Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Leczenie siarczanem wapnia obciążonym wankomycyną i autogenną kością w ulepszonym króliczym modelu infekcji kości

9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57294

⸱

14 marca 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medicine, Zhejiang Academy of Traditional Chinese Medicine, 2Department of Orthopaedic Surgery, Tongde Hospital of Zhejiang Province, 3Institute of Orthopaedics and Traumatology, First Affiliated Hospital of Zhejiang Chinese Medical University, 4Department of Clinical Laboratory, Tongde Hospital of Zhejiang Province

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie przedstawia ulepszony model królika zakażonego Staphylococcus aureus poprzez blokowanie tej samej ilości bakterii w szpiku kostnym. Siarczan wapnia obciążony wankomycyną i autogenna kość są stosowane w leczeniu antybiotykami i naprawą kości. Protokół może być pomocny w badaniu infekcji i regeneracji kości.

Streszczenie

Infekcja kości wynika z inwazji bakterii, która jest niezwykle trudna do leczenia w chirurgii klinicznej, ortopedycznej i urazowej. Zakażenie kości może prowadzić do utrzymującego się stanu zapalnego, zapalenia kości i szpiku oraz ewentualnego braku zrostu kostnego. Stworzenie wykonalnego, powtarzalnego modelu zwierzęcego jest ważne dla badań nad infekcjami kości i antybiotykoterapii. Jako model in vivo, model królika jest szeroko stosowany w badaniach nad infekcjami kości. Jednak wcześniejsze badania na modelach infekcji kości królika wykazały, że status infekcji był niespójny, ponieważ ilość bakterii była zmienna. Badanie to przedstawia ulepszoną chirurgiczną metodę wywoływania infekcji kości u królika poprzez blokowanie bakterii w szpiku kostnym. Następnie można przeprowadzić wielopoziomowe oceny w celu weryfikacji metody modelowania.

Ogólnie, w leczeniu antybiotykami dominuje oczyszczanie tkanki martwiczej i implantacja siarczanu wapnia naładowanego wankomycyną (VCS). Chociaż siarczan wapnia w VCS korzystnie wpływa na pełzanie osteocytów i wzrost nowych kości, po uszkodzeniu dochodzi do masywnych ubytków kostnych. Kość autogenna (AB) jest atrakcyjną strategią przezwyciężania ubytków kostnych w leczeniu masywnych ubytków kostnych po usunięciu martwiczej kości.

W tym badaniu użyliśmy kości ogonowej jako autogennej kości wszczepionej w ubytek kostny. Naprawę kości mierzono za pomocą mikrotomografii komputerowej (mikro-CT) i analizy histologicznej po uśmierceniu zwierząt. W rezultacie, w grupie VCS konsekwentnie uzyskiwano brak zrostu kostnego. Natomiast obszary ubytków kostnych w grupie VCS-AB uległy znacznemu zmniejszeniu. Przedstawiona metoda modelowania opisywała powtarzalną, wykonalną i stabilną metodę przygotowania modelu zakażenia kości. Leczenie VCS-AB skutkowało obniżeniem odsetka braku zrostów kostnych po leczeniu antybiotykami. Ulepszony model infekcji kości i skojarzone leczenie VCS i kości autogennej mogą być pomocne w badaniu mechanizmów leżących u podstaw infekcji kości i regeneracji kości związanych z zastosowaniami ortopedycznymi w traumatologii.

