2013).
  28. Aysan, E., Dincel, O., Bektas, H., Alkan, M. Polypropylene mesh covered colonic anastomosis. Results of a new anastomosis technique. Int J Surg. 6 (3), 224-229 (2008).
  29. Suarez-Grau, J. M., et al. Fibrinogen-thrombin collagen patch reinforcement of high-risk colonic anastomoses in rats. World J Gastrointest Surg. 8 (9), 627-633 (2016).
  30. Kobayashi, J., Okano, T. Fabrication of a thermoresponsive cell culture dish: a key technology for cell sheet tissue engineering. Sci Technol Adv Mat. 11 (1), 014111(2010).
  31. Elloumi-Hannachi, I., Yamato, M., Okano, T. Cell sheet engineering: a unique nanotechnology for scaffold-free tissue reconstruction with clinical applications in regenerative medicine. J Intern Med. 267 (1), 54-70 (2010).
  32. Miyahara, Y., et al. Monolayered mesenchymal stem cells repair scarred myocardium after myocardial infarction. Nat Med. 12 (4), 459-465 (2006).
  33. Makarevich, P. I., et al. Enhanced angiogenesis in ischemic skeletal muscle after transplantation of cell sheets from baculovirus-transduced adipose-derived stromal cells expressing VEGF165. Stem Cell Res Ther. 6, 204(2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Macaistyczne kom rki macierzyste tkanki t uszczowejtransplantacja arkuszy ASCzespolenie jelita grubegonaczynia hodowlane termoreaktywneodrywanie arkuszy kom rkowychzapobieganie nieszczelno ci zespoleniaizolacja frakcji naczyniowo stromalnejliczenie kom rek komor countingow

Powiązane artykuły