Tutaj opisujemy szczegółowy protokół inwazyjnych pomiarów parametrów hemodynamicznych, w tym ciśnienia wrotnego, splanchnicznego przepływu krwi i hemodynamiki ogólnoustrojowej, aby scharakteryzować zespół nadciśnienia wrotnego u szczurów.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Inwazyjna charakterystyka hemodynamiczna zespołu wrotno-nadciśnieniowego u szczurów z marskością wątroby
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
To jest szczegółowy protokół opisujący inwazyjne pomiary hemodynamiczne u szczurów z marskością wątroby w celu scharakteryzowania zespołu nadciśnienia wrotnego. Nadciśnienie wrotne (PHT) spowodowane marskością wątroby jest odpowiedzialne za najcięższe powikłania u pacjentów z chorobami wątroby. Pełny obraz zespołu nadciśnienia wrotnego charakteryzuje się zwiększonym ciśnieniem wrotnym (PP) spowodowanym zwiększonym wewnątrzwątrobowym oporem naczyniowym (IHVR), krążeniem hiperdynamicznym i zwiększonym splanchnicznym przepływem krwi. Postępujące rozszerzenie naczyń krwionośnych tętnic splanchnicznych i zwiększona pojemność minutowa serca z podwyższonym tętnem (HR), ale niskim ciśnieniem tętniczym charakteryzuje zespół nadciśnienia wrotnego.
Obecnie opracowywane są nowe terapie, które mają na celu zmniejszenie PP poprzez celowanie w IHVR lub zwiększenie splanchnicznego przepływu krwi — ale mogą wystąpić skutki uboczne dla hemodynamiki ogólnoustrojowej. W związku z tym do przedklinicznej oceny skuteczności nowych metod leczenia PHT potrzebna jest szczegółowa charakterystyka parametrów hemodynamicznych żyły wrotnej, splanchnicznej i ogólnoustrojowej, w tym pomiar PP, przepływu krwi w żyle wrotnej (PVBF), przepływu krwi w tętnicy krezkowej, średniego ciśnienia tętniczego (MAP) i HR. Nasz artykuł wideo dostarcza czytelnikowi ustrukturyzowany protokół wykonywania inwazyjnych pomiarów hemodynamicznych u szczurów z marskością wątroby. W szczególności opisano cewnikowanie tętnicy udowej i żyły wrotnej przez żyłę krętniczo-okrodową oraz pomiar przepływu krwi do żyły wrotnej i splanchnicznej za pomocą okołonaczyniowych sond dopplerowsko-ultrasonograficznych. Przedstawiono reprezentatywne wyniki różnych modeli PHT na szczurach.
Wprowadzenie
PHT jest zdefiniowane jako patologicznie podwyższone ciśnienie krwi w układzie żyły wrotnej, które może powodować poważne powikłania u pacjentów z marskością wątroby, takie jak krwawienie z żylaków i wodobrzusze1. Podczas gdy PHT w stanie przedwątrobowym (np. zakrzepica żyły wrotnej) i po wątrobie (np. Zespół Budda-Chiariego) występuje rzadko, PHT wewnątrzwątrobowe spowodowane marskością wątroby stanowi najczęstszą przyczynę PHT2.
W marskości wątroby PP jest przede wszystkim zwiększone w wyniku podwyższonego IHVR3. W zaawansowanych stadiach PHT jest nasilane przez zwiększony PVBF spowodowany zwiększonym rzutem serca oraz zmniejszonym ogólnoustrojowym i splanchnicznym oporem naczyniowym — definiując zespół nadciśnienia wrotnego4. Prawo Ohma (ΔP = Q * R) implikuje, że IHVR i przepływ krwi są proporcjonalne do PP5. U pacjentów bezpośredni pomiar PP jest ryzykowny i nie jest rutynowo wykonywany; zamiast tego gradient ciśnienia żylnego w wątrobie (HVPG) jest używany jako pośrednia miara PP6,7. HVPG oblicza się, odejmując wolne ciśnienie żylne w wątrobie (FHVP) od zaklinowanego ciśnienia żylnego w wątrobie (WHVP), które mierzy się za pomocą cewnika balonowego umieszczonego w żyle wątrobowej8. Fizjologiczne HVPG waha się od 1 do 5 mmHg, podczas gdy HVPG ≥10 mmHg definiuje klinicznie istotne nadciśnienie wrotne (CSPH) i wskazuje na zwiększone ryzyko powikłań związanych z PHT, takich jak krwawienie z żylaków, wodobrzusze i encefalopatia wątrobowa9. Chociaż PP (tj. HVPG) jest najistotniejszym parametrem dla nasilenia PHT, informacje o innych składnikach PHT, w tym nasileniu krążenia hiperdynamicznego (HR, MAP), przepływie krwi w tętnicach splanchnicznych/krezkowych i IHVR, mają kluczowe znaczenie dla uzyskania kompleksowego zrozumienia odrębnego mechanizmu leżącego u podstaw PHT.
Tak więc, w przeciwieństwie do pośrednich pomiarów PP u ludzi, wprowadzona metodologia dla szczurów oferuje przewagę bezpośredniego pomiaru PP i pozwala na rejestrację dodatkowych parametrów hemodynamicznych charakteryzujących zespół nadciśnienia wrotnego. Ponadto bezpośredni pomiar PP jest doskonałym odczytem integracyjnym ilości zwłóknienia wątroby (główny wyznacznik IHVR) i przezwycięża pewne ograniczenia kwantyfikacji zwłóknienia związane z błędami w pobieraniu próbek tkanki wątroby.