Wprowadzenie

Infekcja kości zwykle wynika z inwazji bakterii lub innych mikroorganizmów po urazie, złamaniu kości lub innych chorobach kości1. Zakażenie kości może wywołać wysoki poziom stanu zapalnego i zniszczenie tkanki kostnej. W klinice Staphylococcus aureus (S. aureus) jest głównym czynnikiem wywołującym infekcję kości2,3. Infekcja kości jest bolesna, wyniszczająca i często przebiega przewlekle, co jest niezwykle trudne do wyleczenia4. Obecnie potwierdzono, że oczyszczanie tkanki martwiczej i wszczepianie kulek wapnia obciążonych wankomycyną (VCS) jest skuteczną strategią kontrolowania miejscowej infekcji5,6. Jednak od 10% do 15% pacjentów doświadczyło przedłużonego procesu naprawy kości, opóźnionego zrostu lub braku zrostu po leczeniu przeciwinfekcyjnym7. Duży fragment ubytku kostnego jest najtrudniejszym zagadnieniem dla chirurgów ortopedów. Autologiczny przeszczep kostny jest uważany za optymalną wymianę kości w leczeniu bez zrostu kostnego8,9.

Do tej pory większość badań nad infekcją kości i autologicznym implantowaniem kości została przeprowadzona na różnych rodzajach modeli zwierzęcych, takich jak szczury, króliki, psy, świnie i owce10,11. Modele królików są najczęściej używane do badań nad infekcjami kości, po raz pierwszy przeprowadzonych przez Nordena i Kennedy'ego w 1970 roku12,13. W naszym poprzednim badaniu użyliśmy modeli królików zgodnie z metodą Nordena i stwierdziliśmy, że ilość S. aureus wstrzykniętej do szpiku kostnego nie mogła być dokładnie określona ilościowo, ponieważ krew wyciekająca ze szpiku kostnego prowadziła do przepełnienia roztworu bakteryjnego.

Ten artykuł przedstawia ulepszoną metodę chirurgiczną wywoływania infekcji kości u królików. Na zakończenie zabiegu wykonano badanie biochemiczne krwi, badanie bakteriologiczne oraz badanie histopatologiczne w celu weryfikacji modelu zakażenia kości. Następnie wszczepiono VCS w celu zahamowania infekcji, a także wszczepiono autogenną kość w celu wspomagania regeneracji kości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Króliki użyte w niniejszym badaniu były traktowane zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Wszystkie procedury eksperymentalne były zgodne z zasadami Komisji Bioetycznej Akademii Tradycyjnej Medycyny Chińskiej Zhejiang.

1. Przygotowanie zawiesiny bakteryjnej

  1. Rozpuścić 0,5 mg proszku do liofilizacji S. aureus (ATCC 6538) w 0,3 ml pożywki hodowlanej Luria-Bertani. Całkowicie wymieszaj zawiesinę.
  2. Zawiesinę bakterii rozprowadzić na płytkach agaru sojowego tryptycznego i inkubować kolonie bakteryjne w temperaturze 37 °C przez 16 godzin.
  3. Wybierz pojedynczą jednostkę tworzącą kolonię bakteryjną (CFU) i kulturę w probówkach z bulionem sojowym przez 24 godziny. Przeprowadzaj subkulturę przez około 24 godziny w temperaturze 37 °C i uzyskaj bakterie w środkowej logarytmicznej fazie wzrostu po 16 do 18 godzinach, gdy wartość gęstości optycznej (OD) wynosi 0,6 przy 600 nm14.
  4. Przenieś 1 ml zawiesiny bakterii do probówki wirówkowej. Wirować przez 5 minut w temperaturze 825 x g i temperaturze 4 °C, a następnie odrzucić supernatant. Zawiesić i przemyć bakterie 100 μl soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS); Powtórz ten krok 3 razy. Na koniec ponownie zasmuś bakterie za pomocą 3 ml PBS.
  5. Oszacuj stężenie bakterii za pomocą mętnościomierzy McFarlanda15.
    1. Przenieś od 100 do 500 μl zawiesiny bakteryjnej do probówki kolorymetrycznej, aż zmętnienie będzie równoważne 0,5 wzorca McFarlanda.
    2. Oceń zmętnienie przez wizualne porównanie z 0,5 McFarlanda, gdy zawartość bakterii osiąga około 108 CFU/mL.
      nuta: Upewnij się, że objętość zawiesiny bakterii jest wystarczająca dla następujących protokołów. Na każdego królika objętość zawiesiny bakterii jest mniejsza niż 1 ml.
  6. Przenieś 0,2 ml zawiesiny bakteryjnej na płytkę agarową i równomiernie nanieś. Inkubować płytkę w temperaturze 37 °C przez 16 godzin. Policz kolonie bakterii, aby zweryfikować CFU zawiesiny bakterii.

