Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Sprzężenie nerwowo-naczyniowe mięśni szkieletowych, zdolność oksydacyjna i funkcja mikrokrążenia dzięki spektroskopii bliskiej podczerwieni "One Stop Shop"

12.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57317

⸱

20 lutego 2018

 ,  , 
1Applied Physiology and Advanced Imaging Laboratory, Department of Kinesiology, University of Texas at Arlington

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy proste, nieinwazyjne podejście wykorzystujące spektroskopię bliskiej podczerwieni do oceny reaktywnego przekrwienia, sprzężenia nerwowo-naczyniowego i zdolności oksydacyjnej mięśni szkieletowych podczas jednej wizyty klinicznej lub laboratoryjnej.

Streszczenie

Ćwiczenie stanowi główny stres hemodynamiczny, który wymaga wysoce skoordynowanej reakcji nerwowo-naczyniowej w celu dopasowania dostarczania tlenu do zapotrzebowania metabolicznego. Przekrwienie reaktywne (w odpowiedzi na krótki okres niedokrwienia tkanek) jest niezależnym predyktorem zdarzeń sercowo-naczyniowych i dostarcza ważnych informacji na temat zdrowia naczyń krwionośnych i zdolności rozszerzania naczyń krwionośnych. Zdolność oksydacyjna mięśni szkieletowych jest równie ważna w zdrowiu i chorobie, ponieważ decyduje o dostarczaniu energii dla procesów mięśniowokomórkowych. W tym miejscu opisujemy proste, nieinwazyjne podejście wykorzystujące spektroskopię w bliskiej podczerwieni do oceny każdego z tych głównych klinicznych punktów końcowych (reaktywne przekrwienie, sprzężenie nerwowo-naczyniowe i zdolność oksydacyjna mięśni) podczas jednej wizyty w klinice lub laboratorium. W przeciwieństwie do ultrasonografii dopplerowskiej, obrazów/spektroskopii rezonansu magnetycznego lub inwazyjnych pomiarów przepływu za pomocą cewnika lub biopsji mięśni, nasze podejście jest mniej zależne od operatora, tanie i całkowicie nieinwazyjne. Reprezentatywne dane z naszego laboratorium w połączeniu z danymi podsumowującymi z wcześniej opublikowanej literatury ilustrują użyteczność każdego z tych punktów końcowych. Gdy ta technika zostanie opanowana, zastosowanie jej w populacjach klinicznych dostarczy ważnych mechanistycznych informacji na temat nietolerancji wysiłku fizycznego i dysfunkcji układu krążenia.

Wprowadzenie

Reakcja przekrwienna na krótki okres niedokrwienia tkanek stała się kluczowym nieinwazyjnym miernikiem funkcji (mikro)naczyniowej. Podczas niedrożności tętnicy przewodzącej tętniczki znajdujące się w dół rozszerzają się, starając się zrównoważyć urazę niedokrwienną. Po uwolnieniu okluzji zmniejszony opór naczyniowy powoduje przekrwienie, którego wielkość jest podyktowana zdolnością do rozszerzania dalszego mikrokrążenia. Podczas gdy reaktywne przekrwienie jest silnym, niezależnym predyktorem zdarzeń sercowo-naczyniowych1,2, a zatem klinicznie istotnym punktem końcowym, jego funkcjonalne znaczenie dla tolerancji wysiłku fizycznego i jakości życia jest mniej jasne.

Rzeczywiście, dynamiczne ćwiczenia stanowią główny stres sercowo-naczyniowy, który wymaga wysoce skoordynowanej reakcji nerwowo-naczyniowej w celu dopasowania dostarczania tlenu do zapotrzebowania metabolicznego. Na przykład, przepływ krwi w mięśniach szkieletowych może wzrosnąć prawie 100-krotnie podczas izolowanych skurczów mięśni3, co przytłoczyłoby zdolność pompowania serca, gdyby taka reakcja hemodynamiczna została ekstrapolowana na ćwiczenia całego ciała. W związku z tym, aby uniknąć ciężkiego niedociśnienia, aktywność układu współczulnego (tj. zwężającego naczynia krwionośne) wzrasta w celu redystrybucji rzutu serca z nieaktywnych i trzewnych tkanek w kierunku aktywnych mięśni szkieletowych4. Odpływ współczulny jest również kierowany do ćwiczących mięśni szkieletowych 5; Jednak lokalna sygnalizacja metaboliczna osłabia odpowiedź zwężającą naczynia krwionośne, aby zapewnić odpowiednie dostarczanie tlenu do tkanek6,7,8,9,10,11. Zbiorczo proces ten jest określany jako funkcjonalna sympatykoliza12 i jest niezbędny do normalnej regulacji przepływu krwi w mięśniach szkieletowych podczas ćwiczeń. Ponieważ przepływ krwi w mięśniach szkieletowych jest kluczowym wyznacznikiem wydolności tlenowej — niezależnym predyktorem jakości życia oraz zachorowalności i śmiertelności chorób sercowo-naczyniowych13 — zrozumienie kontroli przepływu krwi w mięśniach szkieletowych i dostarczania tlenu do tkanek podczas ćwiczeń ma ogromne znaczenie kliniczne.