Najczęściej używane modele PHT marskości wątroby u gryzoni obejmują chirurgiczne podwiązanie dróg żółciowych (BDL), uszkodzenie wątroby wywołane toksynami (np. przez podanie czterochlorku węgla, tioacetamidu lub dimetylonitrozoaminy) oraz modele metabolicznej choroby wątroby wywołanej dietą. Przedwątrobowy (niemarskościowy) PHT może być indukowany przez częściowe podwiązanie żyły wrotnej (PPVL)10.
Małe gryzonie są dobrze przystosowane do prezentowanej metody, w tym myszy, chomiki, szczury czy króliki, i wiążą się ze stosunkowo niskimi kosztami utrzymania. Pomimo tego, że wszystkie oceny hemodynamiczne są możliwe do przeprowadzenia na myszach, lepszą dokładność i powtarzalność wyników obserwuje się u szczurów lub większych gryzoni ze względu na oczywistą przewagę wielkości zwierzęcia. Ponadto potrzebne są specjalne mikroinstrumenty i urządzenia, aby uzyskać podobne parametry hemodynamiczne u myszy. Wreszcie, szczury są bardziej wytrzymałe z niższą związaną z tym zachorowalnością i śmiertelnością, a zatem wskaźniki rezygnacji są prawdopodobnie niższe u szczurów niż u myszy.
Przedstawiona metodologia jest dobrze dopasowana do oceny konkretnych metod leczenia chorób wątroby (np. leków przeciwzwłóknieniowych lub przeciwzapalnych) lub nowatorskich podejść farmakologicznych, które wpływają na napięcie naczyniowe i/lub biologię śródbłonka; a zatem prawdopodobne parametry hemodynamiczne w PHT.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez komisję etyczną Uniwersytetu Medycznego w Wiedniu oraz austriackie Ministerstwo Nauki, Badań i Gospodarki (BMWFW). Zabiegi muszą być wykonywane w warunkach aseptycznych w sali operacyjnej lub podobnym czystym obszarze roboczym, ponieważ pomiary hemodynamiczne reprezentują interwencje chirurgiczne. Generalnie zaleca się pracę w sterylnych warunkach. W przypadku stosowania znieczulenia wziewnego należy wziąć pod uwagę odpowiednią wentylację sali operacyjnej dla bezpieczeństwa pracy. W przypadku wszystkich odczytów hemodynamicznych przedstawionych w niniejszym protokole należy wziąć pod uwagę okres 40–50 minut/zwierzę.
1. Przygotowania przedoperacyjne
- Włącz i skalibruj elektroniczny rejestrator wielokanałowy wraz z przetwornikami ciśnienia zgodnie z instrukcją producenta.
- Podłącz ultradźwiękowe sondy przepływu (1 mm i 2 mm) do wzmacniacza mostkowego.
- Przygotować zbiornik ze sterylnym roztworem soli fizjologicznej, podgrzanym do temperatury ciała 37 °C, do nawilżania tkanek lub okładów z gazy.
- Zapisz masę ciała zwierzęcia, aby zapewnić znieczulenie dostosowane do masy ciała i normalizację parametrów hemodynamicznych w zależności od masy ciała.
- Przygotuj cały sprzęt do znieczulenia wziewnego.
UWAGA: Jeśli znieczulenie wziewne i/lub niezbędny sprzęt nie są na miejscu lub nie są wykonalne, można zastosować znieczulenie iniekcyjne z użyciem ketaminy i ksylazyny (80–100 mg/kg ketaminy z 5–10 mg/kg ksylazyny w roztworze soli fizjologicznej, dootrzewnowo (i.p.)). Ponowne podanie ketaminy (zmniejszona dawka 20–30 mg/kg, domięśniowo)) po 30–45 minutach jest konieczne do wywołania ciągłego znieczulenia chirurgicznego. - Poddać zwierzę krótkotrwałemu znieczuleniu izofluranem za pomocą pudełka indukcyjnego do znieczulenia wziewnego (5 min, 5% v/v izofluranu, 3–4 LO2-przepływu). Ostrożnie przechyl pudełko i sprawdź głębokość znieczulenia na podstawie stanu bezruchu zwierzęcia.
- Zaintubuj szczura odpowiednią, samodzielnie wykonaną rurką dotchawiczą.
UWAGA: W przypadku personelu, który nie ma doświadczenia w technice intubacji, analgezja/znieczulenie (krok 1.10) można podać zaraz po krótkotrwałym znieczuleniu wziewnym, aby zapewnić dodatkowy czas na intubację. Inną opcją jest maska na twarz dostosowana do zwierząt do znieczulenia wziewnego.- Użyj samodzielnie wykonanej rurki dotchawiczej ze zmodyfikowanego cewnika do żył obwodowych (14 G). Odetnij skrzydełka manipulacyjne i przymocuj pętlę z taśmą samoprzylepną do tylnego mocowania do policzka szczura, aby zapobiec zwichnięciu rurki dotchawiczej (Rysunek 1A).
- Użyj samodzielnie wykonanego przewodu prowadzącego ze zmodyfikowanej kaniuli tętniczej jako uchwytu przewodu prowadzącego i odpowiedniego drutu z końcówką (Rysunek 1B).
- Użyj odpowiedniego stanowiska do intubacji, aby zapewnić prawidłowe ułożenie zwierzęcia. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej z głową w pozycji kątowej.
UWAGA: Jeśli nie jest dostępne stanowisko do intubacji, możliwe jest ułożenie zwierzęcia w pozycji leżącej z szyją ostrożnie rozciągniętą nad krawędzią stołu. Jednak ta procedura nie jest zalecana ze względu na zwiększone ryzyko kontuzji. - Zamocuj szew za siekaczami po jednej stronie szczura i delikatnie rozciągnij szyję zwierzęcia, wiążąc szew po drugiej stronie (Rysunek 1C).
- Oświetl obszar przedtchawiczego kołnierza brzusznego za pomocą skupionej wiązki światła. Szczególnie u zwierząt albinosów należy upewnić się, że struny głosowe są oświetlone przez skórę, aby umożliwić lepszą wizualizację i szybką intubację.