2. Przygotowanie modeli infekcji kości

  1. Trzymanie samców białych królików nowozelandzkich w wieku 3 miesięcy w oddzielnych klatkach, w kontrolowanych warunkach powietrza (20 ± 1 °C) i 12 godzinach/12 godzinach w jasnym i ciemnym oświetleniu. Oferuj rutynową dietę i codzienną wodę z kranu.
  2. Upewnij się, że w czasie operacji królik waży więcej niż 3 kg.
  3. Znieczulenie królików należy podać dootrzewnowo z pentobarbitalem sodu (3 mg na 100 g masy ciała). Upewnij się, że króliki są w pełni znieczulone przez brak reakcji na uszczypnięcie łapy. Zamocuj króliki na stole operacyjnym podczas procedury operacyjnej.
    nuta: Upewnij się, że czas trwania procedury modelowania jest krótszy niż 1 godzina.
  4. Ogol proksymalny obszar piszczeli za pomocą golarki elektrycznej w kierunku przeciwnym do kierunku wzrostu włosów. Zdezynfekuj skórę, nakładając roztwór jodu powidonu.
  5. Zaznacz górny koniec kości piszczelowej i pozycję otworu do wiercenia do wstrzyknięcia za pomocą S. aureus (odległość do górnego końca kości piszczelowej wynosi 1,5 cm) długopisem i linijką. Upewnij się, że otwory do wiercenia znajdują się poziomo w środku płaskowyżu piszczelowego (Rysunek 1A).
  6. Przetnij skórę piszczelową za pomocą skalpela nr 11 i wykonaj 1 cm nacięcie w okostnej (Ryc. 1 B, C). Wybij otwór w kości piszczelowej o średnicy 2 mm za pomocą elektrycznego wiertła do kości (Rysunek 1D).
  7. Naciśnij otwory o średnicy 2 mm w płaskowyżu piszczelowym za pomocą cylindra z wosku kostnego o średnicy 2 mm i wysokości 2 mm (Rysunek 1E). Usuń zapasowy wosk kostny wzdłuż płaszczyzny poziomej płaskowyżu piszczelowego (Rysunek 1F). Sprawdź, czy otwór o średnicy 2 mm jest wypełniony woskiem kostnym ( Rysunek 1G).
    nuta: Upewnij się, że otwory są pełne wosku kostnego, sprawdzając otwór z przelewem krwi lub bez.
  8. Zszyj okostną i skórę wchłanialnym szwem chirurgicznym w pionowym szwie materaca, aby zapobiec żuciu szwów przez zwierzę (Rysunek 1H).
  9. Wstrzyknąć 1 x 108 jtk/ml roztworów S. aureus (30 μl na 100 g masy ciała) za pomocą wstrzykiwacza aseptycznego o pojemności 1 ml (Rysunek 1I). Upewnij się, że igły wnikają w wosk kostny i powoli wstrzykuj roztwór S. aureus do szpiku kostnego.
  10. Trzymaj zwierzę w ciepłych i czystych warunkach, aby uniknąć utraty ciepła po modelowaniu. Monitoruj częstość oddechów i tętno. Po przebudzeniu trzymaj króliki w indywidualnych klatkach ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody.