Dostarczanie tlenu to tylko połowa równania Ficka, jednak wykorzystanie tlenu spełnia drugą połowę równania. Wśród głównych determinantów wykorzystania tlenu, mitochondrialna fosforylacja oksydacyjna odgrywa istotną rolę w dostarczaniu odpowiedniej energii dla procesów komórkowych zarówno w spoczynku, jak i podczas wysiłku. Rzeczywiście, upośledzenie zdolności oksydacyjnej mięśni może ograniczać zdolności funkcjonalne i jakość życia14,15,16. W celu zapewnienia wskaźnika zdolności oksydacyjnej mięśni powszechnie stosuje się różne miary, w tym inwazyjne biopsje mięśni oraz drogie i czasochłonne techniki spektroskopii rezonansu magnetycznego (MRS).

Tutaj proponujemy nowatorskie, nieinwazyjne podejście, wykorzystujące spektroskopię bliskiej podczerwieni (NIRS), do oceny każdego z tych trzech głównych klinicznych punktów końcowych (reaktywne przekrwienie, sympatykoliza i zdolność oksydacyjna mięśni) podczas jednej wizyty klinicznej lub laboratoryjnej. Główne zalety tego podejścia są trojakie: po pierwsze, technika ta jest łatwa do przenoszenia, stosunkowo tania i łatwa do wykonania. Obecne metody ultrasonograficzne dopplerowskie do pomiaru reaktywnej hiperemii są w dużym stopniu zależne od operatora - wymagają rozległych umiejętności i szkolenia - i wymagają wyrafinowanego, drogiego sprzętu do gromadzenia danych i oprogramowania do przetwarzania końcowego. Co więcej, można by sobie wyobrazić wprowadzenie tego rozwiązania do praktyki klinicznej i/lub dużych badań klinicznych w celu monitorowania przy łóżku pacjenta lub testowania skuteczności terapeutycznej. Po drugie, ze względu na metodologię, technika ta koncentruje się w szczególności na mikrokrążeniu mięśni szkieletowych, zwiększając ogólną specyficzność techniki. Alternatywne podejścia wykorzystujące ultrasonografię dopplerowską koncentrują się wyłącznie na naczyniach przewodów znajdujących się przed kanałem i wnioskują o zmianach w dole, które mogą tłumić sygnał. Po trzecie, ta technika jest całkowicie nieinwazyjna. Zdolność oksydacyjna mięśni szkieletowych jest tradycyjnie oceniana za pomocą inwazyjnych i bolesnych biopsji mięśni, a funkcjonalna sympatykoliza może być oceniana za pomocą dotętniczego wstrzykiwania sympatykomimetyki i sympatykolityków. Takie podejście pozwala całkowicie uniknąć tych wymagań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Niniejszy protokół jest zgodny z wytycznymi instytucjonalnej komisji etyki (IRB) Uniwersytetu Teksańskiego w Arlington i spełnia standardy określone w najnowszej wersji Deklaracji Helsińskiej. W związku z tym, przed rozpoczęciem procedur badawczych uzyskano (i należy uzyskać) pisemną świadomą zgodę uczestników.