UWAGA: Do intubacji pigmentowanych zwierząt należy używać laryngoskopu specyficznego dla zwierząt. - Chwyć język i delikatnie pociągnij go dwoma palcami.
- Użyj patyczka kosmetycznego potraktowanego lidokainą (spray z pompką), aby dokładnie znieczulić obszar krtani.
- Zaintubuj zwierzę, wprowadzając rurkę dotchawiczą między fałdy głosowe i do tchawicy, korzystając z podparcia urządzenia z drutem prowadzącym (Rysunek 1D).
- Wyjmij urządzenie przewodu doprowadzającego.
- Podłącz rurkę do wentylatora.
- Uruchomić wentylator z ustawieniami odpowiednimi dla zwierzęcia (1 l/min O2-Flow, Auto Flow = 90/min; ciśnienie wdechowe: 18 mmHg; PEEP: 3 mmHg, I/E = 1:2) i sprawdzić, czy intubacja jest prawidłowa.
UWAGA: Jeśli zauważysz napompowanie żołądka, wyjmij rurkę i spróbuj ponownie. Dodatkowo porównaj aktywność oddechową z rytmem respiratora lub połóż dwa palce na ścianie brzucha tuż nad brzuchem, aby ocenić potencjalne napompowanie żołądka.
- Znieczulenie izofluranem należy rozpocząć przy 0,5–1,0% v/v i przepływie 1 l/min O2 natychmiast po udanej intubacji (Rysunek 2A).
- Przymocuj rurkę dotchawiczą za pomocą szwu przezpoliczkowego przez policzek i przymocowaną pętlę z taśmą samoprzylepną rurki.
- Podać dodatkowe znieczulenie i znieczulenie za pomocą dwóch strzykawek o pojemności 1 ml, np. ketaminy (100 mg/kg) i.p. (kaniula 23 G) [lub domięśniowo, rozprowadzając wstrzykniętą objętość (dawkę) w obustronnych wstrzyknięciach w mięsień udowy ogona (kaniula 30 G)] i pirytramidu (2 mg/kg) we wstrzyknięciu podskórnym (s.c.) (kaniula 23 G). Zwróć uwagę na maksymalną objętość iniekcji domięśniowych na miejsce wstrzyknięcia (Ryc. 2B).
- Nałóż maść do oczu. Przypnij włosy na ciele w okolicy brzucha i obu wewnętrznych ud. Zdezynfekuj skórę.
UWAGA: Obie wewnętrzne uda powinny być ogolone, aby umożliwić użycie przeciwległej tętnicy udowej do pomiarów HR i MAP w przypadku, gdy cewnikowanie tętnicy udowej nie powiodło się po jednej stronie. Golenie w późniejszym czasie może spowodować zanieczyszczenie pola operacyjnego włosów. - Przymocuj zwierzę w pozycji leżącej na poduszce grzewczej (38 °C) za pomocą taśmy klejącej (Rysunek 2C).
- Monitoruj temperaturę ciała zwierzęcia w sposób ciągły, np. za pomocą sondy temperatury doodbytniczej (Rysunek 2D).
- Oceń głębokość znieczulenia za pomocą odruchu zamykania powieki i testu szczypania palców u nóg przed jakąkolwiek interwencją lub operacją.
2. Pomiar HR i MAP
- Naciąć skórę po wewnętrznej stronie uda (wybierz jedną stronę) powyżej przypuszczalnego położenia tętnicy udowej, unosząc skórę za pomocą kleszczy tkankowych i usuwając obszar skóry o długości około 2 cm nożyczkami Mayo (Rysunek 3A).
- Odsłoń i tępo wypreparuj kompleks tętnicza-żyła-nerw, który obejmuje tętnicę udową z tkanki łącznej (przydanka), wielokrotnie otwierając hemostat wzdłuż kompleksu.
- Wypreparuj kompleks tętnica-żyła-nerw z otaczającej tkanki wzdłuż ~1–1,5 cm (Rysunek 3B).
- W razie potrzeby usuń tłuszcz podskórny/okołonaczyniowy, aby uzyskać lepszy widok i rozwarstwienie.
UWAGA: Zachowaj ostrożność podczas usuwania tłuszczu podskórnego/okołonaczyniowego nożyczkami do skórek, ponieważ uszkodzone naczynia krwionośne mogą powodować krwawienia. W przypadku zauważenia krwawienia należy uciskać krwawiące miejsce za pomocą małej gazy lub zatamować krwawienie za pomocą hemostatu. - Oddziel tętnicę udową od żyły udowej i nerwu za pomocą dwóch precyzyjnych kleszczyków o szerokim czubku pod kątem 45° (należy wziąć pod uwagę, że żyła udowa jest najbardziej przyśrodkową strukturą, a tętnica udowa znajduje się bardziej bocznie) (Rysunek 3C-F).
- Umieść ligaturę na tętnicy udowej tak dystalnie, jak to możliwe i użyj zakrzywionego zacisku na szwie, aby zastosować delikatną trakcję podłużną do tętnicy udowej.
- Umieść drugi wstępnie zawiązany (ale nie zamknięty węzeł) szew na tętnicy udowej tak proksymalnie, jak to możliwe (Ryc. 3G).
- Przygotuj odpowiedni cewnik (PE-50 do tętnicy udowej szczura) ze skośną (~45°) końcówką odcinającą przepłukaną heparynizowanym sterylnym roztworem soli fizjologicznej (strzykawka 5 ml i kaniula 23 G). Upewnij się, że wewnątrz cewnika nie ma pęcherzyków powietrza, ponieważ utrudniają one ciśnienie tętnicze i odczyt tętna (Rysunek 3H).