3. Ocena modelu infekcji kości

  1. W 7, 14, 21 i 28 dniu po zakażeniu umieść króliki w utrwalaczu królika tak, aby głowa i ucho znajdowały się na zewnątrz utrwalacza.
  2. Pobrać 2 ml krwi z żył usznych do pojemnika na krew przeciwzakrzepową z kwasem dipotasowym etylenodiaminotetraoctowym (EDTA-K2). Pobrać 1 ml krwi z naczynia krwionośnego do pojemnika na krew. Wirować surowicę przez 10 minut z prędkością 651 x g w temperaturze pokojowej.
    1. Określ liczbę białych krwinek (WBC) we krwi pełnej za pomocą analizatora biochemicznego krwi i białka C-reaktywnego (CRP) za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA) metodą16.
  3. W 7, 14, 21 i 28 dniu po zakażeniu znieczulij jednego modelowego królika pentobarbitalem sodu w dawce 3 mg na 100 g masy ciała. Przeciąć skórę piszczeli za pomocą skalpela nr 11 i wykonać 2 cm nacięcie w okostnej (Rysunek 2A).
  4. Czysty wosk kostny. Oczyścić kość martwiczą, przebijając dwa sąsiednie otwory o średnicy 4,8 mm za pomocą elektrycznego wiertarki do kości (Rysunek 2B). Oczyścić martwiczy szpik kostny i tkankę ziarninową za pomocą łyżki kostnej (Rysunek 2C).
    nuta: Podczas oczyszczania należy oczyścić tkankę kostną, aby uniknąć pozostania tkanki kostnej w szpiku kostnym.
  5. Zeskrob i oczyść tkankę kostną między dwoma otworami (Rysunek 2D).
  6. Rozprowadź 1 ml szpiku kostnego na płytkach agarowych z krwią owczą. Inkubować płytki przez noc w temperaturze 37 °C. Wybierz płytki z 30–300 koloniami i oblicz liczbę kolonii.
  7. Pod koniec 28 dnia po zakażeniu należy pobrać próbki kości piszczelowej wzdłuż krawędzi stawów kolanowych i skokowych. Utrwal próbki piszczeli w 4% paraformaldehydzie przez 24 godziny. Odwapnić próbki kości piszczelowej w 10% EDTA przez 8 tygodni.
  8. Odwodnić próbki kości piszczelowej w stopniowanej serii rozcieńczeń etanolu, a następnie zanurzyć w wosku parafinowym. Wytnij 4 kolejne sekcje o grubości 5 μm od płaszczyzn koronalnych. Wytnij skrawki za pomocą zestawu do barwienia hematoksyliny i eozyny (H&E).
  9. Użyj mikroskopu, aby wyświetlić poplamione skrawki i zarejestrować obrazy w świetle przechodzącym za pomocą standardowego oprogramowania.

4. Przygotowanie koralików VCS

  1. Dodać 1 g chlorowodorku wankomycyny w proszku do 9,5 g medycznego siarczanu wapnia, a następnie dodać 3 ml soli fizjologicznej do zmieszanej mocy. Dokładnie wymieszaj je szpatułką przez 30 do 45 s.
  2. Wymieszany produkt umieścić w elastycznej foremce z żelem krzemionkowym (cylinder o średnicy 4,8 mm i wysokości 4,8 mm) i suszyć w temperaturze pokojowej przez 15 minut. Usuń kulki VCS, zginając formę.