1. Instrumentacja

UWAGA: Poniższy opis aparatury opiera się na spektrometrze w bliskiej podczerwieni (NIR) oraz systemie akwizycji danych używanych w naszym laboratorium (patrz Tabela materiałów). W związku z tym instrukcje obejmują kroki niezbędne do optymalnego funkcjonowania tych urządzeń. Kroki te obejmują kalibrację sondy NIR przy użyciu dołączonego oprogramowania i fantomu kalibracyjnego oraz zastosowanie ciemnego materiału w celu wykluczenia światła otoczenia. W przypadku użycia innego sprzętu i/lub oprogramowania do zbierania danych, badacze powinni zapoznać się z odpowiednimi instrukcjami obsługi w zakresie kalibracji i kwestii związanych ze światłem otoczenia. Rysunek 1 przedstawia opisany poniżej układ eksperymentalny oraz aparaturę.

  1. Poleć badanemu, aby położył się na plecach z nogami w komorze podciśnienia kończyn dolnych (LBNP) (Rycina 1A), tak aby linia ich pasa znajdowała się mniej więcej na wysokości otworu do komory LBNP. Instrukcje dotyczące budowy komory LBNP znajdują się w Bibliografia17.
  2. Umieść trzy elektrody elektrokardiograficzne na badanym: dwie w dolnej pozycji w linii środkowej obojczyka oraz jedną po lewej stronie badanego, przyśrodkowo względem grzebienia biodrowego. Taka konfiguracja zapewnia najlepsze wyniki ze względu na ograniczony dostęp do kończyn dolnych, instrumentację kończyn górnych oraz ruchy ramion podczas ćwiczenia chwytu dłonią.
  3. Umieść moduł nieinwazyjnego monitora ciśnienia tętniczego na nadgarstku dominującym badanego. Załóż mankiety do pomiaru ciśnienia tętniczego na każdy palec i podłącz je do modułu (Rycina 1B). Upewnij się, że mankiety do pomiaru ciśnienia krwi z palca są odpowiednio skalibrowane zgodnie z instrukcją obsługi dołączoną do urządzenia.
  4. Poleć badanemu chwycenie dynamometru ręcznego (HGD) niedominującą ręką w pozycji lekkiego odwiedzenia. Ręka powinna być wygodnie ułożona na stoliku przy łóżku. Należy dostosować odległość i kąt ustawienia dynamometru tak, aby umożliwić uzyskanie optymalnej siły uścisku przy minimalnym ruchu ręki.Rycina 1C).
  5. Przymocuj HGD do stolika przy łóżku.
  6. Zmierz maksymalny dobrowolny skurcz (MVC) uczestnika. Poinformuj uczestnika, że po otrzymaniu sygnału musi ścisnąć HGD tak mocno, jak to możliwe, wykorzystując wyłącznie mięśnie dłoni i przedramienia. Poinstruuj badanego, aby podczas wykonywania maksymalnego uścisku powstrzymał się od angażowania mięśni ramienia, klatki piersiowej, barków lub mięśni brzucha.
  7. Powtórz krok 1.6 trzykrotnie, z zachowaniem co najmniej 60 s odstępu między próbami. Zapisz osiągniętą maksymalną siłę (najlepszy z 3 wyników). Maksymalna siła ta zostanie wykorzystana do obliczenia intensywności ćwiczeń dla zdolności utleniającej mięśni szkieletowych oraz sprzężenia naczyniowo-nerwowego (poniżej).
  8. Załóż mankiet do szybkiego pompowania na górną część ramienia strony ćwiczącej. Podłącz przewód powietrzny z kontrolera szybkiego pompowania do mankietu.
  9. Zidentyfikuj mięsień głęboki palców (musculus flexor digitorum profundus). Użyj markera do skóry, aby wyznaczyć granice wyczuwalnego mięśnia.
  10. Należy upewnić się, że spektrometr NIR został odpowiednio skalibrowany zgodnie z instrukcją obsługi dołączoną do urządzenia. Oczyścić alkoholem zgazikiem skórę w miejscu, w którym zostanie umieszczona sonda NIR.
  11. Umieść sondę NIR nad środkiem brzuszca mięśnia (m. flexor digitorum profundus) i przymocuj ją stabilnie do przedramienia.
  12. Owiń sondę i przedramię ciemną tkaniną, aby zminimalizować zakłócenia wywołane światłem otoczenia (Rysunek 1C, Rycina 1D).
  13. Po przygotowaniu do przeprowadzenia części badania dotyczącej funkcjonalnej sympatolizy, umieść badanego w komorze LBNP i zapewnij szczelność zamknięcia.