- Ściśnij tętnicę udową na bliższym końcu odsłoniętego odcinka za pomocą mikrozacisku, aby tymczasowo zatrzymać przepływ krwi tętniczej (Ryc. 3I).
- Wykonaj perforację ściany tętnicy w dystalnym miejscu rozciętego odcinka za pomocą zgiętej kaniuli (23 G), umieszczając podtrzymującą mikrometalową szpatułkę pod tętnicą udową (Rysunek 3J).
- Ostrożnie cewnikować tętnicę udową przez perforację ze skośną końcówką cewnika skierowaną do góry. Przesuwaj cewnik, aż mikrozacisk zostanie przybliżony (Rysunek 3K).
UWAGA: W przypadku nieudanego cewnikowania tętnicy udowej za pierwszym razem, można wykonać drugą próbę bardziej proksymalną (rozpocząć od kroku 2.8). Jeśli tętnica pęknie lub wystąpi silne krwawienie, podwiąż lub zaciśnij tętnicę tak proksymalnie, jak to możliwe, aby zapobiec dalszej utracie krwi. Jeśli utrata krwi jest minimalna, spróbuj cewnikować przeciwległą tętnicę udową (rozpocznij od kroku 2.1). - Otwórz mikrozacisk i sprawdź, czy do cewnika dopływa pulsacyjna krew tętnicza (Rysunek 3L).
- Zapobiegaj dalszemu napływowi krwi do cewnika, blokując odpływ cewnika.
- Zamocuj cewnik w jego położeniu śródświetlnym, zamykając przygotowaną bliższą ligaturę wokół tętnicy udowej i wprowadzony cewnik (Rysunek 3M).
- Kilkakrotnie przepłukać i odessać cewnik w tętnicy udowej, aby ocenić prawidłowe umiejscowienie wewnątrznaczyniowe. Pulsacja tętnicza w kolumnie zasysanej krwi powinna być łatwo zauważalna.
- Ustal pozycję cewnika wzdłuż naczynia za pomocą końców dystalnej ligatury, aby zapobiec zwichnięciu i zapewnić wzdłużne położenie cewnika (Rysunek 3N).
- Dodatkowo przyklej cewnik taśmą blisko zwierzęcia na stole operacyjnym, aby go zabezpieczyć i zapobiec przypadkowemu zwichnięciu.
- Podłączyć cewnik wypełniony roztworem soli fizjologicznej do przetwornika ciśnienia, unikając tworzenia się pęcherzyków powietrza.
- Rozpocznij rejestrowanie tętna i mapy za pomocą interfejsu cyfrowego (Rysunek 3O).
- Przykryj odsłonięty obszar po wewnętrznej stronie uda małym zwilżonym kompresem z gazy (Rysunek 3P).
- Oblicz wskaźnik hiperdynamiczny (HD): HD = MAP/HR.
UWAGA: W zaawansowanym PHT wskaźnik HD jest podwyższony w porównaniu ze zwierzętami z nadciśnieniem tętniczym bez wrotu. Jednak wzrost wskaźnika HD podczas operacji może również wskazywać na krwawienie, hipowolemię lub ból. Jeśli zarejestrowane wartości MAP są bardzo niskie, ale sygnał jest dobry, a w cewniku wykryty jest pulsacyjny przepływ, sprawdź poziom znieczulenia i potencjalnie zmniejsz poziom znieczulenia. Nie należy całkowicie przerywać znieczulenia izofluranem, ponieważ może to prowadzić do niewystarczającej głębokości znieczulenia zgodnie z dobrostanem zwierząt i dobrą praktyką naukową.
3. Przepływ krwi w tętnicy krezkowej górnej (SMABF)
- Wykonaj laparotomię medianową (Rysunek 4A-C)
- Podnieś warstwę skóry za pomocą kleszczyków tkankowych 5–6 cm poniżej mieczykowatej plamki i usuń cienki pasek skóry za pomocą nożyczek Mayo powyżej kresy białej, aż do osiągnięcia mieczykowatości.
- W środku nacięcia skóry podnieś warstwę mięśniową za pomocą kleszczy tkankowych wzdłuż kresy białej, aby utworzyć odległość między ścianą brzucha a narządami splanchnicznymi.
- Otworzyć jamę otrzewnej, nacinając ścianę brzucha skalpelem na kresce białej. Rozszerz otwór, podnosząc ścianę brzucha za pomocą kleszczy tkankowych nożyczkami Metzenbauma wzdłuż kresy białej na tej samej odległości co warstwa skóry.
- Ostrożnie wykop jelito za pomocą mokrych patyczków kosmetycznych, zaczynając od coecum i umieść je na dużym kompresie z gazy nasączonym sterylnym roztworem soli fizjologicznej obok nacięcia (Rysunek 4D-F).
- Zawiń jelito w kompres z gazy i upewnij się, że jest zwilżone sterylnym roztworem soli fizjologicznej (Rysunek 4G).
- Zlokalizuj i odsłoń tętnicę krezkową górną.
- Wypreparuj tętnicę krezkową górną za pomocą dwóch samodzielnie wykonanych haczyków "Schwabl": Podnieś tętnicę pierwszym hakiem i spróbuj umieścić drugi przez ten sam tunel tkankowy. Odsłoń tętnicę krezkową górną w odległości 5 mm, aby upewnić się, że sonda przepływu (1 mm) może być umieszczona wokół niej (Rysunek 4H-K).