5. Antybiotykoterapia i implantacja kości autogennej

  1. Modelowe króliki należy znieczulić pentobarbitalem sodu w dawce 3 mg na 100 g masy ciała w 28 dniu po zakażeniu. Ogol bliższy obszar piszczeli za pomocą golarki elektrycznej. Zdezynfekować skórę, stosując roztwór jodu powidonu.
    nuta: Upewnij się, że procedura modelowania trwa krócej niż 1 godzinę.
  2. Ogol okolicę ogona za pomocą golarki elektrycznej i zdezynfekuj ogon, nakładając roztwór jodu powidonu.
  3. Odetnij ogon za pomocą nożyczek chirurgicznych. Przetnij skórę ogona za pomocą skalpela nr 11 i odsłoń kość ogonową. Zszyj skórę w okolicy ogona za pomocą wchłanialnych szwów chirurgicznych w pionowym szwie materacowym, aby zapobiec żuciu szwów przez zwierzę.
  4. Usuń wszelkie mięśnie, tkanki miękkie i okostną. Odłączyć kość ogonową w każdym stawie i przenieść fragment kości do plastikowego naczynia o średnicy 100 mm zawierającego sterylną sól fizjologiczną.
  5. Wszczepić 4 kawałki kulek VCS (cylinder o średnicy 4,8 mm i wysokości 4,8 mm, 1,25 mg wankomycyny na kawałek kulki) do jamy szpiku za pomocą zakrzywionej pęsety (Rysunek 2E).
  6. Wypełnij ubytek kostny 8 kawałkami kości autogennych (cylinder o średnicy 2 mm i wysokości 4 mm na każdy kawałek) za pomocą zakrzywionej pęsety (Rysunek 2E).
  7. Zszyj okostną i skórę wchłanialnymi szwami chirurgicznymi w sposób zszywany materacem (Rysunek 2F).
    nuta: Podczas zabiegu należy utrzymywać temperaturę na poziomie 25 °C.
  8. Trzymaj zwierzę w ciepłych i czystych warunkach, aby uniknąć utraty ciepła po operacji. Monitoruj częstość oddechów i tętno. Po przebudzeniu trzymaj króliki w indywidualnych klatkach ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody.

6. Oceny aktywności antybiotyków

  1. Umieść króliki w utrwalaczu dla królików i umieść głowę i ucho na zewnątrz utrwalacza po 2, 4, 6 i 8 tygodniach od zabiegu.
  2. Pobrać krew z żył usznych za pomocą antykoagulantu EDTA-K2 naczynia krwionośnego. Pobrać 1 ml krwi z naczynia krwionośnego do pojemnika na krew. Wirować surowicę przez 10 minut z prędkością 651 x g w temperaturze pokojowej.
  3. Określ liczbę białych krwinek (WBC) we krwi pełnej za pomocą analizatora biochemicznego krwi i białka C-reaktywnego (CRP) metodą ELISA16.

7. Oceny regeneracji kości

  1. Poddać króliki eutanazji poprzez wstrzyknięcie nadmiernej dawki sodu pentobarbitalu pod koniec 8 lub 12 tygodni po leczeniu.
  2. Wyciągnij próbki piszczeli, wzdłuż krawędzi stawów kolanowych i skokowych. Oczyścić mięśnie i warstwy powięziowe.
  3. Analiza struktury kości piszczelowej za pomocą mikrotomografii komputerowej (micro-CT). Wybierz owalny obszar o średnicy 4,8 mm i długości 9,6 mm jako obszar zainteresowania (ROI). Rekonstrukcja obrazów modeli 3D przy użyciu danych bitmapowych.