2. Zdolność utleniająca mięśni szkieletowych

UWAGA: Reprezentatywny zapis danych ilustrujący procedurę eksperymentalną pomiaru zdolności utleniającej mięśni szkieletowych przedstawiono na Rysunku 2. To podejście eksperymentalne zostało wcześniej zwalidowane w odniesieniu do in vivo fosforowa spektroskopia rezonansu magnetycznego18 i in situ respirometria mięśniowa19i zyskuje ona powszechną akceptację20.

  1. Wyposaż badany w aparaturę zgodnie z powyższymi wskazówkami (Aparatura).
  2. Poleć badanemu, aby pozostawał w bezruchu przez 2 min, monitorując poziom deoksyhemoglobiny (HHb) i oksyhemoglobiny (HbO)2) za pomocą sondy NIR.
    UWAGA: Ten okres odpoczynku pozwala badanemu na regenerację po wszelkich artefaktach ruchowych związanych z procesem instrumentacji i zapewnia stabilne pomiary wyjściowe. Jeśli po 2 minutach nie wystąpiły żadne istotne wahania, można uznać, że badany znajduje się w stanie stabilnym lub w stanie spoczynkowym (baseline).
  3. Przed założeniem blokady mankietem poinformuj badanego, że będziesz pompować mankiet. Napompuj mankiet na ramieniu do wartości co najmniej 30 mmHg powyżej ciśnienia skurczowego i utrzymuj to ciśnienie przez 5 min (t. j. (nadsystoliczny). Poinstruować badanego, aby trzymał ramię tak nieruchomo i rozluźnionym, jak to możliwe, zarówno podczas pompowania mankietu, jak i po jego spuszczeniu.
    UWAGA: Ten 5-minutowy protokół okluzji tętnicy ramiennej za pomocą mankietu ściśle odzwierciedla obecnie przyjęty standard kliniczny dla testów okluzji naczyniowej21,22,23,24,25.
  4. Zarejestruj wartość początkową/bazową (przed założeniem opaski uciskowej) oraz najniższą wartość nasycenia tkanek (StO2)2) podczas okluzji mankietem i wyznacz wartość środkową między tymi dwiema wartościami.
    Równanie natlenienia krwi (StO₂), przedstawiające stosunek HbO₂ do całkowitej hemoglobiny, reprezentacja wzoru.
  5. Należy pozwolić badanemu na regenerację po okluzji mankietem i powrót do spoczynkowych wartości bazowych. Gdy badany utrzyma spoczynkową wartość bazową przez co najmniej pełną minutę, należy przejść do następnego kroku.
  6. Poleć badanemu ściśnięcie i utrzymanie izometrycznego uścisku dłoni z siłą stanowiącą 50% jego MVC. Zachęć badanego do utrzymania skurczu izometrycznego aż do momentu spadku wysycenia tkanek o 50%. Po osiągnięciu tej wartości poleć badanemu rozluźnić dłoń i poinformuj go, że nie jest wymagane dalsze ćwiczenie ani ruch.
  7. W ciągu 3–5 s po zakończeniu ćwiczenia przeprowadź następującą serię szybkiej okluzji mankietem (jedna seria = jedno napompowanie + jedno spuszczenie powietrza), zgodnie z wcześniej ustalonym protokołem18:
    Serie #1–6: 5 s włączone/5 s wyłączone
    Serie nr 7–10: 7 s włączone / 10 s wyłączone
    Serie nr 1–14: 10 s włączone/15 s wyłączone
    Serie nr 15–18: 10 s włączone/20 s wyłączone
  8. Po zakończeniu 18th serii inflacji/deflacji, poleć badanej osobie odpoczynek, aby nasycenie tkanek powróciło do początkowych wartości bazowych. Gdy wartości te pozostaną stabilne przez co najmniej 2 min, powtórz kroki 2.4 i 2.5.
  9. Obliczanie zdolności utleniającej mięśni szkieletowych
    1. Oblicz nachylenie zmiany StO22dla każdego z 18 poszczególnych okluzji mankietem, tworząc punkty regeneracji monoeksponencjalnej przedstawione w Rysunek 2C.
    2. Dopasuj obliczone dane z punktu 2.7 do następnej krzywej monoeksponencjalnej18,19,26
      y = Koniec - Δ x e-kt
      UWAGA: 'y' to względna szybkość poboru tlenu przez mięśnie (mV̇O2)2) podczas pompowania mankietu, „Koniec” reprezentuje mV̇O2 bezpośrednio po zakończeniu wysiłku; delta („Δ”) oznacza zmianę mV̇O2 od spoczynku do zakończenia ćwiczenia;k„k” to stała szybkości dopasowania; „t” to czas. Tau oblicza się jako 1/k.