UWAGA: Jeśli jest to preferowane, do podniesienia tętnicy można również użyć precyzyjnych kleszczyków o szerokim czubku 45°. Haczyki "Schwabl" są przygotowywane z kaniul 30 G z tępo złamanymi końcówkami wygiętymi w kształt haczyka. Jeśli tętnice poboczne są rozległe, haki "Schwabla" mogą być bezpieczniejsze, ponieważ można uniknąć krwawień z tętnic pobocznych podczas preparowania tętnicy krezkowej górnej. Jeśli krwawienie wystąpi podczas przygotowywania tętnicy krezkowej górnej, należy przyłożyć mały kompres z gazy do miejsca krwawienia na 1–2 minuty z delikatnym naciskiem. Małe krwawienie zwykle szybko ustaje; Zawsze należy pamiętać o okresowym nawilżaniu tkanki (krok 1.12). Jeśli sama tętnica krezkowa górna jest uszkodzona, oceny hemodynamiczne muszą zostać przerwane. - Nałóż żel ultradźwiękowy na czujnik ultradźwiękowej sondy przepływu i przymocuj go do tętnicy krezkowej splanchnicznej. Dopasuj go do naturalnej trasy tętnicy krezkowej górnej (Rysunek 4L-M).
- Zamknij sondę przepływu (1 mm) i w razie potrzeby delikatnie nałóż dodatkowy żel ultradźwiękowy na czujnik Dopplera, aby poprawić jakość sygnału. Zrób to za pomocą strzykawki (20 ml) wypełnionej żelem ultradźwiękowym i kaniuli z końcówką (18 G) (Rysunek 4N-O).
UWAGA: Jeśli sonda przepływu nie jest dobrze ustawiona wzdłuż naturalnego biegu naczynia, napięcie może powodować zwężenie naczyń, a tym samym przepływ turbulentny, co zmniejsza dokładność pomiarów przepływu. Spróbuj ponownie ustawić kierunek sondy przepływu wzdłuż naturalnej trasy naczynia, a następnie wystarczająco zamocuj sondę przepływu w odpowiedniej pozycji. - Zmierz SMABF i oceń zgodność sygnału przepływu pulsacyjnego ze szczytami skurczowymi zapisu tętnicy udowej.
UWAGA: Jeśli zarejestrowane wartości MAP są bardzo niskie, ale sygnał jest dobry i w cewniku wykryty jest pulsacyjny przepływ, sprawdź poziom znieczulenia i potencjalnie zmniejsz poziom znieczulenia. Nie należy całkowicie przerywać znieczulenia izofluranem, ponieważ może to prowadzić do niewystarczającej głębokości znieczulenia zgodnie z dobrostanem zwierząt i dobrą praktyką naukową. - Znajdź stabilną pozycję sondy przepływu (1 mm) i zamocuj sondy przepływu. Rozpocznij rejestrowanie SMABF bez dalszej manipulacji sondą przepływu (1 mm) (Rysunek 4P).
4. PVBF
- Zlokalizuj i odsłoń żyłę wrotną na grzbietowej powierzchni krezki, która znajduje się blisko wnęki wątroby (Ryc. 5A).
- Delikatnie wypreparuj żyłę wrotną od otaczającej tkanki za pomocą precyzyjnych kleszczy o szerokim czubku pod kątem 45°: Odizoluj żyłę wrotną, delikatnie i wielokrotnie wciskając kleszcze pod żyłę wrotną, aby utworzyć tunel tkankowy (Rysunek 5B).
UWAGA: Jeśli podczas przygotowywania żyły wrotnej wystąpi krwawienie z tkanki okołowrotnej, należy delikatnie uciskać miejsce krwawienia przez 1-2 minuty za pomocą wacika; To często zatrzymuje krwawienie. - Powiększ tunel, powoli otwierając precyzyjne kleszcze o szerokim kącie 45 ° i odsłaniając żyłę wrotną na odległość 5-6 mm, aby umożliwić umieszczenie sondy przepływu okołonaczyniowego (2 mm) (Rysunek 5C, D).
- Nałóż żel ultradźwiękowy na czujnik ultradźwiękowej sondy przepływu i przymocuj go do żyły wrotnej wyrównanej z jej naturalną trasą (Rysunek 5E).
- Zamknij sondę przepływu (2 mm) i w razie potrzeby nałóż dodatkowy żel ultradźwiękowy, jak opisano wcześniej (krok 3.7) (Rysunek 5F).
- Upewnij się, że sonda przepływu jest umieszczona w sposób nieuciskający wokół żyły wrotnej (Rysunek 5G).
UWAGA: Jeśli sonda przepływu nie jest dobrze ustawiona wzdłuż naturalnego biegu naczynia, napięcie może powodować zwężenie naczyń, a tym samym przepływ turbulentny, co zmniejsza dokładność pomiarów przepływu. Spróbuj ponownie ustawić kierunek sondy przepływu wzdłuż naturalnej trasy naczynia, a następnie wystarczająco zamocuj sondę przepływu w odpowiedniej pozycji. - Znajdź stabilną pozycję sondy przepływu (2 mm) i zamocuj sondy przepływu. Następnie rozpocznij nagrywanie PVBF (Rysunek 5H).
UWAGA: Jeśli zarejestrowane wartości MAP są bardzo niskie, ale sygnał jest dobry i w cewniku wykryty jest pulsacyjny przepływ, sprawdź poziom znieczulenia i potencjalnie zmniejsz poziom znieczulenia. Nie należy całkowicie przerywać znieczulenia izofluranem, ponieważ może to prowadzić do niewystarczającej głębokości znieczulenia zgodnie z dobrostanem zwierząt i dobrą praktyką naukową.
5. PP
- Przygotować cewnik (PE-50 do żył krezkowych szczurów) ze skośną (około 45°) końcówką odciętą, którą przepłukuje się sterylnym roztworem soli fizjologicznej (strzykawka 5 ml i kaniula 23 G). Zwróć uwagę, że wewnątrz cewnika nie ma pęcherzyków powietrza, ponieważ zasłaniają one odczyt PP (Rysunek 6A).
- Trzymaj jelito w mokrych rękawiczkach i umieść je rozrzucone na palcach (Ryc. 6B).