  4. Wybierz wyniki stosunku objętości kości do objętości tkanki (BV/TV), grubości beleczki (Tb.Th), liczby beleczkowej (Tb.N) i separacji beleczkowej (Tb.Sp) z modeli 3D, aby ocenić regenerację kości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Ocena modelu infekcji kości
Po zakażeniu S. aureus objawy patologiczne u królików były podobne do reprezentatywnych symptomów przewlekłego zapalenia kości występującego w praktyce klinicznej. W naszym badaniu zainfekowano 30 królików, które stanowiły grupę modelową, natomiast 10 królików posłużyło jako zwierzęta kontrolne. Wszystkie króliki z grupy modelowej miały zainfekowane zatoki w miejscu miejscowym kości piszczelowej, z wyciekiem białej i żółtej ropy z ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W poprzednich badaniach skonstruowano różnego rodzaju modele zwierzęce do badania zarówno ostrych, jak i przewlekłych infekcji kości; Jednak poszukiwanie idealnego modelu nadal trwa17,18. Ponadto oczekuje się, że idealny model infekcji kości będzie symulował patologiczne cechy infekcji kości w warunkach klinicznych, podczas gdy okresy modelowania pozostaną tanie i łatwe do przeprowadzenia. Jak dotąd model infekcji kości królika jest najczęstszym modelem w badania...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie zgłaszają żadnych konfliktów interesów w tej pracy.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81803808, 81873062), Zhejiang Provincial Medical and Health Science and Technology Fund (2017KY271) oraz Science and Technology Project of Zhejiang Province (2017C37181).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
wchłanialny szew chirurgicznyJinghuan18S0604A
Jinglong20170501
KameraETHICONJH5CQLM
OlympusDP72
EDTA-K2 antykoagulacyjne naczynie krwionośneXINGE20170802
Elektryczna wiertarka do kościBao KangBKZ-1
Golarka elektrycznaCodos3800
elastyczna forma z żelu krzemionkowego WRIGHT1527745
Zestaw do barwienia hematoksyliny i eozynyBeyotime20170523
Pożywka hodowlana Luria-BertaniBaisi Biothchnology20170306
Medyczny siarczan wapniaWRIGHT1527745
tomografia mikrokomputerowa (mikro-CT)BrukerSkyScan 1172 
MikroskopOlympusCX41
Nowozelandzkie białe królikiZhejiang Experimental Animal Center SCXK 2014-0047
Skalpel nr 11 Yuanlikang20170604
sól fizjologicznaMingsheng20170903
PBSTBD(Jingyi)20170703-0592
pentobarbital soduMerk2070124
roztwór jodu powidonuLierkang20170114
S. aureus proszek do liofilizacjiChiny Ogólne Mikrobiologiczne Centrum Zbierania KulturATCC 6538
agar z krwią owcząHuanKai Mikrobiologiczne3103210
tryptyczne płytki agarowe sojoweHuanKai Microbial3105697
tryptyczne rurki bulionoweHuanKai Microbial3104260
VancomycinLilly
Wtryskiwacz aseptyczny Wosk kostny CCD C599180