3. Hiperemia reaktywna

UWAGA: Reprezentatywny przebieg danych ilustrujący procedurę eksperymentalną pomiaru hiperemii reaktywnej przedstawiono na Rysunku 3.

  1. Kiedy badany leży na plecach i jest opomiarowany zgodnie z powyższym opisem (Instrumentation), należy polecić mu, aby pozostawał w bezruchu w możliwie największym stopniu.
  2. Po osiągnięciu przez badanego stabilnego stanu spoczynku należy kontynuować rejestrację danych bazowych przez co najmniej 1 min, a następnie szybko napompować mankiet do pomiaru ciśnienia krwi na górnej części ramienia do ciśnienia nadsystolicznego (30 mmHg powyżej ciśnienia skurczowego).
  3. W 5 minucie należy szybko spuścić powietrze z mankietu, rejestrując odpowiedź hiperemiczną.
  4. Należy kontynuować rejestrację przez co najmniej 3 min, aby uchwycić fazę powrotu badanego do stanu równowagi.
  5. Obliczanie hiperemii reaktywnej
    UWAGA: Obliczone parametry NIRS przedstawiono na Rysunku 3.
    1. Obliczyć bazowe StO2  jako średnią wartość StO2  z pełnej 1 min przed rozpoczęciem okluzji tętniczej mankietem.
    2. Wyznaczyć spoczynkową szybkość metaboliczną mięśni szkieletowych jako szybkość desaturacji (t.j. średni nachylenie krzywej) podczas okluzji mankietem (zdefiniowane jako Slope 1)27,28.
    3. Obliczyć hiperemię reaktywną w następujący sposób:
      a) średnie nachylenie wzrostowe po zwolnieniu mankietu (t.j. szybkość reperfuzji, zdefiniowana jako slope 2), obliczone od momentu zwolnienia mankietu do końca fazy liniowego wzrostu śladu powrotnego;
      b) najwyższą wartość StO2  osiągniętą po zwolnieniu mankietu (oznaczoną jako StO2max);
      c) pole pod krzywą (AUC) hiperemii reaktywnej; obliczone od momentu zwolnienia mankietu do 1., 2. i 3. minuty po okluzji mankietem (odpowiednio AUC 1-min, AUC 2-min i AUC 3-min); oraz
      d) rezerwę hiperemiczną, obliczaną jako zmiana StO2  powyżej wartości bazowej i raportowaną jako zmiana procentowa (%). Wartość tę oblicza się jako najwyższą saturację osiągniętą podczas powrotu po okluzji pomniejszoną o średnią saturację obliczoną w kroku 3.5.1 (patrz wyżej).
      UWAGA: Duże różnice w danych bazowych będą w znacznym stopniu wpływać na interpretację rezerwy hiperemicznej.

4. Funkcjonalna sympatoliza

UWAGA: Reprezentatywny wykres danych ilustrujący procedurę eksperymentalną pomiaru funkcjonalnej sympatolizy przedstawiono na Rysunku 4.