- Zoptymalizuj widok łożyska naczyniowego krezki w pobliżu jelita cienkiego (Rysunek 6C).
- Zidentyfikuj główne żylne naczynia krezkowe prowadzące do żyły wrotnej (vena ileocolica - vena mesenterica superior - vena portae).
- Znajdź odpowiednie połączenie żyły krętniczo-okrężnicy, które jest dostępne do cewnikowania.
- Najpierw wbij cewnik w tkankę krezkową, perforując otrzewną trzewną krezki w pobliżu połączenia naczyniowego wybranego do cewnikowania.
- Ostrożnie przesuń skośną końcówkę cewnika bliżej połączenia żyły krętniczo-kolniczej, aż zobaczysz niewielki odcisk połączenia naczynia (Rysunek 6D).
- Na koniec cewnikować układ żylny zgodnie z trasą naczynia łączącego się poprzez perforację ściany naczynia pod kątem skrzyżowania naczyń. (Rysunek 6E).
UWAGA: Jeśli krwawienie wystąpi podczas cewnikowania żyły krętniczo-kolkowej, za pomocą nacisku kciuka z małym kompresem z gazy w miejscu krwawienia. Ciśnienie to należy utrzymywać przez 1–2 minuty, aby zatamować krwawienie. Następnie spróbuj wprowadzić cewnik w bardziej proksymalnej gałęzi żyły krętniczo-kolkowej. - Ostrożnie przesuwaj cewnik dalej wzdłuż głównej drogi naczynia żylnego do żyły wrotnej bez perforacji żyły (Rysunek 6F).
UWAGA: Cewnik należy trzymać w wystarczającej odległości od sondy przepływu umieszczonej wokół głównej gałęzi żyły wrotnej, aby uniknąć artefaktów w sygnale przepływu i zapobiec perforacji żyły wrotnej. - Podłączyć cewnik wypełniony roztworem soli fizjologicznej do przetwornika ciśnienia, unikając tworzenia się pęcherzyków powietrza.
- Rozpocznij nagrywanie PP.
- Rejestruj wszystkie parametry hemodynamiczne jednocześnie w stabilnych warunkach przez kilka minut (Rysunek 6G, H). Opcjonalnie cewnik do żyły wrotnej można zamocować za pomocą kleju tkankowego, a jelita można ponownie przenieść do jamy brzusznej.
UWAGA: Jeśli zarejestrowane wartości MAP są bardzo niskie, ale sygnał jest dobry i w cewniku wykryty jest pulsacyjny przepływ, sprawdź poziom znieczulenia i potencjalnie zmniejsz poziom znieczulenia. Nie należy całkowicie przerywać znieczulenia izofluranem, ponieważ może to prowadzić do niewystarczającej głębokości znieczulenia zgodnie z dobrostanem zwierząt i dobrą praktyką naukową.
6. IHVR
- Po złożeniu zwierzęcia w ofierze zmierz masę wątroby. Oblicz IHVR: IHVR = PVBF/PP. Znormalizuj tę wartość PVBF do masy wątroby.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W zależności od modelu zwierzęcego i stopnia zaawansowania choroby wątroby, stopień PHT oraz nasilenie zespołu nadciśnienia wrotnego są różne (Rycina 7).
Model BDL powoduje marskość żółciową w wyniku cholestazy. W związku z tym PP wzrasta w czasie i rozwija się krążenie hiperdynamiczne, co przejawia się wzrostem HR i spadkiem MAP. U zwierząt z marskością SMABF, PVBF oraz IHVR również wzrastają zgodn...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
PP jest głównym parametrem końcowym oceny zespołu nadciśnienia wrotnego i odzwierciedla nasilenie podstawowej marskości wątroby. Zarówno odkładanie się macierzy (tj. zwłóknienie), jak i sinusoidalne zwężenie naczyń krwionośnych (spowodowane zwiększoną ekspresją naczyń krwionośnych w wątrobie i zmniejszoną reakcją na leki rozszerzające naczynia krwionośne) powodują zwiększenie IHVR. Znaczenie PP i jego wpływ na przewlekłą chorobę wątroby wykazano w wielu badaniach przedklinicznych 11,12,13,14 i klinicznych
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Dziękujemy weterynarzom, pielęgniarkom i opiekunom zwierząt w Centrum Badań Biomedycznych za ich ciągłe wsparcie podczas naszych projektów badawczych. Autorzy doceniają istotny wkład wszystkich recenzentów tego protokołu. Niektóre z badań zostały sfinansowane przez "Young Science Award" Austriackiego Towarzystwa Gastroenterologii i Hepatologii (ÖGGH) dla PS oraz "Skoda Award" dla Austriackiego Towarzystwa Medycyny Wewnętrznej dla TR.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Instruments | |||
| LabChart 7 Pro software | ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA | - | Software |
| ML870 PowerLab 8/30 | ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA& | nbsp;- | Elektroniczny rejestrator wielokanałowy |
| >MLT0380/D | ADInstruments, Kolorado Springs, CO, USA& | nbsp;- | Przetwornik ciśnienia (x2: dla ciśnienia portalowego i ciśnienia tętniczego) |
| ML112 Quad Bridge Amplifier | ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA& | nbsp;- | Wzmacniacz mostkowy |
| TS420 | Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA | - | Moduł przepływomierza |
| Badania biologiczne Aparatura 7025 | UGO BASILE S.R.L., Comerio, Włochy | - | Wentylator |