Bibliografia

  1. Malizos, K. N. Global Forum: The Burden of Bone and Joint Infection: A Growing Demand for More Resources. Journal of Bone and Joint Surgery-American Volume. 99, 20(2017).
  2. Peeters, O. Teicoplanin - based antimicrobial therapy in Staphylococcus aureus bone and joint infection: tolerance, efficacy and experience with subcutaneous administration. BMC Infectious Diseases. 16, 622(2016).
  3. Sugaya, H., et al. Percutaneous autologous concentrated bone marrow grafting in the treatment for nonunion. European Journal of Orthopeadic Surgery and Traumatology. 24, 671-678 (2014).
  4. Birt, M. C., Anderson, D. W., Bruce, T. E., Wang, J. Osteomyelitis: Recent advances in pathophysiology and therapeutic strategies. Journal of Orthopeadics. 14, 45-52 (2017).
  5. Walter, G., Kemmerer, M., Kappler, C., Hoffmann, R. Treatment algorithms for chronic osteomyelitis. Deutsches Arzteblatt International. 109, 257-264 (2012).
  6. Henriksen, K., Neutzsky-Wulff, A. V., Bonewald, L. F., Karsdal, M. A. Local communication on and within bone controls bone remodeling. Bone. 44, 1026-1033 (2009).
  7. Mendoza, M. C., et al. The effect of vancomycin powder on bone healing in a rat spinal rhBMP-2 model. Journal of Neurosurgery Spine. 25, 147-153 (2016).
  8. Cohn Yakubovich, D., et al. Computed Tomography and Optical Imaging of Osteogenesis-angiogenesis Coupling to Assess Integration of Cranial Bone Autografts and Allografts. Journal of Visualized Experiments. (106), e53459(2015).
  9. Brecevich, A. T., et al. Efficacy Comparison of Accell Evo3 and Grafton Demineralized Bone Matrix Putties against Autologous Bone in a Rat Posterolateral Spine Fusion Model. Spine Journal. 17, 855-862 (2017).
  10. Jensen, L. K., et al. Novel porcine model of implant-associated osteomyelitis: A comprehensive analysis of local, regional, and systemic response. Journal of Orthopeadic Research. 35, 2211-2221 (2016).
  11. de Mesy Bentley, K. L., et al. Evidence of Staphylococcus Aureus Deformation, Proliferation, and Migration in Canaliculi of Live Cortical Bone in Murine Models of Osteomyelitis. Journal of Bone and Mineral Research. 32, 985-990 (2017).
  12. Norden, C. W., Kennedy, E. Experimental osteomyelitis. I: A description of the model. Journal of Infectious Diseases. 122, 410-418 (1970).
  13. Mistry, S., et al. A novel, multi-barrier, drug eluting calcium sulfate/biphasic calcium phosphate biodegradable composite bone cement for treatment of experimental MRSA osteomyelitis in rabbit model. Journal of Controlled Release. 239, 169-181 (2016).
  14. Bernthal, N. M., et al. Combined In vivo Optical and µCT Imaging to Monitor Infection, Inflammation, and Bone Anatomy in an Orthopaedic Implant Infection in Mice. Journal of Visualized Experiments. (92), e51612(2014).
  15. Koeth, L. M., DiFranco-Fisher, J. M., McCurdy, S. A Reference Broth Microdilution Method for Dalbavancin In Vitro Susceptibility Testing of Bacteria that Grow Aerobically. Journal of Visualized Experiments. (103), e53028(2015).
  16. Uttra, A. M., et al. Ephedra gerardiana aqueous ethanolic extract and fractions attenuate Freund Complete Adjuvant induced arthritis in Sprague Dawley rats by downregulating PGE2, COX2, IL-1β, IL-6, TNF-α, NF-kB and upregulating IL-4 and IL-10. Journal of Ethnopharmacology. 224, 482-496 (2018).
  17. Harrasser, N., et al. A new model of implant-related osteomyelitis in the metaphysis of rat tibiae. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 152(2016).
  18. Abedon, S. T. Commentary: Phage Therapy of Staphylococcal Chronic Osteomyelitis in Experimental Animal Model. Frontiers in Microbiology. 7, 1251(2016).
  19. Tan, H. L., Ao, H. Y., Ma, R., Lin, W. T., Tang, T. T. In vivo effect of quaternized chitosan-loaded polymethylmethacrylate bone cement on methicillin-resistant Staphylococcus epidermidis infection of the tibial metaphysis in a rabbit model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 58, 6016-6023 (2014).
  20. Chiara, L., et al. Detection of Osteomyelitis in the Diabetic Foot by Imaging Techniques: A Systematic Review and Meta-analysis Comparing MRI, White Blood Cell Scintigraphy, and FDG-PET. Diabetes Care. 40, 1111-1120 (2017).
  21. Khalid, M., et al. Raman Spectroscopy detects changes in Bone Mineral Quality and Collagen Cross-linkage in Staphylococcus Infected Human Bone. Scientific Reports. 8, 9417(2018).
  22. Putters, T. F., Schortinghuis, J., Vissink, A., Raghoebar, G. M. A prospective study on the morbidity resulting from calvarial bone harvesting for intraoral reconstruction. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44, 513-517 (2015).
  23. Yin, J., Jiang, Y. Completely resorption of autologous skull flap after orthotopic transplantation: a case report. International Journal of Clinical and Experimental Medicine. 7, 1169-1171 (2014).
  24. Takehiko, S., et al. Preliminary results of managing large medial tibial defects in primary total arthroplasty: autogenous morcellised bone graft. International Orthopaedics. 41, 931-937 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model infekcji ko ciautogenne przeszczepy kostneinfekcja ko ci piszczelowej kr likaanaliza mikro CTanaliza histologicznaocena regeneracji ko cizawiesina Staphylococcus aureusblokowanie woskiem kostnymprzeszczep kostny z ogona
Leczenie siarczanem wapnia obciążonym wankomycyną i autogenną kością w ulepszonym króliczym modelu infekcji kości
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.