  1. Oprzyrząduj badanego zgodnie z powyższymi wskazówkami (Instrumentacja).
  2. Zapewnij szczelne zamknięcie komory LBNP.
  3. Przy nieruchomym i spoczywającym badanym należy zebrać 3-minutowe dane bazowe.
  4. W 3. minucie włącz pompę próżniową. Dostosuj próżnię tak, aby ciśnienie w komorze LBNP wynosiło od -20 do -30 mmHg. Pozostaw włączoną pompę przez 2 minuty, monitorując reakcję badanego.
  5. Po 5 minutach wyłącz pompę próżniową i pozwól badanemu odpocząć przez 3 minuty.
  6. W 8. minucie uruchom komunikat głosowy prowadzący badanego przez ćwiczenie rytmicznego ściskania dłoni (20% MVC).
  7. Upewnij się, że badaną osobę utrzymuje ucisk przez cały czas trwania każdej fazy ściskania i całkowicie rozluźnia mięśnie pomiędzy powtórzeniami. Monitoruj generowaną siłę i potwierdź, że przy każdym ściskaniu osiąga wartość 20% MVC. Kontynuuj ćwiczenie aż do 1. minuty.
  8. W 1. minucie włącz odkurzacz, zachęcając badanego do kontynuowania rytmicznego ćwiczenia. Pozostaw włączony odkurzacz od 1. do 13. minuty, a następnie go wyłącz.
  9. Poproś badanego o kontynuowanie rytmicznych ćwiczeń uścisku dłoni z obciążeniem wynoszącym 20% MVC przez kolejne 2 minuty. Po zakończeniu ćwiczeń badany powinien odpoczywać w ciszy, pozostając w bezruchu w pozycji leżącej.
  10. Obliczanie funkcjonalnej sympatolizy
    1. Znormalizuj zmianę poziomu oksyhemoglobiny podczas LBNP do całkowitego sygnału labilnego (TLS), wyznaczonego podczas 5-minutowej okluzji mankietem:
      Zmiana wzoru hemoglobiny O2, schemat oceny TLS w wynikach eksperymentu naukowego.
      Równanie wysiłkowe ΔHbO2 do analizy natlenienia krwi w schemacie badania fizjologicznego.
    2. Obliczyć wartość dla każdego zdarzenia jako średnią z ostatnich 20 min każdego zdarzenia.
    3. Oblicz indukowane wysiłkiem osłabienie redukcji oksyhemoglobiny:
      Wzór na zmienność hemoglobiny, od ΔHbO₂(spoczynek) do ΔHbO₂(wysiłek), obliczenia procentowe, równanie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zdolność utleniająca mięśni szkieletowych

Rysunek 2 przedstawia reprezentatywną odpowiedź uczestnika podczas oceny zdolności utleniającej mięśni szkieletowych za pomocą NIRS. Panel A pokazuje profil saturacji tkanek podczas 5 minutowego protokołu okluzji mankietem tętniczym, ćwiczenia uścisku dłoni oraz przerywanej okluzji tętniczej podczas regeneracji po wysiłku. Panel B i...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisane w nich metody umożliwiają nieinwazyjną, kliniczną ocenę reaktywnego przekrwienia, sprzężenia nerwowo-naczyniowego i zdolności oksydacyjnej mięśni szkieletowych podczas jednej wizyty klinicznej lub laboratoryjnej.

Zagadnienia krytyczne

Chociaż NIRS jest stosunkowo wytrzymały i łatwy w użyciu, zbieranie tych danych wymaga starannego umieszczenia optodów bezpośrednio na brzuchu mięśniowym, mocno zabezpieczonych w miejscu, aby uniknąć a...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez grant Interdyscyplinarnego Programu Badawczego Uniwersytetu Teksańskiego w Arlington.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dwukanałowa spektroskopia bliskiej podczerwieni OxiplexTSIss Medical101
Czujnik mięśni NIRSIss Medical201.2
E20 System szybkiego pompowania mankietówHokansonE20
AG101 Źródło powietrzaHokansonAG101
Smedley Dynometr ręczny (nagrywanie)Stolting56380
Powerlab 16/35, 16-kanałowy rejestratorADInstrumentsPL3516
Human NIBP SetADInstrumentsML282-SM
Bio AmpADInstrumentsFE132
Quad Bridge AmpADInstrumentsFE224
Connex Spot MonitorWelch Allyn71WX-B
Origin(Pro)OrignProKomora
Lower BodyPhysiology Research Instrumentsstandardowa jednostka
Oprogramowanie do tworzenia wykresów podciśnieniowa Pro