| Vapor 2000 | Drä ger Medical AG & Co. KG, Lü beck, Niemcy | - | Isofluran Vaporizer |
| Sondy okołonaczyniowe (szczur) do systemów transsonicznych (tętnica krezka górna) | Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA | Ultradźwiękowa sonda przepływu (1mm) | |
| Sondy okołonaczyniowe (szczur) do systemów Transonic (Portal Vein) | Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA | #MA2PSBUltradźwiękowa sonda przepływu ( 2mm) | |
| 1. do intubacji i 2. do czystych nacięć skóry | - | - | Nożyczki Mayo [x2] |
| >Nożyczki Metzenbaum | - | - | - |
| Nożyczki do skórek | - | - | |
| . Kleszczyki | do tkanek Adson Brown - | -Kleszczyki do tkanek | |
| >Precyzyjne kleszcze punktowe o szerokim kącie 45& stopni [x2] | - - | - | |
| Hemostat [x4] | - | - | - |
| e.g. Zacisk otrzewnowy Mikulicz | - | - | Zacisk zakrzywiony |
| np. zacisk Dieffenbach | - | - | Mikrozacisk |
| np. mikroszpatułka z płaskimi końcami, szerokość 4 mm, | - | - | Szpatułka mikrometalowa |
| do szwu przezpoliczkowego podczas intubacji | - | - | Uchwyt na igłę |
| >Uchwyt skalpela | - | - | - |
| selfmade | - | Stół do intubacji | |
| blut, elastyczny i o odpowiedniej średnicy do kaniuli tętniczej i venflow | - | - | drut stalowy |
| zmodyfikowana linia tętnicza 20G z Flowstich | Becton Dickinson, Farady Road, Swindon, UK | # | 682245Linia tętnicza |
| Poduszka grzewcza | - | - - | |
| Sonda do pomiaru temperatury doodbytniczej | - | - | - |
| Podgrzewacz soli fizjologicznej | - | - | - |
| Laryngoskop (specyficzny dla wielkości zwierzęcia, np. szczur) | - | - | - |
| Skrzynka indukcyjna do znieczulenia wziewnego | - | - | |
| Skala (zdolna do pomiaru mg) | - | - | - |
| Maszynka do strzyżenia włosów | - | ;- | - |
| Name | >Company | Numer katalogowy | Komentarze |
| Materiały eksploatacyjne | |||
| np. zmodyfikowany BD Venflon Pro Safety 14GA | Becton Dickinson Infusion Therapy, AB, SE251 06 Helsingborg, Szwecja | #393230 | Cewnik do żył obwodowych (14G) |
| Rurka polietylenowa drobnootworowa, ID 0,58 mm, OD 0,96 mm, Portex,Smiths | Medical International Ltd., Kent, Wielka Brytania# | 800/100/200 | Rurka cewnika (PE-50) |
| np. Omnifix-F Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Niemcy#9161406V | strzykawka 1mL | |
| np. Injekt Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Niemcy | #4606051V | strzykawka 5mL |
| np. Injekt Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Niemcy#4606205V | strzykawka 20mL | |
| np. BD Microlance 3, 18G - 1 1/2" | Becton Dickinson S.A., Fraga, Hiszpania | #304622 | Kaniula (18G) |
| np. BD Microlance 3, 23G - 1" | Becton Dickinson S.A., Fraga, Hiszpania | #300800 | Kaniula (23G) |
| >np. BD Microlance 3, 30G - 1/2" | Becton Dickinson S.A., Fraga, Hiszpania | #304000 | Kaniula (30G) |
| e.g. Leukoplast S | BSN medical GmbH, Hamburg, Niemcy | #47619-00 | Taśma klejąca |
| np. Gazin RK Mullkompressen (18x8cm) | Lohmann & Rauscher, Wiedeń, Austria | #10972 | kompres z gazy (mały) |
| np. Gazin RK Mullkompressen (5x5cm) | Lohmann & Rauscher, Wiedeń, Austria | #10961 | Kompres z gazy (duży) |
| Jedwab pleciony, USP 4/0, EP 1.5 | SMI AG, Sankt Vith, Belgia | #2021-04 | Szew (Jedwab 4/0, EP 1.5) |
| np. Mersilk, 2-0 (3 Ph. Eur.), PS-1 Prime | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Niemcy#EH7552 | Szew transpoliczkowy | |
| np. patyczki bawełniane (2,2 mm, 15 cm) | Paul Hartmann AG, Heidenheim, Niemcy | #967936 | Patyczki kosmetyczne |
| np. Vue Ultrasoundgel | Optimum Medical Limited, UK# | 1157 | Żel do ultradźwięków |
| np. Glubran 2 | Gem srl, Viareggio, Włochy | #G-NB2-50 | Klej tkankowy |
| np. Chirurgiczny nóż do skalpela nr 10 - stal węglowa | Swann-Morton, Anglia, B.S. | #202 | Nóż do skalpela |
| Heparyna, 5000 i.E./ml (Natriumheparyna) | Medicamentum Pharma GmbH, Allerheiligen im Mü rztal, Austria | - | Heparin |
| Florane | Aesica Queenborough Ltd., Queenborough, Wielka Brytania | - | Isoflurane |
| OeloVital (5g) | Fresenius Kabi Austira Gmbh, Graz, Austria | - | Żel do oczu |
| Ketasol | aniMedica GmbH, Senden-Bö sensell, Niemcy | - | Ketamine |
| Rompun | Bayer Austria Ges.m.b.H., Wiedeń, Austria | - | Xylazine |
| Xylocain 10% Pumpspray | AstraZeneca Ö sterreich GmbH, Wiedeń, Austria | - | Lidocaine pump spray |
| Dipidolor | Jansen-Cilag Pharma GmbH, Wiedeń, Austria | - | Piritramide |
| NaCl 0,9% Fresenius, 1L | Fresenius Kabi Austira GmbH, Graz, Austria | #13LIP132 | Fizjologiczny roztwór soli fizjologicznej |
Bibliografia
- Ripoll, C., et al. Hepatic venous pressure gradient predicts clinical decompensation in patients with compensated cirrhosis. Gastroenterology. 133 (2), 481-488 (2007).
- Bosch, J., Groszmann, R. J., Shah, V. H. Evolution in the understanding of the pathophysiological basis of portal hypertension: How changes in paradigm are leading to successful new treatments. J Hepatol. 62, S121-S130 (2015).
- Blachier, M., Leleu, H., Peck-Radosavljevic, M., Valla, D. C., Roudot-Thoraval, F. The burden of liver disease in Europe: a review of available epidemiological data. J Hepatol. 58 (3), 593-608 (2013).
- Colle, I., Geerts, A. M., Van Steenkiste, C., Van Vlierberghe, H. Hemodynamic Changes in Splanchnic Blood Vessels in Portal Hypertension. Advances in Integrative Anatomy and Evolutionary Biology. 291 (6), 699-713 (2008).
- Laleman, W., Van Landeghem, L., Wilmer, A., Fevery, J., Nevens, F. Portal hypertension: from pathophysiology to clinical practice. Liver International. 25 (6), 1079-1090 (2005).
- Franchis, R. d Updating Consensus in Portal Hypertension: Report of the Baveno III Consensus Workshop on definitions, methodology and therapeutic strategies in portal hypertension. Journal of Hepatology. 33 (5), 846-852 (2000).
- Zardi, E. M., Di Matteo, F. M., Pacella, C. M., Sanyal, A. J. Invasive and non-invasive techniques for detecting portal hypertension and predicting variceral bleeding in cirrhosis: a review. Annals of medicine. 46 (1), 8-17 (2014).
- Kumar, A., Sharma, P., Sarin, S. K. Hepatic venous pressure gradient measurement: time to learn. Indian J Gastroenterol. 27 (2), 74-80 (2008).
- Tsochatzis, E. A., Bosch, J., Burroughs, A. K. Liver cirrhosis. Lancet. 383 (9930), 1749-1761 (2014).
- Abraldes, J. G., Pasarín, M., García-Pagán, J. C. Animal models of portal hypertension. World Journal of Gastroenterology : WJG. 12 (41), 6577-6584 (2006).
- Reiberger, T., et al. Sorafenib attenuates the portal hypertensive syndrome in partial portal vein ligated rats. Journal of Hepatology. 51 (5), 865-873 (2009).
- Schwabl, P., et al. Pioglitazone decreases portosystemic shunting by modulating inflammation and angiogenesis in cirrhotic and non-cirrhotic portal hypertensive rats. Journal of Hepatology. 60 (6), 1135-1142 (2014).
- Reiberger, T., et al. Nebivolol treatment increases splanchnic blood flow and portal pressure in cirrhotic rats via modulation of nitric oxide signalling. Liver International. 33 (4), 561-568 (2013).
- Schwabl, P., et al. The FXR agonist PX20606 ameliorates portal hypertension by targeting vascular remodelling and sinusoidal dysfunction. Journal of Hepatology. 66 (4), 724-733 (2017).
- Mandorfer, M., et al. Sustained virologic response to interferon-free therapies ameliorates HCV-induced portal hypertension. J Hepatol. 65 (4), 692-699 (2016).
- Schwabl, P., et al. Interferon-free regimens improve portal hypertension and histological necroinflammation in HIV/HCV patients with advanced liver disease. Aliment Pharmacol Ther. 45 (1), 139-149 (2017).
- Reiberger, T., Mandorfer, M. Beta adrenergic blockade and decompensated cirrhosis. Journal of Hepatology. 66 (4), 849-859 (2017).
- Reiberger, T., et al. Carvedilol for primary prophylaxis of variceal bleeding in cirrhotic patients with haemodynamic non-response to propranolol. Gut. 62 (11), 1634-1641 (2013).
- Reiberger, T., et al. Austrian consensus guidelines on the management and treatment of portal hypertension (Billroth III). Wiener klinische Wochenschrift. 129 (3), 135-158 (2017).
- de Franchis, R. Expanding consensus in portal hypertension. Journal of Hepatology. 63 (3), 743-752 (2015).
- Pinter, M., et al. The effects of sorafenib on the portal hypertensive syndrome in patients with liver cirrhosis and hepatocellular carcinoma - a pilot study. Alimentary Pharmacology & Therapeutics. 35 (1), 83-91 (2012).
- Schwabl, P., Laleman, W. Novel treatment options for portal hypertension. Gastroenterol Rep (Oxf). 5 (2), 90-103 (2017).
- Klein, S., Schierwagen, R., Uschner, F., Trebicka, J. Mouse and Rat Models of Induction of Hepatic Fibrosis and Assessment of Portal Hypertension. , (2017).
- Russell, W. M. S., Burch, R. L. The Principles of Humane Experimental Technique. , (1959).
- Langhans, W., Myrtha, A., Riediger, T., Lutz, T. A. Routine animal use procedures. , Institute of Veterinary Physiology, University of Zurich, Physiology and Behavior Laboratory, Institute of Food, Nutrition and Health, ETH Zurich. (2016).
- Animal Care and Use Program. Rat and Mouse anesthesia and analgesia: Formulary and General Drug Information. , The University of British Columbia. (2016).
- Davis, J. A. Current Protocols in Neuroscience. , John Wiley & Sons, Inc. (2001).
- Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. Effects of isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl on physiological variables continuously measured by telemetry in Wistar rats. BMC Veterinary Research. 10 (1), 198(2014).
- Redfors, B., Shao, Y., Omerovic, E. Influence of anesthetic agent, depth of anesthesia and body temperature on cardiovascular functional parameters in the rat. Laboratory Animals. 48 (1), 6-14 (2014).
- Becker, K., et al. Statement on anesthesia methodologies: Recommondations on anaesthesia methodologies for animal experimentation in rodents and rabbits. , GV-SOLAS - German veterinary association for animal welfare. (2016).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