Bibliografia

  1. Huang, A. L., et al. Predictive value of reactive hyperemia for cardiovascular events in patients with peripheral arterial disease undergoing vascular surgery. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 27 (10), 2113-2119 (2007).
  2. Suryapranata, H., et al. Predictive value of reactive hyperemic response on reperfusion on recovery of regional myocardial function after coronary angioplasty in acute myocardial infarction. Circulation. 89 (3), 1109-1117 (1994).
  3. Richardson, R. S., et al. High Muscle Blood-Flow in Man - Is Maximal O2 Extraction Compromised. J of Appl Physiol. 75 (4), 1911-1916 (1993).
  4. Clifford, P. S., Hellsten, Y. Vasodilatory mechanisms in contracting skeletal muscle. J Appl Physiol. 97 (1), 393-403 (2004).
  5. Hansen, J., Thomas, G. D., Jacobsen, T. N., Victor, R. G. Muscle metaboreflex triggers parallel sympathetic activation in exercising and resting human skeletal muscle. Am J Physiol. 266 (6 Pt 2), H2508-H2514 (1994).
  6. Thomas, G. D., Victor, R. G. Nitric oxide mediates contraction-induced attenuation of sympathetic vasoconstriction in rat skeletal muscle. J Physiol. 506 (Pt 3), 817-826 (1998).
  7. Hansen, J., Thomas, G. D., Harris, S. A., Parsons, W. J., Victor, R. G. Differential sympathetic neural control of oxygenation in resting and exercising human skeletal muscle. J Clin Invest. 98 (2), 584-596 (1996).
  8. Rosenmeier, J. B., Fritzlar, S. J., Dinenno, F. A., Joyner, M. J. Exogenous NO administration and alpha-adrenergic vasoconstriction in human limbs. J Appl Physiol. 95 (6), 2370-2374 (2003).
  9. Fadel, P. J., Keller, D. M., Watanabe, H., Raven, P. B., Thomas, G. D. Noninvasive assessment of sympathetic vasoconstriction in human and rodent skeletal muscle using near-infrared spectroscopy and Doppler ultrasound. J Appl Physiol. 96 (4), 1323-1330 (2004).
  10. Nelson, M. D., et al. PDE5 inhibition alleviates functional muscle ischemia in boys with Duchenne muscular dystrophy. Neurology. 82 (23), 2085-2091 (2014).
  11. Nelson, M. D., et al. Sodium nitrate alleviates functional muscle ischaemia in patients with Becker muscular dystrophy. J Physiol. 593 (23), 5183-5200 (2015).
  12. Remensnyder, J. P., Mitchell, J. H., Sarnoff, S. J. Functional sympatholysis during muscular activity. Observations on influence of carotid sinus on oxygen uptake. Circ Res. 11, 370-380 (1962).
  13. Kodama, S., et al. Cardiorespiratory fitness as a quantitative predictor of all-cause mortality and cardiovascular events in healthy men and women: A meta-analysis. JAMA. 301 (19), 2024-2035 (2009).
  14. Westerblad, H., Place, N., Yamada, T. Muscle Biophysics: From Molecules to Cells. Rassier, D. E. , Springer. New York. 279-296 (2010).
  15. Tyni-Lenné, R., Gordon, A., Jansson, E., Bermann, G., Sylvén, C. Skeletal muscle endurance training improves peripheral oxidative capacity, exercise tolerance, and health-related quality of life in women with chronic congestive heart failure secondary to either ischemic cardiomyopathy or idiopathic dilated cardiomyopathy. Am J of Cardiol. 80 (8), 1025-1029 (1997).
  16. Cabalzar, A. L., et al. Muscle function and quality of life in the Crohn's disease. Fisioter Mov. 30, 337-345 (2017).
  17. Esch, B. T., Scott, J. M., Warburton, D. E. Construction of a lower body negative pressure chamber. Adv Physiol Educ. 31 (1), 76-81 (2007).
  18. Ryan, T. E., Southern, W. M., Reynolds, M. A., McCully, K. K. A cross-validation of near-infrared spectroscopy measurements of skeletal muscle oxidative capacity with phosphorus magnetic resonance spectroscopy. J Appl Physiol. 115 (12), 1757-1766 (2013).
  19. Ryan, T. E., Brophy, P., Lin, C. T., Hickner, R. C., Neufer, P. D. Assessment of in vivo skeletal muscle mitochondrial respiratory capacity in humans by near-infrared spectroscopy: a comparison with in situ measurements. J Physiol. 592 (15), 3231-3241 (2014).
  20. Adami, A., Rossiter, H. B. Principles, insights and potential pitfalls of the non-invasive determination of muscle oxidative capacity by near-infrared spectroscopy. J Appl Physiol. , (2017).
  21. Corretti, M. C., et al. Guidelines for the ultrasound assessment of endothelial-dependent flow-mediated vasodilation of the brachial artery - A report of the International Brachial Artery Reactivity Task Force. J Am Coll Cardiol. 39 (2), 257-265 (2002).
  22. Thijssen, D. H., et al. Assessment of flow-mediated dilation in humans: a methodological and physiological guideline. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 300 (1), H2-H12 (2011).
  23. Green, D. J., Jones, H., Thijssen, D., Cable, N. T., Atkinson, G. Flow-mediated dilation and cardiovascular event prediction: does nitric oxide matter? Hypertension. 57 (3), 363-369 (2011).
  24. Southern, W. M., Ryan, T. E., Reynolds, M. A., McCully, K. Reproducibility of near-infrared spectroscopy measurements of oxidative function and postexercise recovery kinetics in the medial gastrocnemius muscle. Appl Physiol Nutr Metab. 39 (5), 521-529 (2014).
  25. Ryan, T. E., Erickson, M. L., Brizendine, J. T., Young, H. J., McCully, K. K. Noninvasive evaluation of skeletal muscle mitochondrial capacity with near-infrared spectroscopy: correcting for blood volume changes. J Appl Physiol. 113 (2), 175-183 (2012).
  26. Ryan, T. E., et al. Skeletal muscle oxidative capacity in amyotrophic lateral sclerosis. Muscle Nerve. 50 (5), 767-774 (2014).
  27. Mayeur, C., Campard, S., Richard, C., Teboul, J. L. Comparison of four different vascular occlusion tests for assessing reactive hyperemia using near-infrared spectroscopy. Crit Care Med. 39 (4), 695-701 (2011).
  28. McLay, K. M., et al. Vascular responsiveness determined by near-infrared spectroscopy measures of oxygen saturation. Exp Physiol. 101 (1), 34-40 (2016).
  29. McLay, K. M., Nederveen, J. P., Pogliaghi, S., Paterson, D. H., Murias, J. M. Repeatability of vascular responsiveness measures derived from near-infrared spectroscopy. Physiol Rep. 4 (9), (2016).
  30. Ryan, T. E., Southern, W. M., Brizendine, J. T., McCully, K. K. Activity-induced changes in skeletal muscle metabolism measured with optical spectroscopy. Med Sci Sports Exerc. 45 (12), 2346-2352 (2013).
  31. Southern, W. M., et al. Reduced skeletal muscle oxidative capacity and impaired training adaptations in heart failure. Physiol Rep. 3 (4), (2015).
  32. Ryan, T. E., Brizendine, J. T., McCully, K. K. A comparison of exercise type and intensity on the noninvasive assessment of skeletal muscle mitochondrial function using near-infrared spectroscopy. J Appl Physiol. 114 (2), 230-237 (2013).
  33. Adami, A., Cao, R., Porszasz, J., Casaburi, R., Rossiter, H. B. Reproducibility of NIRS assessment of muscle oxidative capacity in smokers with and without COPD. Respir Physiol Neurobiol. 235, 18-26 (2017).
  34. Lacroix, S., et al. Reproducibility of near-infrared spectroscopy parameters measured during brachial artery occlusion and reactive hyperemia in healthy men. J Biomed Opt. 17 (7), 077010(2012).
  35. Bopp, C. M., Townsend, D. K., Warren, S., Barstow, T. J. Relationship between brachial artery blood flow and total [hemoglobin+myoglobin] during post-occlusive reactive hyperemia. Microvasc Res. 91, 37-43 (2014).
  36. Willingham, T. B., Southern, W. M., McCully, K. K. Measuring reactive hyperemia in the lower limb using near-infrared spectroscopy. J Biomed Opt. 21 (9), 091302(2016).
  37. Kragelj, R., Jarm, T., Erjavec, T., Presern-Strukelj, M., Miklavcic, D. Parameters of postocclusive reactive hyperemia measured by near infrared spectroscopy in patients with peripheral vascular disease and in healthy volunteers. Ann Biomed Eng. 29 (4), 311-320 (2001).
  38. Gurley, K., Shang, Y., Yu, G. Noninvasive optical quantification of absolute blood flow, blood oxygenation, and oxygen consumption rate in exercising skeletal muscle. J Biomed Opt. 17 (7), 075010(2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

zdolno utleniaj ca mi ni szkieletowychhiperemia reaktywnawiczenie u cisku d oniujemne ci nienie dolnej cz ci cia asaturacja tkankowapob r tlenu przez mi niereaktywno naczyniowafunkcjonalna sympatoliza
Sprzężenie nerwowo-naczyniowe mięśni szkieletowych, zdolność oksydacyjna i funkcja mikrokrążenia dzięki spektroskopii bliskiej podczerwieni "One Stop Shop"
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.